Artykuł metodologiczny

Kwantyfikacja funkcji lewej komory serca myszy, napięcia mięśnia sercowego i sił hemodynamicznych za pomocą rezonansu magnetycznego układu sercowo-naczyniowego

9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62595

⸱

24 maja 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering & Physics, Amsterdam University Medical Centers, Amsterdam Cardiovascular Sciences, University of Amsterdam, 2BioMedical Engineering and Imaging Institute, Icahn School of Medicine at Mount Sinai, 3MR Solutions Ltd., 4Laboratory for Myology, Department of Human Movement Sciences, Faculty of Behavioral and Movement Sciences, Vrije Universiteit Amsterdam, 5Medis medical imaging systems B.V.

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie opisuje kompleksowy protokół obrazowania metodą rezonansu magnetycznego układu sercowo-naczyniowego (CMR) w celu ilościowego określenia parametrów funkcjonalnych lewej komory serca myszy. Protokół opisuje pozyskiwanie, przetwarzanie końcowe i analizę obrazów CMR, a także ocenę różnych parametrów czynnościowych serca.

Streszczenie

Modele mysie znacząco przyczyniły się do zrozumienia czynników genetycznych i fizjologicznych związanych z prawidłowym funkcjonowaniem serca, jak perturbacje prowadzą do patologii i jak można leczyć choroby mięśnia sercowego. Rezonans magnetyczny układu sercowo-naczyniowego (CMR) stał się nieodzownym narzędziem do kompleksowej oceny anatomii i funkcji serca in vivo. Protokół ten przedstawia szczegółowe pomiary funkcji lewej komory serca myszy, napięcia mięśnia sercowego i sił hemodynamicznych przy użyciu CMR 7-Tesla. Najpierw demonstrowane jest przygotowanie i pozycjonowanie zwierząt w skanerze. Skany geodezyjne są wykonywane w celu planowania warstw obrazowania w różnych widokach krótkiej i długiej osi. Rejestruje się serię prospektywnych filmów krótkoosiowych (SA) wyzwalanych EKG (lub obrazów CINE) obejmujących serce od wierzchołka do podstawy, rejestrując fazę końcowoskurczową i końcoworozkurczową. Następnie jednowarstwowe, retrospektywnie bramkowane obrazy CINE są pozyskiwane w widoku SA śródkomorowym oraz w widokach 2-, 3- i 4-komorowych, a następnie rekonstruowane do obrazów CINE o wysokiej rozdzielczości czasowej przy użyciu niestandardowego oprogramowania typu open source. Obrazy CINE są następnie analizowane za pomocą dedykowanego oprogramowania do analizy obrazów CMR.

Wyznaczanie granic endomięśnia sercowego i nasierdzia na obrazach CINE końca skurczowego i rozkurczowego SA pozwala na obliczenie objętości końcowoskurczowej i rozkurczowej, frakcji wyrzutowej i rzutu serca. Obrazy SA CINE w środkowej komorze są nakreślone dla wszystkich ram czasowych serca w celu wyodrębnienia szczegółowej krzywej objętość-czas. Jego pochodna czasowa pozwala na obliczenie funkcji rozkurczowej jako stosunku fal wczesnego wypełnienia i obkurczania przedsionków. Na koniec ściany wsierdzia lewej komory w widokach 2-, 3- i 4-komorowym wyznacza się za pomocą śledzenia cech, na podstawie którego obliczane są parametry podłużnego obciążenia mięśnia sercowego i siły hemodynamiczne lewej komory. Podsumowując, protokół ten zapewnia szczegółową kwantyfikację in vivo parametrów serca myszy, którą można wykorzystać do badania czasowych zmian w funkcji serca w różnych mysich modelach chorób serca.

Wprowadzenie

Rezonans magnetyczny układu sercowo-naczyniowego (CMR) u małych zwierząt zapewnia dokładny pomiar in vivo funkcji mięśnia sercowego, co czyni CMR optymalnym narzędziem do badań przedklinicznych nad chorobami sercowo-naczyniowymi. Ze względu na wysoką rozdzielczość przestrzenną i wysoki kontrast między krwią a mięśniem sercowym na obrazach CMR, możliwe jest wyznaczenie konturów śród- i nasierdziowych oraz obliczenie masy mięśnia sercowego i objętości komór1,2. Pomimo wysokiego tętna do 600 uderzeń na minutę, zastosowanie elektrokardiogramu (EKG) i wyzwalania oddechu umożliwia wysokiej jakości pomiary różnych faz serca (zwane również obrazami CINE) bez artefaktów ruchu oddechowego. W ten sposób można użyć wielu plasterków do pokrycia serca od wierzchołka do podstawy, aby wyodrębnić parametry funkcji skurczowej, takie jak frakcja wyrzutowa (EF), objętość końcowoskurczowa (ESV), objętość końcoworozkurczowa (EDV) i pojemność minutowa serca (CO)3. Oprócz podstawowej oceny funkcji skurczowej, ostatnio opracowano dodatkowe techniki CMR do oceny dysfunkcji rozkurczowej4, szczep mięśnia sercowego5 i siły hemodynamiczne (HDF)6.

bramkowanie EKG umożliwia synchronizację z cyklem pracy serca poprzez rozpoczęcie akwizycji sygnału MR po wykryciu szczytu R i zarejestrowanie określonej liczby faz pracy serca podczas przerwy R-R. Jednak liczba faz serca (liczba klatek na sekundę), które można uzyskać w ten sposób, zależy od najniższego możliwego czasu powtarzania (TR), jaki system może osiągnąć przy zachowaniu akceptowalnego stosunku sygnału do szumu (SNR) i rozdzielczości przestrzennej4. Ponadto, ponieważ zastosowanie wysokich gradientów pola magnetycznego może tymczasowo zniekształcić sygnał EKG, akwizycja jest zwykle zatrzymywana przed fazą końcoworozkurczową. Oba czynniki ograniczają stosowanie takich skanów do oceny funkcji skurczowej, ponieważ obliczenie innych parametrów funkcjonalnych serca wymaga lepszego zdefiniowania krzywej objętościowo-czasowej lewej komory (LV).

