Artykuł metodologiczny

Ustanowienie ekosystemu ośmiornicy dla badań biomedycznych i bioinżynieryjnych

DOI:

10.3791/62705

⸱

22 września 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Michigan State University, 2Neuroengineering division, The Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University, 3Biomedical Imaging division, The Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University, 4Department of Radiology, Michigan State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zrozumienie unikalnych fizjologicznych i anatomicznych struktur ośmiornic może mieć ogromny wpływ na badania biomedyczne. Ten przewodnik pokazuje, jak stworzyć i utrzymać środowisko morskie, aby pomieścić ten gatunek, a także zawiera najnowocześniejsze podejścia obrazowe i analityczne do wizualizacji anatomii i funkcji układu nerwowego ośmiornicy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiele osiągnięć w badaniach biomedycznych zostało zainspirowanych odkryciem anatomicznych i komórkowych mechanizmów, które wspierają określone funkcje u różnych gatunków. Ośmiornica jest jednym z tych wyjątkowych zwierząt, które dały naukowcom nowy wgląd w dziedziny neuronauki, robotyki, medycyny regeneracyjnej i protetyki. Badania nad tym gatunkiem głowonogów wymagają stworzenia kompleksowych obiektów i intensywnej opieki zarówno nad ośmiornicą, jak i jej ekosystemem, co ma kluczowe znaczenie dla powodzenia projektu. System ten wymaga wielu mechanicznych i biologicznych systemów filtrujących, aby zapewnić zwierzęciu bezpieczne i czyste środowisko. Wraz z systemem sterowania wymagana jest specjalistyczna rutynowa konserwacja i czyszczenie, aby skutecznie utrzymać działanie obiektu przez długi czas. Zaleca się zapewnienie tym inteligentnym zwierzętom wzbogaconego środowiska poprzez zmianę krajobrazu zbiornika, włączenie różnorodnych zdobyczy i wprowadzenie trudnych zadań, które mogą wykonać. Nasze wyniki obejmują rezonans magnetyczny i obrazowanie autofluorescencyjne całego ciała, a także badania behawioralne, aby lepiej zrozumieć ich układ nerwowy. Ośmiornice mają unikalną fizjologię, która może wpływać na wiele obszarów badań biomedycznych. Zapewnienie im zrównoważonego ekosystemu jest pierwszym kluczowym krokiem w odkrywaniu ich wyjątkowych możliwości.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowe koncepcje w badaniach biomedycznych i inżynierii biomedycznej są często inspirowane identyfikowaniem konkretnych strategii, które gatunki biologiczne posiadają w celu radzenia sobie z warunkami i wyzwaniami środowiskowymi i fizjologicznymi. Na przykład zrozumienie właściwości fluorescencyjnych świetlików doprowadziło do opracowania nowych czujników fluorescencyjnych, które mogą raportować aktywność komórkową w innych organizmach modelowych1; Identyfikacja kanałów jonowych aktywowanych przez światło w algach doprowadziła do opracowania specyficznej dla komórek i czasu neuromodulacji opartej na świetle2,3,4,5; Odkrycie białek w szklanych sumach, które poruszają się zgodnie z polem magnetycznym Ziemi, doprowadziło do rozwoju neuromodulacji opartej na magnesach6,7,8,9,10,11; Zrozumienie odruchu syfonu w Aplysia odegrało kluczową rolę w zrozumieniu komórkowych podstaw zachowania12,13,14.

Badacze kontynuują rozwijanie obecnego zestawu narzędzi bioinżynieryjnych i filogenetycznych, wykorzystując unikalne mocne strony i nowe perspektywy na funkcje fizjologiczne, które posiadają niekonwencjonalne gatunki laboratoryjne. Agencje federalne zaczynają wspierać te kierunki badań, finansując nowatorskie prace prowadzone na różnych gatunkach.

Jednym z rodzajów zwierząt o unikalnej anatomii i zdolnościach do regeneracji, a także adaptacyjnej kontroli każdego z jego ramion, fascynującym biologów i inżynierów oraz urzekającym odbiorcom ze wszystkich części społeczeństwa, jest Octopus17. Rzeczywiście, wiele aspektów fizjologii i zachowania ośmiornicy zostało zbadanych w ciągu ostatnich dziesięcioleci15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26. Jednak najnowsze osiągnięcia w biologii molekularnej i ewolucyjnej, robotyce, rejestracji ruchu, obrazowaniu, uczeniu maszynowym i elektrofizjologii przyspieszają odkrycia związane z fizjologią i zachowaniem ośmiornic oraz przekładają je na innowacyjne strategie bioinżynieryjne27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38,39.

Tutaj opisujemy, jak założyć i utrzymać hodowlę ośmiornic, co byłoby interesujące i istotne dla naukowców i inżynierów z różnych środowisk, zainteresowań naukowych i celów. Niemniej jednak nasze wyniki koncentrują się na zastosowaniu ośmiornic w neuronauce i badaniach neuroinżynieryjnych. Ośmiornica ma wysoko rozwinięty układ nerwowy z 45 milionami neuronów w centralnej części mózgu, 180 milionami neuronów w płatach wzrokowych i dodatkowymi 350 milionami neuronów w ośmiu sznurach osiowych i zwojach obwodowych; Dla porównania, pies ma podobną liczbę neuronów, a kot tylko połowę40. W przeciwieństwie do układu nerwowego kręgowców, miliony neuronów w mózgu ośmiornicy łączą tylko 32 tys. włókien odprowadzających i 140 tys. aferentnych z milionami neuronów w każdym ze sznurów osiowych ramienia40,41,42. Te stosunkowo niewiele włókien łączących sugeruje, że większość szczegółów związanych z wykonywaniem programów motorycznych jest wykonywana w samym rdzeniu osiowym, co podkreśla unikalnie rozłożoną kontrolę neuronalną, jaką posiadają ośmiornice. Ramiona ośmiornic mają niezwykłą kontrolę motoryczną, co pozwala im na manipulowanie nimi, takimi jak otwieranie pokrywek słoików, nawet gdy znajdują się w pojemniku. Ta wysoko rozwinięta zdolność motoryczna chwytu chwytnego jest unikalna dla klasy głowonogów (ośmiornic, mątwy i kałamarnicy)43.

Rzeczywiście, przez setki milionów lat ewolucji, ośmiornica rozwinęła niezwykły i wyrafinowany genom oraz system fizjologiczny43,44, który zainspirował nowy rozwój i postęp w dziedzinach nauki i inżynierii. Na przykład wodoodporna łatka samoprzylepna oparta na budowie anatomicznej przyssawek ośmiornicy może przyklejać się do mokrych i suchych powierzchni45; Syntetyczny materiał maskujący inspirowany skórą kamuflażową ośmiornicy może przekształcić płaską powierzchnię 2D w trójwymiarową z nierównościami i wgłębieniami46. Miniaturowe miękkie i autonomiczne roboty (np. Octoboty), które w przyszłości mogą służyć jako narzędzia chirurgiczne wewnątrz ciała47; oraz ramię (tj. OctoArm) przymocowane do robota podobnego do czołgu48. Wiele gatunków ośmiornic jest wykorzystywanych w badaniach biomedycznych, np. Octopus vulgaris, Octopus sinensis, Octopus variabilis i Octopus bimaculoides (O. bimaculoides); najczęściej spotykane są O. vulgaris i O. bimaculoides34,49,50. Niedawne sekwencjonowanie różnych genomów ośmiornic sprawia, że rodzaj ten jest szczególnie interesujący i otwiera nowe granice w badaniach nad ośmiornicami34,43,51,52.

O. bimaculoides użyte w naszym zestawieniu to średniej wielkości gatunek ośmiornicy, po raz pierwszy odkryty w 1949 roku, który można znaleźć w płytkich wodach u wybrzeży północno-wschodniego Pacyfiku od środkowej Kalifornii do południa półwyspu Baja California17. Można go rozpoznać po fałszywych plamkach ocznych na płaszczu poniżej oczu. W porównaniu z ośmiornicą olbrzymią pacyficzną (Enteroctopus dofleini) i ośmiornicą zwyczajną (O. vulgaris), ośmiornica kalifornijska dwuplamkowa (O. bimaculoides) jest stosunkowo niewielka, początkowo mniejsza niż kilka centymetrów, rośnie szybko jako młodociana. Dorosły osobnik hodowany w laboratorium może urosnąć do średniej wielkości 100 cm i ważyć do 800 g53,54. Ośmiornice mają szybki okres wzrostu w ciągu pierwszych 200 dni; Do tego czasu są uważane za dorosłe i rosną przez resztę swojego życia55,56,57. Ośmiornice mogą być kanibalami, zwłaszcza gdy obie płcie są trzymane razem w zbiorniku; W związku z tym muszą być one przechowywane pojedynczo w oddzielnych zbiornikach58.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Stanowego Michigan.

