Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustanowienie ekosystemu ośmiornicy dla badań biomedycznych i bioinżynieryjnych

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62705

⸱

22 września 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Michigan State University, 2Neuroengineering division, The Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University, 3Biomedical Imaging division, The Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University, 4Department of Radiology, Michigan State University

W tym artykule

Podsumowanie

Zrozumienie unikalnych fizjologicznych i anatomicznych struktur ośmiornic może mieć ogromny wpływ na badania biomedyczne. Ten przewodnik pokazuje, jak stworzyć i utrzymać środowisko morskie, aby pomieścić ten gatunek, a także zawiera najnowocześniejsze podejścia obrazowe i analityczne do wizualizacji anatomii i funkcji układu nerwowego ośmiornicy.

Streszczenie

Wiele osiągnięć w badaniach biomedycznych zostało zainspirowanych odkryciem anatomicznych i komórkowych mechanizmów, które wspierają określone funkcje u różnych gatunków. Ośmiornica jest jednym z tych wyjątkowych zwierząt, które dały naukowcom nowy wgląd w dziedziny neuronauki, robotyki, medycyny regeneracyjnej i protetyki. Badania nad tym gatunkiem głowonogów wymagają stworzenia kompleksowych obiektów i intensywnej opieki zarówno nad ośmiornicą, jak i jej ekosystemem, co ma kluczowe znaczenie dla powodzenia projektu. System ten wymaga wielu mechanicznych i biologicznych systemów filtrujących, aby zapewnić zwierzęciu bezpieczne i czyste środowisko. Wraz z systemem sterowania wymagana jest specjalistyczna rutynowa konserwacja i czyszczenie, aby skutecznie utrzymać działanie obiektu przez długi czas. Zaleca się zapewnienie tym inteligentnym zwierzętom wzbogaconego środowiska poprzez zmianę krajobrazu zbiornika, włączenie różnorodnych zdobyczy i wprowadzenie trudnych zadań, które mogą wykonać. Nasze wyniki obejmują rezonans magnetyczny i obrazowanie autofluorescencyjne całego ciała, a także badania behawioralne, aby lepiej zrozumieć ich układ nerwowy. Ośmiornice mają unikalną fizjologię, która może wpływać na wiele obszarów badań biomedycznych. Zapewnienie im zrównoważonego ekosystemu jest pierwszym kluczowym krokiem w odkrywaniu ich wyjątkowych możliwości.

Wprowadzenie

Nowe koncepcje w badaniach biomedycznych i inżynierii biomedycznej są często inspirowane identyfikowaniem konkretnych strategii, które gatunki biologiczne posiadają w celu radzenia sobie z warunkami i wyzwaniami środowiskowymi i fizjologicznymi. Na przykład zrozumienie właściwości fluorescencyjnych świetlików doprowadziło do opracowania nowych czujników fluorescencyjnych, które mogą raportować aktywność komórkową w innych organizmach modelowych1; Identyfikacja kanałów jonowych aktywowanych przez światło w algach doprowadziła do opracowania specyficznej dla komórek i czasu neuromodulacji opartej na świetle2,3,4,5; Odkrycie białek w szklanych sumach, które poruszają się zgodnie z polem magnetycznym Ziemi, doprowadziło do rozwoju neuromodulacji opartej na magnesach6,7,8,9,10,11; Zrozumienie odruchu syfonu w Aplysia odegrało kluczową rolę w zrozumieniu komórkowych podstaw zachowania12,13,14.

Badacze kontynuują rozwijanie obecnego zestawu narzędzi bioinżynieryjnych i filogenetycznych, wykorzystując unikalne mocne strony i nowe perspektywy na funkcje fizjologiczne, które posiadają niekonwencjonalne gatunki laboratoryjne. Agencje federalne zaczynają wspierać te kierunki badań, finansując nowatorskie prace prowadzone na różnych gatunkach.

Jednym z rodzajów zwierząt o unikalnej anatomii i zdolnościach do regeneracji, a także adaptacyjnej kontroli każdego z jego ramion, fascynującym biologów i inżynierów oraz urzekającym odbiorcom ze wszystkich części społeczeństwa, jest Octopus17. Rzeczywiście, wiele aspektów fizjologii i zachowania ośmiornicy zostało zbadanych w ciągu ostatnich dziesięcioleci15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26. Jednak najnowsze osiągnięcia w biologii molekularnej i ewolucyjnej, robotyce, rejestracji ruchu, obrazowaniu, uczeniu maszynowym i elektrofizjologii przyspieszają odkrycia związane z fizjologią i zachowaniem ośmiornic oraz przekładają je na innowacyjne strategie bioinżynieryjne27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38,39.

Tutaj opisujemy, jak założyć i utrzymać hodowlę ośmiornic, co byłoby interesujące i istotne dla naukowców i inżynierów z różnych środowisk, zainteresowań naukowych i celów. Niemniej jednak nasze wyniki koncentrują się na zastosowaniu ośmiornic w neuronauce i badaniach neuroinżynieryjnych. Ośmiornica ma wysoko rozwinięty układ nerwowy z 45 milionami neuronów w centralnej części mózgu, 180 milionami neuronów w płatach wzrokowych i dodatkowymi 350 milionami neuronów w ośmiu sznurach osiowych i zwojach obwodowych; Dla porównania, pies ma podobną liczbę neuronów, a kot tylko połowę40. W przeciwieństwie do układu nerwowego kręgowców, miliony neuronów w mózgu ośmiornicy łączą tylko 32 tys. włókien odprowadzających i 140 tys. aferentnych z milionami neuronów w każdym ze sznurów osiowych ramienia40,41,42. Te stosunkowo niewiele włókien łączących sugeruje, że większość szczegółów związanych z wykonywaniem programów motorycznych jest wykonywana w samym rdzeniu osiowym, co podkreśla unikalnie rozłożoną kontrolę neuronalną, jaką posiadają ośmiornice. Ramiona ośmiornic mają niezwykłą kontrolę motoryczną, co pozwala im na manipulowanie nimi, takimi jak otwieranie pokrywek słoików, nawet gdy znajdują się w pojemniku. Ta wysoko rozwinięta zdolność motoryczna chwytu chwytnego jest unikalna dla klasy głowonogów (ośmiornic, mątwy i kałamarnicy)43.

Rzeczywiście, przez setki milionów lat ewolucji, ośmiornica rozwinęła niezwykły i wyrafinowany genom oraz system fizjologiczny43,44, który zainspirował nowy rozwój i postęp w dziedzinach nauki i inżynierii. Na przykład wodoodporna łatka samoprzylepna oparta na budowie anatomicznej przyssawek ośmiornicy może przyklejać się do mokrych i suchych powierzchni45; Syntetyczny materiał maskujący inspirowany skórą kamuflażową ośmiornicy może przekształcić płaską powierzchnię 2D w trójwymiarową z nierównościami i wgłębieniami46. Miniaturowe miękkie i autonomiczne roboty (np. Octoboty), które w przyszłości mogą służyć jako narzędzia chirurgiczne wewnątrz ciała47; oraz ramię (tj. OctoArm) przymocowane do robota podobnego do czołgu48. Wiele gatunków ośmiornic jest wykorzystywanych w badaniach biomedycznych, np. Octopus vulgaris, Octopus sinensis, Octopus variabilis i Octopus bimaculoides (O. bimaculoides); najczęściej spotykane są O. vulgaris i O. bimaculoides34,49,50. Niedawne sekwencjonowanie różnych genomów ośmiornic sprawia, że rodzaj ten jest szczególnie interesujący i otwiera nowe granice w badaniach nad ośmiornicami34,43,51,52.

O. bimaculoides użyte w naszym zestawieniu to średniej wielkości gatunek ośmiornicy, po raz pierwszy odkryty w 1949 roku, który można znaleźć w płytkich wodach u wybrzeży północno-wschodniego Pacyfiku od środkowej Kalifornii do południa półwyspu Baja California17. Można go rozpoznać po fałszywych plamkach ocznych na płaszczu poniżej oczu. W porównaniu z ośmiornicą olbrzymią pacyficzną (Enteroctopus dofleini) i ośmiornicą zwyczajną (O. vulgaris), ośmiornica kalifornijska dwuplamkowa (O. bimaculoides) jest stosunkowo niewielka, początkowo mniejsza niż kilka centymetrów, rośnie szybko jako młodociana. Dorosły osobnik hodowany w laboratorium może urosnąć do średniej wielkości 100 cm i ważyć do 800 g53,54. Ośmiornice mają szybki okres wzrostu w ciągu pierwszych 200 dni; Do tego czasu są uważane za dorosłe i rosną przez resztę swojego życia55,56,57. Ośmiornice mogą być kanibalami, zwłaszcza gdy obie płcie są trzymane razem w zbiorniku; W związku z tym muszą być one przechowywane pojedynczo w oddzielnych zbiornikach58.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Stanowego Michigan.

