Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Profilowanie N-glikanów glikoprotein za pomocą chromatografii cieczowej oddziaływania hydrofilowego z detekcją fluorescencyjną i spektrometryczną

1.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62751

⸱

25 września 2021

 , 
1Department of Biomedical Engineering, Karabuk University, 2Department of Chemistry, Hacettepe University

W tym artykule

Podsumowanie

Profilowanie N-glikanów glikoprotein jest niezbędne do odkrycia nowych biomarkerów i zrozumienia funkcji glikanów w zdarzeniach komórkowych. Ponadto analiza N-glikanów w biofarmaceutykach białkowych jest bardzo ważna dla stosowania u ludzi. W niniejszym artykule przedstawiono wysokoprzepustową strategię identyfikacji i ilościowego oznaczania struktur N-glikanowych przy użyciu techniki HILIC-FLD-MS/MS.

Streszczenie

Glikozylacja jest istotną modyfikacją występującą w białkach. Profilowanie N-glikanów glikoprotein jest wymagane do wykrycia nowych kandydatów na biomarkery i określenia zmian glikanów w chorobach. Większość dostępnych na rynku białek biofarmaceutycznych to glikoproteiny. Na skuteczność tych leków mają wpływ wzorce glikozylacji. Dlatego konieczna jest dogłębna metoda charakterystyki N-glikanów. W niniejszym artykule przedstawiono kompleksowe podejście do analizy jakościowej i ilościowej N-glikanów z wykorzystaniem chromatografii cieczowej oddziaływań hydrofilowych wyposażonej w detekcję fluorescencyjną i tandemową spektrometrię mas (HILIC-FLD-MS/MS). N-glikany zostały uwolnione z glikoprotein łatwą metodą i znakowane znacznikiem fluoroforu prokainamidu w strategii. Następnie N-glikany znakowane prokainamidem analizowano techniką HILIC-FLD-MS/MS. W tym podejściu struktury N-glikanów potwierdzono za pomocą tandemowej analizy spektrometrii mas, natomiast do analizy ilościowej wykorzystano detekcję fluorescencyjną. W pracy opisano aplikację do analizy danych dotyczących wykrytych pików N-glikanu. Protokół ten można zastosować do dowolnej glikoproteiny wyekstrahowanej z różnych gatunków.

Wprowadzenie

Glikozylacja jest istotną modyfikacją potranslacyjną obserwowaną w białkach1. Wiele procesów enzymatycznych reguluje modyfikację glikozylacji w organizmach komórkowych. Glikany są przyłączane do białek w wyniku tych procesów enzymatycznych, a białka poddane tej modyfikacji nazywane są glikoproteinami1. W białkach powszechnie obserwuje się dwa typy glikozylacji. O-glikozylacja to przyłączenie O-glikanów do łańcucha bocznego reszt aminokwasowych seryny lub treoniny. N-glikozylacja to przyłączenie N-glikanów do łańcucha bocznego reszty aminokwasowej asparaginy w białku.

Na strukturę, stabilność i fałdowanie białek mają wpływ przyłączenia glikanów2. Proces glikozylacji dramatycznie wpływa na funkcje białek, a glikoproteiny regulują wiele funkcji komórkowych w organizmach3,4. Na przykład silnie glikozylowane białka chronią swoje glikoproteiny przed degradacją proteolityczną5. Innym przykładem są glikany białek tarczycy, które regulują transport Tg i syntezę hormonów6,7. Aby wyjaśnić ich rolę w zdarzeniach komórkowych, wymagana jest dogłębna charakterystyka glikoprotein8.

Profile N-glikanów glikoprotein zmieniają się w sytuacjach chorobowych9,10,11,12. Profilowanie N-glikanów pochodzących z kluczowych glikoprotein lub płynów ustrojowych jest niezbędne do odkrycia nowych biomarkerów i zrozumienia zmian aktywności enzymatycznej w przypadkach choroby. Z drugiej strony, większość biofarmaceutyków białkowych to glikoproteiny, a ich profile glikanowe wpływają na skuteczność leków13. W związku z tym, akceptowalna metoda profilowania N-glikanów musi być przeprowadzona w celu opracowania odpowiednich biofarmaceutyków białkowych do stosowania u ludzi14.

