Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Stałe okno do badania przerzutów raka do płuc

5.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62761

⸱

1 lipca 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Structural Biology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 2Gruss-Lipper Biophotonics Center, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 3Department of Surgery, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 4Integrated Imaging Program, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Cente, 5Department of Pathology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół chirurgicznego wszczepienia na stałe stałego okna optycznego dla mysiej klatki piersiowej, który umożliwia wysokorozdzielcze, przyżyciowe obrazowanie płuc. Trwałość okienka sprawia, że dobrze nadaje się ono do badania dynamicznych procesów komórkowych w płucach, zwłaszcza tych, które powoli ewoluują, takich jak progresja przerzutowa rozsianych komórek nowotworowych.

Streszczenie

Przerzuty, stanowiące ~90% śmiertelności związanej z rakiem, obejmują ogólnoustrojowe rozprzestrzenianie się komórek rakowych z guzów pierwotnych do miejsc wtórnych, takich jak kości, mózg i płuca. Chociaż proces ten jest szeroko badany, szczegóły mechanistyczne tego procesu pozostają słabo poznane. Podczas gdy powszechne metody obrazowania, w tym tomografia komputerowa (CT), pozytonowa tomografia emisyjna (PET) i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI), oferują różne stopnie ogólnej wizualizacji, każdej z nich brakuje rozdzielczości czasowej i przestrzennej niezbędnej do wykrycia dynamiki poszczególnych komórek nowotworowych. Aby rozwiązać ten problem, opisano liczne techniki obrazowania przyżyciowego powszechnych miejsc przerzutów. Spośród tych miejsc płuca okazały się szczególnie trudne do uzyskania dostępu do obrazowania przyżyciowego ze względu na jego delikatność i kluczową rolę w podtrzymywaniu życia. Chociaż wcześniej opisano kilka podejść do obrazowania przyżyciowego pojedynczych komórek nienaruszonego płuca, wszystkie obejmują wysoce inwazyjne i terminalne procedury, ograniczające maksymalny możliwy czas obrazowania do 6-12 godzin. Opisano tutaj ulepszoną technikę trwałego wszczepienia minimalnie inwazyjnego okna optycznego klatki piersiowej do obrazowania płuc w wysokiej rozdzielczości (WHRIL). W połączeniu z dostosowanym podejściem do mikrokartografii, innowacyjne okno optyczne ułatwia seryjne obrazowanie przyżyciowe nienaruszonego płuca w rozdzielczości pojedynczej komórki podczas wielu sesji obrazowania i obejmujących wiele tygodni. Biorąc pod uwagę bezprecedensowy czas, w którym można gromadzić dane obrazowe, projekt WHRIL może ułatwić szybsze odkrywanie dynamicznych mechanizmów leżących u podstaw progresji przerzutów i licznych dodatkowych procesów biologicznych w płucach.

Wprowadzenie

odpowiedzialne za ~90% zgonów, przerzuty są główną przyczyną śmiertelności związanej z rakiem1. Wśród głównych miejsc klinicznie obserwowanych przerzutów (kości, wątroba, płuco, mózg)2, płuco okazało się szczególnie trudne do obrazowania in vivo za pomocą mikroskopii przyżyciowej. Dzieje się tak, ponieważ płuca są delikatnym narządem w wiecznym ruchu. Ciągły ruch płuc, dodatkowo spotęgowany przez ruch serca w klatce piersiowej, stanowi istotną barierę dla dokładnego obrazowania. W związku z tym, ze względu na względną niedostępność metod obrazowania optycznego o wysokiej rozdzielczości, wzrost raka w płucach jest często uważany za proces utajony3.

