Artykuł metodologiczny

Test Shuttle Box jako narzędzie asocjacyjnego uczenia się do oceny poznawczej w badaniach nad uczeniem się i pamięcią przy użyciu dorosłych danio pręgowanego

DOI:

10.3791/62745

⸱

12 lipca 2021

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Notre Dame, 2Center for Zebrafish Research, University of Notre Dame, 3Center for Stem Cells and Regenerative Medicine, University of Notre Dame

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uczenie się i pamięć są potężnymi wskaźnikami w badaniu zaburzeń poznawczych wywołanych przez rozwój, chorobę lub środowisko. Większość ocen poznawczych wymaga specjalistycznego sprzętu i dużego zaangażowania czasowego. Jednak test shuttle box jest narzędziem do uczenia się asocjacyjnego, które wykorzystuje konwencjonalne pudełko żelowe do szybkiej i wiarygodnej oceny funkcji poznawczych dorosłych danio pręgowanego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deficyty poznawcze, w tym zaburzenia uczenia się i pamięci, są głównym objawem różnych chorób neurodegeneracyjnych związanych z rozwojem i wiekiem oraz urazowego uszkodzenia mózgu (TBI). Danio pręgowany jest ważnym modelem neurobiologicznym ze względu na ich przezroczystość podczas rozwoju i solidne zdolności regeneracyjne po neurotraumie. Chociaż u danio pręgowanego istnieją różne testy poznawcze, większość szybkich ocen poznawczych bada uczenie się bez skojarzeń. Jednocześnie testy uczenia się asocjacyjnego często wymagają wielu dni lub tygodni. W tym miejscu opisujemy test szybkiego uczenia się asocjacyjnego, który wykorzystuje niekorzystny bodziec (porażenie prądem) i wymaga minimalnego czasu na przygotowanie. Prezentowany tutaj test shuttle box jest prosty, idealny dla początkujących badaczy i wymaga minimalnego sprzętu. Wykazaliśmy, że po TBI, ten test shuttle box odtwarzalnie ocenia deficyt poznawczy i regenerację od młodych do starych danio pręgowanych. Dodatkowo test można dostosować do badania pamięci natychmiastowej lub opóźnionej. Wykazaliśmy, że zarówno pojedyncze TBI, jak i powtarzające się zdarzenia TBI negatywnie wpływają na uczenie się i pamięć natychmiastową, ale nie na pamięć opóźnioną. W związku z tym wnioskujemy, że test shuttle box odtwarzalnie śledzi postęp i powrót do zdrowia po upośledzeniu funkcji poznawczych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uczenie się i pamięć są rutynowo używane jako wskaźniki upośledzenia funkcji poznawczych, które występuje z powodu starzenia się, choroby neurodegeneracyjnej lub urazu. Urazowe urazy mózgu (TBI) są najczęstszymi urazami, które skutkują deficytami poznawczymi. TBI budzą coraz większe zaniepokojenie ze względu na ich związek z kilkoma zaburzeniami neurodegeneracyjnymi, takimi jak otępienie czołowo-skroniowe i choroba Parkinsona1,2. Ponadto zwiększona agregacja beta-amyloidu obserwowana u niektórych pacjentów z TBI sugeruje, że może to być również związane z rozwojem choroby Alzheimera3,4. TBI są często wynikiem urazu i obejmują różne nasilenia5, przy czym najczęstsze są łagodne uszkodzenia mózgu (miTBI). Jednak miTBI są często niezgłaszane i błędnie diagnozowane, ponieważ powodują niewielkie upośledzenie funkcji poznawczych tylko przez krótki czas, a poszkodowane osoby zwykle w pełni wracają do zdrowia6. W przeciwieństwie do tego, powtarzające się zdarzenia miTBI stanowią coraz większy problem, ponieważ są one bardzo powszechne u młodych i dorosłych w średnim wieku, mogą kumulować się z czasem7, mogą upośledzać rozwój poznawczy i nasilać choroby neurodegeneracyjne1,2,3,4,5, podobnie jak osoby, które doświadczają umiarkowanego lub ciężkie TBI8.

