Artykuł metodologiczny

Izolowany system perfuzji płuc w modelu królika

DOI:

10.3791/62734

⸱

15 lipca 2021

 ,  ,  , 
1Departamento de Investigación en Hiperreactividad Bronquial, Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias, 2Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Preparat z izolowanych płuc królika jest złotym standardem w badaniach płuc. Niniejsza publikacja ma na celu opisanie techniki opracowanej do badania fizjologicznych i patologicznych mechanizmów związanych z reaktywnością dróg oddechowych, zachowaniem płuc oraz badaniami przedklinicznymi w zakresie transplantacji płuc i obrzęku płuc.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Izolowany system perfuzji płuc był szeroko stosowany w badaniach płuc, przyczyniając się do wyjaśnienia wewnętrznego funkcjonowania płuc, zarówno mikro, jak i makroskopowo. Technika ta jest przydatna w charakterystyce fizjologii i patologii płuc poprzez pomiar aktywności metabolicznej i funkcji oddechowych, w tym interakcji między substancjami krążeniowymi a działaniem substancji wdychanych lub perfundowanych, jak w testach narkotykowych. Podczas gdy metody in vitro obejmują krojenie i hodowlę tkanek, izolowany system perfuzji płuc ex vivo pozwala na pracę z kompletnym funkcjonalnym narządem, umożliwiając badanie ciągłej funkcji fizjologicznej przy jednoczesnym odtwarzaniu wentylacji i perfuzji. Należy jednak zauważyć, że skutki braku unerwienia centralnego i drenażu limfatycznego nadal muszą być w pełni ocenione. Protokół ten ma na celu opisanie montażu izolowanego aparatu płucnego, a następnie chirurgicznego wyodrębnienia i kaniulacji płuc i serca od eksperymentalnych zwierząt laboratoryjnych, a także przedstawienie techniki perfuzji i przetwarzania sygnałów danych. Średnia żywotność izolowanych płuc waha się między 5-8 godzin; W tym okresie zwiększa się przepuszczalność naczyń włosowatych płuc, powodując obrzęk i uszkodzenie płuc. Funkcjonalność zachowanej tkanki płucnej mierzy się za pomocą współczynnika filtracji kapilarnej (Kfc), używanego do określenia zakresu obrzęku płuc w czasie.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brodie i Dixon po raz pierwszy opisali system perfuzji płuc ex-vivo w 1903 roku 1. Od tego czasu stał się złotym standardem narzędzia do badania fizjologii, farmakologii, toksykologii i biochemii płuc2,3. Technika ta oferuje spójny i powtarzalny sposób oceny żywotności przeszczepów płuc oraz określenia wpływu mediatorów stanu zapalnego, takich jak między innymi histamina, metabolity kwasu arachidonowego i substancja P, a także ich interakcji podczas zjawisk płucnych, takich jak zwężenie oskrzeli, niedodma i obrzęk płuc. Izolowany układ płuc był kluczową techniką w odkrywaniu ważnej roli płuc w eliminacji amin biogennych z krążenia ogólnego4,5. Dodatkowo system został wykorzystany do oceny biochemii surfaktantu płucnego6. W ciągu ostatnich kilku dekad system perfuzji płuc ex-vivo stał się idealną platformą do badań nad przeszczepami płuc7. W 2001 roku zespół kierowany przez Stiga Steena opisał pierwsze kliniczne zastosowanie systemu perfuzji płuc ex-vivo poprzez użycie go do regeneracji płuc 19-letniego dawcy, który początkowo został odrzucony przez ośrodki transplantacyjne z powodu urazów. Lewe płuco pobrano i perfuzjono przez 65 minut; następnie udało się go przeszczepić 70-letniemu mężczyźnie z POChP8. Dalsze badania nad regeneracją płuc przy użyciu perfuzji ex-vivo doprowadziły do opracowania techniki Toronto dla rozszerzonej perfuzji płuc w celu oceny i leczenia uszkodzonych płuc dawcy9,10. Klinicznie system perfuzji płuc ex-vivo okazał się bezpieczną strategią zwiększania puli dawców poprzez leczenie i regenerację płuc dawców niespełniających norm, nie wykazując znaczącej różnicy w ryzyku lub wynikach w porównaniu z dawcami o standardowych kryteriach10.