Glycomics to rozwijająca się dyscyplina używana do identyfikacji i ilościowego określania struktur glikanów w cząsteczkach glikozylowanych15,16. Do profilowania glikanów gatunków glikozylowanych wykorzystano wiele metod, w tym NMR17 i MS18. Chromatografia cieczowa z oddziaływaniem hydrofilowym z detekcją fluorescencji (HPLC-HILIC-FLD) jest złotym standardem do profilowania N-glikanów pochodzących z glikoprotein19. Gdy strategia ta zostanie połączona z detekcją za pomocą spektrometrii mas, identyfikacja struktur N-glikanów może być łatwiejsza i bardziej wiarygodna. Większość znaczników fluorescencyjnych stosowanych w analizie N-glikanów ze spektrometrią mas ma niską wydajność jonizacji. Natomiast prokainamid zwiększa wydajność jonizacji N-glikanów, co służy do uzyskania wydajnych tandemowych widm masowych struktur N-glikanów20,21. Specyficzne fragmenty można uzyskać dzięki tej strategii za pomocą tandemowej spektrometrii mas do identyfikacji strukturalnej N-glikanów, takich jak rdzeń fukozylowany22 (proc-HexNAc1Fuc1) i typy dwudzielne23 (proc-Hex1HexNAc3, proc-Hex1HexNAc3Fuc1).

To badanie demonstruje prosty protokół profilowania N-glikanów glikoprotein za pomocą HILIC-FLD-MS/MS. Przedstawiona metoda obejmuje cztery etapy: (1) uwalnianie N-glikanów z glikoprotein, (2) znakowanie N-glikanów za pomocą znacznika prokainamidu, (3) oczyszczanie N-glikanów znakowanych prokainamidem oraz (4) analiza danych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Używane ludzkie osocze jest dostępne na rynku (Tabela materiałów). Nie wykorzystano dalszych próbek biologicznych uzyskanych od ludzi.

1. Uwalnianie glikanów

  1. Denaturacja białek (gliko)białych
    1. Przygotować wzorce glikoproteiny (np. IgG, przeciwciało monoklonalne) o stężeniu 10 μg·μL-1 w dejonizowanymH2O. W przypadku osocza ludzkiego stosuje się stężenie 70 μg·μL-1,
      UWAGA: Próbki należy wirować, aż wszystkie stałe białka zostaną rozpuszczone. Do przygotowania próbek osocza użyto osocza ludzkiego (liofilizowanego).
    2. Weź 20 μl próbek glikoproteiny (200 μg) i liofilizowane osocze ludzkie (1,4 mg).
    3. Dodać 40 μl 2% SDS (dodecylosiarczan sodu) (w/v).
    4. Próbki inkubować w temperaturze 60 °C przez 10 minut w celu denaturacji białek (gliko)protein.
      UWAGA: Próbki mogą być mieszane z prędkością 500 obr./min za pomocą termomiksera podczas inkubacji. Alternatywnie można użyć kąpieli wodnej z wstrząsem.
  2. Uwalnianie glikanów
    1. Dodać 20 μl 4% Igepal-CA630 do próbek z kroku 1.1.4.
    2. Dodać 20 μl 5x PBS (bufor fosforanowy soli fizjologicznej).
    3. Przygotować enzym PNGazy F o stężeniu 1 U·μL-1 w wodzie dejonizowanej.
    4. Dodać 1 U enzymu do wzorców glikoproteiny i 2 U enzymu do próbek ludzkiego osocza.
    5. Próbki inkubować w temperaturze 37 °C przez 16 godzin.
  3. Znakowanie prokainamidem
    1. Przygotować roztwór do etykietowania przy użyciu kwasu solnego prokainamidowego (110 mg·mL-1 w DMSO/AA (dimetylosulfotlenek / lodowaty kwas octowy) 7/3, v/v).
    2. Przygotować roztwór aminacji redukcyjnej przy użyciu cyjanoborowodorku sodu (65 mg·mL-1 w DMSO/AA, 7/3, v/v).
      UWAGA: Sicynoborowodorek sodu jest bardzo toksyczny i łatwopalny. Nosić osłony oczu. Alternatywnie można zastosować kompleks 2-pikolino-boranu (107 mg·mL-1 w DMSO).
    3. Wymieszać te roztwory w stosunku 1:1, v/v, aby przygotować mieszaninę do etykietowania.
    4. Dodać 100 μl tej mieszaniny do znakowania do próbki uwolnionej glikanem z kroku 1.2.5.
    5. Próbki należy inkubować w temperaturze 65 °C przez 2 godziny.