W warunkach klinicznych, technologie obrazowania, takie jak tomografia komputerowa (CT), pozytonowa tomografia emisyjna (PET) i rezonans magnetyczny (MRI) umożliwiają wizualizację głęboko w nienaruszonych ważnych narządach, takich jak płuca4. Jednakże, chociaż te metody zapewniają doskonały widok dużego narządu (często nawet ujawniając patologię przed wystąpieniem objawów klinicznych), mają niewystarczającą rozdzielczość, aby wykryć poszczególne rozsiane komórki nowotworowe w miarę ich postępu we wczesnych stadiach przerzutów. W rezultacie, zanim wyżej wymienione metody dostarczą jakichkolwiek wskazówek dotyczących przerzutów do płuc, ogniska przerzutowe są już dobrze ugruntowane i proliferują. Ponieważ mikrośrodowisko guza odgrywa kluczową rolę w progresji raka i tworzeniu przerzutów5,6, istnieje duże zainteresowanie badaniem najwcześniejszych etapów siewu przerzutowego in vivo. Zainteresowanie to jest dodatkowo podsycane przez coraz większe zrozumienie, że komórki rakowe rozprzestrzeniają się jeszcze przed wykryciem guza pierwotnego7,8 oraz coraz liczniejsze dowody na to, że przeżywają jako pojedyncze komórki i w stanie uśpienia przez lata lub dekady, zanim przerosną do makroprzerzutów9.

Poprzednio, obrazowanie płuc w rozdzielczości pojedynczej komórki wymagało koniecznie przygotowań ex vivo lub eksplantacji10,11,12,13, ograniczając analizy do pojedynczych punktów czasowych. Chociaż preparaty te dostarczają użytecznych informacji, nie dają żadnego wglądu w dynamikę komórek nowotworowych w narządzie połączonym z nienaruszonym układem krążenia.

Najnowsze osiągnięcia technologiczne w obrazowaniu umożliwiły przyżyciowe wizualizację nienaruszonego płuca w rozdzielczości pojedynczej komórki przez okres do 12 h14,15,16. Udało się to osiągnąć w modelu mysim przy użyciu protokołu, który obejmował wentylację mechaniczną, resekcję klatki piersiowej i unieruchomienie płuc wspomagane podciśnieniem. Jednak pomimo zaoferowania pierwszych obrazów w rozdzielczości pojedynczej komórki fizjologicznie nienaruszonego płuca, technika ta jest wysoce inwazyjna i terminalna, co wyklucza dalsze sesje obrazowania poza procedurą wskaźnikową. To ograniczenie uniemożliwia zatem zastosowanie go do badania etapów przerzutów, które trwają dłużej niż 12 godzin, takich jak spoczynek i ponowna inicjacja wzrostu14,15,16. Co więcej, wzorce zachowań komórkowych obserwowane przy użyciu tego podejścia do obrazowania muszą być ostrożnie interpretowane, biorąc pod uwagę, że różnice ciśnień wywołane próżnią mogą powodować zmiany w przepływie krwi.

Aby przezwyciężyć te ograniczenia, niedawno opracowano minimalnie inwazyjne Okno do Obrazowania Płuc w Wysokiej Rozdzielczości (WHRIL), umożliwiające seryjne obrazowanie przez dłuższy okres od dni do tygodni, bez potrzeby wentylacji mechanicznej17. Technika ta polega na stworzeniu "przezroczystej klatki piersiowej" z uszczelnioną jamą piersiową w celu zachowania prawidłowej funkcji płuc. Procedura jest dobrze tolerowana, co pozwala myszy na regenerację bez znaczących zmian w podstawowej aktywności i funkcji. Aby wiarygodnie zlokalizować dokładnie ten sam obszar płuc podczas każdej sesji obrazowania, do tego window18 zastosowano technikę znaną jako mikrokartografia. Przez to okno można było uchwycić obrazy komórek, które docierają do łożyska naczyniowego płuc, przekraczają śródbłonek, przechodzą podział komórek i rosną w mikroprzerzuty.

Tutaj badanie przedstawia szczegółowy opis ulepszonego protokołu chirurgicznego implantacji WHRIL, który upraszcza operację, jednocześnie zwiększając jej powtarzalność i jakość. Chociaż protokół ten został zaprojektowany, aby umożliwić badanie dynamicznych procesów leżących u podstaw przerzutów, technika ta może być alternatywnie stosowana do badań nad licznymi procesami biologii i patologii płuc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury opisane w tym protokole zostały wykonane zgodnie z wytycznymi i przepisami dotyczącymi wykorzystania kręgowców, w tym z uprzednią zgodą Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Albert Einstein College of Medicine.