Główną zaletą izolowanego systemu perfuzji płuc jest to, że parametry eksperymentalne mogą być oceniane w kompletnym funkcjonalnym organie, który zachowuje swoją fizjologiczną funkcję w sztucznym laboratorium. Ponadto umożliwia pomiar i manipulację mechaniczną wentylacją płuc w celu analizy składników fizjologii płuc, takich jak opór dróg oddechowych, całkowity opór naczyniowy, wymiana gazowa i powstawanie obrzęków, których do tej pory nie można dokładnie zmierzyć in vivo na zwierzętach laboratoryjnych2. Warto zauważyć, że skład roztworu, za pomocą którego płuca są perfundowane, może być w pełni kontrolowany, co umożliwia dodawanie substancji w celu oceny ich działania w czasie rzeczywistym i pobieranie próbek z perfuzji do dalszych badań11. Badacze pracujący nad izolowanym układem płuc powinni mieć na uwadze, że wentylacja mechaniczna powoduje rozpad tkanki płucnej, skracając czas jej użytkowania. Ten postępujący spadek parametrów mechanicznych może być znacznie opóźniony przez nadmierne pompowanie płuc od czasu do czasu w czasie eksperymentu4. Mimo to przygotowanie zwykle nie może trwać dłużej niż osiem godzin. Innym czynnikiem wpływającym na system perfuzji płuc ex-vivo jest brak regulacji ośrodkowego układu nerwowego i drenażu limfatycznego. Skutki ich braku nie są jeszcze w pełni poznane i mogą potencjalnie być źródłem stronniczości w niektórych eksperymentach.

Technika izolowanego systemu perfuzji płuc może być wykonywana na modelu królika z wysokim stopniem spójności i odtwarzalności. W niniejszej pracy opisano techniczne i chirurgiczne procedury wdrażania techniki izolowanej perfuzji płuc ex-vivo, opracowanej dla modelu królika w Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias w Meksyku, mając na celu podzielenie się spostrzeżeniami i zapewnienie jasnego przewodnika po kluczowych krokach w zastosowaniu tego eksperymentalnego modelu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Izolowany system perfuzyjny w modelu królika był szeroko stosowany w Laboratorium Nadreaktywności Oskrzeli w Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias. Protokół obejmuje króliki nowozelandzkie o przybliżonej wadze 2,5-3 kg. Wszystkie zwierzęta były trzymane w standardowych warunkach wiwarium i karmione ad libitum zgodnie z oficjalnymi meksykańskimi wytycznymi dla zwierząt laboratoryjnych (NOM 062-ZOO-1999) oraz zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych (wydanie 8, 2011). Wszystkie procedury i metody opieki nad zwierzętami przedstawione w niniejszym protokole zostały uprzednio zatwierdzone przez Komisję Etyki Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias.

UWAGA: Przygotowanie izolowanego systemu perfuzji płuc wiąże się z celową śmiercią zwierzęcia pod narkozą i poprzez eutanazję.

1. Wyposażenie i przygotowanie aparatury.

  1. Rozmieszczenie sprzętu:
    1. Ustaw stół operacyjny z rozmiarem dostosowanym do wagi królika.
    2. Zamontuj osłonę sztucznej klatki piersiowej na stalowej kolumnie z szklaną komorą pod spodem i respiratorem z pompką rolkową po bokach.
    3. Upewnij się, że osłona jest łatwo nachylona, aby kaniula tchawicy znajdowała się w jednej linii z tchawicą, aby umożliwić szybsze połączenie.
  2. Sztuczna klatka piersiowa:
    UWAGA: Jest to istotna część systemu. Składa się ze szklanej komory z płaszczem wodnym uszczelnionej specjalną pokrywą. Osłona pełni funkcję uchwytu narządu z połączeniami do kaniulacji tchawicy i osadzonych w niej naczyń.
    1. Ustaw dyszę Venturiego napędzaną sprężonym powietrzem, aby wytworzyć podciśnienie wewnątrz sztucznej klatki piersiowej.
      UWAGA: Moduł sterujący wentylacją (VCM) umożliwia oddzielną regulację ciśnienia wdechowego i końcowego wydechu, a także częstości oddechów i stosunku czasu trwania wdechu do całkowitego czasu trwania cyklu.
  3. aparat:
    1. Upewnij się, że normalnie pracujące urządzenie składa się z głównej stalowej kolumny zamontowanej na płycie podstawy podtrzymującej sztuczną klatkę piersiową, z pneumotachometrem i przetwornikiem masy umieszczonymi nad nią i za cewką podgrzewającą z pułapką pęcherzykową.
    2. Podłącz jeden przetwornik różnicy ciśnień do pneumotachometru, a drugi do ciśnienia w komorze. Ustaw inną parę przetworników ciśnienia za klatką piersiową, aby zmierzyć ciśnienie perfuzyjne i żylne.
    3. Podłącz zapas wymienny poniżej natleniacza z elektrodą poziomu i systemem wentylacji obok aparatu.