1. Konfiguracja sprzętu do akwarium dla ośmiornicy

  1. Najpierw należy przygotować wszystkie materiały niebiologiczne do akwarium, które zostaną włączone do morskiego systemu środowiskowego, zgodnie z treścią Tabeli Materiałów. Wymiary podano w calach.
  2. Przed instalacją wszystkie rurki, przewodowe i części systemu filtracyjnego należy umyć 70% etanolem i wodą dejonizowaną (DI). Podczas czyszczenia nie należy używać mydła ani żadnych innych środków chemicznych.
  3. Ustawić stół z włókna szklanego o wymiarach 13 inch x 49 inch x ½ inch (Część #71) z czterema nogami wykonanymi z włókna węglowego o wymiarach 2 inch x 2 inch x 23 inch (Część #72). Nogi należy przymocować bezpośrednio pod narożnikami blatu.
  4. Poniżej górnej powierzchni, pomiędzy każdą z nóg stołu, należy umieścić stabilizacyjne wsporniki z włókna węglowego o długości 2 inch x 2 inch (Część #72), przymocowane do spodu stołu i bezpośrednio do krawędzi górnej półki. Za pomocą śrub należy przymocować kolejną półkę o tych samych wymiarach bezpośrednio na podłożu pod stołem. Pompa (patrz Tabela Materiałów) powinna spoczywać bezpośrednio na powierzchni dolnej półki, podczas gdy zbiornik znajduje się na górnej powierzchni. System ten przedstawiono na Ryc. 1.
    ​UWAGA: Wypływ wody ze zbiornika odbywa się grawitacyjnie, a wszystkie rurki, z wyjątkiem tych doprowadzających wodę do zbiornika i odprowadzających z niego, muszą znajdować się poniżej dna zbiornika, aby zapewnić maksymalne ciśnienie odpływu.

figure-protocol-1
Rycina 1: Konfiguracja zbiorników dla ośmiornic. Wlot i wylot wody (a). Trzy zbiorniki dla ośmiornic, każdy o wymiarach 1.2 m x 0.3 m (b). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Wywierć pojedynczy otwór o średnicy 1¾ cala, w odległości 2 cali od jednej z boków zbiornika, używając wierteł do szkła. Położenie dna sita ssącego odpływu wody określi wysokość otworu odpływowego, jak pokazano po prawej stronie Rysunku 2a. Poziom wody zostanie określony przez sito ssące i musi znajdować się co najmniej 6 cali poniżej górnej krawędzi zbiornika, aby zapewnić strefę rozbryzgów wody.
  2. Użyj preparatora (primera) i kleju do rur PVC, aby trwale połączyć sekcje. W tym celu najpierw wsuń koniec zamierzonej rury PVC męskiej w koniec rury żeńskiej. Na zewnętrznej części elementu męskiego, która jest jeszcze widoczna, przyklej kawałek taśmy malarskiej, aby zapobiec dostaniu się preparatora i kleju na zewnętrzną stronę rury. Rozdziel części po oklejeniu i nałóż cienką warstwę preparatora na zewnątrz rury męskiej, a następnie nałóż klej w tym samym obszarze.
  3. Jak najszybciej po nałożeniu kleju ponownie wsuń rurę męską w rurę żeńską i usuń taśmę. 24 h po zastosowaniu preparatora i kleju wypłucz nowo połączone części wodą DI. Czas utwardzania sprawdź w instrukcjach dołączonych do produktu klejącego.
    UWAGA: Przed użyciem preparatora i kleju do PVC upewnij się, że wszystkie rurki i sprzęt są odpowiednio rozmieszczone; wymagana długość rur może się różnić.
  4. Następnie trwale połącz koniec sita ssącego o średnicy zewnętrznej (OD) 1 cal z końcem kolanka o średnicy wewnętrznej (ID) 1 cal. Połącz koniec kolanka z prostą rurką PVC (1 cal OD). Drugi koniec prostej rurki połącz z gniazdem żeńskim prostego adaptera przelotowego o średnicy ID 1 cal.
    UWAGA: ID oznacza najszerszą odległość między wewnętrznymi ściankami rury. OD oznacza szerokość zewnętrzną rurki.
  5. Trwale połącz prosty adapter przelotowy z prostą rurą PVC o długości 4 cali i średnicy OD 1 cal (z kroku 1.8). Rura ta będzie skierowana na zewnątrz zbiornika.
  6. Trwale połącz prostą rurę z centrum złączki PVC (kształt litery T, 1 cal ID; z kroku 1.9). Następnie trwale połącz dwie rury o długości 6 cali (nr części 69) o średnicy 1 cal OD z oboma przeciwległymi końcami złączki T — jedną skierowaną bezpośrednio w górę dla odpowietrzenia i drugą bezpośrednio w dół dla przepływu wody.
  7. Trwale połącz wydłużoną w dół prostą rurę (z kroku 1.10) z prostym adapterem gniazda żeńskiego z szybkim złączem (1 cal ID). Do adaptera z szybkim złączem przytwierdź gumową rurkę o długości 36 cali (¾ cala ID).
  8. Umieść system chłodzenia pomiędzy rurką odpływową wody a systemem sumpa.
  9. Przytwierdź do wlotów i wylotów chłodnika złączki z szybkim złączem ¾ cala, które są dołączone do systemu. Nałóż gumową rurkę (z kroku 1.1) na złączkę wlotową chłodnika.
  10. Połącz nowy odcinek rurki o średnicy ¾ cala ID (z kroku 1.13) z wylotu chłodnika (z kroku 1.12) do wlotu systemu sumpa, jak pokazano na Rysunku 2b.
  11. Następnie umieść filtr skarpetkowy 4 cal x 12 cal o rozmiarze oczek 20 µm w wyznaczonym miejscu, jak pokazano na Rysunku 2. Również, zgodnie z Rysunkiem 2, umieść odpieniacz białek oraz pompę zwrotną w odpowiednich miejscach. Przy pompie zwrotnej przytwierdź do wewnętrznej ścianki obszaru pompy automatyczny zawór dopływowy z pływakiem, 2 cale powyżej górnej krawędzi wlotu wody pompy; nie blokuj możliwości wyjęcia pompy ze zbiornika, jeśli będzie to konieczne.
  12. Trwale połącz prostą rurkę o długości 12 cali (¾ cala OD) z wylotem pompy (z kroku 1.15). Na drugim końcu prostej rurki ¾ cala OD trwale połącz jej średnicę zewnętrzną z kolankiem 45° o średnicy ¾ cala ID. Do drugiego końca kolanka trwale połącz rurkę o średnicy ¾ cala OD.
  13. Przytwierdź drugi koniec prostej rurki (z kroku 1.16) do średnicy 3/4 cala ID prostego adaptera redukcyjnego. Trwale połącz większy koniec adaptera (2 cale OD) z wlotem lampy UV.
    UWAGA: Długości prostych rurek mogą się różnić.
  14. Następnie dopasuj położenie wlotu lampy UV do rury wylotowej pompy (z kroku 1.17) w taki sposób, aby rura nie wyginała się między lampą a pompą (z kroku 1.15). Wywierć otwory w stabilizującym wsporniku, aby pasowały do otworów montażowych lampy UV. Dopasuj rozmiar śrub do wiertła i przytwierdź lampę UV do stołu za pomocą dołączonych śrub.
  15. Trwale połącz stronę 2-calową kolejnego adaptera redukcyjnego z wylotem lampy UV (z kroku 1.18). Do średnicy 1 cal ID adaptera przytwierdź prostą rurkę o długości 5 cali i średnicy 1 cal OD. Następnie połącz element narożny 90° o średnicy 1 cal ID z rurką 1 cal OD; wolny koniec elementu narożnego skieruj w stronę boku zbiornika, gdzie ma znajdować się wlot wody (ta sama strona, co w kroku 1.5).
  16. Trwale połącz drugi koniec narożnika (z kroku 1.19) z rurką o długości 6 cali (nr części 69) o średnicy 1 cal OD z wlotem jednostki sterującej przepływem (nr części 2). Trwale połącz kolejną rurkę o średnicy 1 cal OD (nr części 69) z wylotem jednostki monitorowania przepływu; długość musi wystawać co najmniej 3 cale poza bok zbiornika.
  17. Używając wiertła do szkła 1¾ cala (nr części 1), wywierć nowy otwór 3 cale powyżej zamierzonej linii poziomu wody i 2 cale od boku zbiornika (Rysunek 1a), po stronie przeciwnej do tej, w której znajduje się otwór odpływowy. Zamontuj kolejną przelotkę ścienną z gniazdem 1 cal (nr części 7), skierowaną na zewnątrz zbiornika.
  18. Do gniazda przelotki trwale połącz prostą rurkę o średnicy 1 cal OD i długości 4 cali (nr części 69). Przytnij rurkę z ostatniej części kroku 1.21, aby dopasować dystans, na jaki rurka ta wystaje ze zbiornika. Trwale połącz rurkę 90° (nr części 65) do każdej z otwartych rur i dotnij końcową prostą rurkę o średnicy 1 cal OD (nr części 69), która trwale połączy oba elementy narożne.
    UWAGA: Rysunek 3 przedstawia uproszczoną reprezentację systemu akwarystycznego.
  19. Skonfiguruj resztę systemu sterowania (nr części 34), najpierw montując listwę zasilającą (nr części 53) do samego stołu lub pobliskiej ściany. Obok niej zamontuj moduł monitorowania cieczy (nr części 2).
  20. Podłącz czujnik przepływu, listwę zasilającą oraz czujniki wykrywania wycieku do modułu. Ustaw lampę do wzrostu (nr części 26), która jest przymocowana do pojemnika na glony (Rysunek 2).
  21. Podłącz czujnik przepływu, lampę UV, lampę do wzrostu, pompę i odpieniacz białek do listwy zasilającej. Skonfiguruj programowanie systemu sterowania wodą zgodnie z instrukcją producenta.
  22. Przygotuj wodę słoną, mieszając pół szklanki dostępnej w handlu mieszanki soli z 1 galonem wody z odwróconej osmozy (RO) lub wody dejonizowanej (DI). Przygotuj 45 galonów, aby całkowicie wypełnić jeden zbiornik i system sumpa.
  23. Włącz pompę w sterowniku przepływu systemu sumpa i dodawaj wodę słoną, aż zawór automatycznego uzupełniania znajdzie się w pozycji wyłączonej, tak aby nie było wymaganej dodatkowej wody słodkiej.
  24. Po całkowitym napełnieniu zaprzestań dolewania i włącz urządzenie do chłodzenia wody, aby ustawić temperaturę w zakresie od 18 °C do 2 °C, gdyż jest to preferowany zakres temperatur53. Włącz odpieniacz białek.
  25. Dodaj 30 kg kruszonego koralowca na dno zbiornika, a także warstwę kruszonego koralowca na dno pojemnika na glony. Dodaj kilka „żywych skał” (live rocks) oraz wszelkie inne dodatki do środowiska ośmiornicy. Nałóż pokrywę, aby zakryć otwór zbiornika.
    UWAGA: Żywe skały to martwy koral zamieszkany przez makroskopowe organizmy morskie, takie jak bakterie i glony.
  26. Dodaj bakterie nitryfikacyjne stosowane w akwariach słonowodnych zgodnie z instrukcją na opakowaniu. Kontynuuj ich dodawanie zgodnie z zaleceniami, codziennie sprawdzając temperaturę, zasolenie, pH, amoniak, azotyny i azotany za pomocą zestawów testowych do wody, czujnika pH i czujnika temperatury. Bezpieczne wartości dla poziomów amoniaku, azotynów i azotanów wynoszą odpowiednio poniżej 0,5 ppm, 0,25 ppm i 10 ppm58.
  27. Upewnij się, że lampa UV jest wyłączona w dniach dodawania bakterii nitryfikacyjnych, aby umożliwić wzrost mikroorganizmów słonowodnych. Po osiągnięciu bezpiecznych zakresów parametrów lampę UV można ponownie uruchomić.
  28. Po ustabilizowaniu systemu sprawdź również, czy pH i natlenienie wynoszą odpowiednio 8,0-8,4 oraz figure-protocol-2 59. Przed wprowadzeniem jakichkolwiek zwierząt do akwarium sprawdź obecność miedzi oraz poziomy tlenu w systemie za pomocą zestawu testowego do badania miedzi w wodzie.
    ​UWAGA: Miedź powoduje uszkodzenia u bezkręgowców i zakłóca osmoregulację w skrzela ryb60,61.
  29. Jeśli w wodzie zostanie wykryta miedź, przetestuj źródło wody DI/RO. Po ustaleniu, że źródło wody nie zawiera miedzi, przeprowadź 30% podmianę wody i umieść w wodzie blok węgla aktywnego (nr części 46). Jeśli problem będzie się utrzymywał, przeprowadź pełną podmianę wody i wyczyść wszystkie części.
  30. Gdy wszystkie parametry wody zostaną uznane za bezpieczne, wprowadź do systemu 10 krewetek duchów (ghost shrimp) co najmniej tydzień przed wprowadzeniem ośmiornic. Pomoże to wprowadzić biomasę dla bakterii i wskaże ogólną jakość wody.
  31. Dodaj dodatkowych mieszkańców ekosystemu akwariowego do pojemnika na glony. Należą do nich Chaetomorpha spp. (glony spaghetti), Trochus Sp. (ślimak trochus prążkowany) oraz Mercenaria mercenaria (małże cherrystone).