1. Pasywacja okien

  1. Przepłukać ramy okien optycznych (rysunek uzupełniający 2) 1% (w/v) roztworem enzymatycznie aktywnego detergentu.
  2. Wewnątrz szklanego słoika zanurzyć ramy okien optycznych w 5% (m/v) roztworze wodorotlenku sodu na 30 minut w temperaturze 70 °C.
  3. Zdejmij i umyj ramy okienne wodą dejonizowaną.
  4. Wewnątrz nowego szklanego słoika zanurzyć ramy okien optycznych w 7% (m/v) roztworze kwasu cytrynowego na 10 minut w temperaturze 55 °C.
  5. Ponownie zdejmij i umyj ramy okienne wodą dejonizowaną.
  6. Powtórz krok 1.2, a następnie zdejmij i umyj ramy okienne wodą dejonizowaną.

2. Przygotowanie do operacji

  1. Operację należy przeprowadzić w komorze z kapturem lub w komorze z przepływem laminarnym. Aby uniknąć zanieczyszczenia pola operacyjnego, należy zapewnić odrębne, oddzielone obszary odpowiednio do przygotowania, operacji i rekonwalescencji.
  2. Przed zabiegiem należy wysterylizować wszystkie narzędzia chirurgiczne w autoklawie. Jeśli planowane są kolejne zabiegi, należy ponownie wysterylizować narzędzia za pomocą sterylizatora z gorącymi kulkami. Do tego zabiegu chirurgicznego stosuje się technikę opartą tylko na końcówkach.
  3. Włącz podgrzewany chirurgiczny sterylizator kulek i koralików.
  4. Znieczulić mysz 5% izofluranem w komorze anestezjologicznej.
  5. Aby usunąć włosy, obficie nałóż krem do depilacji na miejsce nacięcia w lewym górnym rogu klatki piersiowej. Po nie dłużej niż 20 sekundach mocno zetrzyj włosy i krem do depilacji za pomocą zwilżonej bibuły. Powtórz w razie potrzeby, aby usunąć wszystkie włosy z pola operacyjnego.
  6. Używając jedwabnego szwu 2-0, zawiąż węzeł u podstawy cewnika 22 G, pozostawiając ogony o długości 2 cali (patrz Rysunek 1A).