2. Oczyszczanie N-glikanów znakowanych prokainamidem za pomocą wkładu z ekstrakcją do fazy stałej (SPE)

  1. Przygotować roztwór celulozy mikrokrystalicznej (100 mg·mL-1) w wodzie dejonizowanej.
  2. Weź 300 μl celulozy mikrokrystalicznej i włóż ją do probówek do mikrowirówek.
  3. Przemyć celulozę mikrokrystaliczną 1 ml dejonizowanegoH2O.
  4. Przemyć celulozę mikrokrystaliczną 1 ml ACN/MQ (acetonitryl/dH2O), 85/15, v/v w celu kondycjonowania.
    UWAGA: Mikrowirówkę należy używać przez 1 minutę, aby ostrożnie wyrzucić roztwory myjące.
  5. Weź 120 μl roztworu uwalniającego glikany i wymieszaj z 680 μl ACN, aby uzyskać odpowiednie warunki obciążenia (85/15, v/v, ACN/próbka).
  6. Wymieszaj tę mieszaninę z celulozą mikrokrystaliczną w probówkach do mikrowirówek.
  7. Inkubować w temperaturze pokojowej w termomikserze, wstrząsając z prędkością 500 obr./min przez 15 minut.
  8. Przenieść gnojowicę do wkładu SPE (pojemność 1 ml).
    UWAGA: Nie pozwól, aby powietrze dostało się do opakowania wkładu.
  9. Wyrzuć roztwory ładujące, przechodząc powoli (1 kropla/sekundę).
    UWAGA: Upewnij się, że system SPE jest podłączony do pompy próżniowej. Rozpuszczalniki mogą płynąć grawitacyjnie. W razie potrzeby zastosuj podciśnienie za pomocą pompy próżniowej. Zastosowane podciśnienie powinno być odpowiednio dostosowane, aby powoli spływać cieczami w dół.
  10. Przemyć próbkę, przepuszczając dwukrotnie 1 ml roztworu ACN/MQ/TFA (acetonitryl/dH2O/kwas trifluorooctowy) (85/14/1, v/v/v).
  11. Przemyć próbkę, przepuszczając dwukrotnie 1 ml mieszaniny ACN/MQ (85/15, v/v).
  12. Eluować N-glikany znakowane prokainamidem w 0,75 ml wody.
  13. Wysuszyć roztwór elucyjny koncentratorem przez noc.
    UWAGA: Do suszenia należy używać koncentratora o temperaturze 45 °C.
  14. Rozpuścić wysuszone próbki w mieszaninie 100 μl ACN/MQ (75/25, v/v) i przenieść ten roztwór do fiolek wraz z wkładką.
    UWAGA: Ponownie rozpuszczone próbki należy wirować przez 20 sekund.

3. Analiza HILIC-FLD-MS/MS

  1. Włóż adaptery trójnika (T) do kolumny HILIC, aby rozdzielić przepływ na dwie równe objętości. Podłącz jeden z nich do detektora FLD, a drugi do detektora MS.
    UWAGA: Przewody przepływu muszą mieć te same długości.
  2. Dostosuj program gradientu dla separacji HILIC N-glikanów znakowanych prokainamidem, jak pokazano na rysunku uzupełniającym 1. Stosować fazę ruchomą A: 50 mM mrówczanu amonu (pH: 4,4 i fazę ruchomą B: 100 % ACN).
    UWAGA: Program gradientu może być dodatkowo zoptymalizowany w zależności od niejednorodności glikanów w próbkach.
  3. Kliknij przycisk Sampler (Próbnik) i ustaw objętość wtrysku na 10 μL.
  4. Kliknij pozycję Column Comp (Kompozycja kolumny) i ustaw temperaturę kolumny na 60 °C.
  5. Kliknij FLD i dostosuj długości fal wzbudzenia i emisji FLD odpowiednio do 310 nm i 370 nm.
  6. Dostosuj parametry źródła MS, strojenia i MS/MS, jak pokazano na rysunku uzupełniającym 2.
    UWAGA: Parametry MS i MS/MS mogą być zmieniane w zależności od spektrometrii mas użytej w analizie.