Danio pręgowany (Danio rerio) jest użytecznym modelem do zgłębiania różnych tematów w neurobiologii, w tym zdolności do regeneracji utraconych lub uszkodzonych neuronów w całym ośrodkowym układzie nerwowym9,10,11,12,13. Regenerację neuronalną wykazano również w kresomózgowiu, które zawiera archipallium w okolicy grzbietowo-wewnętrznej. Ten obszar neuroanatomiczny jest analogiczny do hipokampa i prawdopodobnie jest wymagany do poznania u ryb i do pamięci krótkotrwałej u ludzi14,15,16. Ponadto zachowanie danio pręgowanego zostało obszernie scharakteryzowane i skatalogowane17. Uczenie się było badane za pomocą różnych technik, w tym przyzwyczajenia do reakcji zaskoczenia18, która może reprezentować szybką formę uczenia się bez asocjacji, gdy jest wykonywana w krótkich blokach i z dbałością o szybki czas zanikania19. Bardziej złożone testy uczenia się asocjacyjnego, takie jak T-boxy, plus-labirynty i dyskryminacja wizualna20,21 są stosowane, ale często są czasochłonne, wymagają dni lub tygodni przygotowań i polegają na mieliźnie lub pozytywnym wzmocnieniu. W tym miejscu opisujemy szybki paradygmat do oceny zarówno uczenia się asocjacyjnego, jak i pamięci natychmiastowej lub opóźnionej. Ten test wahadłowy wykorzystuje bodziec awersyjny i warunkowanie negatywnego wzmocnienia do oceny deficytów poznawczych i powrotu do zdrowia po TBI siły. Wykazaliśmy, że nieuszkodzone dorosłe rybki pręgowane (8-24 miesiące) powtarzalnie uczą się unikać czerwonego światła w ciągu 20 prób (<20 minut oceny) w pudełku wahadłowym, z wysokim stopniem spójności u wszystkich obserwatorów. Dodatkowo, korzystając z pudełka wahadłowego, wykazujemy, że zdolności uczenia się i zapamiętywania u osób dorosłych (w wieku 8-24 miesięcy) są spójne i są przydatne do oznaczania funkcji poznawczych ze znacznymi upośledzeniami między różnymi nasileniami TBI lub powtarzającymi się TBI. Co więcej, metoda ta może być szybko zastosowana jako wskaźnik do śledzenia szerokiego zakresu progresji choroby lub skuteczności interwencji lekowych wpływających na utrzymanie lub odzyskanie funkcji poznawczych u dorosłych ryb danio pręgowanego.

Tutaj przedstawiamy instruktażowy przegląd szybkiej oceny poznawczej, która może badać zarówno złożone uczenie się asocjacyjne (sekcja 1), jak i pamięć zarówno pod kątem pamięci natychmiastowej jak i opóźnionej. Paradygmat ten zapewnia ocenę pamięci krótko- i długotrwałej wyuczonego asocjacyjnego zadania poznawczego (sekcja 2).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Danio pręgowany był hodowany i utrzymywany w obiekcie Notre Dame Zebrafish w Freimann Life Sciences Center. Metody opisane w tym manuskrypcie zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Notre Dame (Animal Welfare Assurance Number A3093-01).

1. Paradygmat uczenia się w skrzynce wahadłowej (Rysunek 1A)

UWAGA: Paradygmat uczenia się zapewnia szybką ocenę poznania w odniesieniu do uczenia się asocjacyjnego.