figure-protocol-3
Rysunek 2: System zbiornika przelewowego (sump). Widok z boku systemu zbiornika przelewowego (a). Widok z góry systemu zbiornika przelewowego (b). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-protocol-4
Rycina 3: Akwarium z systemem filtracji typu sump poniżej zbiornika oraz jednostkami kontroli środowiskowej. Zielone strzałki wskazują kierunek przepływu wody w systemie. Woda przepływa z sekcji pierwszej do drugiej w celu schłodzenia, a następnie do trzeciej, aby oddzielić ciężką materię biologiczną od materii lżejszej. Ciężkie odpady opadają na dno i trafiają do sekcji piątej, podczas gdy mniejsza materia biologiczna wpływa do filtra skarpetkowego w sekcji czwartej. Woda przepływa z sekcji czwartej pod sekcją piątą, wchodząc do odpieniacza białek w sekcji szóstej w celu usunięcia pozostałych zanieczyszczeń z wody. Zbiornik z algami zawiera mikroorganizmy rozkładające odpady, amoniak i azotany, a także natleniające wodę. W ostatniej części systemu dodawana jest woda w celu uzupełnienia strat wynikających z parowania przed ponownym wpompowaniem jej do zbiornika. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

2. Zbiorniki magazynowe

  1. Ustaw dwa wysokie zbiorniki do przechowywania wody o pojemności 60 galoni, jeden na wodę słoną, a drugi na wodę z RO. Upewnij się, że maksymalna linia napełnienia zbiornika z wodą słodką znajduje się powyżej poziomu stołu. Podłącz dren o średnicy ¼ cala do automatycznego zaworu pływakowego w systemie odpływowym (sump), a drugi koniec drenu podłącz do dna zbiornika z wodą słodką.
    UWAGA: Służy to do uzupełniania wody w przypadku jej odparowania. Sól pozostanie w wodzie.
  2. Napełnij zbiornik na wodę słoną wodą i dodaj do niego proporcjonalną ilość soli. Stale napowietrzaj zbiornik z wodą słoną w celu wymieszania i zapewnienia odpowiedniego natlenienia. Odczekaj godzinę przed użyciem, aby zapewnić pełne rozpuszczenie soli.
    ​UWAGA: Zbiornik z wodą słoną jest przydatny do ponownego napełniania zbiorników po czyszczeniu.

3. Przygotowanie zbiornika z pożywką

  1. Aby utrzymać krewetki przy życiu przez okres dłuższy niż tydzień, należy przechowywać je w osobnym zbiorniku niż ośmiornice, przy zasoleniu poniżej 30 ppt i temperaturze zbliżonej do 25 °C.
  2. W tym celu tydzień po dojrzałości zbiorników z ośmiornicami należy przelać 8 galonów dojrzałej wody morskiej do zbiornika z krewetkami. Na dno zbiornika należy dodać 15 kg kruszonego koralowca. Do zbiornika należy włożyć kilka żywych skał, które posłużą jako kryjówki podczas linienia (Rysunek 4).
    UWAGA: Dojrzała woda morska odnosi się do procesu umożliwiającego wzrost bakterii morskich w słonej wodzie, zgodnie z opisem w kroku 1.30.
  3. Zamocuj filtr zewnętrzny do krawędzi zbiornika. Skonfiguruj filtr zewnętrzny zgodnie z instrukcją producenta. Obok zbiornika ustaw pompę napowietrzającą połączoną z wężem z przymocowanym kamieniem napowietrzającym, który należy umieścić w zbiorniku.
  4. Co tydzień należy wyczyścić filtr i wymienić wклады filtracyjne. Jednocześnie należy wymienić 25% wody. Codziennie należy sprawdzać parametry azotu, pH i temperatury w zbiornikach z pożywką, używając zestawów testowych do wody zgodnie z opisem w kroku 1.30. Jeśli parametry azotu w wodzie pozostaną wysokie, należy przeprowadzić dodatkowe podmiany wody i dodać do wody woreczek absorbujący azot; jeżeli problemy będą utrzymywać się dłużej niż miesiąc, krewetki należy przenieść do większego zbiornika.
  5. Dodaj krewetki natychmiast po opadnięciu osadu z kruszonego koralowca. Aby najpierw dodać krewetki, po ich otrzymaniu przenieś je bez wody transportowej do małego zbiornika z wodą morską na 5 min w celu usunięcia produktów przemiany materii. Następnie krewetki można dodać bezpośrednio do zbiornika. Rybki pchławki po otrzymaniu można dodać bezpośrednio do zbiornika z krewetkami.
    UWAGA: Krewetki i ryby gamruzy (Mosquitofish) można nabyć u dowolnego komercyjnego dostawcy żywych zwierząt wymienionego w arkuszu materiałów lub u innych dostawców pasz. Można również podawać ośmiornicom rozmrożone krewetki.
  6. Karmić krewetki i ryby płatkami dla ryb, martwą roślinnością lub algami62zgodnie z instrukcjami dotyczącymi żywności.
  7. Do zbiornika dla krabów należy wlać 1 galon słonej wody i wsypać 10 kg żwiru. Żwir należy usypać z jednej strony, tak aby z jednej strony pozostał suchy ląd, a z drugiej 2 cm słonej wody (jak zaznaczono w Rysunek 4). Optymalne parametry wody środowiskowej dla tych bezkręgowców powinny wynosić 30–35 ppt oraz 2-25 °C dla zasolenia i temperatury11,63odpowiednio.
  8. Wprowadź kraby skrzypelkowe bezpośrednio do akwarium (Rycina 4). Kraby spędzają większość swojego życia na lądzie, ale mogą przebywać pod wodą przez kilka dni z rzędu, dlatego akwarium częściowo wypełnione wodą jest kluczowe dla ich długoterminowego przetrwania.
  9. Karmić kraby skrzypionki raz dziennie, dodając płatki dla ryb do naczynia znajdującego się na suchej części akwarium. Czyścić w odstępach tygodniowych, usuwając kraby i wymieniając 10% słonej wody. Czyścić otoczaki.
  10. Przechowywać morskie małże dwudzielne (małże i myśliwy) w zbiornikach z wodą słoną, aby ośmiornice mogły samodzielnie je otwierać, a także w celu zapewnienia dodatkowego mechanizmu filtrowania wody.64.
  11. Przez pierwszy tydzień umieść mule w osobnym, niezapełnionym zbiorniku, aby uniknąć obciążania systemu filtracyjnego zbiornika z ośmiornicą niepotrzebnymi produktami przemiany materii.
    ​UWAGA: Chociaż małże stanowiły preferowany pokarm ośmiornicy, istnieje większe prawdopodobieństwo ich śmierci wkrótce po dostarczeniu, co w przypadku ich dużej ilości znacznie zwiększy ilość odpadów biologicznych w akwarium.