Obrazy CINE o wysokiej liczbie klatek na sekundę mogą być pozyskiwane przez bramkowanie retrospektywne, dzięki czemu sygnał MR jest stale pozyskiwany podczas skanowania, a wbudowane echo nawigatora po wzbudzeniu radiowym (RF) wykrywa ruchy serca i oddechu. Ponieważ akwizycja CMR odbywa się asynchronicznie z ruchem serca, pozyskane sygnały MR można następnie przypisać do retrospektywnie wybranej liczby ramek serca. W ten sposób, jeśli zostanie zebrana wystarczająca ilość danych, można zrekonstruować obrazy CINE o dużej liczbie klatek na sekundę4,7. Pozwala to na ocenę funkcji rozkurczowej, reprezentowanej przez stosunek między szczytową szybkością wczesnego napełniania (E') a szczytową szybkością późnego napełniania w wyniku skurczu przedsionków (A').

W badaniach klinicznych obrazy CINE mogą być analizowane za pomocą CMR feature tracking w celu oceny szczepu mięśnia sercowego i HDF6,8. Obciążenie mięśnia sercowego to parametr deformacji serca, który mierzy różnicę w procentach między długością początkową (zwykle w długości końcoworozkurczowej) a maksymalną długością (zwykle w skurczu końcowym) segmentu mięśnia sercowego9. Pomiary odkształcenia mięśnia sercowego mogą mieć wartość przyrostową dla oceny funkcji lewej komory, ponieważ wartości odkształcenia określają ilościowo skrócenie i pogrubienie ściany mięśnia sercowego. Zmniejszenie funkcji skracania może wskazywać na uszkodzenie włókien podwsierdziowych10. Zmiany w obciążeniu mięśnia sercowego mogą wystąpić niezależnie od EF i mogą być prekursorem powikłań podstawowych.

W szczególności, wykazano, że globalny szczep podłużny (GLS) i globalny szczep obwodowy (GCS) mają wartość dodaną w charakterystyce chorób serca10,11,12. Podobnie, HDF został zasugerowany jako potencjalny nowy parametr wskazujący na zmienioną czynność serca6,13. Te HDF lub gradienty ciśnienia międzykomorowego (IVPG) napędzają ruch krwi podczas wyrzutu i napełniania serca i są zależne od wymiany pędu między krwią a mięśniem sercowym, w tym zastawką aortalną i mitralną14,15.

W tym badaniu opisany jest obszerny protokół do wykonywania solidnych pomiarów CMR u małych zwierząt w celu ilościowego określenia funkcji LV, szczepu mięśnia sercowego i HDF u serc myszy. Zawiera niezbędne kroki do przygotowania zwierząt, pozyskiwania danych za pomocą zarówno prospektywnie, jak i retrospektywnie bramkowanych obrazów CINE serca, a także analizę za pomocą dedykowanego oprogramowania zdolnego do obliczenia pomiarów wolumetrycznych, stosunku E'/A', obciążenia mięśnia sercowego i HDF serca. Protokół ten może być wykorzystany do obszernej oceny funkcji lewej komory serca w różnych mysich modelach chorób sercowo-naczyniowych.

Protokół

Opisane eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Unii Europejskiej dotyczącymi dobrostanu zwierząt laboratoryjnych (Dyrektywa 2010/63/EU) i zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki ds. Zwierząt Academic Medical Center.

1. Konfiguracja i przygotowanie zwierząt

  1. Przed rozpoczęciem eksperymentu należy upewnić się, że zapas znieczulenia izofluranem jest wystarczający na co najmniej 2 h oraz że bateria do monitorowania EKG i oddychania jest odpowiednio naładowana. Należy sprawdzić, czy obszar skanera jest wyposażony w sprawny wyciąg dymów w celu usunięcia nadmiaru izofluranu.
  2. Przygotować podstawkę dla myszy (Rycina 1A) i włączyć system ogrzewania zwierzęcia, ustawiając temperaturę na 40 °C. Przygotować moduł interfejsu EKG/oddechowego oraz zestaw baterii (Rycina 1B) i uruchomić oprogramowanie do monitorowania sygnałów EKG i oddechowych w czasie rzeczywistym (Rycina 1C).
  3. Wyjąć mysz z klatki i zmierzyć masę ciała.
  4. Umieścić mysz w komorze indukcji znieczulenia pod ramieniem wyciągu dygestorium i podać 3-4% izofluranu w mieszaninie 0,2 L/min O2 i 0,2 L/min powietrza medycznego. Po pełnym znieczuleniu zwierzęcia nanieść małą kroplę maści do oczu na każde oko i zamknąć powieki myszy.
  5. Umieścić mysz w pozycji grzbietnej na podstawce. Zaczepić siekacze myszy o listwę zgryzową podstawki i odpowiednio dopasować stożek nosowy (Rycina 1A). Wizualnie sprawdzić, czy oddech jest stabilny i wynosi poniżej 100 oddechów/min, a podczas przygotowania zwierzęcia zmniejszyć stężenie izofluranu do ~2%.
  6. Przesunąć podstawkę tak, aby serce znajdowało się w części uchwytu, która znajdzie się w centrum cewki RF i w izocentrum magnesu.
  7. Za pomocą wazeliny wprowadzić odbytową sondę temperatury, a światłowód sondy temperatury przymocować taśmą do podstawki.
  8. Umieścić balon oddechowy na dolnej części brzucha myszy i zabezpieczyć go taśmą. Wprowadzić dwie igły elektrod EKG podskórnie w klatkę piersiową na wysokości przednich łap i delikatnie przymocować je taśmą, aby zapobiec przesunięciu (Rycina 1A).
  9. Sprawdzić, czy sygnały oddechowe i EKG są wystarczającej jakości oraz czy oprogramowanie wykrywa prawidłowe punkty wyzwalające (Rycina 1C).
    1. Upewnić się, że częstość oddechów wynosi 50-80 oddechów/min, częstość akcji serca ~400-600 uderzeń/min, a temperatura ciała wynosi około 37 °C. Dostosować podaż izofluranu, gdy częstość oddechów wykracza poza ten zakres, oraz zmniejszyć temperaturę systemu ogrzewania, jeśli temperatura ciała wykazuje tendencję do przekraczania 37 °C.
  10. Umieścić cewkę RF nad myszą.
    UWAGA: W zależności od systemu może to wymagać tymczasowego odłączenia elektrod EKG i wtyczek balonu oddechowego z modułu interfejsu EKG/oddechowego.
  11. Podłączyć kable cewki i umieścić podstawkę w otworze magnesu. Sprawdzić, czy sygnał EKG jest nadal stabilny.
    1. Jeśli sygnał EKG jest suboptymalny, ponownie ustawić elektrody EKG w celu uzyskania lepszego sygnału, ponieważ nie będzie to możliwe na późniejszym etapie bez znacznej zmiany orientacji zwierzęcia.