1. Konfiguracja wyposażenia zbiornika Octopus

  1. Po pierwsze, należy pozyskać wszystkie materiały niebiologiczne do akwarium, które zostanie włączone do morskiego systemu środowiskowego, jak pokazano w Tabeli Materiałów. Rozmiary podane są w calach.
  2. Przed instalacją umyj wszystkie rurki, orurowanie i części systemu filtrów 70% etanolem i wodą dejonizowaną (DI). Do czyszczenia nie używaj mydła ani żadnych innych środków chemicznych.
  3. Umieść stół z włókna szklanego o wymiarach 13 cali x 49 cali x 1/2 cala (część #71) z czterema nogami stołu wykonanymi z włókna węglowego i o wymiarach 2 cale x 2 cale x 23 cale (część #72). Przymocuj nogi bezpośrednio pod rogami blatu.
  4. Poniżej górnej powierzchni, pomiędzy każdą z nóg stołu, umieść szelki stabilizujące z włókna węglowego o długości 2 cale x 2 cale (część #72) przymocowane do spodu stołu i bezpośrednio przy krawędzi górnej półki. Przymocuj za pomocą kolejną półkę o tych samych wymiarach bezpośrednio na ziemi pod stołem. Pozwól pompie (patrz tabela materiałów) usiąść bezpośrednio na dolnej powierzchni półki, podczas gdy zbiornik znajduje się na górnej powierzchni. Ten system jest pokazany w Rysunek 1.
    UWAGA: Woda wypływająca ze zbiornika jest zasilana grawitacyjnie, a wszystkie rurki, z wyjątkiem tych zasilających i wychodzących ze zbiornika, muszą znajdować się niżej niż dno zbiornika, aby zapewnić maksymalne ciśnienie w głowicy drenażowej.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Konfiguracja zbiornika Octopus. Wlot i odpływ wody (a). Trzy zbiorniki ośmiornic każdy o powierzchni 1,22 m x 0,3 m (b). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Wywierć pojedynczy otwór 13/4 cala, 2 cale od jednej z boków zbiornika, za pomocą wierteł do cięcia szkła. Dolna część ekranu ssania wylotu wody określi wysokość otworu wyjściowego, jak pokazano po prawej stronie Rysunek 2a. Poziom wody zostanie określony przez ekran ssący i będzie musiał znajdować się co najmniej 6 cali od górnej części zbiornika, co pozwoli na strefę rozpryskiwania wody.
  2. Użyj podkładu PCV i cementu, aby trwale połączyć sekcje. Aby to zrobić, najpierw wsuń koniec zamierzonej męskiej rury PVC do końca rury żeńskiej. Umieść kawałek taśmy malarskiej na zewnątrz męskiej części, która jest nadal widoczna, aby zapobiec przestawaniu podkładu i cementu na zewnątrz rury. Oddziel części po zaklejeniu taśmą i umieść cienką warstwę podkładu na zewnątrz rury męskiej po nałożeniu cementu w tym samym obszarze.
  3. Zamontuj rurę męską w rurze żeńskiej tak szybko, jak to możliwe, po nałożeniu cementu i usuń taśmę. 24 godziny po nałożeniu podkładu i cementu zmyj nowo połączone części wodą DI. Aby uzyskać informacje na temat czasu utwardzania, zapoznaj się z produktem cementowym w celu uzyskania dalszych wskazówek.
    UWAGA: Upewnij się, że konfiguracja wszystkich rur i sprzętu jest prawidłowo umieszczona przed użyciem podkładu PVC i cementu; Wymagania dotyczące długości rur mogą się różnić.
  4. Następnie na stałe połącz koniec sitka ssącego o średnicy zewnętrznej (OD) 1 cala z końcem o średnicy wewnętrznej (ID) przegubu łokciowego o średnicy 1 cala. Podłącz koniec złącza kolankowego do prostej rurki PVC (1 cal średnicy zewnętrznej). Podłącz drugą stronę prostej rurki, a następnie do 1-calowego ID żeńskiego gniazda adaptera prostego przechodzącego przez ściankę connect.
    UWAGA: ID odnosi się do najszerszej odległości między wewnętrznymi ściankami rury. OD odnosi się do zewnętrznej szerokości rurki.
  5. Na stałe podłącz prosty adapter przelotowy do prostej rury PVC o długości 4 cali o średnicy zewnętrznej 1 cala (od kroku 1.8). Ta rura będzie skierowana na zewnątrz zbiornika.
  6. Na stałe podłącz prostą rurę do środka złącza PVC (1 cal w kształcie trójnika ID; od kroku 1.9). Następnie połącz na stałe dwie rury o długości 6 cali (część #69) (1 cal średnicy zewnętrznej) do obu przeciwległych końców trójnika - jeden skierowany bezpośrednio do góry w celu uwolnienia powietrza, a drugi bezpośrednio w dół w celu przepływu wody.
  7. Na stałe podłącz przedłużoną do dołu rurę prostą (od kroku 1.10) do prostego adaptera z gwintem żeńskim (1-calowa średnica wewnętrzna). Przymocuj gumową rurkę o długości 36 cali (średnica wewnętrzna 3/4 cala) do adaptera rury kolczastej.
  8. Umieść układ chłodzenia między rurką odprowadzającą wodę a systemem studzienki.
  9. Podłącz łączniki kolczaste 3/4 cala, które są dostarczane z systemem, do portów wejściowych i wyjściowych agregatu chłodniczego. Umieść gumową rurkę (od kroku 1.11) na złączce wlotowej agregatu chłodniczego.
  10. Podłącz nowy kawałek rurki o średnicy wewnętrznej 3/4 cala (z kroku 1.13) z wyjścia agregatu chłodniczego (z kroku 1.12) do wlotu systemu studzienki, jak pokazano na Rysunek 2b.
  11. Następnie umieść filtr skarpetowy o wymiarach 4 cale x 12 cali o wielkości porów 200 μm w wyznaczonym obszarze, jak pokazano na Rysunek 2. Ponadto, jak pokazano w Rysunek 2, umieść odpieniacz białek i pompę powrotną w odpowiednich miejscach. Wraz z pompą powrotną przymocuj automatyczny zawór pływakowy górnego zaworu pływakowego do wewnętrznej ściany obszaru pompy, 2 cale nad górną częścią wlotu wody pompy; W razie potrzeby nie blokuj pompy przed wyjęciem ze zbiornika.
  12. Podłącz na stałe prostą rurkę o długości 12 cali (średnica zewnętrzna 3/4 cala) do wylotu pompy (od kroku 1.15). Na drugim końcu prostej rurki o średnicy zewnętrznej 3/4 cala na stałe połącz średnicę zewnętrzną rury ze złączem kolankowym 3/4 cala o średnicy wewnętrznej 45°. Do drugiego końca złącza podłącz na stałe rurkę o średnicy zewnętrznej 3/4 cala.
  13. Przymocuj drugi koniec prostej rurki (z kroku 1.16) do średnicy wewnętrznej 3/4 cala prostego adaptera redukcyjnego. Podłącz na stałe większą końcówkę adaptera (2-calowa średnica zewnętrzna) do wejścia światła UV.
    UWAGA: Długości przewodów prostych mogą się różnić.
  14. Następnie dopasuj położenie wlotu światła UV do rury wyjściowej pompy (od kroku 1.17), aby rura nie wyginała się między światłem a pompą (od kroku 1.15). Wywierć otwory w usztywnieniu stabilizującym, aby pasowały do otworów mocujących światło UV. Dopasuj rozmiar do wiertła i przymocuj lampę UV do stołu za pomocą podanych.
  15. Podłącz na stałe 2-calową stronę innego adaptera redukcyjnego do wyjścia światła UV (od kroku 1.18). Podłącz 1-calową średnicę zewnętrzną prostej rurki o długości 5 cali do 1-calowego identyfikatora adaptera. Następnie podłącz narożnik 90 ° z 1-calowym ID do 1-calowej rurki OD; Nieprzymocowany koniec elementu narożnego powinien być skierowany w stronę strony zbiornika, do której ma trafić dopływ wody (ta sama strona, co w kroku 1.5).
  16. Na stałe podłącz drugi koniec narożnika (od kroku 1.19) do rury o długości 6 cali (część #69) o średnicy zewnętrznej 1 cala z wejściem jednostki sterującej przepływem (część #2). Podłącz na stałe kolejną rurkę o średnicy zewnętrznej 1 cala (część #69) do wyjścia jednostki monitorującej przepływ; Długość musi wychodzić co najmniej 3 cale poza bok zbiornika.
  17. Za pomocą wiertła do cięcia szkła 13/4 cala (część #1) wytnij nowy otwór 3 cale powyżej zamierzonej linii wodnej i 2 cale od boku zbiornika (Rysunek 1a) po stronie przeciwnej do tej, która ma otwór odprowadzający wodę. Podłącz kolejny łącznik grodziowy przechodzącej przez ścianę z 1-calowym poślizgiem (część #77) skierowanym na zewnątrz zbiornika.
  18. Do slipu grodziowego podłącz na stałe prostą rurę o średnicy zewnętrznej 1 cala i długości 4 cali (część #69). Odetnij rurkę od ostatniej części kroku 1.21, aby dopasować ją do odległości, na jaką ta rurka rozciąga się od zbiornika. Na stałe podłącz rurkę 90° (część #65) do każdej z otwartych rur i wytnij końcową prostą rurę o średnicy zewnętrznej 1 cala (część #69), która na stałe łączy oba elementy narożne.
    UWAGA: Rysunek 3 pokazuje prostą reprezentację systemu akwariowego.
  19. Skonfiguruj resztę systemu sterowania (część #34), najpierw montując listwę zasilającą (część #53) do samego stołu lub do pobliskiej ściany. Obok niego zamontuj moduł monitorowania płynów (część #2).
  20. Podłącz czujnik przepływu, listwę zasilającą i czujniki wykrywania nieszczelności do modułu. Ustaw światło wzrostu (część #26), które jest przymocowane do pojemnika na glony (Rysunek 2).
  21. Podłącz czujnik przepływu, światło UV, światło wzrostu, pompę i odpieniacz białek do paska energetycznego. Skonfiguruj programowanie systemu sterowania wodą zgodnie z instrukcją producenta.
  22. Przygotuj słoną wodę, mieszając pół szklanki dostępnej w handlu mieszanki soli z 1 galonem wody odwróconej osmozy (RO) lub dejonizowanej (DI). Zrób 45 galonów, aby w pełni napełnić jeden zbiornik i system ściekowy.
  23. Włącz pompę w regulatorze przepływu w systemie studzienki i dodawaj słoną wodę, aż automatyczny zawór odcinający znajdzie się w pozycji wyłączonej, aby nie była wymagana dodatkowa słodka woda.
  24. Gdy woda jest pełna, przerwij napełnianie i włącz agregat schładzający wodę, aby ustawić temperaturę w zakresie od 18 °C do 22 °C, ponieważ jest to preferowany zakres temperatur53. Włącz odpieniacz białek.
  25. Dodaj 30 kg pokruszonego koralowca na dno zbiornika, a także warstwę pokruszonego koralowca na dno pojemnika na glony. Dodaj wiele żywych skał i wszelkich innych dodatków do środowiska ośmiornicy. Umieść górę, aby zakryć otwór zbiornika.
    UWAGA: Żywe skały to martwe koralowce, które są zamieszkiwane przez makroskopowe organizmy morskie, takie jak bakterie i glony.
  26. Dodaj bakterie nitryfikacyjne stosowane w akwariach morskich zgodnie z zaleceniami na opakowaniu. Dodawaj go zgodnie z zaleceniami, codziennie sprawdzając temperaturę, zasolenie, pH, amoniak, azotyny i azotany za pomocą zestawów do testowania wody, czujnika pH i czujnika temperatury. Bezpieczne wartości dla poziomów amoniaku, azotynów i azotanów wynoszą odpowiednio poniżej 0,5 ppm, 0,25 ppm i 10 ppm58.
  27. Upewnij się, że światło UV jest wyłączone na dni, w których dodawane są bakterie nitryfikacyjne, aby umożliwić wzrost mikroorganizmów morskich. Gdy parametry znajdą się w bezpiecznych zakresach, światło UV może zostać ponownie aktywowane.
  28. Po ustaleniu systemu sprawdź również, czy pH i natlenienie wynoszą odpowiednio 8,0-8,4 i figure-protocol-2 59. Przed dodaniem jakichkolwiek zwierząt do akwarium sprawdź, czy w systemie nie ma żadnych poziomów miedzi i tlenu za pomocą zestawu do testowania wody miedzianej.
    UWAGA: Miedź powoduje uszkodzenia bezkręgowców i zakłóca osmoregulację w skrzelach ryb60,61.
  29. Jeśli w wodzie znajduje się miedź, przetestuj źródło wody DI/RO. Po ustaleniu, że źródło wody nie zawiera miedzi, wykonaj 30% podmianę wody i umieść blok węgla aktywnego (część #46) w wodzie. Jeśli problem będzie się powtarzał, wykonaj pełną wymianę wody i wyczyść wszystkie części.
  30. Po ustaleniu, że wszystkie parametry wody mieszczą się w bezpiecznych poziomach, dodaj 10 krewetek duchów do systemu co najmniej tydzień przed dodaniem ośmiornic. Pomoże to wprowadzić biomasę dla bakterii i wskaże ogólną jakość wody.
  31. Dodaj dodatkowych mieszkańców ekosystemu akwariowego do pojemnika na glony. Należą do nich Chaetomorpha spp. (algi spaghetti), Trochus Sp. (ślimak trochus pręgowany) i Mercenaria mercenaria (małże wiśniowe).