  1. Przygotuj pudełko wahadłowe, modyfikując pudełko żelowe o wymiarach 30,5 x 19 x 7,5 cm z kawałkiem pleksi klasy akwariowej o wymiarach 5 x 19 cm dodanym z każdej strony pod kątem 45°. Zrób linię wyznaczającą połowę punktu zbiornika, aby ocenić, kiedy ryby przekroczyły środek zbiornika (Rysunek 1B).
  2. Dodać 800 ml wody systemowej do pojemnika wahadłowego. Przygotuj tę wodę, rozpuszczając 60 mg Instant Ocean w 1 litrze dejonizowanej wody RO. Napełnij wodę do środka zbiornika na głębokość 5 cm.
    UWAGA: Wymieniać świeżą wodą systemową o temperaturze 28 °C co godzinę lub po przetestowaniu 3 ryb.
  3. Umieść 2-3 ryby w zbiorniku zawierającym wodę systemową, znajdującym się w ciemnym pomieszczeniu, w którym zostanie przeprowadzony test w pudełku wahadłowym.
    1. W ciemnym pomieszczeniu umieść 1 rybę na środku pudełka wahadłowego, zabezpiecz pokrywę i podłącz elektrody do zasilacza.
      UWAGA: Pomieszczenie powinno pozostać tak ciemne, jak to możliwe podczas aklimatyzacji i testów.
  4. Zaaklimatyzować ryby w loży wahadłowej przez 15 minut
    UWAGA: Badacz powinien pozostać w pomieszczeniu w okresie aklimatyzacji lub spokojnie powrócić do pomieszczenia testowego z wystarczającą ilością czasu przed badaniem, aby ryby mogły przyzwyczaić się do obecności badacza. Udaną aklimatyzację można rozważyć, gdy ryba swobodnie eksploruje zbiornik.
    1. Jeśli ryba nie będzie w stanie eksplorować, kontynuuj aklimatyzację przez dodatkowe 15 minut. Jeśli ryba nadal nie może zaaklimatyzować się w pudełku wahadłowym, usuń rybę. Nie używaj tej ryby do testów.
  5. Ręcznie zaświec latarką z czerwonym obiektywem o mocy 800 lumenów ~ 2 cm od ściany pudełka żelowego po stronie zajmowanej przez rybę, po aklimatyzacji.
    UWAGA: Nie rozpoczynaj próby, jeśli ryba spoczywa obok platynowego drutu przy ścianie w pobliżu głębokich końców pudełka wahadłowego.
  6. Skieruj bodziec świetlny bezpośrednio na rybę i ręcznie śledź każdy ruch boczny ryby za pomocą światła, aby zapewnić ciągłą wizualizację bodźca (Rysunek 1C). Kontynuuj dostarczanie bodźca świetlnego, aż zostanie spełniony jeden z poniższych warunków.
    1. Uznaj, że szlak jest udany, jeśli ryba przekroczy połowę zbiornika w ciągu 15 sekund ekspozycji na światło. Gdy ryba przekroczy półmetek, natychmiast zatrzymaj bodziec świetlny (Rysunek 1D).
    2. Uznaj szlak za nieudany, jeśli ryba nie przekroczy połowy pudełka w ciągu 15 sekund. W takim przypadku użyj zasilacza do elektroforezy, aby zastosować ujemny bodziec uderzeniowy (20 mV: 1 A) na przemian 2 s włączenia, 2 s wyłączenia przez okres 15 s (maksymalnie 4 wstrząsy) lub do momentu, gdy ryba przekroczy połowę pudełka, w którym to momencie zakończ zarówno bodziec świetlny, jak i negatywny.
  7. Pozwól rybie odpocząć przez 30 s i powtórz krok(i) 1.5-1.6.2. Prowadź szczegółowy zapis kolejności udanych prób (1.6.1) i nieudanych prób (1.6.2).
    UWAGA: Tutaj zdefiniowaliśmy uczenie się jako ukończenie 5 kolejnych udanych prób. Po zademonstrowaniu zdobytej wiedzy, ryby powinny zostać wyjęte z boksu transportowego i humanitarnie poddane eutanazji.

2. Paradygmat pamięci (Rysunek 1A)

UWAGA: Ten paradygmat zapewnia ocenę pamięci krótko- i długotrwałej wyuczonego zadania poznawczego asocjacyjnego.