Przedkliniczna konfiguracja myszy do MRI z monitorowaniem EKG; obejmuje podgrzewaną kołyskę, maskę do znieczulenia i odprowadzenia EKG.
Rycina 1: Przygotowanie zwierzęcia i konfiguracja sprzętu do obrazowania CMR serca myszy. (A) W pełni znieczulona mysz w pozycji grzbietnej, umieszczona w podgrzewanej kołysce z pneumatyczną poduszką oddechową na brzuchu, światłowodowym czujnikiem temperatury rektalnej oraz podskórnymi odprowadzeniami EKG w klatce piersiowej w pobliżu przednich łap. (B) Cewka do ciała myszy umieszczona nad kołyską, z odprowadzeniami EKG i poduszką oddechową ponownie podłączonymi do interfejsu EKG i oddechowego przed umieszczeniem uchwytu w magnesie MRI. (C) Przedstawienie sygnałów EKG i oddechowych w dedykowanym oprogramowaniu do monitorowania małych zwierząt. Za szczyt R sygnału EKG jest wykrywany i wykorzystywany jako punkt startowy dla akwizycji sygnału MRI. Okres blokowania między szczytami R może być ręcznie dostosowany w zależności od okresu bicia serca. Wyzwalanie może następować wyłącznie podczas plateau oddechowego (zielona linia na środkowym panelu), dla którego opóźnienie początkowe i maksymalna szerokość mogą być ręcznie dostosowane. Skróty: CMR = obrazowanie rezonansem magnetycznym układu sercowo-naczyniowego; ECG = elektrokardiogram; MRI = obrazowanie rezonansem magnetycznym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Kalibracja i wyzwalanie skanowania MRI

  1. Dostosuj parametry bramkowania EKG i oddechowego w oprogramowaniu do monitorowania sygnału w taki sposób, aby punkty wyzwalania były generowane w szczytach R i wyłącznie podczas płaskiej części sygnału oddechowego. Aby zminimalizować błędy bramkowania EKG, ustaw okres blankingu krótszy o 10-15 ms od odstępu R-R.
    UWAGA: Okres blankingu należy korygować w trakcie całego eksperymentu, jeśli wystąpią zmiany tętna.
  2. Przeprowadź kalibrację częstotliwości centralnej oraz standardowy (bez bramkowania) skan SCOUT z zerowym przesunięciem, aby określić pozycję myszy w skanerze w kierunkach czołowym, osiowym i strzałkowym. Jeśli serce nie znajduje się w odległości 0,5-1 cm od centrum pola widzenia (FOV), odpowiednio skoryguj pozycję koszyka i powtórz skan SCOUT.
  3. Wykonaj ręczne shimowanie oraz kalibrację RF, korzystając z dostępnych metod producenta.

3. Planowanie i akwizycja skanowania

UWAGA: Szczegółowe parametry poniższych skanów znajdują się w Tabeli 1.

  1. Na podstawie wstępnego obrazu SCOUT przeprowadź bramkowany jednoobrazowy skan lokalizacyjny Gradient Echo (GRE) (Tabela 1, skan 1) z 5 warstwami w 3 kierunkach ortogonalnych, pozycjonując każdy stos warstw w przybliżonej lokalizacji serca, aby określić jego dokładne położenie (Rycina 2A).
  2. Przeprowadź bramkowany jednoobrazowy wielowarstwowy skan lokalizacyjny SA (Tabela 1, skan 2). W tym celu wykorzystaj poprzedni skan lokalizacyjny GRE, aby ustawić 4-5 warstw w pozycji środkowej komory lewej, prostopadle do długiej osi serca, w celu uzyskania wstępnej oceny widoku SA w przekroju środkowokomorowym, co jest niezbędne do zaplanowania skanu lokalizacyjnego 2-jamowego w osi długiej (Rycina 2B).
  3. W przypadku następujących skanów prospektywnych (kroki 3.4-3.6) dostosuj liczbę obrazów kardiologicznych (Nframes) tak, aby Nframes × TR stanowiło ~60-70% odstępu R-R.
    UWAGA: Akwizycja obejmująca 60-70% odstępu R-R jest wystarczająca do uchwycenia fazy końca rozkurczu cyklu serca, zapewniając jednocześnie dodatkową relaksację T1 podczas końca rozkurczu w celu poprawy SNR i zapobiegania zakłóceniom następnego szczytu R przez przełączanie gradientów.
  4. Przeprowadź bramkowany jednowarstwowy skan GRE, aby wygenerować skan lokalizacyjny 2-jamowy (2CH) w osi długiej, który w połączeniu ze skanem SA jest niezbędny do zaplanowania widoku 4-jamowego (4CH) (Tabela 1, skan 3). W tym celu ustaw warstwę prostopadle do poprzednich widoków SA, równolegle do punktów połączenia między komorą lewą a prawą. Przesuń tę warstwę do środka komory lewej i sprawdź na obrazie koronalnym skanu lokalizacyjnego GRE, czy warstwa jest wyrównana z osią długą LV tak, aby przechodziła przez wierzchołek (Rycina 2C).
  5. Przeprowadź kolejny bramkowany jednowarstwowy skan GRE, aby wygenerować skan lokalizacyjny 4-jamowy (4CH), który jest niezbędny do zaplanowania wielowarstwowego skanu SA oraz skanu 3-jamowego (Tabela 1, skan 4). W tym celu ustaw warstwę prostopadle do skanu lokalizacyjnego 2CH i wyrównaj ją do centrum osi długiej tak, aby warstwa przechodziła przez zastawkę mitralną i wierzchołek. W widokach SA dostosuj warstwę tak, aby była ustawiona równolegle do tylnej i przedniej ściany komory oraz pomiędzy dwoma mięśniami papilarnymi (Rycina 2D). Sprawdź, czy warstwa pozostaje w centrum komory przez cały cykl serca.
  6. Przeprowadź bramkowany sekwencyjny wielowarstwowy skan SA GRE (Tabela 1, skan 5) do pomiarów funkcji skurczowej. W tym celu ustaw warstwę środkowokomorową prostopadle do osi długiej LV w widokach 2CH i 4CH w centrum serca, a następnie zwiększ liczbę warstw (zazwyczaj liczba nieparzysta, np. 7 lub 9 warstw, bez przerw między warstwami), aby objąć serce od podstawy do wierzchołka (Rycina 2E).
  7. W przypadku następujących skanów z bramkowaniem retrospektywnym (kroki 3.8-3.9) wyłącz wszystkie funkcje prospektywnego bramkowania kardiologicznego i oddechowego. Zanotuj częstość akcji serca i częstość oddechów przed i po każdym skanie z bramkowaniem retrospektywnym; wartości te zostaną wykorzystane później do rekonstrukcji (krok 5.2.2).
  8. Przeprowadź trzy sekwencyjne jednowarstwowe skany GRE z bramkowaniem retrospektywnym w widoku SA środkowokomorowym (do ilościowego oznaczenia stosunku E'/A'), widoku 2CH oraz widoku 4CH, z których dwa ostatnie są niezbędne do ilościowego oznaczenia odkształcenia mięśnia sercowego i wartości HDF (Tabela 1, skany 6-8). W razie potrzeby zoptymalizuj końcowe orientacje warstw 2CH i 4CH na podstawie wielowarstwowych widoków SA oraz dostępnych skanów lokalizacyjnych 2CH i 4CH.
  9. Przeprowadź dodatkowy jednowarstwowy skan GRE z bramkowaniem retrospektywnym w widoku 3-jamowym (3CH), który w połączeniu z widokami 2CH i 4CH z kroku 3.8 jest niezbędny do ilościowego oznaczenia odkształcenia mięśnia sercowego i wartości HDF (Tabela 1, skan 9). W tym celu ustaw warstwę prostopadle do widoku SA środkowokomorowego, podobnie jak w przypadku końcowego widoku 4CH w osi długiej, a następnie obróć warstwę o 45°, aby przechodziła od ściany przedniej do mięśnia papilarnego położonego najbliżej ściany tylnej. Sprawdź na podstawowej warstwie SA, czy warstwa przechodzi przez zastawkę mitralną i aortalną. Sprawdź w końcowym widoku 4CH w osi długiej, czy warstwa przechodzi przez wierzchołek (Rycina 2F).