figure-protocol-3
Rysunek 2: System studzienek. Widok z boku na miskę ściekową (a). Widok z góry na miskę ściekową (b). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-4
Rysunek 3: Akwarium z systemem filtracji ścieków pod zbiornikiem i jednostkami kontroli środowiska. Zielone strzałki wskazują kierunek przepływu wody przez system. Woda przepływa z sekcji pierwszej do drugiej w celu chłodzenia i do sekcji trzeciej, aby oddzielić ciężką materię biologiczną od lżejszej materii. Ciężkie odpady unoszą się na dnie i wypływają do sekcji piątej, podczas gdy mniejsza materia biologiczna wpływa do filtra skarpetowego w sekcji czwartej. Woda przepływa z czterech sekcji pod sekcją piątą, wchodząc do odpieniacza białek w sześciu w celu usunięcia pozostałych odpadów w wodzie. Pojemnik na glony zawiera mikroorganizmy, które rozkładają odpady, amoniak i azotany, a także natleniają wodę. W ostatniej części systemu dodaje się więcej wody, aby uwzględnić parowanie przed ponownym wpompowaniem do zbiornika. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Zbiorniki magazynowe

  1. Ustaw dwa wysokie zbiorniki na wodę o pojemności 60 galonów, jeden na słoną wodę, a drugi na wodę RO. Upewnij się, że linia maksymalnego napełnienia zbiornika świeżej wody jest wyższa niż stół. Przymocuj rurkę 1/4 cala do automatycznej górnej części zaworu pływakowego w systemie studzienki i przymocuj drugi koniec rurki do dna zbiornika świeżej wody.
    UWAGA: Służy do uzupełnienia, jeśli woda wyparuje. Sól pozostanie w wodzie.
  2. Napełnij zbiornik soli wodą i dodaj proporcjonalną ilość soli do zbiornika. Stale napowietrzaj zbiornik morskiej wody w celu wymieszania i prawidłowego natlenienia. Odczekaj godzinę przed użyciem, aby zapewnić pełne wymieszanie soli.
    UWAGA: Zbiornik na słoną wodę jest przydatny do uzupełniania zbiorników po czyszczeniu.

3. Konfiguracja zbiornika na żywność

  1. W celu utrzymania krewetek przy życiu przez okres dłuższy niż tydzień, należy przechowywać je w zbiorniku oddzielnie od ośmiornicy o zasoleniu poniżej 30 ppt i temperaturze bliskiej 25 °C.
  2. Aby to zrobić, tydzień po osiągnięciu dojrzałości zbiorników z ośmiornicami, przenieś 8 galonów dojrzałej słonej wody do zbiornika z krewetkami. Dodaj 15 kg pokruszonego koralowca na dno zbiornika. Dodaj kilka żywych kamieni do zbiornika jako kryjówki do linienia (Rysunek 4).
    UWAGA: Dojrzała woda morska odnosi się do procesu umożliwiania rozwoju bakterii morskich w słonej wodzie, jak pokazano w kroku 1.30.
  3. Przymocuj filtr kanistrowy do krawędzi zbiornika. Ustaw filtr kanistrowy zgodnie z zaleceniami producenta. Dodaj pompę powietrza obok zbiornika podłączoną do rurki z dołączonym kamieniem napowietrzającym umieszczonym w zbiorniku.
  4. Czyść filtr i wymieniaj wkłady filtracyjne co tydzień. Ponadto w tym samym czasie trzeba będzie wymienić 25% wody. Codziennie sprawdzaj parametry azotu, pH i temperatury w zbiornikach na żywność za pomocą zestawów do testowania wody, jak opisano w kroku 1.30. Jeśli parametry azotu w wodzie utrzymują się na wysokim poziomie, należy wykonać dodatkowe podmiany wody i dodać do wody worek pochłaniający azot; Lub jeśli problemy utrzymują się dłużej niż miesiąc, krewetki będą musiały zostać przeniesione do większego zbiornika.
  5. Dodaj krewetki, gdy tylko zmiażdżony osad koralowy zostanie rozproszony. Aby najpierw dodać krewetki, po przyjeździe przenieś krewetki bez transportu wody do małego zbiornika na słoną wodę na 5 minut, aby usunąć bioodpady. Następnie krewetki można dodać bezpośrednio do zbiornika. Ryba komara, po przyjeździe, może być dodana bezpośrednio do akwarium z krewetkami.
    UWAGA: Krewetki i komary można kupić od dowolnego komercyjnego dostawcy żywych zwierząt wymienionego na karcie materiału lub od innych dostawców żywności. Możliwe jest również oferowanie ośmiornic rozmrożonych krewetek.
  6. Karm krewetki i ryby płatkami rybnymi, martwą roślinnością lub glonami62, zgodnie z instrukcjami żywieniowymi.
  7. Do zbiornika na kraby dodaj 1 galon słonej wody i 10 kg kamyków. Ułóż kamyki po jednej stronie, pozostawiając suchy ląd po jednej stronie i 2 cm słonej wody po drugiej stronie (jak pokazano na rysunku 4). Optymalne parametry środowiskowe wody dla tych bezkręgowców powinny wynosić odpowiednio 30-35 ppt i 22-25 °C dla zasolenia i temperatury11,63.
  8. Dodaj kraby skrzypłocze bezpośrednio do zbiornika (Rysunek 4). Kraby spędzają większość swojego życia na lądzie, ale mogą przebywać pod wodą przez kilka dni, co sprawia, że zbiornik, który jest częściowo pod wodą, ma kluczowe znaczenie dla ich długoterminowego przetrwania.
  9. Karm kraby skrzypłocze raz dziennie, dodając płatki rybne do naczynia na suchym obszarze zbiornika. Czyść co tydzień, usuwając kraby i wymieniając 100% słonej wody. Oczyść kamyki.
  10. Przechowuj morskie małże (małże i małże) w zbiornikach ze słoną wodą, aby ośmiornice mogły się otworzyć i zapewnić kolejny mechanizm filtrowania wody64.
  11. Umieść małże w oddzielnym, niezamieszkałym zbiorniku na pierwszy tydzień, aby uniknąć niepotrzebnego obciążenia systemu filtrowania zbiornika ośmiornicy.
    UWAGA: Chociaż małże były preferowanym pokarmem ośmiornic, istnieje większe prawdopodobieństwo, że umrą wkrótce po przybyciu i znacznie zwiększą ilość odpadów biologicznych w zbiorniku, jeśli są obecne w dużych ilościach.