  1. Okres szkolenia
    1. Dodać 800 ml wody systemowej do pojemnika wahadłowego. Przygotuj tę wodę, rozpuszczając 60 mg Instant Ocean w 1 litrze dejonizowanej wody RO. Napełnij wodę do środka zbiornika na głębokość 5 cm.
      UWAGA: Wodę należy wymieniać na świeżą wodę systemową o temperaturze 28 °C co godzinę lub po przetestowaniu 3 ryb.
    2. Umieść 2-3 ryby w zbiorniku zawierającym wodę systemową, znajdującym się w ciemnym pomieszczeniu, w którym zostanie przeprowadzony test w pudełku wahadłowym.
    3. W ciemnym pomieszczeniu umieść 1 rybę na środku pudełka wahadłowego, zabezpiecz pokrywę i podłącz elektrody do zasilacza.
      UWAGA: Pomieszczenie powinno pozostać tak ciemne, jak to możliwe podczas aklimatyzacji i testów.
    4. Aklimatyzacja ryb w loży wahadłowej przez 15 min.
      UWAGA: Badacz powinien pozostać w pomieszczeniu podczas okresu aklimatyzacji lub spokojnie powrócić do pomieszczenia testowego z wystarczającą ilością czasu przed badaniem, aby ryby mogły przyzwyczaić się do obecności badacza. Określ udaną aklimatyzację, gdy ryba swobodnie eksploruje zbiornik.
    5. Jeśli ryba nie będzie w stanie eksplorować, kontynuuj aklimatyzację przez dodatkowe 15 minut. Jeśli ryba nadal nie zaaklimatyzuje się w pudełku wahadłowym, wyjmij rybę i nie używaj jej do testów.
    6. Po udanej aklimatyzacji ręcznie zaświec latarką z czerwonym obiektywem o mocy 800 lumenów ~ 2 cm od bocznej ściany pudełka żelowego, po stronie pudełka wahadłowego, które jest zajęte przez rybę.
    7. Skieruj bodziec świetlny bezpośrednio na rybę i śledź za pomocą światła każdy ruch boczny ryby, aby zapewnić ciągłą wizualizację bodźca przez rybę.
    8. Podczas gdy światło pada na rybę, jednocześnie zastosuj niekorzystny bodziec uderzeniowy (20 mV: 1 A) na przemian 2 s włączenia, 2 s wyłączenia przez 15 s (maksymalnie 4 wstrząsy) lub do momentu, gdy ryba przekroczy połowę pudełka. Gdy to zostanie osiągnięte, zakończ zarówno światło, jak i niekorzystny bodziec.
      UWAGA: Pozwól rybie odpocząć przez 30 sekund, a następnie powtórz kroki 2.1.6-2.1.8 przez 25 iteracji (Rysunek 1A).
  2. Wstępne testy
    1. Po okresie treningu należy zapewnić rybom 15 minut odpoczynku. Nie wyjmuj ich z pudełka transportowego. Przetestuj początkowe zachowanie pamięci, rejestrując każdą próbę jako ściśle zaliczoną/niezaliczoną, bezpośrednio po tym okresie odpoczynku.
    2. Stosuj tylko bodziec świetlny przez maksymalnie 15 s i zapisuj odpowiedzi w następujący sposób.
      1. Uznaj, że próba zakończyła się sukcesem, jeśli ryba przekroczy połowę drogi skrzynki wahadłowej w ciągu 15 sekund po rozpoczęciu bodźca świetlnego. Przerwij bodziec świetlny natychmiast, gdy ryba przekroczy półmetek.
      2. Próbę należy uznać za nieudaną, jeśli ryba nie przekroczy połowy punktu skrzynki wahadłowej 15 s po uruchomieniu bodźca świetlnego. Zatrzymaj bodziec świetlny po 15 s.
        UWAGA: Podczas wstępnego badania po nieudanej próbie nie stosuje się niekorzystnego bodźca.
    3. Powtórz krok 2.2.2 z 30-sekundowym okresem odpoczynku między próbami i zapisz udane próby (2.2.2.1) i nieudane próby (2.2.2.2) w 25 próbach. Ta wartość będzie służyć jako indywidualne odniesienie dla każdej ryby.
  3. Pamięć natychmiastowa
    1. Wywołać uraz natychmiast po początkowym okresie testowania za pomocą preferowanego paradygmatu uszkodzeń (np. uraz narzędziem przy użyciu zmodyfikowanego spadku masy Marmarou). Trzymaj ryby indywidualnie dla łatwej identyfikacji. Zapisz ich początkowe wartości testowe i zwróć ryby do zakładu dla zwierząt.
      UWAGA: Ryby zostały zranione TBI, jak opisano wcześniej22.