2. Chirurgiczne usunięcie bloku krążeniowo-oddechowego.

  1. znieczulenie:
    1. Stosować kombinację środka uspokajającego (ksylazyna) i barbituranu (pentobarbitalu).
      UWAGA: Można stosować różne koktajle znieczulające bez wpływu na wyniki eksperymentów.
    2. Najpierw uspokój zdrowe króliki nowozelandzkie pojedynczym wstrzyknięciem domięśniowym chlorowodorku ksylazyny (3-5 mg / kg). Należy upewnić się, że króliki pozostają spokojne i zrelaksowane, aby umożliwić dalszą manipulację po kilku minutach od wstrzyknięcia.
    3. Po sedacji należy użyć żył usznych brzeżnych (bocznych) jako dostępu do znieczulenia królików za pomocą dożylnego wstrzyknięcia pentobarbitalu sodu (28 mg/kg).
  2. monitoring:
    1. Aby uniknąć niewystarczającego znieczulenia lub nadmiernego obniżenia funkcji serca i układu oddechowego, należy monitorować następujące parametry. Aby ocenić głębokość znieczulenia, wykonaj test szczypania palców u stóp.
    2. Upewnij się, że błona śluzowa jest różowa. Niebieskie lub szare odcienie wskazują na niedotlenienie.
    3. Upewnij się, że tętno wynosi 120-135 uderzeń/min, a temperatura ciała nie spada poniżej 36,5 °C.
  3. Rozmieszczenie zwierząt:
    1. Ogolić tułów królika i ułożyć zwierzę na stole operacyjnym w pozycji leżącej. Umieść system wentylacji w pobliżu stołu, za głową królika, aby umożliwić szybkie podłączenie kaniul po tracheotomii, aby uniknąć uszkodzenia mięśnia.
  4. Nacięcie i tracheotomia:
    1. Wypreparuj skórę z brzusznym nacięciem linii środkowej o długości 3-5 cm od przepony do szyi.
    2. Za pomocą nożyczek operacyjnych przeciąć przednią 2/3 tchawicy między dwoma pierścieniami chrząstki, aby wprowadzić kaniulę tchawicy przez błonę włóknistą tchawicy.
    3. Wstawić 5 mm (średnica zewnętrzna; OD) kaniulę tchawicy przez błonę włóknistą tchawicy i użyj jedwabnego szwu 4-0, aby ją ostrożnie zamocować.
    4. Umieść kleszcze lub pęsetę pod tchawicą, aby upewnić się, że kaniula nie zgina się na tchawicy.
  5. Wentylacja nadciśnieniowa:
    1. Dopóki płuca pozostają poza sztuczną klatką piersiową, należy użyć pompy oddechowej dla małych gatunków, aby przewietrzyć nadciśnienie, aby uniknąć zapadnięcia się płuc podczas operacji.
    2. Wentylację należy rozpocząć przez kaniulę tchawicy podłączoną do pompy oddechowej szybko po tracheotomii, a przed otwarciem klatki piersiowej.
    3. Ustaw objętość oddechową na 10 ml/kg.