4. Wprowadzenie ośmiornicy do zbiornika

  1. Upewnij się, że poziomy amoniaku, azotynów i azotanów są odpowiednio poniżej 0.5 ppm, 0.25 ppm i 10 ppm. Miej pod ręką pompę wodną, aby usunąć atrament ośmiornicy ze zbiornika. Zaleca się również, aby do tej procedury były dwie osoby.
  2. Po przyjeździe umieść torbę na wadze i odejmij wagę torby po wyjęciu ośmiornicy. Dodaj kamień napowietrzający do torby, aby zwiększyć natlenienie wody podczas przenoszenia zwierzęcia do zbiornika. Zmierz temperaturę i zasolenie wody transportowej. Rejestruj przypadki przedłużającej się choroby po wysyłce.
    1. Nie przenosząc wody z worka do zbiornika, zawieś torbę transportową nad rogiem zbiornika, tak aby worek był częściowo zanurzony w wodzie w zbiorniku, aby rozpocząć zmianę temperatury torby transportowej. Usuń 10% wody z worka i slej zlew. Dodaj taką samą ilość wody ze zbiornika do worka. Powtarzaj co 10 minut, aż temperatura wody w worku nie będzie różnić się o więcej niż 1° od temperatury wody w zbiorniku.
    2. Gdy różnica temperatur między torbą a zbiornikiem będzie mieścić się w granicach 1°, upewnij się, że założone są rękawice, aby przenieść ośmiornice do ich indywidualnego zbiornika. Aby się poruszać, umieść obie ręce pod ośmiornicą, aby zapewnić wsparcie podczas przenoszenia; Druga osoba będzie musiała delikatnie pociągnąć zassane ramiona od boku torby.
    3. Gdy ośmiornica wyjmie z torby, szybko przenieś ją do wody w nowym środowisku, przenosząc jak najmniej wody z torby transportowej. Użyj pompki ręcznej, aby usunąć atrament, który ośmiornica uwalnia w zbiorniku. Teraz zważ worek z wodą, aby uzyskać przybliżoną wagę zwierzęcia.
  3. Przez pierwsze 2 tygodnie po przyjeździe monitoruj dzienne spożycie ośmiornicy, które powinno wynosić około 4% do 8% ich wagi58,65,66. Ośmiornica powinna być sprawdzana cztery razy dziennie; Po 2 tygodniach można to zmniejszyć do dwóch razy dziennie. Waż co dwa tygodnie, aby dostosować spożycie pokarmu w razie potrzeby.
    UWAGA: Wiadomo, że niektóre gatunki ośmiornic uciekają ze swojego zbiornika, dlatego zaleca się umieszczenie ciężarka o wadze 2,5 kg na pokrywie zbiornika.

5. Codzienna pielęgnacja

  1. Korzystając z dostępnego w handlu zestawu do testowania słonej wody pod kątem pH, amoniaku, azotynów i azotanów, dodaj ilość wody ze zbiornika skierowaną do zestawu do czterech probówek dostarczonych z zestawem. Zgodnie z zaleceniami na zestawie testowym dodaj ilość reagenta kolorymetrycznego do odpowiedniej probówki.
  2. Jeśli poziomy amoniaku, azotynów i azotanów przekraczają odpowiednio 0,5 ppm, 0,25 ppm i 10 ppm, wypłucz biomasę z filtra skarpetowego lub zmień na nowy filtr skarpetowy. Dodatkowo oczyść biomasę z górnej części odpieniacza za pomocą szczotki i dodaj dodatkowe bakterie denitryfikacyjne do zbiornika. Jeśli problemy będą się powtarzać, wymień 25% świeżej słonej wody.
    UWAGA: Powyższe kroki redukują związki azotu w ekosystemie.
  3. Usuń wszystkie martwe tusze krabów i krewetek ze zbiornika, a także wszelkie odchody ośmiornic za pomocą pompy ręcznej. Usuń wszystkie pozostałe żywe kraby ze zbiornika i przenieś je z powrotem do zbiornika magazynowego. Następnie przestawiaj duże obiekty w zbiorniku.
  4. Wprowadź połowę liczby krabów, które ośmiornica zjadałaby dziennie, do zbiornika o wadze 1,25 +/- 0,25 g. Nakarm rozmrożone krewetki lub małe samce krabów skrzypłoczy młodocianym ośmiornicom. W zależności od eksperymentu, kraby i krewetki mogą być wprowadzane w dowolnym miejscu zbiornika lub bezpośrednio do ośmiornicy.
    UWAGA: Dzienne spożycie pokarmu przez ośmiornice wynosi 4%-8% ich wagi67. Mrożone krewetki mogą być również dostarczane jako źródło pożywienia w zależności od wagi ośmiornicy.
  5. Oferuj pięć krewetek duchów dziennie. Średnio w tym eksperymencie spożywano trzy. Aby zapewnić ośmiornicy różnorodne pożywienie, podawaj jednego żywego małża lub małża raz w tygodniu i zawsze utrzymuj trzy komary w zbiorniku.
    UWAGA: Podawanie zwierzętom różnorodnego pokarmu nie jest wymagane i może zapobiec zwabieniu zwierząt jedzeniem podczas eksperymentów. Harmonogram karmienia stosowany tutaj do najlepszego monitorowania karmienia i zachowania ośmiornic polega na wprowadzeniu o połowę liczby krabów w zależności od wagi i zwiększeniu liczby krewetek do pięciu rano. Wieczorem wprowadź drugą połowę krabów do zbiornika.

6. Cotygodniowe sanitariaty

  1. Wyłącz światła skimmera, pompy i pojemnika na glony przed czyszczeniem systemu miski olejowej. Następnie wyłącz automatyczny zawór systemu przed usunięciem wody. Na koniec wyjmij skimmer i całą wodę tylko z systemu miski olejowej.
  2. Lekko wyszoruj pojemnik na glony, aby usunąć większość biomasy z jego ścian. Wyczyść resztę obszaru studzienki za pomocą szczotki. Wyjmij filtr skarpety, wyczyść octem i pozostaw do wyschnięcia; Zmieniaj się z innym filtrem skarpetowym co tydzień, wymieniając na nowe co trzy miesiące. Co tydzień usuwaj i czyść biomasę z górnej części odpieniacza.
    UWAGA: Unikaj używania metalu do czyszczenia plastiku, ponieważ spowoduje to zadrapania, które mogą być podatne na rozwój drobnoustrojów.
  3. Włóż skimmer z powrotem do systemu i rozpocznij napełnianie słoną wodą. Gdy obszar pompy zaczyna się napełniać, wszystkie systemy można ponownie włączyć. Przestań dodawać wodę, gdy automatyczna górna część zaworu pływakowego jest w pozycji wyłączonej.

figure-protocol-5
Rysunek 4: Zbiornik dla krabów skrzypłoczy (Minuca pugnax). Dno zbiornika jest w połowie przeznaczone na suche złoże, a druga połowa na 2 cm płytkiej słonej wody. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-6
Rysunek 5: Zbiornik dla krewetek duchów (Palaemonetes paludosus). Skały w zbiorniku na krewetki zapewniają krewetkom miejsca do ukrywania się i linienia, a także do rozwoju mikroorganizmów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

7. Opieka nad chorymi zwierzętami

  1. Postępuj zgodnie z instrukcją reference66, aby ocenić dobre samopoczucie ośmiornic.
    UWAGA: W przypadku samic ośmiornic koniec cyklu życiowego zwykle rozpoczyna się po złożeniu jaj. Zwierzę zacznie zmniejszać spożycie pokarmu i całkowicie przestanie jeść i stanie się bardziej ospałe. Żywotność po zakończeniu procesu wycofania z eksploatacji jest różna. Nie można podjąć żadnych dalszych działań poza karmieniem i monitorowaniem zwierzęcia. Starzejący się mężczyźni zmniejszą spożycie żywności i staną się ospali68.