4. Analiza danych

  1. Identyfikacja N-glikanów znakowanych prokainamidem
    1. Eksportuj dane MS/MS w odpowiednim formacie do przeszukiwania baz danych (np. .mgf, .xml).
    2. Wprowadź je do narzędzia wyszukiwania w bazie danych w celu identyfikacji N-glikanów.
    3. Wybierz nazwę próbki wymienioną w oprogramowaniu i kliknij przycisk Glycan Search w celu identyfikacji N-glikanów znakowanych prokainamidem przy użyciu bazy danych Carbbank z podanymi parametrami (rysunek uzupełniający 3).
    4. Otwórz przycisk edycji chromatogramów w oprogramowaniu do analizy danych dla danych surowych i wybierz typ wyekstrahowanego chromatogramu jonowego, filtrując wszystkie MSn.
    5. Dodać masy właściwe dla fragmentu fukozylowanego rdzenia proc-N1F1 (m/z 587.3+) oraz fragmentów przeciętych na pół proc-H1N3 (m/z 1009.5+) i proc-H1N3F1 (m/z 1155.5+).
    6. Określ prekursory zawierające fukozylowane i przecięte na pół fragmenty struktury N-glikanów.
    7. Eksport zidentyfikowanych struktur N-glikanów za pomocą oprogramowania (Tabela uzupełniająca 1-3).
    8. Sprawdź prekursory wykryte ręcznie w celu oznaczenia struktur N-glikanów fukozylowanych i przeciętych na pół.
  2. Kwantyfikacja N-glikanów znakowanych prokainamidem za pomocą oprogramowania typu open source24
    1. Wybierz chromatogram FLD w chromatogramach i kliknij metodę w oprogramowaniu. Otwórz metodę eksportowania chromatogramów w formacie pliku .xy.
    2. Konwertuj format pliku .xy eksportowanych chromatogramów na pliki .txt.
    3. Otwórz oprogramowanie do analizy ilościowej.
      UWAGA: Oprogramowanie wykorzystane w badaniu można pobrać ze źródła Github (https://github.com/Tarskin/HappyTools).
    4. Postępuj zgodnie z instrukcjami i samouczkami programu przedstawionymi przez programistę.
      UWAGA: Zaleca się użycie procesu wsadowego do eksportowania obszarów względnych.
    5. Dostosuj parametry ustawień (Rysunek uzupełniający 4). Zdefiniuj cztery minimalne wartości szczytowe i 27 współczynników sygnał/szum do kalibracji.
    6. Otwórz plik wyników za pomocą odpowiedniego oprogramowania, takiego jak Microsoft Excel, w celu dalszej oceny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W przedstawionym podejściu N-glikany zostały najpierw uwolnione, znakowane tagiem procainamidy i oczyszczone za pomocą wkładów SPE zawierających celulozę. Następnie przeprowadzono analizę N-glikanów IgG, trastuzumabu oraz ludzkiej plazmy przy użyciu systemu HPLC-HILIC-FLD-MS/MS. Chromatogramy MS (pik bazowy) i FLD określonych struktur N-glikanów otrzymanych z IgG i trastuzumabu przedstawiono odpowiednio na Ryc. 1. Dane MS/MS uzyskane z tych analiz zaimportowano do ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Profilowanie glikoprotein w N-glikanach obejmuje trudne etapy. Chociaż istnieje wiele różnych metodologii służących temu celowi, należy wybrać odpowiednie podejście zarówno do identyfikacji, jak i kwantyfikacji struktur N-glikanów 14. HILIC-FLD jest złotym standardem w ilościowym oznaczaniu N-glikanów. Jednak identyfikacja wszystkich typów N-glikanów przez detekcję FLD nie jest osiągana. Dlatego tandemowa analiza MS jest potrzebna do potwierdzenia struktur N...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez Ministerstwo Rozwoju Republiki Turcji z numerem projektu: 2016 K121230. Bekir Salih z wdzięcznością dziękuje Tureckiej Akademii Nauk (TUBA) za częściowe wsparcie finansowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas octowyCarlo Erba Odczynniki401413Glacial RS do LC / MS
AcetonitrylMerck1000292500LC-MS LiChrosolv
Agilent 1200 Series HPLC z dedectorem FLD serii 1260Agilent Technologies
Carlo Erba419741mrówczanu amonudo spektrometrii mas LC/MS
Bruker TIMS-TOF (Q-TOF)Bruker Daltonics
CelulozaSigma Aldrich310697mikrokrystaliczna, proszek, 20 μ m
Woda dejonizowanaCarlo Erba Odczynniki412111Do LC/MS
DimetylosulfotlenekSigma Aldrich41639BioUltra, do biologii molekularnej, ≥ 99,5% (GC)
Pusta rura polipropylenowa SPE z frytą PESigma Aldrich5422020 μ m porowatość, objętość 1 mL
Kolektor ekstrakcyjny, 20-pozycyjnyWAT200607Wody W komplecie ze stojakiem na probówki 13 x 100 mm
Osocze ludzkieSigma AldrichP9523liofilizowane
IGEPAL CA-630Sigma AldrichI8896do biologii molekularnej
IgGSigma AldrichI4506liofilizowany proszek
Sól fizjologicznabuforowana fosforanamiSigma AldrichP4417Tabletka
PNGaza FPromegaV483A
Chlorowodorek prokainamiduabcamab120955
Cyjanoborowodorek soduSigma Aldrich156159klasa odczynnika, 95%
dodecylosiarczan soduSigma Aldrich71725
trastuzumabRoche Diagnostics
Kwas trifluorooctowySigma Aldrich302031do HPLC, ≥ 99,9%
Odczynniki do spektrometrii mas enzym