3. Chirurgia okien płuc

  1. Umyj ręce mydłem antyseptycznym.
  2. Przed każdym nowym zabiegiem należy założyć nowe sterylne rękawiczki.
  3. Aby zapobiec wysuszeniu rogówki i uszkodzeniu oczu myszy, nałóż maść okulistyczną na oba oczy.
  4. Rozcieńczyć 10 μl (0,1 mg/kg) buprenorfiny w 90 μl sterylnego PBS, a następnie wstrzyknąć podskórnie, aby zapewnić przedoperacyjne działanie przeciwbólowe.
  5. Zaintubuj mysz za pomocą jedwabnego cewnika 22 G15. Używając żarówki do pompowania, potwierdź udaną intubację, zauważając obustronne uniesienie klatki piersiowej po ściśnięciu bańki.
  6. Zabezpiecz cewnik do intubacji, zawiązując jedwabny szew 2-0 wokół pyska myszy (patrz Rysunek 1B).
  7. Umieść mysz na podgrzewanym stanowisku chirurgicznym i umieść ją w prawym bocznym odleżynie, aby odsłonić lewą klatkę piersiową.
  8. Podłączyć respirator do cewnika intubacyjnego.
  9. Zapewnić kontrolowaną, stabilną wentylację wentylatora, a następnie obniżyć poziom izofluoranu do 3%. Na początku zabiegu i okresowo przez cały czas trwania zabiegu należy ocenić adekwatność znieczulenia, wykonując test szczypania palca u nogi.
  10. Za pomocą taśmy papierowej przymocuj czaszkowo i doogonowo odpowiednio kończyny przednie i tylne do rozgrzanej sceny chirurgicznej. Umieść kolejny kawałek taśmy wzdłuż grzbietu myszy, aby zmaksymalizować ekspozycję na pole operacyjne (patrz Rysunek 1C).
  11. Otwórz wszystkie narzędzia chirurgiczne pod maską, aby zachować sterylność.
  12. Wysterylizuj miejsce operowane poprzez obfite nałożenie środka antyseptycznego na skórę myszy.
  13. Za pomocą kleszczy podnieś skórę i wykonaj okrągłe nacięcie ~10 mm, ~7 mm na lewo od mostka i ~7 mm powyżej brzegu podżebrowego (Ryc. 1D).
  14. Dokładnie zidentyfikuj wszystkie główne statki. Jeśli konieczne jest podzielenie naczyń, kauteryzuj na obu końcach za pomocą pióra do elektrokoagulacji, aby utrzymać hemostazę.
  15. Wytnij tkankę miękką pokrywającą żebra.
  16. Podnieś 6. lub 7. żebro za pomocą kleszczy. Używając pojedynczego ostrza nożyczek do mikropreparacji, zaokrągloną stroną w kierunku płuca, ostrożnie przebij mięsień międzyżebrowy między 6. a 7. żebrem, aby wejść do przestrzeni wewnątrz klatki piersiowej (Rysunek 1E).
  17. Delikatnie wypuścić kanister ze sprężonym powietrzem w miejscu ubytku, aby zapadnąć płuco i oddzielić je od ściany klatki piersiowej. Wystrzeliwuj sprężone powietrze w krótkich seriach, aby zapobiec jatrogennemu uszkodzeniu płuc.
  18. Umieść stempel do biopsji na narzędziu tnącym (Rysunek uzupełniający 1) i ostrożnie manewruj podstawą narzędzia tnącego przez nacięcie międzyżebrowe (Rysunek 1F).
  19. Ustaw podstawę narzędzia tnącego tak, aby była równoległa do ściany klatki piersiowej. Przebij okrągły otwór o średnicy 5 mm przez klatkę piersiową (Rysunek 1G).
    UWAGA: Upewnij się, że odsłonięta tkanka płucna jest różowa, bez śladów uszkodzenia.
  20. Używając jedwabnego szwu 5-0, utwórz ścieg torebkowo-sznurkowy ~1 mm od otworu, obwodowo, przeplatając się z żebrami (Rysunek 1H).
  21. Ustaw ramę okienną tak, aby krawędzie okrągłej wady pokrywały się z rowkiem okna (patrz Rysunek 1I).
  22. Bezpiecznie zablokuj wszczepione okno, mocno zawiązując jedwabny szew 5-0.
  23. Do strzykawki o pojemności 1 ml należy załadować 100 μl kleju w żelu cyjanoakrylowym.
  24. Osusz płuca, stosując stały, delikatny strumień sprężonego powietrza przez ~10-20 s (Rysunek 1J).
  25. Za pomocą kleszczy chwycić ramę okienną za jej zewnętrzną krawędź, delikatnie podnieś, aby zapewnić oddzielenie płuca od spodu ramy okiennej.