8. Znieczulenie ośmiornicy

  1. Wykonaj znieczulenie ośmiornicy zgodnie z opisem w Butler-Struben et al.69.
  2. Zaopatrz się w pojemnik o pojemności 6 l z pokrywką o wysokości co najmniej 15 cm. Umieść 4 litry wody bezpośrednio ze zbiornika ośmiornicy w pojemniku i napowietrzaj 4 litry słonej wody za pomocą małej pompy powietrznej z kamieniem napowietrzającym, aby rozprowadzić tlen do środowiska wodnego58.
  3. Przed wprowadzeniem ośmiornicy dodaj 1% EtOH do pojemnika. Przed kontaktem z ośmiornicą należy zanotować liczbę oddechów na minutę, licząc wydychanie wody z syfonu.
    UWAGA: W przypadku ośmiornic w laboratorium badacza podstawowe oddychanie wynosi 16 - 24 oddechy na minutę.
  4. Przed przemieszczeniem ośmiornicy zapisz pigmentację skóry ośmiornicy i wyjściową częstość oddechów. Wyjmij ośmiornicę ze zbiornika za pomocą czystego pojemnika o pojemności 4 litrów z otwartymi ustami, nabierając ją z otaczającą wodą.
    UWAGA: Podczas znieczulenia częstość oddechów niekoniecznie wskazuje na całkowite znieczulenie.
  5. Zważ ośmiornicę w pojemniku, a następnie przesuń ją, kładąc obie ręce wokół ciała ośmiornicy i podnosząc ją do góry. Druga osoba może być potrzebna do usunięcia odessanych kończyn ze ścianek kontenera.
  6. Szybko przenieś ośmiornicę do przygotowanego pojemnika z 1% EtOH. Zamknij pokrywę, aby zapobiec ewentualnej ucieczce.
  7. Rejestruj oddech ośmiornicy na minutę, licząc wydychanie wody z syfonu pod koniec pierwszych 5 minut. Jeśli oddychanie utrzymuje się powyżej linii podstawowej, a zwierzę nadal reaguje na lekkie szczypanie, dodaj dodatkowe 0,25% EtOH do wody. Dodawanie etanolu do wody może być kontynuowane do maksymalnie 3% EtOH.
    UWAGA: Jedną z oznak tego, że ośmiornica jest nieprzytomna, jest utrata kontroli nad chromatoforami. W tym przypadku skóra wydaje się bledsza niż normalnie. Kolejną wskazówką jest lekkie uszczypnięcie ramion i sprawdzenie, czy występuje reakcja motoryczna. Jeśli w tym momencie nadal nie ma odpowiedzi, ośmiornica jest nieprzytomna i można przeprowadzić eksperymenty.
  8. Podczas znieczulenia monitoruj oddech i kolor ośmiornicy, aby upewnić się, że pozostaje nieprzytomna przez cały czas trwania zabiegu. Jeśli ośmiornica zacznie się budzić podczas zabiegu, dodaj dodatkowe 0,25% EtOH.
  9. Aby odwrócić skutki znieczulenia etanolem, przenieś ośmiornicę do nowego zbiornika o pojemności 4 l lub większej z natlenioną wodą ze stałego zbiornika. Gdy oddech wróci do normy, ośmiornica staje się aktywna, a jej skóra wraca do normalnych pigmentów; Można go przenieść z powrotem do zbiornika.

9. Eutanazja ośmiornicy

  1. Postępuj zgodnie z międzynarodowymi standardami eutanazji ośmiornic, jak opisano w Fiorito et al., Moltschaniwskyj et al. oraz Butler-Struben et al57,58,69.
  2. Przygotuj nowy pojemnik o pojemności 6 litrów z 4 litrami wody ze zbiornika ośmiornicy. Wymieszać z MgCl2 do stężenia 4% do zbiornika eutanazji. Wykonaj kroki od 8.1 do 8.9, aby znieczulić ośmiornicę.
  3. Przenieś ośmiornicę po kroku 8.8 do zbiornika do eutanazji. Po ustaniu oddechu odczekaj 5 minut i wykonaj odcerebrowanie ośmiornicy lub trzymaj w zbiorniku do eutanazji przez dodatkowe 5 minut.

10. Zachowanie O. bimaculoides

  1. Nie karm ośmiornicy rano, kiedy będą szkolone w korzystaniu z pojemnika z zakrętką. Ustaw urządzenie rejestrujące kamerę skierowaną na obszar przeznaczony do karmienia.
  2. Zaopatrz się w rurkę z nakrętką o pojemności 50 ml z otworami o średnicy 1 mm na całej powierzchni i nakrętką do przepływu wody przez pojemnik. Umieść kraba skrzypłocza w pojemniku. Umieść obciążnik w pojemniku lub przymocuj go na zewnątrz, aby pozostał na dnie zbiornika.
  3. Umieść pojemnik na dnie zbiornika na otwartej przestrzeni, w zasięgu wzroku ośmiornicy i kamery. Jeśli krab nie został zjedzony po 4 godzinach, wyjmij go z probówki i wznów harmonogram karmienia na dany dzień. Wykonuj to ćwiczenie codziennie.
    UWAGA: Jest to pokazane w Rysunek 6 i omówione w sekcji reprezentatywnych wyników.

11. Rezonans magnetyczny ośmiornicy

UWAGA: Poprzednio, wywołane funkcjonalne reakcje MRI w siatkówce ośmiornicy były mierzone u znieczulonych zwierząt70. W tym przypadku uzyskaliśmy rezonans magnetyczny układu nerwowego ośmiornicy w ultrawysokiej rozdzielczości przestrzennej, który wymagał wielu godzin skanowania. Tak więc przeprowadzono to u uśpionego O. bimaculoides.

  1. Uzyskaj obrazy MRI za pomocą systemu 7T. Zawiń ośmiornicę w folię z polichlorku winylu klasy kuchennej, aby utrzymać nawodnienie tkanek. Umieść ośmiornicę na folii, wsuń końce, a następnie zwiń, aby uszczelnić.
  2. Użyj cewki nadawczo-odbiorczej o średnicy 4 cm, aby uzyskać obrazy mózgu i wielu ramion. Należy użyć sekwencji RARE ważonej T1 o następujących parametrach: czas powtarzania (TR) 1500 ms, czas echa (TE) 20 ms, rozdzielczość 117 x 117 x 500 μm, 100 średnich, współczynnik RARE 8. Są to typowe parametry MRI do obrazowania mózgów gryzoni. Użycie współczynnika RARE sprawia, że obrazowanie jest szybsze, a 100 obrazów jest uśrednianych razem, aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu71.
  3. Wyobraź sobie ramię ośmiornicy za pomocą cewki nadawczej o objętości 86 mm i 4-kanałowej cewki odbiorczej o wymiarach 4 x 4 cm. Odetnij rękę za pomocą nożyczek chirurgicznych i umieść ją w stożkowej probówce o pojemności 15 ml wypełnionej solą fizjologiczną buforowaną fosforanami.
    UWAGA: Sekwencja była sekwencją odzyskiwania inwersji T1_weighted (MP-RAGE) o parametrach: TR/TE = 4000/2,17 ms, opóźnienie inwersji 1050 ms, rozdzielczość 100 x 100 x 500 μm, 9 średnich, czas skanowania 1,5 h (Rysunek 7). Sekwencja odwrócenia-odzyskiwania zeruje sygnał z wody i zwiększa kontrast w obrazie; Ta sekwencja została wybrana, ponieważ umożliwia wizualizację wewnętrznej anatomii arm72.