Bibliografia

  1. Dwek, R. A. Glycobiology: Toward understanding the function of sugars. Chemical Reviews. 96 (2), 683-720 (1996).
  2. Varki, A. Biological roles of glycans. Glycobiology. 27 (1), 3-49 (2016).
  3. Spiro, R. G. Protein glycosylation: nature, distribution, enzymatic formation, and disease implications of glycopeptide bonds. Glycobiology. 12 (4), 43(2002).
  4. Apweiler, R., Hermjakob, H., Sharon, N. On the frequency of protein glycosylation, as deduced from analysis of the SWISS-PROT database. Biochimica et Biophysica Acta. 1473 (1), 4-8 (1999).
  5. Stavenhagen, K., et al. and O-glycosylation Analysis of Human C1-inhibitor Reveals Extensive Mucin-type O-Glycosylation. Molecular & Cellular Proteomics. 17 (6), 1225-1238 (2018).
  6. Ząbczyńska, M., Kozłowska, K., Pocheć, E. Glycosylation in the Thyroid Gland: Vital Aspects of Glycoprotein Function in Thyrocyte Physiology and Thyroid Disorders. International Journal of Molecular Sciences. 19 (9), (2018).
  7. Mallet, B., et al. N-Glycans Modulate in Vivo and in Vitro Thyroid Hormone Synthesis: Study at the N-Terminal Domain Of Thyroglobulin. Journal of Biological Chemistry. 270 (50), 29881-29888 (1995).
  8. Dong, X., et al. Advances in mass spectrometry-based glycomics. Electrophoresis. 39 (24), 3063-3081 (2018).
  9. Ohtsubo, K., Marth, J. D. Glycosylation in cellular mechanisms of health and disease. Cell. 126 (5), 855-867 (2006).
  10. Koçak, ÖF., et al. N-glycan profiling of papillary thyroid carcinoma tissues by MALDI-TOF-MS. Analytical Biochemistry. 584, 113389(2019).
  11. Peng, W., et al. Clinical application of quantitative glycomics. Expert Review of Proteomics. 15 (12), 1007-1031 (2018).
  12. Yaman, M. E., Kayili, H. M., Albayrak, M., Kadioglu, Y., Salih, B. Differential N-glycosylation profiling of formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) invasive ductal carcinoma tissues using MALDI-TOF-MS. Molecular Omics. 17 (3), 394-404 (2021).
  13. Liu, L. Antibody Glycosylation and Its Impact on the Pharmacokinetics and Pharmacodynamics of Monoclonal Antibodies and Fc-Fusion Proteins. Journal of Pharmaceutical Sciences. 104 (6), 1866-1884 (2015).
  14. Zhang, L., Luo, S., Zhang, B. Glycan analysis of therapeutic glycoproteins. mAbs. 8 (2), 205-215 (2016).
  15. Hart, G. W., Copeland, R. J. Glycomics Hits the Big Time. Cell. 143 (5), 672-676 (2010).
  16. West, C. M., Malzl, D., Hykollari, A., Wilson, I. B. H. Glycomics, Glycoproteomics, Glycogenomics: An Inter-Taxa Evolutionary Perspective. Molecular & Cellular Proteomics. 20, 100024(2021).
  17. Unione, L., et al. Glycoprofile Analysis of an Intact Glycoprotein As Inferred by NMR Spectroscopy. ACS Central Science. 5 (9), 1554-1561 (2019).
  18. Morelle, W., Michalski, J. -C. Analysis of protein glycosylation by mass spectrometry. Nature Protocols. 2 (7), 1585-1602 (2007).