    2. Zebrać 2-3 nieuszkodzone ryby lub TBI 4 godziny po wstępnym badaniu i/lub 4 godziny po urazie (lub w danym okresie doświadczalnym) z obiektu dla zwierząt. Trzymaj wszystkie ryby w ciemnym pomieszczeniu w oddzielnych zbiornikach zawierających wodę systemową.
    3. Umieść ryby na środku pudełka wahadłowego (przygotowanego z wodą systemową, jak opisano w ppkt 1.1), po jednej rybie na raz i zabezpiecz pokrywę. Podłącz zasilanie i pozwól rybie zaaklimatyzować się przez 15 minut.
    4. Po aklimatyzacji oceń pamięć natychmiastową (ściśle zaliczone/niezaliczone), stosując tylko bodziec świetlny przez maksymalnie 15 s i zapisz odpowiedzi w następujący sposób.
      1. Uważa się, że próba zakończyła się sukcesem, jeśli ryba przekroczy połowę długości pudełka w ciągu 15-sekundowego okresu testowego. Zakończ bodziec świetlny po przekroczeniu półmetka.
      2. Próbę należy uznać za nieudaną, jeśli ryba nie przekroczy połowy pudełka w ciągu 15 sekund od rozpoczęcia bodźca świetlnego. Zakończ bodziec świetlny po upływie 15 sekund.
        UWAGA: Podczas tego badania po urazie niekorzystny bodziec wstrząsowy nie jest stosowany po nieudanej próbie.
    5. Powtórz krok 2.3.4 z 30-sekundowym okresem odpoczynku między próbami i zapisz liczbę udanych prób (2.3.4.1) i nieudanych prób (2.3.4.2) w 25 próbach.
    6. Oblicz procentową różnicę między udanymi próbami po urazie a początkowym okresem badania, korzystając z równania:
      figure-protocol-1
  4. Opóźniona pamięć
    1. Ryby trzymane oddzielnie w celu łatwej identyfikacji i zapisania ich początkowych wartości testowych należy zwrócić do obiektu dla zwierząt niezwłocznie po zakończeniu początkowego okresu badania.
    2. Należy odczekać 4 dni (lub okres eksperymentu, o którym mowa) między początkowym badaniem a testami urazu i/lub opóźnionej pamięci.
    3. Wywołaj uraz za pomocą preferowanego paradygmatu uszkodzeń (takiego jak zmodyfikowany spadek masy Marmarou w celu wywołania urazu narzędziem). Trzymanie ryb oddzielnie w celu łatwej identyfikacji początkowych wartości testowych i powrót ryb do zakładu hodowlanego.
      UWAGA: Ryby zostały zranione TBI, jak opisano wcześniej22.
    4. Zebrać 2-3 nieuszkodzone ryby lub TBI 4 godziny po wstępnym badaniu i/lub 4 godziny po urazie (lub w danym okresie doświadczalnym) z obiektu dla zwierząt.
    5. Trzymaj wszystkie ryby w ciemnym pomieszczeniu w oddzielnych zbiornikach zawierających wodę systemową i umieszczaj pojedynczo na środku pudełka wahadłowego (przygotowanego z wodą systemową, jak opisano w 1.1), zabezpiecz pokrywę, podłącz zasilacz i pozwól rybom zaaklimatyzować się przez 15 minut.
    6. Po aklimatyzacji oceń pamięć natychmiastową (ściśle zaliczone/niezaliczone), stosując tylko bodziec świetlny przez okres do 15 s i zapisz następujące reakcje:
      1. Uznaj, że szlak jest udany, jeśli ryba przekroczy połowę długości pudełka w ciągu 15-sekundowego okresu testowania. Zakończ bodziec świetlny po przekroczeniu półmetka.
      2. Uznaj szlak za nieudany, jeśli ryba nie przekroczy połowy pudełka w ciągu 15 sekund od rozpoczęcia bodźca świetlnego, zakończ bodziec świetlny.
        UWAGA: Podczas tego badania po urazie niekorzystny bodziec wstrząsowy nie jest stosowany po nieudanej próbie.
    7. Powtórz krok 2.4.6 z 30-sekundowym okresem odpoczynku między próbami i zapisz liczbę udanych prób (2.4.6.1) i nieudanych prób (2.4.6.2) w 25 próbach.
    8. Oblicz procentową różnicę w udanych próbach po urazie w stosunku do początkowego okresu badania za pomocą równania:
      figure-protocol-2