12. Obrazowanie metodą kriofluorescencji (CFT)

  1. Błyskawiczne zamrożenie ośmiornicy: Pracuj w dygestorium. Przykryj spód Dewara suchym lodem, a następnie napełnij heksanami. Powoli zanurzaj ośmiornicę w heksanach przez około 10 minut, dodając świeże heksany i suchy lód w razie potrzeby, aby całkowicie pokryć ośmiornicę zimnymi heksanami. Ośmiornicę należy przechowywać w stanie zamrożonym w temperaturze -20 °C, aż się zanurzy.
  2. Osadź i podziel ośmiornicę na sekcje: Utwórz prostokątną formę o odpowiednim rozmiarze, aby pomieścić ośmiornicę, korzystając z narzędzi dostarczonych przez producenta CFT. Przykryj spód formy mediami OCT (optymalna temperatura cięcia) (standardowy materiał używany w laboratoriach histologicznych) i pozwól mu zamarznąć do półstałego żelu.
  3. Umieść zamrożoną ośmiornicę w warstwie żelu OCT, a następnie powoli przykryj OCT w 2-3 warstwach. Pomiędzy etapami nalewania zamroź stopnie bloku, aż OCT znajdzie się na etapie żelu. Po całkowitym przykryciu ośmiornicy należy zamrozić blok na co najmniej 12 godzin w temperaturze -20 °C.
  4. Załaduj próbkę do systemu tomografii kriofluorescencyjnej73.
  5. Przekrój i zobrazuj cały uśpiony O. bimaculoides w rozdzielczości mezoskopowej przy użyciu 3 filtrów emisji/wzbudzenia, tworząc w ten sposób kilka izotropowych zestawów danych 3D.
  6. Gdy wycinek dotrze do ramienia i układu pokarmowego, przenieś skrawki na szkiełka w celu dalszej histologii.
  7. Załaduj surowy zestaw danych do oprogramowania do rekonstrukcji od dostawcy CFT, zaprojektowanego specjalnie w celu umożliwienia szybkiego przetwarzania.
  8. Zrekonstruuj 3-wymiarowy stos za pomocą wyrównania punktów orientacyjnych, równoważenia histogramu oraz poprawek i normalizacji fluorescencji, w tym usuwania podpowierzchniowych efektów fluorescencji dla każdej długości fali.
  9. Gdy ostateczny stos 3D zostanie utworzony przez narzędzie do rekonstrukcji, zwizualizuj dane za pomocą narzędzia do obrazowania i utwórz przeloty z nakładkami światła białego i fluorescencji wraz z projekcjami maksymalnej intensywności 3D (3D-MIPS), np. Rysunek 873.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie zwierzęta w naszych badaniach pochodziły z dzikiej przyrody, więc ich dokładny wiek nie mógł być określony, a ich pobyt w laboratorium był zmienny. Stan ośmiornicy obserwowano codziennie. Nie zaobserwowaliśmy pasożytów, bakterii, uszkodzeń skóry ani nieprawidłowych zachowań. Średnia waga zwierząt wynosiła 170,38 +/- 77,25 g. Każde zwierzę zamieszkiwało swój własny zbiornik o pojemności 40 galonów. Średnie odchylenie standardowe ± dla parametrów zarejestrowanych dla zbiornika w ciągu tygodnia wynosiło: pH 8,4 ± ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ustawienia systemu:
Ekosystem akwariowy został opracowany w taki sposób, że stosowane są zarówno mechaniczne, jak i biologiczne metody filtrowania i natleniania wody. Elementy filtrujące systemu wykorzystują filtry skarpetowe, odpieniacze białek i regularne czyszczenie w celu utrzymania poziomu azotu i tlenu. Co ważniejsze, polegamy również na mikroorganizmach morskich, które konsumują niebezpieczne związki azotowe i inne odpady biologiczne, a także napowietrzają wodę w procesach fotosyntezy. Dodatk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez NIH UF1NS115817 (G.P.). G.P. jest częściowo wspierane przez granty NIH R01NS072171 i R01NS098231. Dziękujemy Patrickowi Zakrzewki i Mohammedowi Farhoudowi z firmy Emit Imaging za pomoc i wsparcie w zbieraniu i wizualizacji danych na platformie Xerra Imaging Platform. MSU ma podpisaną umowę badawczą z firmą Bruker Biospin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1-3/4 cala Wiertło HomeDepot204074205Narzędzie do cięcia szkła
Numer części:1
"Czujniki przepływu 1"Neptune SystemsLokalny dealerRura z czujnikiem do pomiaru przepływu wody
Numer części:2
1" Sitko grodziowe poślizgoweBulk Reef Supply207113Sitko do zbiornika odprowadzającego wodę
Numer części:3
Zbiornik o pojemności 10 galonówPreuss PetsLokalny dealerZbiornik na kraby skrzypłocze
Numer części:4
4 cale X 12 cali 200 mikronów nylonowa skarpeta z siatką monofiliment z plastikowym pierścieniemAQUAMAXXUJ41171Filtr do dużej materii organicznej w studzience
Numer części: 5
40 galonów akwariumPreuss PetsLokalny dealer4 Zbiorniki akwariowe spożywcze
Numer części: 6
Zbiorniki poliamidowe 60g - prostokątPreuss PetsLokalny dealer2 Magazynowanie wody (słona i słodka)
Numer katalogowy:7
Agregat hydroponiczny lub akwariowy Active Aqua 1/10th HP Model 2018 ModelWayWe719574198463Do ciągłego chłodzenia wody
Numer katalogowy:8
ALAZCO 2 Miękka rękojeść Wytrzymała szczotka do fugowania płytekALAZCOB06W2FT5V5Czyszczenie zbiorników
Numer katalogowy:9
Zestaw do testowania amoniakuAquarium Pharmaceuticals33DDo testowania wody
Numer katalogowy:10
System ApexWiFi NeptuneSystems Połączenie z lokalnym systemem dealerskimdo monitorowania poza terenem zakładu
Numer części:11
Zestaw testowy API do akwariumAmazonB001EUE808Do testowania wody
Numer części:12
Zestaw testowy miedzi APIAmazonB0006JDWH8Do testowania wody
Numer części:13
Jednostki serii Aqua Ultraviolet Classic UV o mocy 25 WAqua UltravioletA00028Do usuwania bakterii opuszczających system studzienek
Numer części:14
Piankowe wkłady filtracyjne AquaClear 50, 3 sztukiAquaclearA1394Wkłady filtracyjne węglowe do zbiornika żywności
Numer katalogowy:15
Filtr mocy akwarium Aqueon QuietFlow LED PRO 30Aqueon100106082Jednostki filtrujące zbiornik żywności
Numer katalogowy:16
Zestaw do automatycznego doładowywania (ATK) (każdy zawiera 1 moduł FMM, 2 czujniki optyczne i 1 pływak)Lokalny dealerNeptune SystemsDo zbiornika słodkiej wody
Numer części:17
Automatyczne doładowanie od RODI (LLC)Neptune SystemsLokalny dealerOd magazynowania wody po zbiorniki na ośmiornice
Numer katalogowy:18
Ślimak pręgowany TrochusLiveAquariaCN-112080Do pojemnika na glony
Numer katalogowy:19
Glony Chaetomorpha, akwakulturaLiveAquariaBVJ-76354Do pojemnika na glony
Numer katalogowy:20
Małże - na żywo, twarda skorupa, wiśnia, dzika, USA TuzinFulton Fish MarketN/AŻywe jedzenie
Numer katalogowy:21
Klasyczna mieszanka soli morskiej - Tropic MarinBulk Reef Supply211813Sól do wody w zbiorniku
Numer części:22
Przezroczysta rurka z tworzywa sztucznego Masterkleer z miękkiego PVC, do powietrza i wody, 3/4" ID,  1 "ODMcMaster5233K71Narzędzie do czyszczenia
Numer części:23
Continuum Aquablade-P Akrylowy bezpieczny skrobak do glonów z plastikowym ostrzem - 15-calowymorski4C31001Narzędzie do czyszczenia
Numer części:24