      UWAGA: W zależności od konfiguracji eksperymentu i modelu sztucznej klatki piersiowej, należy zapewnić wentylację pod dodatnim ciśnieniem za pomocą tej samej pompy wentylacyjnej, która służy do zapewnienia podciśnienia lub innej, co zapewnia szybką ponowną kaniulację.
  6. Torakotomia i wykrwawienie:
    1. Aby uzyskać dostęp do jamy klatki piersiowej, użyj skalpela lub nożyczek, aby otworzyć ścianę klatki piersiowej i wykonać sternotomię przyśrodkową do górnej jednej trzeciej klatki piersiowej.
    2. Przytrzymaj połówki klatki piersiowej otwarte za pomocą dwóch zwijaczy. Kilka płatów płucnych zwykle otacza serce.
    3. Zlokalizuj żyłę główną górną i dolną i skieruj je za pomocą gwintów.
    4. Przed wykrwawieniem zwierzęcia należy zidentyfikować prawą komorę i wstrzyknąć 1000 UI/kg heparyny.
    5. Bezpośrednio po wstrzyknięciu należy podwiązać żyłę główną górną i dolną za pomocą wstępnie zapętlonej nici i wykonać wykrwawienie.
  7. Zbiór płuc sercowych:
    1. Zbierz blok krążeniowo-oddechowy delikatnie i szybko. Użyj bezpośredniego dysekcji cyfrowej lub nożyczek sprężynowych, aby oddzielić tkankę łączną, aby usunąć płuca z klatki piersiowej.
    2. Przeanalizuj naczynia krwionośne w okolicy, a także przełyk.
    3. Przeciąć manubrium mostek, aby przedłużyć sternotomię przyśrodkową w kierunku kaniuli tchawicy, uwalniając tchawicę po obu stronach z tkanki łączącej.
    4. Teraz wytnij tchawicę powyżej kaniuli tchawicy. Delikatnie pociągnij kaniulę do góry w osi czaszkowo-ogonowej, gdy grzbietowe unieruchomienie tchawicy i płuc jest wycinane.
  8. Kaniulacja:
    1. Podnieś izolowane płuca z klatki piersiowej i ostrożnie umieść je na sterylnej gazie na szalce Petriego.
    2. Aby zapobiec niedodmie, należy przewietrzyć płuca za pomocą wentylacji nadciśnieniowej z dodatnim ciśnieniem wydechowym (PEEP) ustawionym na 2cmH2O.
    3. Usuń komory, odcinając je od serca na poziomie rowka przedsionkowo-komorowego.
    4. Po otwarciu dwóch komór wprowadzić kaniulę tętnicy płucnej OD 4,6 mm dla królika z koszem przez tętnicę płucną i wprowadzić kaniulę lewego przedsionka OD 5,9 mm dla królika z koszem przez zastawkę mitralną do lewego przedsionka.
    5. Użyj jedwabnego szwu 4-0 w tętnicy płucnej i lewym przedsionku, aby zamocować kaniule. Uwzględnij otaczające tkanki w ligaturach tętnicy płucnej i lewym przedsionku, aby uniknąć rozdęcia tych struktur.
    6. Wstrzyknąć 250 ml izotonicznego roztworu soli fizjologicznej przez kaniule tętnicze, aby wypłukać pozostałą krew z łożyska naczyniowego.