  26. Nałóż cienką warstwę kleju cyjanoakrylowego wzdłuż spodniej powierzchni ramy okna optycznego (Rysunek 1K).
  27. Zwiększ dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe (PEEP) w respiratorze, aby napełnić płuca.
  28. Przytrzymując przez 10-20 s, delikatnie ale mocno dociśnij, aby przymocować ramkę okienka optycznego do tkanki płucnej (Rysunek 1L).
  29. Naniec 5 mm kropli pozostałego kleju w żelu cyjanoakrylowym na prostokątne szkiełko nakrywkowe.
  30. Podnieś szkiełko nakrywkowe o średnicy 5 mm za pomocą przetworników próżniowych. Zanurz spodnią powierzchnię szkiełka nakrywkowego w kleju, a następnie zeskrob nadmiar kleju trzykrotnie o bok prostokątnego szkiełka nakrywkowego, tak aby pozostała tylko bardzo cienka warstwa (Rysunek 1M).
  31. Ostrożnie umieść szkiełko nakrywkowe tak, aby pasowało do wgłębienia pośrodku ramy okienka optycznego i było trzymane nad tkanką płucną pod kątem. Na krótko zaciśnij respirator, aby wytworzyć nadciśnienie, nadmiernie napompowując płuca. Wykonując ruchy obrotowe, ustaw szkiełko nakrywkowe równolegle do tkanki płucnej, aby uzyskać bezpośrednie połączenie między powierzchnią płuca a spodnią powierzchnią szkiełka nakrywkowego. Utrzymuj delikatny nacisk, pozwalając klejowi cyjanoakrylowemu zastygnąć (~25 s).
  32. Użyj kleszczyków, aby oddzielić szkiełko nakrywkowe od przetworników próżniowych (Rysunek 1N).
  33. Używając jedwabnego szwu 5-0, ponownie utwórz ścieg sznurkowy torebki, tym razem <1 mm obwodu od krawędzi cięcia skóry. Wsuń nadmiar skóry pod zewnętrzną krawędź ramy okiennej, a następnie mocno ją zwiąż węzłami blokującymi.
  34. Aby zapewnić hermetyczne uszczelnienie między szkiełkiem nakrywkowym a ramą okienną, należy dozować niewielką ilość ciekłego cyjanoakrylanu na granicy metalowo-szklanej powierzchni styku (patrz Rysunek 1O).
  35. Przymocuj sterylną igłę do strzykawki insulinowej o pojemności 1 ml. Włóż igłę poniżej wyrostka mieczykowatego, przesuwając się w kierunku lewego ramienia, wchodząc do klatki piersiowej przez przeponę. Delikatnie odciągnąć strzykawkę, aby usunąć resztki powietrza z jamy klatki piersiowej (patrz Rysunek 1P).
  36. Usuń taśmę z myszy.
  37. Wyłącz izofluran.
  38. Kontynuuj wentylację 100% tlenem, aż mysz będzie gotowa do przebudzenia.
  39. Ostrożnie odetnij jedwabny szew 2-0 wokół pyska myszy i ekstubuj mysz.
  40. Przenieś mysz do czystej klatki i monitoruj, aż w pełni wyzdrowieje. Poddaj mysz eutanazji, jeśli występują oznaki trudności w oddychaniu.
  41. Zapewnij anargezję pooperacyjną poprzez podskórne wstrzyknięcie 10 μl (0,1 mg/kg) buprenorfiny rozcieńczonej w 90 μl sterylnego roztworu buforowanego fosforanem (PBS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Etapy procedury chirurgicznej opisanej w niniejszym protokole zostały podsumowane i zilustrowane na Rysunku 1. W skrócie, przed operacją myszy zostają poddane znieczuleniu, a włosy w okolicy lewej części klatki piersiowej zostają usunięte. Myszy są intubowane i wentylowane mechanicznie, aby umożliwić przeżycie po otwarciu jamy klatki piersiowej. Wycięto tkankę miękką pokrywającą żebra i wykonano niewielki okrągły otwór, obejmujący 6th i 7th żebro. Ramka okna optycznego ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W miejscach odległych przerzutów, takich jak płuca, obrazowanie optyczne o wysokiej rozdzielczości zapewnia wgląd w skomplikowaną dynamikę przerzutów komórek nowotworowych. Umożliwiając wizualizację in vivo pojedynczych komórek nowotworowych i ich interakcji z tkanką gospodarza, obrazowanie przyżyciowe o wysokiej rozdzielczości okazało się pomocne w zrozumieniu mechanizmów leżących u podstaw przerzutów.