Orientacje skanów MRI serca; osiowe, czołowe i strzałkowe obrazy scout; schemat; obrazowanie kardiologiczne.
Rysunek 2: Planowanie przekrojów dla obrazowania CMR u myszy. (A) Planowanie GRE SCOUT przez serce w 3 rzutach ortogonalnych z wykorzystaniem wstępnego skanu scout. (B) Planowanie scouta w osi krótkiej na czołowych i strzałkowych przekrojach GRE SCOUT. (C) Planowanie rzutu scout 2CH przy użyciu scouta w osi krótkiej i czołowego przekroju GRE SCOUT. (D) Planowanie rzutu scout 4CH przy użyciu scouta w osi krótkiej i scouta 2CH. (E) Planowanie wieloprzekrojowego rzutu w osi krótkiej przy użyciu scoutów 2CH i 4CH. (F) (lewo) Planowanie końcowych rzutów 2CH, 3CH i 4CH przy użyciu przekroju w osi krótkiej na poziomie środkowej części komór oraz rzutów scout 2CH/4CH. Skróty: CMR = magnetyczny rezonans serca; GRE = Gradient Echo; CH = komora. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Numer(y) skanu123456-9
Nazwa(y) skanuobraz przeglądowy GREskan lokalizacyjny SA w tomografii wielowarstwowej2-kanałowy scoutSkanowanie wstępne 4CHwielowarstwowa analiza SA  SA, 2CH, 4CH, 3CH 
łączna liczba przekrojów 15 (3 x 5)*4-5117-91
Grubość (mm)111111
pole widzenia (mm)603530303530
Stosunek pola widzenia111111
Kąt odchylenia402020202015
TE (ms)**3.83.42.52.52.53.6
TR (ms)2001 R-R7778
Liczba klatek1112-14 12-1412-1432 ***
Wielkość macierzy 192 x 192192 x 192192 x 192192 x 192192 x 192192 x 192
Wyzwalanie EKGnieTakTakTakTakretrospektywny
Wyzwalanie oddechoweTakTakTakTakTakretrospektywny
Średnie13555retrospektywne
Całkowity czas obrazowania (szacunkowo *****)2 min2 min 3-4 min3-4 min20-25 min13 min / skan

Tabela 1: Parametry akwizycji dla każdej sekwencji użytej podczas protokołu CMR. * Skanowanie przeprowadzono w trzech różnych orientacjach ortogonalnych (osiowej, czołowej, strzałkowej). **Najkrótszy możliwy TE, przy zastosowaniu wszystkich pozostałych parametrów, zależny od konkretnej konfiguracji skanera. ***Jest to liczba klatek kardiologicznych po retrospektywnym binningu. ****Efektywne uśrednianie zależy od losowego wypełniania przestrzeni k w całkowitym czasie akwizycji. Łącznie wykonano 400 powtórzeń wszystkich linii k. *****Wliczając opóźnienia wyzwalania EKG/oddechowego. Skróty: CMR = obrazowanie rezonansem magnetycznym układu sercowo-naczyniowego; ECG = elektrokardiogram; GRE = echo gradientowe; FOV = pole widzenia; TE = czas echa; TR = czas repetycji; Nframes = liczba klatek kardiologicznych; SA = krótka oś; CH = komora. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

4. Zakończenie eksperymentu i przechowywanie danych

  1. Wyjąć mysz z uchwytu po odłączeniu całego pozostałego sprzętu pomiarowego i wyłączyć anestezję. W przypadku eksperymentów podłużnych umieścić mysz w podgrzanej klatce w temperaturze 37 °C do czasu wybudzenia i odzyskania przez zwierzę aktywności.
  2. Oczyścić cały użyty sprzęt za pomocą chusteczek czyszczących lub 70% alkoholu.
  3. Wygenerować pliki Digital Imaging and Communication in Medicine (DICOM) dla danych MRI z bramkowaniem prospektywnym, a następnie skopiować je wraz z plikami surowych danych MRI ze skanów z bramkowaniem retrospektywnym na bezpieczny serwer w celu późniejszej analizy danych.

5. Odsunięta w czasie rekonstrukcja skanów nabytych retrospektywnie

UWAGA: Do rekonstrukcji skanów z bramkowaniem retrospektywnym wykorzystano specjalnie zbudowane oprogramowanie open-source (Rysunek 3). Wykonaj następujące kroki oddzielnie dla każdego z zestawów danych z wyzwalaniem retrospektywnym.