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Paradygmat uczenia się, opisany w protokole i schemacie (Rysunek 1), zapewnia szybką ocenę poznania w odniesieniu do uczenia się asocjacyjnego. Ponadto paradygmat ten charakteryzuje się wysokim poziomem rygorystyczności, definiując uczenie się jako powtarzające się i konsekwentne wyświetlanie 5 kolejnych pozytywnych prób. Ten paradygmat ma również zastosowanie do różnych grup wiekowych i urazów. Nieuszkodzone ryby w wieku 8 miesięcy (młody dorosły), 18 miesięcy (dorosły w średnim wieku) i 24 miesiące ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Upośledzenie funkcji poznawczych może znacząco i negatywnie wpłynąć na jakość życia. Ze względu na zwiększoną widoczność i występowanie wstrząśnień mózgu i urazów mózgu w całej populacji, ważne jest, aby zrozumieć, w jaki sposób powodują one upośledzenie funkcji poznawczych i jak można zminimalizować lub odwrócić uszkodzenia. Z tych powodów organizmy modelowe, które można przetestować pod kątem pogorszenia funkcji poznawczych, odgrywają kluczową rolę w tych badaniach. Gryzonie od dawna są głównym modelem do badania neuro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować członkom laboratorium Hyde za ich przemyślane dyskusje oraz technikom Freimann Life Sciences Center za opiekę i hodowlę danio pręgowanego. Praca ta była wspierana przez Centrum Badań nad Danio Pręgowanym na Uniwersytecie Notre Dame, Centrum Komórek Macierzystych i Medycyny Regeneracyjnej na Uniwersytecie Notre Dame oraz granty z National Eye Institute of NIH R01-EY018417 (DRH), National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (JTH), LTC Neil Hyland Fellowship of Notre Dame (JTH), Stypendium Strażników Wolności (JTH) oraz Stypendium Pata Tillmana (JTH). Rysunek 1 wykonany z BioRender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
LatarkaUltrafire9145
Instant OceanInstant OceanSS15-10
Duże pudełko na żel DNAFisher ScientificFB-SB-1316Zasilacz do skrzynki wahadłowej
Fisher ScientificFB-105