3. Technika perfuzji.

  1. Instalacji:
    1. Ostrożnie umieść izolowane płuca w komorze płuc.
    2. Przymocuj tchawicę do przetwornika na pokrywie komory.
    3. Podłącz naczynia kaniulowane do systemu perfuzyjnego.
    4. Zamknij komorę i zabezpiecz ją blokadą obrotową.
      UWAGA: Recyrkulacyjny obwód perfuzyjny składa się z otwartego zbiornika żylnego, pompy perystaltycznej, wymiennika ciepła i pułapki bąbelkowej.
    5. W tym momencie załóż pokrywę komory i przekręć kurek, aby przełączyć się z wentylacji dodatniej na podciśnieniową. Aby sprawdzić wentylację podciśnieniową płuc i hermetyczne zamknięcie komory, należy sprawdzić ruch oddechowy płuc i ciśnienie w komorze na manometrze.
    6. Perfuzjować płuca 200 ml sztucznego, bezkrwistego perfuzatu (bufor wodorowęglanowy Krebsa-Ringera zawierający 2,5% albuminy bydlęcej).
    7. Rozpocznij przepływ perfuzatu od 3 ml/min/kg, a następnie powoli zwiększaj przepływ przez 5 minut do 5 ml/min/kg. Osiągnij przepływ 8 ml/min/kg w ciągu następnych 5 minut, a następnie po kolejnych 5 minutach osiągnij maksymalny strumień 10 ml/min/kg. Uważaj, aby powietrze nie dostało się do obwodu.
      UWAGA: Utrzymuj pH i temperaturę perfuzatu w zakresach fizjologicznych (pH 7,4-7,5; temperatura, 37 °C-38 °C). Aby dostosować pH, dodaj NaHCO3 (1N) lub zwiększ przepływ dwutlenku węgla. Alternatywnie użyj HCl (0,1N) do zakwaszenia.
  2. Parametry:
    1. Sprawdź, czy wstępnie określone parametry perfuzji i wentylacji są ustawione zgodnie z wymaganiami.
    2. Przewietrzyć płuca wilgotnym powietrzem z częstotliwością 30 uderzeń na minutę, objętością oddechową 10 ml/kg i ciśnieniem końcowo-wydechowym (Pe) 2 cmH2O.
      UWAGA: Ciśnienie tętnicze płuc (0-20 mmHg) odpowiada wysokości poziomu płynu w oksygenatorze lub zbiorniku w centymetrach powyżej pnia płucnego, natomiast ciśnienie w żyle płucnej odpowiada wysokości komory wyrównania ciśnienia nad lewym przedsionkiem. Obie wartości można modyfikować. Należy pamiętać, że ciśnienie w lewym przedsionku również wynosi 0-20 mmHg.
  3. Osiągnięcie warunków strefy 3:
    1. Użyj dwóch cewników połączonych z bocznymi portami kaniul zamocowanych w tętnicy płucnej, lewym przedsionku i przetwornikach ciśnienia, aby zmierzyć ciśnienie tętnicze (Pa) i żylne (Pv).
    2. Ustaw ciśnienie podstawowe na poziomie wnęki płuca (odniesienie zerowe).
    3. Przeprowadzaj eksperymenty w warunkach wentylacji strefy 3. Aby to osiągnąć, należy odczekać 10-15 minut, aby uzyskać równowagę charakteryzującą się stanem izograwimetrycznym.
    4. Upewnij się, że ciśnienie żylne jest wyższe niż ciśnienie w pęcherzykach płucnych (Palv), a ciśnienie tętnicze pozostaje wyższe niż oba (Pa > Pv > Palv), aby wystąpiły warunki strefy 3.
    5. Upewnij się, że masa płuc pozostaje stała, a ciśnienie w tętnicy i lewym przedsionku jest stabilne, aby osiągnąć warunki strefy 3, aby otworzyć maksymalną liczbę naczyń płucnych i utrzymać zawartość łożyska mikronaczyniowego podczas eksperymentu.
      UWAGA: Pomiar Kfc jako wskaźnika obrzęku płuc nie różni się między ręcznym a automatycznym systemem perfuzyjnym.
  4. Elektroniczne sterowanie i przetwarzanie sygnałów: Upewnij się, że przepływ oddechowy, zmiany masy, ciśnienie mikronaczyniowe, objętość oddechowa, opór naczyniowy, między innymi, są rejestrowane w wielu centralnych jednostkach elektronicznych, które integrują sygnały pochodzące z przetworników i wyświetlają je w systemie oceny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Izolowany system perfuzji płuc umożliwia manipulację narządami do biopsji, pobieranie próbek z perfuzji oraz zbieranie danych o parametrach fizjologicznych w czasie rzeczywistym. Wyizolowany system może być wykorzystany do przetestowania wielu hipotez dotyczących różnych funkcji i zjawisk zachodzących w płucach, od aktywności metabolicznej i enzymatycznej po powstawanie obrzęków i okresy zachowania w przypadku przeszczepów płuc.