  1. Otwórz oprogramowanie do rekonstrukcji Retrospective i wczytaj plik z surowymi danymi odpowiadający skanowi MRI z retrospektywnym bramkowaniem.
  2. Przeanalizuj sygnał Raw navigator i zwróć uwagę, że wyższe piki sygnału reprezentują częstotliwość oddechową, a niższe piki sygnału reprezentują tętno.
    1. Jeśli piki są zarejestrowane odwrotnie, odwróć sygnał za pomocą przełącznika up/down.
    2. Dodatkowo sprawdź, czy automatycznie wykryte tętno odpowiada 10% wartości zaobserwowanych podczas każdego skanu. Jeśli nie, skoryguj te wartości ręcznie, ponieważ automatyczne wykrywanie zawiodło.
    3. Wybierz odpowiednią wartość procentową okna dla wykluczenia danych podczas ruchu oddechowego, zazwyczaj 30%.
  3. Naciśnij Filter, aby przeprowadzić analizę nawigatora i oddzielić nawigator serca od nawigatora oddechowego.
  4. Ustaw liczbę klatek CINE na 32 (wartość użyta w tym badaniu) i naciśnij sort k-space.
  5. Wybierz odpowiednie ustawienia dla regularyzacji compressed sensing (CS) i naciśnij reconstruct. Użyj następujących typowych parametrów regularyzacji: parametr regularyzacji falkowej w wymiarach przestrzennych (x, y i z) (WVxyz) 0.001 lub 0; ograniczenie całkowitej zmienności w wymiarze CINE (TVcine) 0.1; ograniczenie całkowitej zmienności w wymiarze przestrzennym (TVxyz) 0; oraz ograniczenie całkowitej zmienności w wymiarze dynamiki (TVdyn) 0.05.
  6. Po zakończeniu rekonstrukcji wyświetl podgląd filmu CINE, aby ocenić wynik rekonstrukcji. Eksportuj obrazy DICOM do dalszej analizy za pomocą funkcji Export DCM.

Oprogramowanie do analizy MRI serca; pokazuje wykresy tętna/częstości oddechów, widmo nawigatora, rekonstrukcję obrazu.
Rycina 3: Graficzny interfejs użytkownika wyzwalania „retrospektywnego”. „Retrospective” jest dedykowaną aplikacją do rekonstrukcji obrazów z badań serca metodą rezonansu magnetycznego z wyzwalaniem retrospektywnym. W interfejsie użytkownika można ocenić sygnał nawigatora, dostosować liczbę klatek CINE do rekonstrukcji, zmienić parametry compressed sensing w celu poprawy jakości rekonstrukcji, podejrzeć obrazy CINE w formie dynamicznego filmu oraz wyeksportować zrekonstruowane dane. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

6. Oprogramowanie do analizy obrazu

UWAGA: Oprogramowanie do analizy obrazów (Rysunek 4>) wymaga użycia obrazów DICOM i posiada wiele wtyczek do różnych zastosowań w analizie sercowo-naczyniowej, takich jak wtyczka do pomiarów objętościowych oraz wtyczka do analizy odkształcenia i HDF.

  1. W celu oceny objętościowej LV wybierz wieloprzestrojowy skan SA i załaduj go do wtyczki do pomiarów objętościowych.
    1. Przypisz etykiety końca skurczu (ES) i końca rozkurczu (ED) do odpowiednich klatek obrazu serca.
    2. Użyj narzędzi do konturowania, aby wyznaczyć granice endomiokardialne w klatkach ES i ED.
      UWAGA: Oprogramowanie analityczne użyte w tym protokole automatycznie wyświetla parametry LV EF, EDV i ESV po wprowadzeniu wszystkich niezbędnych adnotacji.
  2. W celu wykonania pomiarów rozkurczowych wybierz obrazy CINE SA w przekroju środkowokomorowym i załaduj je do wtyczki do pomiarów objętościowych.
    1. Przypisz etykiety ED i ES do odpowiednich klatek obrazu serca.
    2. Użyj narzędzi do konturowania, aby wyznaczyć granicę endokardialną dla wszystkich klatek. Porównaj segmentację sąsiadujących klatek, aby zapewnić płynne przejścia segmentacji w całym cyklu serca.
    3. Wyeksportuj przebieg czasowy ze wszystkich klatek serca oraz odpowiadające im objętości endomiokardialne LV (LV ENDO). Zastosuj specjalnie przygotowany skrypt (patrz Supplemental Material), aby obliczyć stosunek E'/A'.
      ​UWAGA: Skrypt stosuje filtr Savitzky'ego-Golaya w celu stabilnego obliczenia krzywych dV/dt i wykorzystuje półautomatyczną detekcję szczytów do znalezienia maksimów E' i A'.
  3. W celu obliczenia odkształcenia (strain) i HDF wybierz obrazy CINE w osi długiej 2CH, 3CH i 4CH i załaduj je do wtyczki do pomiarów objętościowych.
    1. Przypisz etykiety ED i ES do odpowiednich klatek obrazu serca w każdej orientacji przekroju.
    2. Użyj narzędzi do konturowania, aby wyznaczyć granicę endokardialną dla wszystkich klatek we wszystkich 3 orientacjach. Porównaj segmentację sąsiadujących klatek, aby zapewnić płynne przejścia segmentacji w całym cyklu serca.
    3. Po narysowaniu konturów we wtyczce do pomiarów objętościowych, uruchom wtyczkę do analizy strain i HDF.
    4. Przypisz każdy z pozyskanych zestawów danych do odpowiednich etykiet dla widoków 2CH, 3CH i 4CH, a następnie przeprowadź analizę strain.
    5. W przypadku analizy HDF wyznacz średnicę zastawki mitralnej w klatce końca rozkurczu we wszystkich 3 orientacjach oraz średnicę aorty na obrazie CINE w osi długiej 3-jamowej.