Opisano tutaj ulepszony protokół chirurgiczny do trwałej implantacji klatki piersi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie ujawniają konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez następujące granty: CA216248, CA013330, Montefiore's Ruth L. Kirschstein T32 Training Grant CA200561, METAvivor Early Career Award, Gruss-Lipper Biophotonics Center and its Integrated Imaging Program, oraz Jane A. and Myles P. Dempsey. Chcielibyśmy podziękować Analytical Imaging Facility (AIF) w Einstein College of Medicine za wsparcie w zakresie obrazowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1% (w/v) roztwór detergentu enzymatycznegoAlconox IncN/A  Skoncentrowany, anionowy detergent z enzymem proteazą do mycia ręcznego i ultradźwiękowego
2 &MICRO; m mikrosfery fluorescencyjneInvitrogenF8827
5 mm szkiełko nakrywkoweMikroskopia elektronowa Sciences72296-05
5% (w/v) roztwór wodorotlenku soduSigma-AldrichS8045
5% IsofluraneHenry Schein, Inc29405
5-0 pleciony jedwab z igłą tnącą RB-1Ethicon, Inc.774B
7% (w/v) roztwór kwasu cytrynowegoSigma-Aldrich251275
8 mm rama okienna ze stali nierdzewnejN/AN/AWykonana na zamówienie, Rysunek uzupełniający 2
9 cm 2-0 jedwabny krawatEthicon, Inc.LA55G
Jednorazowy dziurkacz do biopsji 5 mmIntegra  33-35-SH
nożyczki do mikropreparacjiRobozRS-5980
Mosiężny uchwyt narzędziowydo okien N/AN/AWykonane na zamówienie, Rysunek uzupełniający 3
BuprenorfinaHospira0409-2012-32
Długopis kauterycznyBraintree ScientificGEM 5917
Glukonian chlorheksydyny  Becton, Dickinson and Company260100ChloraPrep Pojedynczy wacik 1,75 ml
Kanister ze sprężonym powietrzemFalconDPSJB-12
Klej cyjanoakrylowyHenkel AdhesivesLOC1363589
Oświetlacz światłowodowyO.C. White CompanyFL3000
Sterylizator koralikówCellPoint ScientificGER  5287-120VGerminator 500
Kleszcze GraefeRobozRS-5135
Lampa grzewcza na podczerwieńBraintree ScientificHL-1
Strzykawki insulinoweWaporyzator Becton Dickinson329424
IsofluranSurgiVetVCT302
Uchwyt na igłę Jacobson z zamkiemKalson SurgicalT1-140
Długie aplikatory z bawełnianą końcówkąMedline IndustriesMDS202055
NairChurch & Dwight Co., Inc.
Neomycyna/polimyksyna B/bacytracynaJohnson & Johnson501373005Maść antybiotykowa
Maść okulistycznaDechra Veterinary Products17033-211-38
Taśma papierowaFisher ScientificS68702
Respirator mysiKent ScientificPS-02PhysioSuite
Prostokątna osłona szklanaCorning2980-225
Stojakdo intubacji gryzoniBraintree ScientificRIS 100
Żarówka do napełniania płuc dla małych zwierzątAparat Harvard72-9083
Narzędzie tnące ze stali nierdzewnejNIEDOTYCZY NIE DOTYCZYWykonane na zamówienie, Rysunek uzupełniający 1
Sulfametoksazol i trimetoprim doustny antybiotykHi-Tech Pharmacal Co.50383-823-16
Wielofunkcyjna platforma chirurgiczna SurgiSuite dla myszy, z ociepleniemKent ScientificSURGI-M02Podgrzewana platforma chirurgiczna
Cewnik dotchawiczyExelint International26746Cewnik 22 G
System próżniowy metalowasonda Ted Pella, Inc.528-112
40002957