Zestaw do testowania miedziAquarium Pharmaceuticals65LDo testowania wody
Numer części:25
Curve Refugium CREE LED Aquarium LightEshopps6500KPojemnik na glony light
Numer katalogowy:26
Pompy powrotne Eheim 1262EHEIM1250219Pompa do zbiorników magazynowych
Numer katalogowy:27
Eshopps R-100 Zbiornik ściekowy refugium GEN 3Eshopps15000System studzienek
Numer części:28
Alkohol etylowy, 200 ProofSigma-Aldrich64-17-5Anestezja
Numer katalogowy:29
Miernik tlenu rozpuszczonego Extech DO600 ExStik IIExtechDO600Pomiar tlenu
Numer katalogowy:30
Krabów skrzypłoków; na żywo; tuzinPÓŁNOCNO-WSCHODNIE KREWETKI SOLANKOWEN/AŻywa żywność
Numer katalogowy:31
Wkłady filtracyjneAqueon100106087Filtry do zbiorników żywności
Numer części:32
Suchy piasek koralowy na Florydzie - 212959 dostaw rafy koralowej na Morzu KaraibskimOsad na dnie zbiornika
Numer katalogowy:33
Moduł FMMNeptune SystemsLokalny dealerKontroler dla systemu wierzchołkowego
Numer części:34
Fritz-Zyme TurboStart 900 - FritzBulk Reef Supply213036Bakterie start
Numer katalogowy:35
Ręczna pompa bębnowa, syfon, pompa podstawowa z wylewką, do wiadra typu kontenerowego, WiaderkoGrainger38Y789Wodna pompa ręczna
Numer części:36
Zestaw do testowania wysokiego pHAquarium Pharmaceuticals27Do testowania wody
Numer katalogowy:37
Siatka o drobnych oczkach Imagitarium do krewetekPetco2580993Siatka do przenoszenia krewetek i ryb
Numer katalogowy:38
Zestaw do wykrywania nieszczelności (LDK) - zawiera moduł FMM oraz 2 czujniki ALDSystemyNeptuneLokalny dealerUmieszczony na podłodze w celu wykrycia wody
Numer części:39
Lee'S Algae Scrubber Pad Jumbo - GlassMarine DepotLE12007Narzędzie do czyszczenia
Numer części:40
Live rocksPreuss PetsLokalny dealerSiedlisko dla ośmiornicy
Numer części:41
Długa szczotka do czyszczenia butelek 17" Extra LongHaomaomaoB07FS7J7PNCzyszczenie zbiornika
Część numer:42
Chlorek magnezuSigma-AldrichM1028-100MLEutanazja
Numer części:43
Stojak na sondy magnetyczneNeptune SystemsLokalny dealerDo trzymania sond czujników wierzchołkowych
Numer katalogowy:44
Marine Ghost ShrimpPÓŁNOCNO-WSCHODNIE KREWETKI SOLANKOWEN/AŻywe jedzenie
Numer części:45
Filtry do worków węglowych Marineland serii C z kanistrami, 2 liczbaChewy98331Dla podwyższonego poziomu miedzi
Numer katalogowy:46
Nitra-Zorb BagAquarium PharmaceuticalsAP2213Absorbuje związki azotu
Numer katalogowy:47
Zestaw do testowania azotanówAquarium PharmaceuticalsLR1800Do testowania wody
Numer części:48
Zestaw do testowania azotynówAquarium Pharmaceuticals26Do testowania wody
Numer części:49
Pawfly 2-calowy cylinder z kamieniami powietrznymi 6 sztuk dyfuzora bąbelkowego Kamienie powietrzne do akwarium Pompa do akwarium NiebieskiAmazonB076S56XWXNapowietrzanie wody
Numer części:50
Rurki lotnicze Penn Plax do akwariów – Przezroczysty i elastyczny odporny na załamania, 8 stóp StandardowaAmazonB0002563MMdo podłączenia pompy powietrza do kamienia napowietrzającego
Numer części:51
Instalacja wodno-kanalizacyjna ze złączkami / zaworami plus wąż elastyczny 3/4"Preuss PetsLokalny dealerTransport wodny
Numer części:52
Moduł PM1Neptune SystemsLokalny dealerModuł sterowania zasilaniem dla apex
Numer katalogowy:53
Białko skimmerReef OctopusAC20284Usuwa bioodpady z systemu
Numer części:54
PVC Apex Płyta montażowa, przepusty, mocowania przewodówLokalny dealerNeptune SystemsPomaga zapewnić organizację przewodów i rur w systemie
Numer części:55
Regularny cement PVC i 4-uncjowy fioletowy podkład NSFAmazonOatey - 30246Do łączenia rur PVC
Numer katalogowy:56
Jednostka RODINeptune SystemsLokalny dealerRO Woda
Numer części:57
Sondy zasoleniaSondy HANNAHI98319Mierzą zasolenie wody
Numer katalogowy:58
Seachem Pristine Aquarium TreatmentSeachem1438Dostarcza bakterii, które rozkładają nadmiar jedzenia, odpadów i detrytusu
Numer części:59
Stabilizatorakwarium Seachem StabilitySeachem116012607Seachem Stability szybko i bezpiecznie założy biofiltr akwariowy w systemach słodkowodnych i morskich
Numer katalogowy:60
Zestaw blatów lexanPreuss PetsLocal DealerPokrywy zbiorników akwariowych
Numer katalogowy:61
Zestaw różnych przedłużonych aquabusdealeraNeptune Systemsdo systemu Apex
Numer części:62
SLSON Aquarium Algae Scraper Dwustronny środek do czyszczenia szczotek gąbkowych Długa rączka Płuczka do akwarium do szklanych akwariówAmazonB07DC2TZCJNarzędzie do czyszczenia
Numer części:63
Standardowościenna złączka do rur PVC do wody, adapter kolankowy 45 stopni, gniazdo 3/4 żeńskie x gniazdo 3/4 męskieMcMaster4880K189Rura PVC
Numer części:64
Ściana standardowa  Złączka do rur PVC do wody, 90 stopni  Łokieć  Adapter,  1 gniazdo żeńskie x 1 gniazdo męskieRura PVC McMaster4880K773
Numer części:65
Ściana standardowa  Złączka rurowa PVC do wody, adapter,  1  Połączenie z gniazdem  Żeńskie x 1 Kolczaste męskieRura PVC McMaster4880K415
Numer części:66
Ściana standardowa  Złączka rurowa PVC do wody, prosta  Reduktor,  2 gniazda żeńskie x  3/4  Gniazdo żeńskieMcMaster4880K008Rura PVC
Numer części:67
Standard-Wall  Złączka rurowa PVC do wody, łącznik trójnikowy,  Biały,  1 Rozmiar  Połączenie z gniazdem  ŻeńskaMcMaster4880K43
Numer części:68
Standard-Wall  Niegwintowana sztywna rura PVC do wody, 1 rozmiar rury, 10 stóp długościMcMaster48925K13
Numer części:69
Standardowa sztywna rura PVC bez gwintu do wody, rozmiar rury 3/4, długość 5 stópMcMaster48925K92
Numer części:70
Strukturalny arkusz z włókna szklanego FRP, 48 "szerokości x 96" długości, 1/2 "GrubyMcMaster8537K15Materiał blatu
Numer części:71
Strukturalna kwadratowa rura z włókna szklanego FRP, 10 stóp długości, 2 "szerokości x 2" wysokości na zewnątrz, grubość ścianki 1/8"McMaster8548K33Materiał stołu strukturalnego
Numer części:72
Osad zbiornikaTopDawg Pet Supply8479001207Osad na dnie zbiornika kraba skrzypłocza
Numer części:73
Sonda temperaturyNeptune SystemsLokalny dealerSonda temperatury do zbiorników
Numer części:74
Tetra TetraMarine Duże płatki morskie do wszystkich ryb morskichAmazońskieB00025K0USPokarm dla ryb, krewetek i krabów
Numer katalogowy:75
Pompa powietrza do akwarium Tetra Whisper do akwariów o pojemności 10 galonówPompa powietrza Petco2335234do mniejszych zbiorników
Numer katalogowy:76
Grubościenna złączka rurowa przelotowa, do wody, złącze PVC, 1 gniazdo żeńskieRura PVC McMaster36895K843
Numer części:77
Pompa Vectra s2Bulk Reef Supply212141Pompa akwariowa
Numer katalogowy:78
Pompa wodnaTACKLIFEGHWP1A Pompado czyszczenia zbiorników
Numer części:79
Wyze Cam v2 1080p HD Wewnętrzna inteligentna kamera domowa WiFi z NoktowizorAmazonB076H3SRXGDeepLabCut Recording
Numer katalogowy:80
magazyn rurka lokalnego rura PVC Rura PVC Rura PVC