Analiza MRI serca; segmentacja ściany wsierdzia; wykres faz serca; narzędzia do segmentacji.
Rycina 4: Graficzny interfejs użytkownika oprogramowania do analizy obrazu. Wtyczka do pomiarów wolumetrycznych w oprogramowaniu do analizy obrazu, wykorzystywana do wyznaczania konturów granicy endomiokardialnej. Dla każdego zestawu danych wybierane są fazy końcowoskurczowa i końcoworozkurczowa serca, a następnie granica endomiokardialna jest segmentowana dla wszystkich klatek. Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Wyniki

Zastosowano wcześniej opisany protokół, w którym grupę zdrowych myszy szczepu C57BL/6 typu dzikiego (n = 6, wiek 14 tygodni) poddano badaniu za pomocą skanera MRI 7-Tesla z wykorzystaniem cewki klatkowej o średnicy 38 mm. Podczas każdej sesji skanowania obrazy CINE SA w wielu przekrojach pozyskiwano przy użyciu sekwencji GRE z bramkowaniem prospektywnym, natomiast obrazy CINE w pojedynczych przekrojach w rzucie SA w połowie komory, 2CH, 3CH i 4CH pozyskiwano z bramkowaniem retrospektywnym. Reprezentatywne rekonstrukcje skanów z bramkowaniem retrospektywnym o wysokiej częstotliwości klatek, wykonane przy użyciu specjalistycznego oprogramowania do postprocessingu, przedstawiono w Supplemental Video 1. Z otrzymanych obrazów wyznaczono krzywe objętość-czas w cyklu serca (Rycina 5A) oraz odpowiadające im krzywe pierwszej pochodnej (dV/dt) w celu obliczenia parametrów funkcji skurczowej (EF = 72,4 ± 2,8%) i rozkurczowej (stosunek E'/A' = 1,5 ± 0,3) odpowiednio.

Obrazy CINE w widokach 2CH, 3CH i 4CH zostały przeanalizowane przy użyciu oprogramowania do analizy obrazu w celu określenia zmian wsponnego GLS (endoGLS) w cyklu serca (Rycina 5B) oraz odpowiadających im szczytowych wartości GLS (-22,8 ± 2,4%) jako miary odkształcenia mięśnia sercowego. Dodatkowo oprogramowanie oblicza średnią kwadratową (RMS) HDF w kierunku podłużnym (koniuszek-podstawa) (135,2 ± 31,7%) i poprzecznym (dolno-boczny-przednio- przegrodowy) (12,9 ± 5,0%). Dla każdego zwierzęcia możliwe jest również stworzenie profilu czasowego HDF, który wykazuje spójny wzorzec dodatnich i ujemnych pików reprezentujących wielkość i kierunek HDF podczas cyklu serca (Rycina 5C). Wyniki opisowe wszystkich parametrów końcowych zostały podsumowane na Rycini 5D.

Wykresy funkcji skurczowej/rozkurczowej; objętość LV, odkształcenie mięśnia sercowego, siły hemodynamiczne; analiza serca.
Rycina 5: Ilościowa ocena parametrów funkcjonalnych LV w sercu myszy. (A) Reprezentatywna krzywa objętość-czas oraz odpowiadająca jej krzywa dV/dt. Ta druga przedstawia prędkość przepływu z wyraźnym wczesnym pikiem napełniania (E') i pikiem skurczu przedsionka (A'). (B) Reprezentatywna krzywa GLS wskazująca odkształcenie w kierunku podłużnym w trakcie cyklu serca. (C) Reprezentatywna krzywa HDF z wyraźnymi pikami siły w kierunku wierzchołek-podstawa, rozpoczynając od siły wyrzutu skurczowego, a następnie siły skierowanej w dół w przejściu między skurczem a rozkurczem, siły deceleracji fali E, przyspieszenia fali A oraz siły deceleracji. (D) Wyniki opisowe dla wszystkich zwierząt dla wartości EF, stosunku E'/A', szczytowego GLS oraz pierwiastka średniokwadratowego HDF w kierunkach wierzchołek-podstawa oraz dolno-boczny-przednio-przegrodowy. Wartości wyrażone jako średnia ± SD. Skróty: LV = lewa komora; V = objętość; t = czas; GLS = globalne odkształcenie podłużne; HDF = siły hemodynamiczne; EF = frakcja wyrzutowa. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wideo uzupełniające 1: Reprezentatywna rekonstrukcja obrazów CINE z retrospektywnym bramowaniem w rzutach SA, 2CH, 3CH i 4CH. Skróty: SA = krótka oś; CH = komora. Kliknij tutaj, aby pobrać to wideo.

Materiały uzupełniające: Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

Prezentowany protokół opisuje zastosowanie obrazowania CMR do podłużnych, nieinwazyjnych eksperymentów in vivo w celu analizy funkcji serca u myszy. Wyniki te są przykładami zdrowych zwierząt, które pokazują możliwość wykorzystania obrazów CINE do ilościowego określenia parametrów serca. Jednak opisane metody można stosować do różnych modeli zwierzęcych. Chociaż określone modele choroby mogą wymagać niewielkich zmian w protokole, jego podstawowa struktura do oceny różnych parametrów funkcjonalnych serca będzie bardzo podobna. Jednym szczególnym przypadkiem, o którym warto wspomnieć, jest model zawału mięśnia sercowego, w którym część serca ma znaczną utratę kurczliwości. Może to powodować niską jakość sygnału nawigatora sercowego w tym wycinku. W tym przypadku alternatywną opcją byłoby nabycie nawigatora z oddzielnego wycinka, jak opisano w poprzednim badaniu przeprowadzonym przez Coolena i wsp.16. Obrazy CINE w różnych widokach są rekonstruowane na podstawie retrospektywnie bramkowanych danych przy użyciu algorytmów CS i analizowane za pomocą oprogramowania do analizy obrazu w celu obliczenia wartości odkształcenia i HDF.

Jakość uzyskanych obrazów zależy oczywiście od wszystkich etapów przygotowania, które należy dokładnie wykonać przed rozpoczęciem protokołu MRI serca. Na przykład, jeśli po umieszczeniu zwierzęcia w skanerze MRI nie są widoczne wyraźne sygnały EKG i oddechowe, prawdopodobnie spowoduje to nieoptymalne akwizycje, a nawet wydłużenie czasu skanowania z powodu dodatkowego efektu zniekształceń magnetohydrodynamicznych17. Ważne jest, aby zdać sobie sprawę, że ze względu na sekwencyjne planowanie orientacji plastrów, zwierzęta nie mogą być po prostu przestawiane między skanami. W związku z tym nie jest możliwe ponowne wyregulowanie przewodów EKG między skanowaniami, ponieważ zmieni to pozycję myszy w skanerze. Podczas skanowania kontrola temperatury ma kluczowe znaczenie dla utrzymania stałego odstępu między czynnościami serca i oddechu, co szczególnie wpływa na jakość retrospektywnie bramkowanych skanów, które są uzyskiwane przez dłuższy okres czasu. Podczas tego skanowania w wysokim cyklu pracy temperatura zwierzęcia może stale rosnąć, powodując wzrost częstości akcji serca i częstości oddechów. Regulacja temperatury systemu grzewczego i znieczulenia może znacznie przyczynić się do ustabilizowania częstości oddechów przed lub w trakcie skanowania.