Rysunek 1 przedstawia schemat w peł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca ta przedstawia ogólny pogląd na izolowany system perfuzji płuc, który jest podstawową techniką w badaniach nad fizjologią płuc. Izolowany system perfuzji płuc oferuje duży stopień wszechstronności w swoich zastosowaniach i umożliwia ocenę kilku parametrów istotnych w testowaniu szerokiego zakresu hipotez15. Izolowany układ płucny jest narzędziem obecnym na całym świecie, które w ciągu ostatniej dekady jeszcze bardziej ugruntowało swoje znaczenie dla ocen specyficznych dla narządów, a także r...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować dr Bettinie Sommer Cervantes za jej wsparcie w pisaniu tego rękopisu, oraz Kitzii Elenie Larze Safont za wsparcie przy tworzeniu ilustracji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2-stopowy przewód Tygon E-Lab, średnica wewnętrzna 3,17 mm, 12 sztuk w opakowaniu,/białyHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1864
Adapter do wentylacji nadciśnieniowej w IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Adapter do wentylacji nadciśnieniowej w IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4312
Alternatywne bezciśnieniowe zasilanie gazem dla IPL-4: Aby dostarczyć tchawicy w mieszaninę gazów inną niż powietrze w pomieszczeniu podczas wentylacji ujemnejHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4309
Jednostka bazowa dla królika do płodu świni izolowane perfuzje płucHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4138
Surowica bydlęca A2: D41albumina liofilizowana w proszkusigma3912500 g
Chlorek wapnia, CaCl2· 2H2O.JT Baker10035-04-8
Fiolki kriogeniczneCorning4306592 ml
D-glukozy, C6H12O6.sigmaG5767
Przetwornik różnicowy niskiego ciśnienia DLP2.5, zakres +- 2,5 cmH2O, Złącze HSEHugo Sachs Elektronik (HSE)73-3882
Przetwornik różnicy ciśnień MPX, zakres +- 100 cm2O, HSE ZłączeHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0064
Rurki
Etanol absolutne
14 ml
Hugo Sachs Elektronik (HSE)59-9703
HeparynaPISA5000 UI
Kolumna HPLC (C18 100A 5U)Alltech98121213150 mm x 4,6 mm
Hydrofilowy filtr strzykawkowyMillexSLLGR04NL4 mm
IPL-4 Core System do izolowanego płuca od królika do płodu świni, 230Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
Główny system IPL-4 do izolowanego płuca od królika do płodu świni, 230 VHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4296
Szklany zbiornik z płaszczem do roztworu buforowego, z frytą i rurką, 6,0 lHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0322
Pompa termostatyczna Lauda, typ E-103, 230 V/50 Hz, objętość kąpieli 3 l, zakres temperatur od 20 do 150° CHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0125
Kaniula lewego przedsionka dla królika z koszem, OD 5,9 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4162
Przetwornik ciśnienia krwi niskiego zasięgu P75 do modułu PLUGSYSHugo Sachs Elektronik (HSE)73-0020
Siarczan magnezu siedmiowodny, MgSO4· 7H2OJT Baker10034-99-8
Rurka do mikrowirówekCorning430909
Opcja sterowania wentylacją podciśnieniową z regulatorem ciśnienia dla IPL-4Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-4298
Nowe króliki Zelandii
PISABENTAL (pentobarbital sodowy)PISAQ-7833-215
Obudowa PLUGSYS, typ 603* 7Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0045
Moduł licznika czasu PLUGSYS TCMHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1750
Moduł wzmacniacza przetwornika PLUGSYS (TAM-A)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-0065
Moduł wzmacniacza przetwornika PLUGSYS (TAM-D)Hugo Sachs Elektronik (HSE)73-1793
PLUGSYS VCM-4R Moduł sterujący wentylacją z regulatorem ciśnieniaHugo Sachs Elektronik (HSE)73-1755
Chlorek potasu, KCl.JT Baker3040-01
Diwodorofosforan potasu, KH2PO4JT Baker7778-77-0
PROCIN (ksylacyna klorhydrat)PISAQ-7833-099
Kaniula tętnicy płucnej dla królika z koszem, OD 4,6 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4161
Nóżdo skalpela
Serotonina 5-HT
Serwokontroler do perfuzji (SCPHugo Sachs Elektronik (HSE)73-2806
Probówka do mikrowirówek z zatrzaskiemCostar36201,7 ml
Wodorowęglan sodu, NaHCO3sigmaS6014
Chlorek sodu, NaCl.sigmaS9888
Rękawice chirurgiczne nr 7 1/2
Rękawice chirurgiczne nr 8