  19. Reusch, D., et al. Comparison of methods for the analysis of therapeutic immunoglobulin G Fc-glycosylation profiles--part 1: separation-based methods. mAbs. 7 (1), 167-179 (2015).
  20. Keser, T., Pavić, T., Lauc, G., Gornik, O. Comparison of 2-Aminobenzamide, Procainamide and RapiFluor-MS as Derivatizing Agents for High-Throughput HILIC-UPLC-FLR-MS N-glycan Analysis. Frontiers in Chemistry. 6, 324(2018).
  21. Kozak, R. P., Tortosa, C. B., Fernandes, D. L., Spencer, D. I. R. Comparison of procainamide and 2-aminobenzamide labeling for profiling and identification of glycans by liquid chromatography with fluorescence detection coupled to electrospray ionization-mass spectrometry. Analytical Biochemistry. 486, 38-40 (2015).
  22. Nwosu, C., Yau, H. K., Becht, S. Assignment of Core versus Antenna Fucosylation Types in Protein N-Glycosylation via Procainamide Labeling and Tandem Mass Spectrometry. Analytical Chemistry. 87 (12), 5905-5913 (2015).
  23. Kayili, H. M. Identification of bisecting N-glycans in tandem mass spectra using a procainamide labeling approach for in-depth N-glycan profiling of biological samples. International Journal of Mass Spectrometry. 457, 116412(2020).
  24. Jansen, B. C., et al. HappyTools: A software for high-throughput HPLC data processing and quantitation. PLOS ONE. 13 (7), 0200280(2018).
  25. Ruhaak, L. R., et al. Glycan labeling strategies and their use in identification and quantification. Analytical and bioanalytical chemistry. 397 (8), 3457-3481 (2010).
  26. Rojas-Macias, M. A., et al. Towards a standardized bioinformatics infrastructure for N- and O-glycomics. Nature Communications. 10 (1), 3275(2019).
  27. Everest-Dass, A. V., Abrahams, J. L., Kolarich, D., Packer, N. H., Campbell, M. P. Structural feature ions for distinguishing N- and O-linked glycan isomers by LC-ESI-IT MS/MS. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 24 (6), 895-906 (2013).
  28. Li, X., Xu, Z., Hong, X., Zhang, Y., Zou, X. Databases and Bioinformatic Tools for Glycobiology and Glycoproteomics. International Journal of Molecular Sciences. 21 (18), 6727(2020).
  29. Qing, G., Yan, J., He, X., Li, X., Liang, X. Recent advances in hydrophilic interaction liquid interaction chromatography materials for glycopeptide enrichment and glycan separation. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 124, 115570(2020).
  30. Reiding, K. R., et al. Human Plasma N-glycosylation as Analyzed by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization-Fourier Transform Ion Cyclotron Resonance-MS Associates with Markers of Inflammation and Metabolic Health. Molecular & Cellular Proteomics. 16 (2), 228-242 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Analiza glikoproteinchromatografia oddzia ywa hydrofilowychdetekcja fluorescencyjnawzorce glikozylacjiznakowanie procainamidemtandemowa spektrometria masodkrywanie biomarker wkwantyfikacja glikan w

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.