4. Wprowadzenie ośmiornicy do zbiornika

  1. Upewnij się, że poziomy amoniaku, azotynów i azotanów wynoszą odpowiednio poniżej 0,5 ppm, 0,25 ppm i 10 ppm. Przygotuj ręczną pompkę do wody, aby usunąć atrament ośmiornicy z akwarium. Zaleca się również obecność dwóch osób podczas tej procedury.
  2. Po dostawie umieść worek na wadze i odejmij masę worka po wyjęciu ośmiornicy. Dodaj do worka kamień napowietrzający, aby zwiększyć natlenienie wody podczas przenoszenia zwierzęcia do akwarium. Zmierz temperaturę i zasolenie wody transportowej. Odnotuj przypadki przedłużającej się choroby po transporcie.
    1. Bez przelewania wody z worka do akwarium, zawieś worek transportowy na rogu akwarium, tak aby był częściowo zanurzony w wodzie akwariowej, aby rozpocząć wyrównywanie temperatury w worku transportowym. Usuń 10% wody z worka i wylej ją do zlewu. Dolej do worka taką samą ilość wody z akwarium. Powtarzaj tę czynność co 10 min, aż temperatura wody w worku nie będzie różnić się od temperatury wody w akwarium o więcej niż 1°.
    2. Gdy różnica temperatur między workiem a akwarium wyniesie mniej niż 1°, upewnij się, że używasz rękawiczek podczas przenoszenia ośmiornic do ich indywidualnych zbiorników. Aby przenieść zwierzę, umieść obie dłonie pod ośmiornicą, aby zapewnić wsparcie podczas transferu; druga osoba powinna delikatnie odkleić przyssane ramiona od ścianki worka.
    3. Gdy ośmiornica znajdzie się poza workiem, szybko przenieś ją do wody w nowym środowisku, przenosząc jak najmniej wody z worka transportowego. Użyj ręcznej pompki, aby usunąć wszelki atrament, który ośmiornica może wydzielić po wpłynięciu do akwarium. Teraz zważ worek z wodą, aby uzyskać przybliżoną masę zwierzęcia.
  3. Przez pierwsze 2 tygodnie po dostawie monitoruj dzienne spożycie pokarmu przez ośmiornicę, które powinno wynosić od 4% do 8% jej masy ciała58,65,6. Stan ośmiornicy należy sprawdzać cztery razy dziennie; po 2 tygodniach częstotliwość tę można zmniejszyć do dwóch razy dziennie. Waż zwierzę co dwa tygodnie, aby w razie potrzeby dostosować ilość podawanego pokarmu.
    UWAGA: Niektóre gatunki ośmiornic mają tendencję do ucieczek z akwarium, dlatego zaleca się umieszczenie obciążnika o masie 2,5 kg na pokrywie zbiornika.

5. Codzienna pielęgnacja

  1. Kierując się instrukcją komercyjnie dostępnego zestawu do testowania wody słonej pod kątem pH, amoniaku, azotynów i azotanów, dodaj do czterech dołączonych do zestawu probówek taką ilość wody z akwarium, jaka jest wskazana w instrukcji. Zgodnie z wytycznymi zestawu testowego, dodaj do odpowiednich probówek odpowiednią ilość odczynnika kolorymetrycznego.
  2. Jeśli poziomy amoniaku, azotynów i azotanów przekraczają odpowiednio 0,5 ppm, 0,25 ppm i 10 ppm, wypłucz biomasę z filtra woreczkowego lub wymień go na nowy. Dodatkowo oczyść pędzlem biomasę z górnej części odpieniacza i dodaj do akwarium dodatkowe bakterie denitryfikacyjne. Jeśli problemy będą nadal występować, wymień 25% świeżej wody słonej.
    UWAGA: Powyższe kroki służą do redukcji związków azotowych w ekosystemie.
  3. Usuń z akwarium wszystkie martwe skorupy krabów i krewetek, a także odchody ośmiornicy, używając pompy ręcznej. Wyjmij z akwarium wszystkie pozostałe żywe kraby i przenieś je z powrotem do zbiornika magazynowego. Następnie przebuduj rozmieszczenie dużych obiektów w akwarium.
  4. Wprowadź do akwarium połowę dziennej liczby krabów o masie 1,25 +/- 0,25 g, które ośmiornica powinna zjeść. Młodym ośmiornicom podawaj rozmrożone krewetki lub małe samce krabów skrzypłaczy. W zależności od eksperymentu kraby i krewetki można wprowadzać w dowolne miejsce w akwarium lub podawać bezpośrednio ośmiornicy.
    UWAGA: Dzienne spożycie pokarmu przez  ośmiornice wynosi 4%-8% ich masy ciała67. Jako źródło pokarmu, w zależności od wagi ośmiornicy, można również podawać mrożone krewetki.
  5. Codziennie podawaj pięć krewetek duchów. Średnio w tym eksperymencie spożywane były trzy sztuki. Aby zapewnić ośmiornicy różnorodność pokarmową, raz w tygodniu podaj jedną żywą małżę lub myzulę oraz zawsze utrzymuj w akwarium trzy rybki guppy.
    UWAGA: Podawanie zwierzętom urozmaiconego pokarmu nie jest wymagane i może zapobiegać ich nadmiernemu zainteresowaniu jedzeniem podczas eksperymentów. Harmonogram karmienia zastosowany tutaj w celu jak najlepszego monitorowania żerowania i zachowania ośmiornicy polega na wprowadzaniu połowy liczby krabów wyliczonej na podstawie masy oraz zwiększeniu liczby krewetek do pięciu rano. Wieczorem wprowadź do akwarium drugą połowę krabów.

6. Cotygodniowa dezynfekcja

  1. Przed czyszczeniem systemu sumpa wyłącz odpieniacz, pompę oraz oświetlenie pojemnika z algami. Następnie, przed usunięciem wody, zamknij zawór automatyczny systemu. Na koniec usuń odpieniacz oraz całą wodę wyłącznie z systemu sumpa.
  2. Lekko wyszoruj pojemnik z algami, aby usunąć większość biomasy z jego ścianek. Oczyść resztę obszaru sumpa za pomocą szczotki. Wyjmij filtr skarpetkowy, wypłucz go octem i pozostaw do wyschnięcia; wymieniaj go na inny filtr skarpetkowy co tydzień, a całkowicie wymieniaj na nowe co trzy miesiące. Co tydzień usuwaj i oczyszczaj biomasę z górnej części odpieniacza.
    UWAGA: Unikaj używania metalowych narzędzi do czyszczenia plastiku, ponieważ spowoduje to powstanie zarysowań, które mogą sprzyjać wzrostowi mikroorganizmów.
  3. Włóż odpieniacz z powrotem do systemu i zacznij napełniać go wodą słoną. Gdy obszar pompy zacznie się napełniać, można ponownie uruchomić wszystkie systemy. Przestań dolewać wodę, gdy automatyczny pływak zaworu znajdzie się w pozycji wyłączonej.

figure-protocol-5
Rysunek 4: Akwarium dla krabów skrzypców (Minuca pugnax). Połowa dna akwarium jest przeznaczona na suche podłoże, a druga połowa na 2 cm płytkiej słonej wody. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-protocol-6
Rysunek 5: Akwarium dla krewetek duchów (Palaemonetes paludosus). Kamienie w akwarium zapewniają krewetkom miejsca do ukrycia się i linienia, a także sprzyjają wzrostowi mikroorganizmów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

7. Opieka nad chorymi zwierzętami

  1. Należy postępować zgodnie z wytycznymi z literatury6, aby ocenić stan zdrowia ośmiornicy.
    UWAGA: W przypadku samic ośmiornic koniec cyklu życiowego zazwyczaj rozpoczyna się po złożeniu jaj. Zwierzę zacznie zmniejszać spożycie pokarmu, a następnie całkowicie przestanie jeść i stanie się bardziej letargiczne. Długość życia po rozpoczęciu procesu kończenia cyklu życiowego jest zróżnicowana. Nie można podjąć żadnych dalszych działań poza karmieniem i monitorowaniem zwierzęcia. Starzejące się samce będą zmniejszać spożycie pokarmu i staną się letargiczne68.