Krytycznym krokiem podczas analizy jest spójność rysunku konturowego. Podczas gdy automatyczna segmentacja działa dobrze w przypadku danych klinicznych, nie działa niezawodnie w przypadku danych dotyczących serca myszy (nie testowano na szczurach). Wysokie tętno i wysoki przepływ krwi podczas określonych faz pracy serca, zwłaszcza na początku wypełniania lewej komory, mogą powodować defazację wewnątrzwokselową i pustki sygnałowe, upośledzając wytyczenie ściany mięśnia sercowego. Dlatego nie zaleca się analizowania każdej klatki niezależnie, ale wzrokowo sprawdzić ruch ściany mięśnia sercowego między ramkami i wziąć to pod uwagę podczas rysowania konturów we wszystkich ramkach. Zaleca się skopiowanie i dostosowanie konturu wsierdzia między dwiema kolejnymi klatkami, aby utrzymać bardziej naturalny ruch skurczowy w analizie. W tym protokole mięśnie brodawkowate są wyłączone z objętości światła komory na obrazach SA w celu oceny funkcji skurczowej i rozkurczowej, podczas gdy są one uwzględniane w widokach 2CH, 3CH i 4CH do analizy odkształcenia i HDF, ponieważ ta ostatnia opiera się na wiedzy o dokładnym ruchu ściany mięśnia sercowego, a nie o dokładnej objętości światła komory.

Podczas gdy parametry funkcji skurczowej i rozkurczowej opierają się na pomiarze objętości lewej komory serca w całym cyklu pracy serca, parametry odkształcenia i HDF zależą również od wzorców ruchu w ścianie mięśnia sercowego. W tym celu stosuje się techniki śledzenia cech, w których przemieszczenie segmentu mięśnia sercowego można ocenić poprzez rozpoznanie odrębnych cech anatomicznych i intensywności sygnału między kolejnymi fazami CINE. Silny kontrast między pulą krwi a mięśniem sercowym na obrazach CMR ułatwia wykorzystanie śledzenia cech do późniejszej analizy szczepu i HDF8. Przed śledzeniem cech CMR, szczep mięśnia sercowego określono za pomocą echografii śledzenia plamek i znakowania tkanek CMR. Śledzenie cech CMR nie wymaga dodatkowego czasu skanowania w porównaniu do znakowania tkanek CMR. Jednak pomimo zastosowania wyzwalania retrospektywnego, CMR nadal ma ograniczoną rozdzielczość czasową, co może utrudniać prawidłową ocenę szybkich deformacji w cyklu pracy serca.

Ocena HDF w całym cyklu pracy serca wymaga pomiarów średnic zastawki mitralnej i aortalnej w celu obliczenia HDF w kierunku wierzchołkowo-podstawowym i dolno-boczno-przedniotwórczym przy użyciu wcześniej opisanych równań18. Metoda ta wykazała spójne oszacowania HDF w porównaniu ze standardowym rezonansem magnetycznym 4D-flow, który ma ograniczoną dostępność w zastosowaniach klinicznych ze względu na swoją złożoność6. Ważne jest, aby wiedzieć, że dokładne oszacowanie średnic zaworów jest trudne, a zatem średnice zaworów powinny być utrzymywane na stałym poziomie dla grupy zwierząt i w powtarzających się pomiarach w badaniu podłużnym, ponieważ zmiany tego parametru spowodowane nieprawidłowymi oszacowaniami mogą łatwo przyćmić subtelne zmiany parametrów HDF. Określone oprogramowanie używane do obliczania parametrów GLS i HDF może nie być dostępne dla wszystkich użytkowników. W związku z tym można odwołać się do Voigt i wsp.19 (GLS) oraz Pedrizzetti i wsp.6,20 (HDF), które zawierają wszystkie opisy matematyczne, które stanowią podstawę odpowiednich obliczeń wykonywanych przez oprogramowanie analityczne.

Na potrzeby tego badania protokół oceniono na zdrowych zwierzętach (N = 6). Reprezentatywny zestaw krzywych czasowych dla objętości NN, dV/dt, endoGLS i HDF pokazano na rysunku 5A-C. Średnie wartości wielu parametrów czynnościowych serca (stosunek EF, E'/A'-, peak GLS i HDF) przedstawiono na rysunku 5D. Zgadzają się one dobrze z porównywalnymi protokołami stosowanymi w literaturze21. Literatura na temat danych GLS i HDF u myszy jest niewielka. Zmierzono średnią wartość GLS wynoszącą -22,8%, która mieści się w tym samym zakresie co dane kliniczne8, co wskazuje, że pomiary GLS uzyskane opisaną metodą są wykonalne u myszy. Krzywe HDF uzyskane u myszy wykazują również te same odrębne fazy, które obserwowano w danych dotyczących ludzi, co wskazuje na udane przełożenie tej techniki na badania przedkliniczne. Chociaż przypuszcza się, że parametry HDF mogą służyć jako wczesne biomarkery dysfunkcji serca, uzasadnione są dalsze badania w celu zbadania wartości diagnostycznej i predykcyjnej tego nowego parametru. Wyniki zawarte w tym protokole pokazują, że oczekuje się, że wyniki HDF i GLS będą bardziej zróżnicowane u różnych zwierząt, co należy wziąć pod uwagę, gdy spodziewane są subtelne różnice w modelach zwierzęcych lub efektach leczenia.