Rurki Taygon KaniulaMasterflex
dla królika, średnica zewnętrzna 5,0 mmHugo Sachs Elektronik (HSE)73-4163
Eppendorf rurki Caledon Falcon klasy HPLCPompa perystaltyczna Harvard P-230 (w komplecie ze skrzynką sterowniczą i napędem silnikowym P-230) Hugo Sachs Elektronik (HSE)70-7001 Podgrzewany pneumotachometr liniowy Zakres przepływu od 0 do 10 l/min Hugo Sachs Elektronik (HSE)59-9349 Sterownik grzałki do pojedynczego pneumastometru 230 VAC, 50 Hz tchawicy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dixon, W. E. Contributions to the physiology of the lungs: Part I. The bronchial muscles, their innervation, and the action of drugs upon them. The Journal of Physiology. 29 (2), 97-173 (1903).
  2. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  3. Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. Ex vivo lung perfusion: a comprehensive review of the development and exploration of future trends. Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).
  4. Delaunois, A., Gustin, P., Ansay, M. Multiple muscarinic receptor subtypes mediating pulmonary oedema in the rabbit. Pulmonary Pharmacology. 7 (3), 185-193 (1994).
  5. Delaunois, A., Gustin, P., Vargas, M., Ansay, M. Protective effect of various antagonists of inflammatory mediators against paraoxon-induced pulmonary edema in the rabbit. Toxicology and Applied Pharmacology. 132 (2), 343-345 (1995).
  6. Barr, H. A., Nicholas, T. E., Power, J. H. Control of alveolar surfactant in rats at rest and during prolonged hyperpnoea: pharmacological evidence for two tissue pools of surfactant. British Journal of Pharmacology. 93 (3), 473-482 (1988).
  7. Machuca, T. N., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1054-1062 (2014).
  8. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  9. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  10. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  11. Kao, C. C., Parulekar, A. D. Is perfusate exchange during. Annals of Translational Medicine. 8 (3), 43(2020).
  12. Alquicira-Mireles, J. Participación de la serotonina en los cambios de permeabilidad vascular en la preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Biología thesis (2013).
  13. Arreola-Ramírez, J. L. Papel de la liberación de acetilcolina y sustancia P en el deterioro de la función pulmonar en un modelo experimental de preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Doctorado en Ciencias Biomédicas thesis (2009).
  14. Isolated lung perfusion systems for small to large animal models. Harvard Apparatus. Hugo Sachs Elektronik (HSE). , Available from: https://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Isolated%20Lung%20Perfusion%20Systems%20Brochure.pdf (2021).
  15. Jiao, G. Evolving trend of EVLP: Advancements and emerging pathways. SN Comprehensive Clinical Medicine. 1 (4), 287-303 (2019).
  16. Mordant, P., et al. Mesenchymal stem cell treatment is associated with decreased perfusate concentration of interleukin-8 during ex vivo perfusion of donor lungs after 18-hour preservation. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1245-1254 (2016).
  17. Cowan, P. J., Hawthorne, W. J., Nottle, M. B. Xenogeneic transplantation and tolerance in the era of CRISPR-Cas9. Current Opinion in Organ Transplantation. 24 (1), 5-11 (2019).
  18. Collaborators, G. C. R. D. Prevalence and attributable health burden of chronic respiratory diseases, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. The Lancet Respiratory Medicine. 8 (6), 585-596 (2020).
  19. Bravo-Reyna, C. C., Torres-Villalobos, G., Aguilar-Blas, N., Frías-Guillén, J., Guerra-Mora, J. R. Comparative study of capillary filtration coefficient (Kfc) determination by a manual and automatic perfusion system. Step by step technique review. Physiological Research. 68 (6), 901-908 (2019).
  20. Pereira, M. R., et al. COVID-19 in solid organ transplant recipients: Initial report from the US epicenter. American Journal of Transplantation. 20 (7), 1800-1808 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model p uca kr likafizjologia p ucwsp czynnik filtracji kapilarnejobrz k p ucwentylacja i perfuzjaprzepuszczalno naczyniowap uco ex vivouszkodzenie p uc

Powiązane artykuły