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Deutsch, M., Mendez, M., Teng, E. Interactions between traumatic brain injury and frontotemporal degeneration. Dementia and Geriatric Cognitive Disorders. 39, 143-153 (2015).
  2. Gardner, R., et al. Traumatic brain injury in later life increases risk for Parkinson disease. Annals in Neurology. 77, 987(2015).
  3. Fleminger, S., Oliver, D., Lovestone, S., Rabe-Hesketh, S., Giora, A. Head injury as a risk factor for Alzheimer's disease: the evidence 10 years on; a partial replication. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 74, 857-886 (2003).
  4. Johnson, V., Stewart, W., Smith, D. Traumatic brain injury and amyloid-β pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neurosciences. 11, 361-370 (2010).
  5. Korley, F. K., Kelen, G. D., Jones, C. M., Diaz-Arrastia, R. Emergency department evaluation of traumatic brain injury in the United States, 2009-2010. The Journal of Head Trauma Rehabilitation. 31, 379-387 (2016).
  6. Corrigan, J. D., Selassie, A. W., Orman, J. A. L. The epidemiology of traumatic brain injury. The Journal of Head Trauma Rehabilitation. 25, 72-80 (2010).
  7. Levin, H., Arrastia, R. Diagnosis, prognosis, and clinical management of mild traumatic brain injury. The Lancet Neurology. 14, 506-517 (2015).
  8. GBD 2016 Traumatic Brain Injury and Spinal Cord Injury Collaborators. Global, regional, and national burden of traumatic brain injury and spinal cord injury, 1990-2016: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet, Neurology. 18 (1), 56-87 (2019).
  9. Campbell, L. J., et al. Notch3 and DeltaB maintain Müller glia quiescence and act as negative regulators of regeneration in the light-damaged zebrafish retina. Glia. 69 (3), 546-566 (2021).
  10. Green, L. A., Nebiolo, J. C., Smith, C. J. Microglia exit the CNS in spinal root avulsion. PLoS Biology. 17 (2), 3000159(2019).
  11. Hentig, J., Byrd-Jacobs, C. Exposure to zinc sulfate results in differential effects on olfactory sensory neuron subtypes in the adult zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 17 (9), 1445(2016).
  12. Ito, Y., Tanaka, H., Okamoto, H., Oshima, T. Characterization of neural stem cells and their progeny in the adult zebrafish optic tectum. Developmental Biology. 342, 26-38 (2010).
  13. Lahne, M., Nagashima, M., Hyde, D. R., Hitchcock, P. F. Reprogramming Muller glia to regenerate retinal neurons. Annual Reviews of Vision Sciences. 6, 171-193 (2020).
  14. Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors. Development. 138 (22), Cambridge, England. 4831-4841 (2011).
  15. Kishimoto, N., Shimizu, K., Sawamoto, K. Neuronal regeneration in a zebrafish model of adult brain injury. Disease Models & Mechanisms. 5 (2), 200-209 (2012).
  16. Bhattarai, P., et al. Neuron-glia interaction through Serotonin-BDNF-NGFR axis enables regenerative neurogenesis in Alzheimer's model of adult zebrafish brain. PLoS Biology. 18 (1), 3000585(2020).
  17. Kalueff, A., et al. Towards a comprehensive catalog of zebrafish behavior 1.0 and beyond. Zebrafish. 10 (1), 70-86 (2013).
  18. Chanin, S., et al. Assessing startle responses and their habituation in adult zebrafish. Zebrafish Protocols for Neurobehavioral Research. 66, Humana Press. (2012).
  19. López-Schier, H. Neuroplasticity in the acoustic startle reflex in larval zebrafish. Current Opinion in Neurobiology. 54, 134-139 (2019).
  20. Maheras, A. L., et al. Genetic pathways of neuroregeneration in a novel mild traumatic brain injury model in adult zebrafish. eNeuro. 5 (1), (2018).
  21. Gaspary, K. V., Reolon, G. K., Gusso, D., Bonan, C. D. Novel object recognition and object location tasks in zebrafish: Influence of habituation and NMDA receptor antagonism. Neurobiology of Learning and Memory. 155, 249-260 (2018).
  22. Hentig, J., Cloghessy, K., Dunseath, C., Hyde, D. R. A scalable model to study the effects of blunt-force injury in adult zebrafish. Journal of Visualized Experiments. , (2021).
  23. Wu, Y. J., et al. Fragile X mental retardation-1 knockout zebrafish shows precocious development in social behavior. Zebrafish. 14 (5), 438-443 (2017).
  24. Rea, V., Van Raay, T. J. Using zebrafish to model autism spectrum disorder: A Comparison of ASD risk genes between zebrafish and their mammalian counterparts. Frontiers in Molecular Neuroscience. 13, 575575(2020).
  25. Zhdanova, I. V., et al. Aging of the circadian system in zebrafish and the effects of melatonin on sleep and cognitive performance. Brain Research Bulletin. 75 (2-4), 433-441 (2008).
  26. Yu, L., Tucci, V., Kishi, S., Zhdanova, I. V. Cognitive aging in zebrafish. PloS One. 1 (1), 14(2006).
  27. Bahl, A., Engert, F. Neural circuits for evidence accumulation and decision making in larval zebrafish. Nature Neuroscience. 23 (1), 94-102 (2020).
  28. Ngoc Hieu, B. T., et al. Development of a modified three-day t-maze protocol for evaluating learning and memory capacity of adult zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1464(2020).
  29. Williams, F. E., White, D., Messer, W. S. A simple spatial alternation task for assessing memory function in zebrafish. Behavioural Processes. 58 (3), 125-132 (2002).
  30. Zohar, O., et al. Closed-head minimal traumatic brain injury produces long-term cognitive deficits in mice. Neuroscience. 118 (4), 949-955 (2003).
  31. Becker, C., Becker, T. Adult zebrafish as a model for successful central nervous system regeneration. Restorative Neurology and Neuroscience. 26 (2-3), 71-80 (2008).
  32. Grandel, H., Kaslin, J., Ganz, J., Wenzel, I., Brand, M. Neural stem cells and neurogenesis in the adult zebrafish brain: origin, proliferation dynamics, migration, and cell fate. Developmental Biology. 295 (1), 263-277 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Urazowe uszkodzenie m zgupami kr tkotrwa apami d ugotrwa adeficyty uczenia sichoroba neurodegeneracyjnaparadygmat behawioralny

Powiązane artykuły