8. Znieczulenie ośmiornicy

  1. Przeprowadź znieczulenie ośmiornicy zgodnie ze szczegółami opisanymi przez Butler-Struben et al.69.
  2. Przygotuj pojemnik o pojemności 6 L z pokrywką, o wysokości co najmniej 15 cm. Wlej 4 L wody bezpośrednio z akwarium ośmiornicy do pojemnika i zapewnij napowietrzanie 4 L słonej wody za pomocą małej pompy powietrznej z kamieniem napowietrzającym, aby dostarczyć tlen do środowiska wodnego58.
  3. Przed wprowadzeniem ośmiornicy dodaj do pojemnika 1% EtOH. Przed manipulacją z ośmiornicą odnotuj liczbę oddechów na minutę, licząc wypływy wody z syfonu.
    UWAGA: Dla ośmiornic w laboratorium badawczym bazowa częstość oddychania wynosi 16 – 24 oddechów na minutę.
  4. Przed przeniesieniem ośmiornicy odnotuj pigmentację jej skóry i bazową częstość oddychania. Wyjmij ośmiornicę z akwarium, używając czystego, otwartego pojemnika o pojemności 4 L, nabierając ją wraz z otaczającą ją wodą.
    UWAGA: Podczas znieczulenia częstość oddychania nie musi wskazywać na całkowite znieczulenie.
  5. Zważ ośmiornicę, gdy znajduje się ona w pojemniku, a następnie przenieś ją, obejmując obiema dłońmi ciało ośmiornicy i unosząc ją. Może być potrzebna druga osoba, aby odczepić przyssane ramiona od ścianek pojemnika.
  6. Szybko przenieś ośmiornicę do przygotowanego pojemnika z 1% EtOH. Zamknij pokrywkę, aby zapobiec ewentualnej ucieczce.
  7. Odnotuj częstość oddychania ośmiornicy na minutę, licząc wypływy wody z syfonu po pierwszych 5 min. Jeśli częstość oddychania pozostaje powyżej poziomu bazowego, a zwierzę nadal reaguje na lekkie uszczypnięcie, dodaj do wody dodatkowe 0,25% EtOH. Dodawanie etanolu do wody można kontynuować do maksymalnego stężenia 3% EtOH.
    UWAGA: Jednym z oznak utraty przytomności przez ośmiornicę jest utrata kontroli nad chromatoforami. W takim przypadku skóra wydaje się bledsza niż zwykle. Dalszym wskaźnikiem jest lekkie uszczypnięcie ramion i sprawdzenie, czy występuje reakcja ruchowa. Jeśli w tym momencie nadal nie ma reakcji, ośmiornica jest nieprzytomna i można przeprowadzić eksperymenty.
  8. Podczas znieczulenia monitoruj oddychanie i kolor ośmiornicy, aby upewnić się, że pozostaje ona nieprzytomna przez cały czas trwania procedury. Jeśli ośmiornica zacznie się budzić w trakcie procedury, dodaj dodatkowe 0,25% EtOH.
  9. Aby odwrócić działanie znieczulenia etanolem, przenieś ośmiornicę do nowego zbiornika o pojemności 4 L lub większej z napowietrzoną wodą pochodzącą z jej stałego zbiornika. Gdy oddychanie wróci do normy, ośmiornica stanie się aktywna, a pigmentacja jej skóry powróci do stanu normalnego, można ją przenieść z powrotem do jej akwarium.

9. Eutanazja ośmiornicy

  1. Należy przestrzegać międzynarodowych standardów eutanazji ośmiornic, szczegółowo opisanych w pracach Fiorito et al., Moltschaniwskyj et al. oraz Butler-Struben et al57,58,69.
  2. Przygotować nowy pojemnik o pojemności 6 L z 4 L wody z akwarium hodowlanego ośmiornicy. Do zbiornika do eutanazji dodać MgCl2 do osiągnięcia stężenia 4%. Przeprowadzić kroki od 8.1 do 8.9 w celu znieczulenia ośmiornicy.
  3. Po kroku 8.8 przenieść ośmiornicę do zbiornika do eutanazji. Po ustaniu oddychania odczekać 5 min i przeprowadzić decerebrację ośmiornicy lub pozostawić ją w zbiorniku do eutanazji przez dodatkowe 5 minut.

10. Zachowanie O. bimaculoides

  1. Nie karm ośmiornicy rano w dniach, w których będzie ona trenowana w używaniu pojemnika z nakrętką. Ustaw urządzenie do nagrywania obrazu, skierowane na obszar przeznaczony do karmienia.
  2. Przygotuj probówkę z nakrętką o pojemności 50 mL z otworami o średnicy 1 mm wykonanymi w całej powierzchni ścianek oraz w nakrętce, aby umożliwić przepływ wody przez pojemnik. Umieść kraba skrzypiącego wewnątrz pojemnika. Włóż do środka lub przymocuj do zewnątrz obciążnik, aby pojemnik pozostał na dnie zbiornika.
  3. Umieść  pojemnik na dnie zbiornika w otwartej przestrzeni, w zasięgu wzroku ośmiornicy oraz kamery. Jeśli krab nie zostanie zjedzony po 4 h, należy wyjąć go z probówki i wznowić zaplanowany na ten dzień harmonogram karmienia. Powtarzaj to ćwiczenie codziennie.
    UWAGA: Procedura ta jest przedstawiona na Rysunku 6 i omówiona w sekcji wyników reprezentatywnych.

1. MRI ośmiornicy

UWAGA: Wcześniej wywołane odpowiedzi fMRI w siatkówce ośmiornicy mierzono u zwierząt pod wpływem znieczulenia70. W niniejszej pracy uzyskaliśmy obraz MRI układu nerwowego ośmiornicy o ultra-wysokiej rozdzielczości przestrzennej, co wymagało wielogodzinnego skanowania. W związku z tym badanie przeprowadzono na uśpionym przez eutanazję O. bimaculoides.

  1. Należy wykonać obrazy MRI przy użyciu systemu 7T. Ośmiornicę należy zawinąć w folię z polichlorku winylu klasy kuchennej, aby utrzymać nawodnienie tkanek. Umieść ośmiornicę na folii, podwiń końce, a następnie zroluj, aby szczelnie zamknąć opakowanie.
  2. Do obrazowania mózgu i wielu ramion należy użyć cewki nadawczo-odbiorczej objętościowej o średnicy 4 cm. Należy zastosować sekwencję RARE ważoną T1 z następującymi parametrami: czas repetycji (TR) 150 ms, czas echa (TE) 20 ms, rozdzielczość 117 x 17 x 50 µm, 10 średnich, czynnik RARE 8. Są to typowe parametry MRI dla obrazowania mózgów gryzoni. Zastosowanie czynnika RARE przyspiesza obrazowanie, natomiast uśrednienie 10 obrazów pozwala zwiększyć stosunek sygnału do szumu71.
  3. Obrazowanie ramienia ośmiornicy należy przeprowadzić przy użyciu 86 mm nadawczej cewki objętościowej oraz 4-kanałowej macierzy cewek odbiorczych o wymiarach 4 x 4 cm. Odciąć ramię za pomocą nożyczek chirurgicznych i umieścić je w probówce stożkowej o pojemności 15 mL wypełnionej solą fizjologiczną buforowaną fosforanowo.
    UWAGA: Zastosowana sekwencja to sekwencja odwracania przejścia ważona T1 (MP-RAGE) z parametrami: TR/TE = 40/2,17 ms, opóźnienie inwersji 1050 ms, rozdzielczość 10 x 10 x 50 µm, 9 średnich, czas skanowania 1,5 h (Rysunek 7). Sekwencja odwracania przejścia wygasza sygnał z wody i zwiększa kontrast obrazu; sekwencję tę wybrano, ponieważ umożliwia ona wizualizację wewnętrznej anatomii ramienia72.