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wet, J. R., Wood, K. V., DeLuca, M., Helinski, D. R., Subramani, S. Firefly luciferase gene: structure and expression in mammalian cells. Molecular and Cellular Biology. 7 (2), 725-737 (1987).
  2. Han, X., Boyden, E. S. Multiple-color optical activation, silencing, and desynchronization of neural activity, with single-spike temporal resolution. PLoS One. 2 (3), 299(2007).
  3. Zhang, F., et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 446 (7136), 633-639 (2007).
  4. Li, N., et al. Optogenetic-guided cortical plasticity after nerve injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (21), 8838-8843 (2011).
  5. Airan, R. D., Li, N., Gilad, A. A., Pelled, G. Genetic tools to manipulate MRI contrast. NMR Biomedicine. 26 (7), 803-809 (2013).
  6. Cywiak, C., et al. Non-invasive neuromodulation using rTMS and the electromagnetic-perceptive gene (EPG) facilitates plasticity after nerve injury. Brain Stimulation. 13 (6), 1774-1783 (2020).
  7. Hwang, J., et al. Regulation of Electromagnetic Perceptive Gene Using Ferromagnetic Particles for the External Control of Calcium Ion Transport. Biomolecules. 10 (2), (2020).
  8. Lu, H., et al. Transcranial magnetic stimulation facilitates neurorehabilitation after pediatric traumatic brain injury. Scientific Reports. 5, 14769(2015).
  9. Krishnan, V., et al. Wireless control of cellular function by activation of a novel protein responsive to electromagnetic fields. Bioscience Reports. 8 (1), 8764(2018).
  10. Mitra, S., Barnaba, C., Schmidt, J., Pelled, G., Gilad, A. A. Functional characterization of an electromagnetic perceptive protein. bioRxiv. , 329946(2020).
  11. Hunt, R. D., et al. Swimming direction of the glass catfish is responsive to magnetic stimulation. PLoS One. 16 (3), 0248141(2021).
  12. Kandel, E. R., Krasne, F. B., Strumwasser, F., Truman, J. W. Cellular mechanisms in the selection and modulation of behavior. Neurosciences Research Program bulletin. 17, 521(1979).
  13. Carew, T. J., Castellucci, V. F., Kandel, E. R. An analysis of dishabituation and sensitization of the gill-withdrawal reflex in Aplysia. International Journal of Neuroscience. 2 (2), 79-98 (1971).
  14. Kandel, E. R. The molecular biology of memory storage: a dialog between genes and synapses. Bioscience Reports. 21 (5), 565-611 (2001).
  15. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Effect of temperature on laboratory growth, reproduction and life-span of octopus-bimaculoides. Marine Biology. 98 (3), 369-379 (1988).
  16. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Behavior, body patterning and reproductive-biology of octopus-bimaculoides from California. Malacologia. 29 (1), 41-55 (1988).
  17. Pickford, B. M. The Octopus bimaculatus problem: A study in sibling species. Bulletin of the Bingham Oceanographic Collection. 12, 1-66 (1949).
  18. Sumbre, Y., Fiorito, G., Flash, T. Control of octopus arm extension by a peripheral motor program. Science. 293 (5536), 1845-1848 (2001).
  19. Gutfreund, Y., et al. Organization of octopus arm movements: a model system for studying the control of flexible arms. Journal of Neuroscience. 16 (22), 7297-7307 (1996).
  20. Gutfreund, Y., Matzner, H., Flash, T., Hochner, B. Patterns of motor activity in the isolated nerve cord of the octopus arm. The Biological Bulletin. 211 (3), 212-222 (2006).
  21. Hague, T., Florini, M., Andrews, P. L. R. Preliminary in vitro functional evidence for reflex responses to noxious stimuli in the arms of Octopus vulgaris. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 100-105 (2013).
  22. Hochner, B., Brown, E. R., Langella, M., Shomrat, T., Fiorito, G. A learning and memory area in the octopus brain manifests a vertebrate-like long-term potentiation. Journal of Neurophysiology. 90 (5), 3547-3554 (2003).
  23. Hochner, B., Glanzman, D. L. Evolution of highly diverse forms of behavior in molluscs. Current Biology. 26 (20), 965-971 (2016).
  24. Hvorecny, L. M., et al. Octopuses (Octopus bimaculoides) and cuttlefishes (Sepia pharaonis, S. officinalis) can conditionally discriminate. Animal Cognition. 10 (4), 449-459 (2007).
  25. Kier, W. M., Stella, M. P. The arrangement and function of octopus arm musculature and connective tissue. Journal of Morphology. 268 (10), 831-843 (2007).
  26. Levy, G., Hochner, B. Embodied organization of octopus vulgaris morphology, vision, and locomotion. Frontiers in Physiology. 8, 164(2017).
  27. Giorgio-Serchi, F., Arienti, A., Laschi, C. Underwater soft-bodied pulsed-jet thrusters: Actuator modeling and performance profiling. The International Journal of Robotics Research. 35 (11), 1308-1329 (2016).
  28. Han, S., Kim, T., Kim, D., Park, Y., Jo, S. Use of deep learning for characterization of microfluidic soft sensors. IEEE Robotics and Automation Letters. 3 (2), 873-880 (2018).
  29. Hanassy, S., Botvinnik, A., Flash, T., Hochner, B. Stereotypical reaching movements of the octopus involve both bend propagation and arm elongation. Bioinspiration and Biomimetics. 10 (3), 035001(2015).
  30. Hochner, B., Shomrat, T., Fiorito, G. The octopus: a model for a comparative analysis of the evolution of learning and memory mechanisms. The Biological Bulletin. 210 (3), 308-317 (2006).
  31. Imperadore, P., Fiorito, G. Cephalopod tissue regeneration: consolidating over a century of knowledge. Frontiers in Physiology. 9, 593(2018).
  32. Imperadore, P., et al. Nerve regeneration in the cephalopod mollusc Octopus vulgaris: label-free multiphoton microscopy as a tool for investigation. Journal of the Royal Society, Interface. 15 (141), 20170889(2018).
  33. Levy, G., Flash, T., Hochner, B. Arm coordination in octopus crawling involves unique motor control strategies. Current Biology. 25 (9), 1195-1200 (2015).
  34. Li, F., et al. Chromosome-level genome assembly of the East Asian common octopus (Octopus sinensis) using PacBio sequencing and Hi-C technology. Molecular Ecology Resources. 20 (6), 1572-1582 (2020).
  35. Lopes, V. M., Rosa, R., Costa, P. R. Presence and persistence of the amnesic shellfish poisoning toxin, domoic acid, in octopus and cuttlefish brains. Marine Environmental Research. 133, 45-48 (2018).
  36. Mazzolai, B., Margheri, L., Dario, P., Laschi, C. Measurements of octopus arm elongation: Evidence of differences by body size and gender. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 160-164 (2013).
  37. McMahan, W., et al. Proceedings 2006 IEEE International Conference on Robotics and Automation, 2006. , 2336-2341 (2006).
  38. Meisel, D. V., Kuba, M., Byrne, R. A., Mather, J. The effect of predatory presence on the temporal organization of activity in Octopus vulgaris. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 75-79 (2013).
  39. Nesher, N., Levy, G., Grasso, F. W., Hochner, B. Self-recognition mechanism between skin and suckers prevents octopus arms from interfering with each other. Current Biology. 24 (11), 1271-1275 (2014).
  40. Wells, M. J. Octopus : Physiology and behaviour of an advanced invertebrate. , Chapman and Hall. Halsted Press. (1978).
  41. Young, J. Z. The anatomy of the nervous system of Octopus vulgaris. , Clarendon Press. (1971).
  42. Zullo, L., Sumbre, G., Agnisola, C., Flash, T., Hochner, B. Nonsomatotopic organization of the higher motor centers in octopus. Current Biology. 19 (19), 1632-1636 (2009).
  43. Albertin, C. B., et al. The octopus genome and the evolution of cephalopod neural and morphological novelties. Nature. 524 (7564), 220-224 (2015).
  44. Albertin, C. B., Simakov, O. Cephalopod Biology: At the intersection between genomic and organismal novelties. Annual Review if Animal Biosciences. 8, 71-90 (2020).
  45. Baik, S., et al. A wet-tolerant adhesive patch inspired by protuberances in suction cups of octopi. Nature. 546 (7658), 396-400 (2017).
  46. Pikul, J. H., et al. Stretchable surfaces with programmable 3D texture morphing for synthetic camouflaging skins. Science. 358 (6360), 210(2017).
  47. Wehner, M., et al. An integrated design and fabrication strategy for entirely soft, autonomous robots. Nature. 536 (7617), 451-455 (2016).
  48. McMahan, W., et al. Field trials and testing of the OctArm continuum manipulator. Proceedings 2006 IEEE International Conference on Robotics and Automation, 2006. ICRA. , 2336-2341 (2006).
  49. Hochner, B., Brown, E. R., Langella, M., Shomrat, T., Fiorito, G. A learning and memory area in the octopus brain manifests a vertebrate-like long-term potentiation. Journal of Neurophysiology. 90 (5), 3547-3554 (2003).
  50. Tapia-Vasquez, A. E., et al. Proteomic identification and physicochemical characterisation of paramyosin and collagen from octopus (Octopus vulgaris) and jumbo squid (Dosidicus gigas). International Journal of Food Science & Technology. 55 (10), 3246-3253 (2020).
  51. Kim, B. -M., et al. The genome of common long-arm octopus Octopus minor. GigaScience. 7 (11), (2018).
  52. Zarrella, I., et al. The survey and reference assisted assembly of the Octopus vulgaris genome. Scientific data. 6 (1), 13(2019).
  53. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Effect of temperature on laboratory growth, reproduction and life span of Octopus bimaculoides. Marine Biology. 98 (3), 369-379 (1988).
  54. Stoskopf, M. K., Oppenheim, B. S. Anatomic features of Octopus bimaculoides and Octopus digueti. Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 27 (1), 1-18 (1996).
  55. Ramos, J. E., et al. Body size, growth and life span: implications for the polewards range shift of Octopus tetricus in south-eastern Australia. PLoS One. 9 (8), 103480(2014).
  56. Hanlon, R. T., Forsythe, J. W. Advances in the laboratory culture of octopuses for biomedical research. Lab Animal Science. 35 (1), 33-40 (1985).
  57. Moltschaniwskyj, N. A., Carter, C. G. Protein synthesis, degradation, and retention: mechanisms of indeterminate growth in cephalopods. Physiological and Biochemical Zoology. 83 (6), 997-1008 (2010).
  58. Fiorito, G., et al. Guidelines for the care and welfare of Cephalopods in Research -A consensus based on an initiative by CephRes, FELASA and the Boyd Group. Lab Animal. 49, 2 Suppl 1-90 (2015).
  59. Valverde, J. C., Garcia, B. G. Suitable dissolved oxygen levels for common octopus (Octopus vulgaris cuvier, 1797) at different weights and temperatures: analysis of respiratory behaviour. Aquaculture. 244 (1-4), 303-314 (2005).
  60. Cardeilhac, P. T., Whitaker, B. R. Copper Treatments: Uses and Precautions. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 18 (2), 435-448 (1988).
  61. Hodson, P. V., Borgman, U., Shear, H. Toxicity of copper to aquatic biota. Copper in the Environment. (2), John Wiley. 307-372 (1979).
  62. Poole, B. M. Techniques for the culture of ghost shrimp (palaemonetes pugio). Environmental Toxicology and Chemistry. 7 (12), 989-995 (1988).
  63. Burggren, W. W. Respiration and circulation in land crabs: novel variations on the marine design. American Zoologist. 32 (3), 417-427 (1992).
  64. Reitsma, J., Murphy, D. C., Archer, A. F., York, R. H. Nitrogen extraction potential of wild and cultured bivalves harvested from nearshore waters of Cape Cod, USA. Marine Pollution Bulletin. 116 (1), 175-181 (2017).
  65. Messenger, J. B. Cephalopod chromatophores: neurobiology and natural history. Biological Reviews. 76 (4), 473-528 (2001).
  66. Morgan Holst, M. M., Miller-Morgan, T. The Use of a species-specific health and welfare assessment tool for the giant pacific octopus, enteroctopus dofleini. Journal of Applied Animal Welfare Science. 24 (3), 272-291 (2021).
  67. Rosas, C., et al. Energy balance of Octopus maya fed crab or an artificial diet. Marine Biology. 152 (2), 371-381 (2007).
  68. Anderson, R. C., Wood, J. B., Byrne, R. A. Octopus Senescence: The Beginning of the end. Journal of Applied Animal Welfare Science. 5 (4), 275-283 (2002).
  69. Butler-Struben, H. M., Brophy, S. M., Johnson, N. A., Crook, R. J. In vivo recording of neural and behavioral correlates of anesthesia induction, reversal, and euthanasia in cephalopod molluscs. Frontiers in Physiology. 9, 109(2018).
  70. Jiang, X., et al. Octopus visual system: A functional MRI model for detecting neuronal electric currents without a blood-oxygen-level-dependent confound. Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1311-1319 (2014).
  71. Hennig, J., Nauerth, A., Friedburg, H. RARE imaging: a fast imaging method for clinical MR. Magnetic Resonance in Medicine. 3 (6), 823-833 (1986).
  72. Brant-Zawadzki, M., Gillan, G. D., Nitz, W. R. MP RAGE: a three-dimensional, T1-weighted, gradient-echo sequence--initial experience in the brain. Radiology. 182 (3), 769-775 (1992).
  73. emit-Xerra. , Available from: http://emit-imaging.com/xerra/ (2021).
  74. Bertapelle, C., Polese, G., Di Cosmo, A. Enriched environment increases PCNA and PARP1 Levels in Octopus vulgaris central nervous system: first evidence of adult neurogenesis in Lophotrochozoa. Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution. 328 (4), 347-359 (2017).
  75. Maselli, V., Polese, G., Soudy, A. -S. A., Buglione, M., Cosmo, A. D. Cognitive stimulation induces differential gene expression in Octopus vulgaris: The key role of protocadherins. Biology. 9, Basel. (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Badania biomedycznekonfiguracja akwariumopieka nad g owonogamimonitorowanie jako ci wodybadania behawioralneobrazowanie MRIkrio tomografia fluorescencyjnaanaliza uk adu nerwowegoledzenie z wykorzystaniem uczenia maszynowego

Powiązane artykuły