Oświadczenia

Ruslan Garipov jest pracownikiem MR Solutions Ltd., Guildford, Wielka Brytania. David Hautemann jest pracownikiem firmy Medis medical imaging systems B.V., Leiden, Holandia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Dorita Dekkers i Fatimah Al Darwish za pomoc w pomiarach myszy i analizie danych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Equipment
AccuSens jedno- i wielokanałowy kondycjoner sygnałuOpsens solutions inc., Kanada  ACS-P4-N-62SCUżywany ze światłowodowym czujnikiem temperatury do monitorowania temperatury ciała
Maść do oczu DuratearsAlcon Nederland B.V., Holandia
Komórka myszyi ostra; ekwipunek Vé t&eaostry; rinaire Minerve, Francjaokreślana jako kołyska
dla myszy kompatybilna z MR Monitorowanie i System bramkowania dla małych zwierzątSA Intuments, Inc., Stany ZjednoczoneModel 1030Moduł ERT (moduł interfejsu EKG / oddechowego), moduł sterowania / bramkowania ERT, akumulator i podskórny zestaw elektrod EKG
Skaner MRIMR Solutions Ltd., Wielka BrytaniaModel: MRS-7024   Przedkliniczny rezonans magnetyczny 7,0 T/24 cm
Wielostanowiskowa jednostka sterująca temperaturą i High Flow PCAÉ ekwipunek Vé t&eaostry; rinaire Minerve, FrancjaModel: URT Multipostessystem ogrzewania zwierząt
Czujnik oddechuGraseby Medical Limited, Wielka BrytaniaNr ref. 2005100
Cewka RFMR Solutions Ltd., Wielka BrytaniaMRS-MVCCewka RF o objętości myszy 38 mm do badań ciała myszy
Przepływomierz SF, WłochySF 3
Parownik sigma delta IntermedPenlon Ltd., Wielka Brytania
Materials
IsofluraneAST farma, Holandia
wazelina wazelinawazelina Unilever, Wielka Brytania
Software
BART toolboxhttps://mrirecon.github.io/bart/
Mathematica 12.0Wolfram Research, Inc., Stany
MATLAB 2019aThe MathWorks,Inc., Stany Zjednoczone
MEDIS Suite MRMedis Medical Imaging Systems B.V., HolandiaOprogramowanie do analizy obrazu
PC-SAMSA Intuments, Inc., Stany Zjednoczone
SkanprzedklinicznyMR Solutions Ltd., Wielka BrytaniaOprogramowanie do skanowania
Retrospektywa wersja 7.0Amsterdam UMC, HolandiaOprogramowanie do rekonstrukcji: https://github.com/Moby1971?tab=repositories
Zjednoczone

Bibliografia

  1. Vallée, J. P., Ivancevic, M. K., Nguyen, D., Morel, D. R., Jaconi, M. Current status of cardiac MRI in small animals. Magnetic Resononance Materials in Physics, Biology and Medicine. 17 (3-6), 149-156 (2004).
  2. Bakermans, A. J., et al. Small animal cardiovascular MR imaging and spectroscopy. Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. 88-89, 1-47 (2015).
  3. Wu, Y. L., Lo, C. W. Diverse application of MRI for mouse phenotyping. Birth Defects Research. 109 (10), 758-770 (2017).
  4. Coolen, B. F., et al. High frame rate retrospectively triggered Cine MRI for assessment of murine diastolic function. Magnetic Resonance in Medicine. 69 (3), 648-656 (2013).
  5. Lapinskas, T., et al. Cardiovascular magnetic resonance feature tracking in small animals - a preliminary study on reproducibility and sample size calculation. BMC Medical Imaging. 17 (1), 51(2017).
  6. Pedrizzetti, G., et al. On estimating intraventricular hemodynamic forces from endocardial dynamics: A comparative study with 4D flow MRI. Journal of Biomechanics. 60, 203-210 (2017).
  7. Motaal, A. G., et al. Accelerated high-frame-rate mouse heart cine-MRI using compressed sensing reconstruction. NMR in Biomedicine. 26 (4), 451-457 (2013).
  8. Claus, P., Omar, A. M. S., Pedrizzetti, G., Sengupta, P. P., Nagel, E. Tissue tracking technology for assessing cardiac mechanics: principles, normal values, and clinical applications. JACC. Cardiovascular Imaging. 8 (12), 1444-1460 (2015).
  9. Scatteia, A., Baritussio, A., Bucciarelli-Ducci, C. Strain imaging using cardiac magnetic resonance. Heart Failure Reviews. 22 (4), 465-476 (2017).
  10. Modin, D., Andersen, D. M., Biering-Sørensen, T. Echo and heart failure: when do people need an echo, and when do they need natriuretic peptides. Echo Research and Practice. 5 (2), 65-79 (2018).
  11. Onishi, T., et al. Longitudinal strain and global circumferential strain by speckle-tracking echocardiography and feature-tracking cardiac magnetic resonance imaging: comparison with left ventricular ejection fraction. Journal of American Society of Echocardiography. 28 (5), 587-596 (2015).
  12. Faganello, G., et al. A new integrated approach to cardiac mechanics: reference values for normal left ventricle. The International Journal of Cardiovascular Imaging. 36, 2173-2185 (2020).
  13. Lapinskas, T., et al. The intraventricular hemodynamic forces estimated using routine CMR Cine images: a new marker of the failing heart. JACC. Cardiovascular Imaging. 12 (2), 377-379 (2019).
  14. Töger, J., et al. Intracardiac hemodynamic forces using 4D flow: a new reproducible method applied to healthy controls, elite athletes and heart failure patients. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 18, Suppl 1 61(2016).
  15. Eriksson, J., Bolger, A. F., Ebbers, T., Carlhäll, C. J. Assessment of left ventricular hemodynamic forces in healthy subjects and patients with dilated cardiomyopathy using 4D flow MRI. Physiological Reports. 4 (3), 12685(2016).
  16. Coolen, B. F., et al. Three-dimensional T1 mapping of the mouse heart using variable flip angle steady-state MR imaging. NMR in Biomedicine. 24 (2), 154-162 (2011).
  17. Nijm, G. M., Swiryn, S., Larson, A. C., Sahakian, A. V. Characterization of the magnetohydrodynamic effect as a signal from the surface electrocardiogram during cardiac magnetic resonance imaging. Computers in Cardiology. 33, 269-272 (2006).
  18. Domenichini, F., Pedrizzetti, G. Hemodynamic forces in a model left ventricle. Physical Review Fluids. 1, 083201(2016).
  19. Voigt, J. U., et al. Definitions for a common standard for 2D speckle tracking echocardiography: consensus document of the EACVI/ASE/Industry Task Force to standardize deformation imaging. European Heart Journal - Cardiovascular Imaging. 16 (1), 1-11 (2015).
  20. Pedrizzetti, G. On the computation of hemodynamic forces in the heart chambers. Journal of Biomechanics. 95, 109323(2019).
  21. Hoffman, M., et al. Myocardial strain and cardiac output are preferable measurements for cardiac dysfunction and can predict mortality in septic mice. Journal of American Heart Association. 8 (10), 012260(2019).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rezonans magnetyczny sercafunkcja serca myszyobrazowanie CINEskan gradientowego echaocena wolumetrycznasynchronizacja z EKGrzut serca
Kwantyfikacja funkcji lewej komory serca myszy, napięcia mięśnia sercowego i sił hemodynamicznych za pomocą rezonansu magnetycznego układu sercowo-naczyniowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.