12. Obrazowanie metodą kriotomografii fluorescencyjnej (CFT)

  1. Szybkie zamrażanie ośmiornicy: Pracować w dygestorium. Przykryć dno naczynia Dewara suchym lodem, a następnie wypełnić heksanami. Powoli zanurzać ośmiornicę w heksanach przez około 10 min, dodając w razie potrzeby świeże heksany i suchy lód, aby całkowicie pokryć zwierzę zimnymi heksanami. Przechowywać zamrożoną ośmiornicę w temperaturze -20 °C do momentu zatopienia w medium.
  2. Zatopienie i sekcjonowanie ośmiornicy: Przygotować prostokątną formę o odpowiednim rozmiarze do pomieszczenia ośmiornicy, korzystając z narzędzi dostarczonych przez producenta CFT. Przykryć dno formy medium OCT (optimal cutting temperature; standardowy materiał stosowany w laboratoriach histologicznych) i pozostawić do zamarznięcia do stanu półstałego żelu.
  3. Umieścić zamrożoną ośmiornicę w warstwie żelu OCT, a następnie powoli przykryć medium OCT w 2-3 warstwach. Pomiędzy etapami nalewania zamrażać blok, aż OCT osiągnie stan żelu. Po całkowitym pokryciu ośmiornicy zamrażać blok przez co najmniej 12 h w temperaturze -20 °C.
  4. Wprowadzić próbkę do systemu krio-tomografii fluorescencyjnej73.
  5. Wyciąć sekcje i obrazować całe uśpione zwierzę O. bimaculoides w rozdzielczości mezoskopowej, używając 3 filtrów emisyjnych/pobudzających, generując w ten sposób kilka izotropowych zbiorów danych 3D.
  6. Gdy sekcjonowanie dotrze do ramienia i układu trawiennego, przenieść sekcje na szkiełka do dalszych badań histologicznych.
  7. Wczytać surowy zbiór danych do oprogramowania do rekonstrukcji od dostawcy CFT, zaprojektowanego specjalnie w celu umożliwienia szybkiego przetwarzania.
  8. Zrekonstruować trójwymiarowy stos obrazów, stosując wyrównanie punktów charakterystycznych, balansowanie histogramu oraz korekcję i normalizację fluorescencji, w tym usunięcie efektów fluorescencji podpowierzchniowej dla każdej długości fali.
  9. Po wygenerowaniu przez narzędzie do rekonstrukcji końcowego stosu 3D, zwizualizować dane za pomocą oprogramowania do obrazowania i utworzyć animacje przelotowe z nałożonym obrazem w świetle białym i fluorescencji, a także trójwymiarowe projekcje maksymalnej intensywności (3D-MIPS), np. Rysunek 873.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wszystkie zwierzęta wykorzystane w naszych badaniach zostały pozyskane z natury, w związku z czym nie można było określić ich dokładnego wieku, a czas ich przebywania w laboratorium był zróżnicowany. Stan ośmiornic monitorowano codziennie. Nie zaobserwowano obecności pasożytów, bakterii, uszkodzeń skóry ani nieprawidłowego zachowania. Średnia masa zwierząt wynosiła 170.38 +/- 7.25 g. Każde zwierzę przebywało w oddzielnym zbiorniku o pojemności 40 galonów. Średnia ± odchylenie standardowe parametrów rejestrowanych w zbior...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ustawienia systemu:
Ekosystem akwariowy został opracowany w taki sposób, że stosowane są zarówno mechaniczne, jak i biologiczne metody filtrowania i natleniania wody. Elementy filtrujące systemu wykorzystują filtry skarpetowe, odpieniacze białek i regularne czyszczenie w celu utrzymania poziomu azotu i tlenu. Co ważniejsze, polegamy również na mikroorganizmach morskich, które konsumują niebezpieczne związki azotowe i inne odpady biologiczne, a także napowietrzają wodę w procesach fotosyntezy. Dodatk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NIH UF1NS115817 (G.P.). G.P. jest częściowo wspierane przez granty NIH R01NS072171 i R01NS098231. Dziękujemy Patrickowi Zakrzewki i Mohammedowi Farhoudowi z firmy Emit Imaging za pomoc i wsparcie w zbieraniu i wizualizacji danych na platformie Xerra Imaging Platform. MSU ma podpisaną umowę badawczą z firmą Bruker Biospin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1-3/4 cala Wiertło HomeDepot204074205Narzędzie do cięcia szkła
Numer części:1
"Czujniki przepływu 1"Neptune SystemsLokalny dealerRura z czujnikiem do pomiaru przepływu wody
Numer części:2
1" Sitko grodziowe poślizgoweBulk Reef Supply207113Sitko do zbiornika odprowadzającego wodę
Numer części:3
Zbiornik o pojemności 10 galonówPreuss PetsLokalny dealerZbiornik na kraby skrzypłocze
Numer części:4
4 cale X 12 cali 200 mikronów nylonowa skarpeta z siatką monofiliment z plastikowym pierścieniemAQUAMAXXUJ41171Filtr do dużej materii organicznej w studzience
Numer części: 5
40 galonów akwariumPreuss PetsLokalny dealer4 Zbiorniki akwariowe spożywcze
Numer części: 6
Zbiorniki poliamidowe 60g - prostokątPreuss PetsLokalny dealer2 Magazynowanie wody (słona i słodka)
Numer katalogowy:7
Agregat hydroponiczny lub akwariowy Active Aqua 1/10th HP Model 2018 ModelWayWe719574198463Do ciągłego chłodzenia wody
Numer katalogowy:8
ALAZCO 2 Miękka rękojeść Wytrzymała szczotka do fugowania płytekALAZCOB06W2FT5V5Czyszczenie zbiorników
Numer katalogowy:9
Zestaw do testowania amoniakuAquarium Pharmaceuticals33DDo testowania wody
Numer katalogowy:10
System ApexWiFi NeptuneSystems Połączenie z lokalnym systemem dealerskimdo monitorowania poza terenem zakładu
Numer części:11
Zestaw testowy API do akwariumAmazonB001EUE808Do testowania wody
Numer części:12
Zestaw testowy miedzi APIAmazonB0006JDWH8Do testowania wody
Numer części:13
Jednostki serii Aqua Ultraviolet Classic UV o mocy 25 WAqua UltravioletA00028Do usuwania bakterii opuszczających system studzienek
Numer części:14
Piankowe wkłady filtracyjne AquaClear 50, 3 sztukiAquaclearA1394Wkłady filtracyjne węglowe do zbiornika żywności
Numer katalogowy:15
Filtr mocy akwarium Aqueon QuietFlow LED PRO 30Aqueon100106082Jednostki filtrujące zbiornik żywności
Numer katalogowy:16
Zestaw do automatycznego doładowywania (ATK) (każdy zawiera 1 moduł FMM, 2 czujniki optyczne i 1 pływak)Lokalny dealerNeptune SystemsDo zbiornika słodkiej wody
Numer części:17
Automatyczne doładowanie od RODI (LLC)Neptune SystemsLokalny dealerOd magazynowania wody po zbiorniki na ośmiornice
Numer katalogowy:18
Ślimak pręgowany TrochusLiveAquariaCN-112080Do pojemnika na glony
Numer katalogowy:19
Glony Chaetomorpha, akwakulturaLiveAquariaBVJ-76354Do pojemnika na glony
Numer katalogowy:20
Małże - na żywo, twarda skorupa, wiśnia, dzika, USA TuzinFulton Fish MarketN/AŻywe jedzenie
Numer katalogowy:21
Klasyczna mieszanka soli morskiej - Tropic MarinBulk Reef Supply211813Sól do wody w zbiorniku
Numer części:22
Przezroczysta rurka z tworzywa sztucznego Masterkleer z miękkiego PVC, do powietrza i wody, 3/4" ID,  1 "ODMcMaster5233K71Narzędzie do czyszczenia
Numer części:23
Continuum Aquablade-P Akrylowy bezpieczny skrobak do glonów z plastikowym ostrzem - 15-calowymorski4C31001Narzędzie do czyszczenia
Numer części:24
Zestaw do testowania miedziAquarium Pharmaceuticals65LDo testowania wody
Numer części:25
Curve Refugium CREE LED Aquarium LightEshopps6500KPojemnik na glony light
Numer katalogowy:26
Pompy powrotne Eheim 1262EHEIM1250219Pompa do zbiorników magazynowych
Numer katalogowy:27
Eshopps R-100 Zbiornik ściekowy refugium GEN 3Eshopps15000System studzienek
Numer części:28
Alkohol etylowy, 200 ProofSigma-Aldrich64-17-5Anestezja
Numer katalogowy:29
Miernik tlenu rozpuszczonego Extech DO600 ExStik IIExtechDO600Pomiar tlenu
Numer katalogowy:30
Krabów skrzypłoków; na żywo; tuzinPÓŁNOCNO-WSCHODNIE KREWETKI SOLANKOWEN/AŻywa żywność
Numer katalogowy:31
Wkłady filtracyjneAqueon100106087Filtry do zbiorników żywności
Numer części:32
Suchy piasek koralowy na Florydzie - 212959 dostaw rafy koralowej na Morzu KaraibskimOsad na dnie zbiornika
Numer katalogowy:33
Moduł FMMNeptune SystemsLokalny dealerKontroler dla systemu wierzchołkowego
Numer części:34
Fritz-Zyme TurboStart 900 - FritzBulk Reef Supply213036Bakterie start
Numer katalogowy:35
Ręczna pompa bębnowa, syfon, pompa podstawowa z wylewką, do wiadra typu kontenerowego, WiaderkoGrainger38Y789Wodna pompa ręczna
Numer części:36
Zestaw do testowania wysokiego pHAquarium Pharmaceuticals27Do testowania wody
Numer katalogowy:37
Siatka o drobnych oczkach Imagitarium do krewetekPetco2580993Siatka do przenoszenia krewetek i ryb
Numer katalogowy:38
Zestaw do wykrywania nieszczelności (LDK) - zawiera moduł FMM oraz 2 czujniki ALDSystemyNeptuneLokalny dealerUmieszczony na podłodze w celu wykrycia wody
Numer części:39
Lee'S Algae Scrubber Pad Jumbo - GlassMarine DepotLE12007Narzędzie do czyszczenia
Numer części:40
Live rocksPreuss PetsLokalny dealerSiedlisko dla ośmiornicy
Numer części:41
Długa szczotka do czyszczenia butelek 17" Extra LongHaomaomaoB07FS7J7PNCzyszczenie zbiornika
Część numer:42
Chlorek magnezuSigma-AldrichM1028-100MLEutanazja
Numer części:43
Stojak na sondy magnetyczneNeptune SystemsLokalny dealerDo trzymania sond czujników wierzchołkowych
Numer katalogowy:44
Marine Ghost ShrimpPÓŁNOCNO-WSCHODNIE KREWETKI SOLANKOWEN/AŻywe jedzenie
Numer części:45
Filtry do worków węglowych Marineland serii C z kanistrami, 2 liczbaChewy98331Dla podwyższonego poziomu miedzi
Numer katalogowy:46
Nitra-Zorb BagAquarium PharmaceuticalsAP2213Absorbuje związki azotu
Numer katalogowy:47
Zestaw do testowania azotanówAquarium PharmaceuticalsLR1800Do testowania wody
Numer części:48
Zestaw do testowania azotynówAquarium Pharmaceuticals26Do testowania wody
Numer części:49
Pawfly 2-calowy cylinder z kamieniami powietrznymi 6 sztuk dyfuzora bąbelkowego Kamienie powietrzne do akwarium Pompa do akwarium NiebieskiAmazonB076S56XWXNapowietrzanie wody
Numer części:50
Rurki lotnicze Penn Plax do akwariów – Przezroczysty i elastyczny odporny na załamania, 8 stóp StandardowaAmazonB0002563MMdo podłączenia pompy powietrza do kamienia napowietrzającego
Numer części:51
Instalacja wodno-kanalizacyjna ze złączkami / zaworami plus wąż elastyczny 3/4"Preuss PetsLokalny dealerTransport wodny
Numer części:52
Moduł PM1Neptune SystemsLokalny dealerModuł sterowania zasilaniem dla apex
Numer katalogowy:53
Białko skimmerReef OctopusAC20284Usuwa bioodpady z systemu
Numer części:54
PVC Apex Płyta montażowa, przepusty, mocowania przewodówLokalny dealerNeptune SystemsPomaga zapewnić organizację przewodów i rur w systemie
Numer części:55
Regularny cement PVC i 4-uncjowy fioletowy podkład NSFAmazonOatey - 30246Do łączenia rur PVC
Numer katalogowy:56
Jednostka RODINeptune SystemsLokalny dealerRO Woda
Numer części:57
Sondy zasoleniaSondy HANNAHI98319Mierzą zasolenie wody
Numer katalogowy:58
Seachem Pristine Aquarium TreatmentSeachem1438Dostarcza bakterii, które rozkładają nadmiar jedzenia, odpadów i detrytusu
Numer części:59
Stabilizatorakwarium Seachem StabilitySeachem116012607Seachem Stability szybko i bezpiecznie założy biofiltr akwariowy w systemach słodkowodnych i morskich
Numer katalogowy:60
Zestaw blatów lexanPreuss PetsLocal DealerPokrywy zbiorników akwariowych
Numer katalogowy:61
Zestaw różnych przedłużonych aquabusdealeraNeptune Systemsdo systemu Apex
Numer części:62
SLSON Aquarium Algae Scraper Dwustronny środek do czyszczenia szczotek gąbkowych Długa rączka Płuczka do akwarium do szklanych akwariówAmazonB07DC2TZCJNarzędzie do czyszczenia
Numer części:63
Standardowościenna złączka do rur PVC do wody, adapter kolankowy 45 stopni, gniazdo 3/4 żeńskie x gniazdo 3/4 męskieMcMaster4880K189Rura PVC
Numer części:64
Ściana standardowa  Złączka do rur PVC do wody, 90 stopni  Łokieć  Adapter,  1 gniazdo żeńskie x 1 gniazdo męskieRura PVC McMaster4880K773
Numer części:65
Ściana standardowa  Złączka rurowa PVC do wody, adapter,  1  Połączenie z gniazdem  Żeńskie x 1 Kolczaste męskieRura PVC McMaster4880K415
Numer części:66
Ściana standardowa  Złączka rurowa PVC do wody, prosta  Reduktor,  2 gniazda żeńskie x  3/4  Gniazdo żeńskieMcMaster4880K008Rura PVC
Numer części:67
Standard-Wall  Złączka rurowa PVC do wody, łącznik trójnikowy,  Biały,  1 Rozmiar  Połączenie z gniazdem  ŻeńskaMcMaster4880K43
Numer części:68
Standard-Wall  Niegwintowana sztywna rura PVC do wody, 1 rozmiar rury, 10 stóp długościMcMaster48925K13
Numer części:69
Standardowa sztywna rura PVC bez gwintu do wody, rozmiar rury 3/4, długość 5 stópMcMaster48925K92
Numer części:70
Strukturalny arkusz z włókna szklanego FRP, 48 "szerokości x 96" długości, 1/2 "GrubyMcMaster8537K15Materiał blatu
Numer części:71
Strukturalna kwadratowa rura z włókna szklanego FRP, 10 stóp długości, 2 "szerokości x 2" wysokości na zewnątrz, grubość ścianki 1/8"McMaster8548K33Materiał stołu strukturalnego
Numer części:72
Osad zbiornikaTopDawg Pet Supply8479001207Osad na dnie zbiornika kraba skrzypłocza
Numer części:73
Sonda temperaturyNeptune SystemsLokalny dealerSonda temperatury do zbiorników
Numer części:74
Tetra TetraMarine Duże płatki morskie do wszystkich ryb morskichAmazońskieB00025K0USPokarm dla ryb, krewetek i krabów
Numer katalogowy:75
Pompa powietrza do akwarium Tetra Whisper do akwariów o pojemności 10 galonówPompa powietrza Petco2335234do mniejszych zbiorników
Numer katalogowy:76
Grubościenna złączka rurowa przelotowa, do wody, złącze PVC, 1 gniazdo żeńskieRura PVC McMaster36895K843
Numer części:77
Pompa Vectra s2Bulk Reef Supply212141Pompa akwariowa
Numer katalogowy:78
Pompa wodnaTACKLIFEGHWP1A Pompado czyszczenia zbiorników
Numer części:79
Wyze Cam v2 1080p HD Wewnętrzna inteligentna kamera domowa WiFi z NoktowizorAmazonB076H3SRXGDeepLabCut Recording
Numer katalogowy:80
magazyn rurka lokalnego rura PVC Rura PVC Rura PVC

Bibliografia

  1. Wet, J. R., Wood, K. V., DeLuca, M., Helinski, D. R., Subramani, S. Firefly luciferase gene: structure and expression in mammalian cells. Molecular and Cellular Biology. 7 (2), 725-737 (1987).
  2. Han, X., Boyden, E. S. Multiple-color optical activation, silencing, and desynchronization of neural activity, with single-spike temporal resolution. PLoS One. 2 (3), 299(2007).
  3. Zhang, F., et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 446 (7136), 633-639 (2007).
  4. Li, N., et al. Optogenetic-guided cortical plasticity after nerve injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (21), 8838-8843 (2011).
  5. Airan, R. D., Li, N., Gilad, A. A., Pelled, G. Genetic tools to manipulate MRI contrast. NMR Biomedicine. 26 (7), 803-809 (2013).
  6. Cywiak, C., et al. Non-invasive neuromodulation using rTMS and the electromagnetic-perceptive gene (EPG) facilitates plasticity after nerve injury. Brain Stimulation. 13 (6), 1774-1783 (2020).
  7. Hwang, J., et al. Regulation of Electromagnetic Perceptive Gene Using Ferromagnetic Particles for the External Control of Calcium Ion Transport. Biomolecules. 10 (2), (2020).
  8. Lu, H., et al. Transcranial magnetic stimulation facilitates neurorehabilitation after pediatric traumatic brain injury. Scientific Reports. 5, 14769(2015).
  9. Krishnan, V., et al. Wireless control of cellular function by activation of a novel protein responsive to electromagnetic fields. Bioscience Reports. 8 (1), 8764(2018).
  10. Mitra, S., Barnaba, C., Schmidt, J., Pelled, G., Gilad, A. A. Functional characterization of an electromagnetic perceptive protein. bioRxiv. , 329946(2020).
  11. Hunt, R. D., et al. Swimming direction of the glass catfish is responsive to magnetic stimulation. PLoS One. 16 (3), 0248141(2021).
  12. Kandel, E. R., Krasne, F. B., Strumwasser, F., Truman, J. W. Cellular mechanisms in the selection and modulation of behavior. Neurosciences Research Program bulletin. 17, 521(1979).
  13. Carew, T. J., Castellucci, V. F., Kandel, E. R. An analysis of dishabituation and sensitization of the gill-withdrawal reflex in Aplysia. International Journal of Neuroscience. 2 (2), 79-98 (1971).
  14. Kandel, E. R. The molecular biology of memory storage: a dialog between genes and synapses. Bioscience Reports. 21 (5), 565-611 (2001).
  15. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Effect of temperature on laboratory growth, reproduction and life-span of octopus-bimaculoides. Marine Biology. 98 (3), 369-379 (1988).
  16. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Behavior, body patterning and reproductive-biology of octopus-bimaculoides from California. Malacologia. 29 (1), 41-55 (1988).
  17. Pickford, B. M. The Octopus bimaculatus problem: A study in sibling species. Bulletin of the Bingham Oceanographic Collection. 12, 1-66 (1949).
  18. Sumbre, Y., Fiorito, G., Flash, T. Control of octopus arm extension by a peripheral motor program. Science. 293 (5536), 1845-1848 (2001).
  19. Gutfreund, Y., et al. Organization of octopus arm movements: a model system for studying the control of flexible arms. Journal of Neuroscience. 16 (22), 7297-7307 (1996).
  20. Gutfreund, Y., Matzner, H., Flash, T., Hochner, B. Patterns of motor activity in the isolated nerve cord of the octopus arm. The Biological Bulletin. 211 (3), 212-222 (2006).
  21. Hague, T., Florini, M., Andrews, P. L. R. Preliminary in vitro functional evidence for reflex responses to noxious stimuli in the arms of Octopus vulgaris. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 100-105 (2013).
  22. Hochner, B., Brown, E. R., Langella, M., Shomrat, T., Fiorito, G. A learning and memory area in the octopus brain manifests a vertebrate-like long-term potentiation. Journal of Neurophysiology. 90 (5), 3547-3554 (2003).
  23. Hochner, B., Glanzman, D. L. Evolution of highly diverse forms of behavior in molluscs. Current Biology. 26 (20), 965-971 (2016).
  24. Hvorecny, L. M., et al. Octopuses (Octopus bimaculoides) and cuttlefishes (Sepia pharaonis, S. officinalis) can conditionally discriminate. Animal Cognition. 10 (4), 449-459 (2007).
  25. Kier, W. M., Stella, M. P. The arrangement and function of octopus arm musculature and connective tissue. Journal of Morphology. 268 (10), 831-843 (2007).
  26. Levy, G., Hochner, B. Embodied organization of octopus vulgaris morphology, vision, and locomotion. Frontiers in Physiology. 8, 164(2017).
  27. Giorgio-Serchi, F., Arienti, A., Laschi, C. Underwater soft-bodied pulsed-jet thrusters: Actuator modeling and performance profiling. The International Journal of Robotics Research. 35 (11), 1308-1329 (2016).
  28. Han, S., Kim, T., Kim, D., Park, Y., Jo, S. Use of deep learning for characterization of microfluidic soft sensors. IEEE Robotics and Automation Letters. 3 (2), 873-880 (2018).
  29. Hanassy, S., Botvinnik, A., Flash, T., Hochner, B. Stereotypical reaching movements of the octopus involve both bend propagation and arm elongation. Bioinspiration and Biomimetics. 10 (3), 035001(2015).
  30. Hochner, B., Shomrat, T., Fiorito, G. The octopus: a model for a comparative analysis of the evolution of learning and memory mechanisms. The Biological Bulletin. 210 (3), 308-317 (2006).
  31. Imperadore, P., Fiorito, G. Cephalopod tissue regeneration: consolidating over a century of knowledge. Frontiers in Physiology. 9, 593(2018).
  32. Imperadore, P., et al. Nerve regeneration in the cephalopod mollusc Octopus vulgaris: label-free multiphoton microscopy as a tool for investigation. Journal of the Royal Society, Interface. 15 (141), 20170889(2018).
  33. Levy, G., Flash, T., Hochner, B. Arm coordination in octopus crawling involves unique motor control strategies. Current Biology. 25 (9), 1195-1200 (2015).
  34. Li, F., et al. Chromosome-level genome assembly of the East Asian common octopus (Octopus sinensis) using PacBio sequencing and Hi-C technology. Molecular Ecology Resources. 20 (6), 1572-1582 (2020).
  35. Lopes, V. M., Rosa, R., Costa, P. R. Presence and persistence of the amnesic shellfish poisoning toxin, domoic acid, in octopus and cuttlefish brains. Marine Environmental Research. 133, 45-48 (2018).
  36. Mazzolai, B., Margheri, L., Dario, P., Laschi, C. Measurements of octopus arm elongation: Evidence of differences by body size and gender. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 160-164 (2013).
  37. McMahan, W., et al. Proceedings 2006 IEEE International Conference on Robotics and Automation, 2006. , 2336-2341 (2006).
  38. Meisel, D. V., Kuba, M., Byrne, R. A., Mather, J. The effect of predatory presence on the temporal organization of activity in Octopus vulgaris. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 447, 75-79 (2013).
  39. Nesher, N., Levy, G., Grasso, F. W., Hochner, B. Self-recognition mechanism between skin and suckers prevents octopus arms from interfering with each other. Current Biology. 24 (11), 1271-1275 (2014).
  40. Wells, M. J. Octopus : Physiology and behaviour of an advanced invertebrate. , Chapman and Hall. Halsted Press. (1978).
  41. Young, J. Z. The anatomy of the nervous system of Octopus vulgaris. , Clarendon Press. (1971).
  42. Zullo, L., Sumbre, G., Agnisola, C., Flash, T., Hochner, B. Nonsomatotopic organization of the higher motor centers in octopus. Current Biology. 19 (19), 1632-1636 (2009).
  43. Albertin, C. B., et al. The octopus genome and the evolution of cephalopod neural and morphological novelties. Nature. 524 (7564), 220-224 (2015).
  44. Albertin, C. B., Simakov, O. Cephalopod Biology: At the intersection between genomic and organismal novelties. Annual Review if Animal Biosciences. 8, 71-90 (2020).
  45. Baik, S., et al. A wet-tolerant adhesive patch inspired by protuberances in suction cups of octopi. Nature. 546 (7658), 396-400 (2017).
  46. Pikul, J. H., et al. Stretchable surfaces with programmable 3D texture morphing for synthetic camouflaging skins. Science. 358 (6360), 210(2017).
  47. Wehner, M., et al. An integrated design and fabrication strategy for entirely soft, autonomous robots. Nature. 536 (7617), 451-455 (2016).
  48. McMahan, W., et al. Field trials and testing of the OctArm continuum manipulator. Proceedings 2006 IEEE International Conference on Robotics and Automation, 2006. ICRA. , 2336-2341 (2006).
  49. Hochner, B., Brown, E. R., Langella, M., Shomrat, T., Fiorito, G. A learning and memory area in the octopus brain manifests a vertebrate-like long-term potentiation. Journal of Neurophysiology. 90 (5), 3547-3554 (2003).
  50. Tapia-Vasquez, A. E., et al. Proteomic identification and physicochemical characterisation of paramyosin and collagen from octopus (Octopus vulgaris) and jumbo squid (Dosidicus gigas). International Journal of Food Science & Technology. 55 (10), 3246-3253 (2020).
  51. Kim, B. -M., et al. The genome of common long-arm octopus Octopus minor. GigaScience. 7 (11), (2018).
  52. Zarrella, I., et al. The survey and reference assisted assembly of the Octopus vulgaris genome. Scientific data. 6 (1), 13(2019).
  53. Forsythe, J. W., Hanlon, R. T. Effect of temperature on laboratory growth, reproduction and life span of Octopus bimaculoides. Marine Biology. 98 (3), 369-379 (1988).
  54. Stoskopf, M. K., Oppenheim, B. S. Anatomic features of Octopus bimaculoides and Octopus digueti. Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 27 (1), 1-18 (1996).
  55. Ramos, J. E., et al. Body size, growth and life span: implications for the polewards range shift of Octopus tetricus in south-eastern Australia. PLoS One. 9 (8), 103480(2014).
  56. Hanlon, R. T., Forsythe, J. W. Advances in the laboratory culture of octopuses for biomedical research. Lab Animal Science. 35 (1), 33-40 (1985).
  57. Moltschaniwskyj, N. A., Carter, C. G. Protein synthesis, degradation, and retention: mechanisms of indeterminate growth in cephalopods. Physiological and Biochemical Zoology. 83 (6), 997-1008 (2010).
  58. Fiorito, G., et al. Guidelines for the care and welfare of Cephalopods in Research -A consensus based on an initiative by CephRes, FELASA and the Boyd Group. Lab Animal. 49, 2 Suppl 1-90 (2015).
  59. Valverde, J. C., Garcia, B. G. Suitable dissolved oxygen levels for common octopus (Octopus vulgaris cuvier, 1797) at different weights and temperatures: analysis of respiratory behaviour. Aquaculture. 244 (1-4), 303-314 (2005).
  60. Cardeilhac, P. T., Whitaker, B. R. Copper Treatments: Uses and Precautions. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 18 (2), 435-448 (1988).
  61. Hodson, P. V., Borgman, U., Shear, H. Toxicity of copper to aquatic biota. Copper in the Environment. (2), John Wiley. 307-372 (1979).
  62. Poole, B. M. Techniques for the culture of ghost shrimp (palaemonetes pugio). Environmental Toxicology and Chemistry. 7 (12), 989-995 (1988).
  63. Burggren, W. W. Respiration and circulation in land crabs: novel variations on the marine design. American Zoologist. 32 (3), 417-427 (1992).
  64. Reitsma, J., Murphy, D. C., Archer, A. F., York, R. H. Nitrogen extraction potential of wild and cultured bivalves harvested from nearshore waters of Cape Cod, USA. Marine Pollution Bulletin. 116 (1), 175-181 (2017).
  65. Messenger, J. B. Cephalopod chromatophores: neurobiology and natural history. Biological Reviews. 76 (4), 473-528 (2001).
  66. Morgan Holst, M. M., Miller-Morgan, T. The Use of a species-specific health and welfare assessment tool for the giant pacific octopus, enteroctopus dofleini. Journal of Applied Animal Welfare Science. 24 (3), 272-291 (2021).
  67. Rosas, C., et al. Energy balance of Octopus maya fed crab or an artificial diet. Marine Biology. 152 (2), 371-381 (2007).
  68. Anderson, R. C., Wood, J. B., Byrne, R. A. Octopus Senescence: The Beginning of the end. Journal of Applied Animal Welfare Science. 5 (4), 275-283 (2002).
  69. Butler-Struben, H. M., Brophy, S. M., Johnson, N. A., Crook, R. J. In vivo recording of neural and behavioral correlates of anesthesia induction, reversal, and euthanasia in cephalopod molluscs. Frontiers in Physiology. 9, 109(2018).
  70. Jiang, X., et al. Octopus visual system: A functional MRI model for detecting neuronal electric currents without a blood-oxygen-level-dependent confound. Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1311-1319 (2014).
  71. Hennig, J., Nauerth, A., Friedburg, H. RARE imaging: a fast imaging method for clinical MR. Magnetic Resonance in Medicine. 3 (6), 823-833 (1986).
  72. Brant-Zawadzki, M., Gillan, G. D., Nitz, W. R. MP RAGE: a three-dimensional, T1-weighted, gradient-echo sequence--initial experience in the brain. Radiology. 182 (3), 769-775 (1992).
  73. emit-Xerra. , Available from: http://emit-imaging.com/xerra/ (2021).
  74. Bertapelle, C., Polese, G., Di Cosmo, A. Enriched environment increases PCNA and PARP1 Levels in Octopus vulgaris central nervous system: first evidence of adult neurogenesis in Lophotrochozoa. Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution. 328 (4), 347-359 (2017).
  75. Maselli, V., Polese, G., Soudy, A. -S. A., Buglione, M., Cosmo, A. D. Cognitive stimulation induces differential gene expression in Octopus vulgaris: The key role of protocadherins. Biology. 9, Basel. (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Badania biomedycznekonfiguracja akwariumopieka nad głowonogamimonitorowanie jakości wodybadania behawioralneobrazowanie MRIkrio-tomografia fluorescencyjnaanaliza układu nerwowegośledzenie z wykorzystaniem uczenia maszynowego
Ustanowienie ekosystemu ośmiornicy dla badań biomedycznych i bioinżynieryjnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.