Bibliografia

  1. Mehlen, P., Puisieux, A. Metastasis: a question of life or death. Nature Reviews Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).
  2. Lee, Y. T. Breast carcinoma: pattern of metastasis at autopsy. Journal of Surgical Oncology. 23 (3), 175-180 (1983).
  3. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  4. Coste, A., Oktay, M. H., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Intravital imaging techniques for biomedical and clinical research. Cytometry Part A. 95 (5), 448-457 (2019).
  5. DeClerck, Y. A., Pienta, K. J., Woodhouse, E. C., Singer, D. S., Mohla, S. The tumor microenvironment at a turning point knowledge gained over the last decade, and challenges and opportunities ahead: A white paper from the NCI TME network. Cancer Research. 77 (5), 1051-1059 (2017).
  6. Borriello, L., et al. The role of the tumor microenvironment in tumor cell intravasation and dissemination. European Journal of Cell Biology. 99 (6), 151098(2020).
  7. Hosseini, H., et al. Early dissemination seeds metastasis in breast cancer. Nature. 540 (7634), 552-558 (2016).
  8. Harper, K. L., et al. Mechanism of early dissemination and metastasis in Her2(+) mammary cancer. Nature. 540, 589-612 (2016).
  9. Risson, E., Nobre, A. R., Maguer-Satta, V., Aguirre-Ghiso, J. A. The current paradigm and challenges ahead for the dormancy of disseminated tumor cells. Nature Cancer. 1 (7), 672-680 (2020).
  10. Qian, B., et al. A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth. PLoS One. 4 (8), 6562(2009).
  11. Qian, B. Z., et al. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).
  12. Miyao, N., et al. Various adhesion molecules impair microvascular leukocyte kinetics in ventilator-induced lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (6), 1059-1068 (2006).
  13. Bernal, P. J., et al. Nitric-oxide-mediated zinc release contributes to hypoxic regulation of pulmonary vascular tone. Circulation Research. 102 (12), 1575-1583 (2008).
  14. Entenberg, D., et al. In vivo subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility. IntraVital. 4 (3), 1-11 (2015).
  15. Rodriguez-Tirado, C., et al. Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603(2016).
  16. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  17. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  18. Dunphy, M. P., Entenberg, D., Toledo-Crow, R., Larson, S. M. In vivo microcartography and subcellular imaging of tumor angiogenesis: a novel platform for translational angiogenesis research. Microvascular Research. 78 (1), 51-56 (2009).
  19. Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54042(2016).
  20. Seynhaeve, A. L. B., Ten Hagen, T. L. M. Intravital microscopy of tumor-associated vasculature using advanced dorsal skinfold window chambers on transgenic fluorescent mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55115(2018).
  21. Entenbery, D., et al. Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics. Methods. 128, 65-77 (2017).
  22. Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS. Nature Protocols. 15 (3), 1041-1065 (2020).
  23. Ritsma, L., Ponsioen, B., van Rheenen, J. Intravital imaging of cell signaling in mice. IntraVital. 1 (1), 2-10 (2012).
  24. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  25. Harney, A. S., et al. Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA. Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).
  26. Karagiannis, G. S., et al. Assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59633(2019).
  27. Karagiannis, G. S., et al. Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism. Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).
  28. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 335-344 (2006).
  29. Rizzo, V., Kim, D., Duran, W. N., DeFouw, D. O. Ontogeny of microvascular permeability to macromolecules in the chick chorioallantoic membrane during normal angiogenesis. Microvascular Research. 49 (1), 49-63 (1995).
  30. Hoshino, A., et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).
  31. Ueki, H., et al. In vivo imaging of the pathophysiological changes and neutrophil dynamics in influenza virus-infected mouse lungs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 6622-6629 (2018).
  32. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Measurement of retinal blood flow using fluorescently labeled red blood cells. eNeuro. 2 (2), (2015).
  33. Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. Intravital microscopy imaging of the liver following leishmania infection: An assessment of hepatic hemodynamics. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e52303(2015).
  34. Chaigneau, E., Roche, M., Charpak, S. Unbiased analysis method for measurement of red blood cell size and velocity with laser scanning microscopy. Frontiers in Neuroscience. 13, 644(2019).
  35. Kim, T. N., et al. Line-scanning particle image velocimetry: an optical approach for quantifying a wide range of blood flow speeds in live animals. PLoS One. 7 (6), 38590(2012).
  36. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. American Journal of Pathology. 179 (1), 75-82 (2011).
  37. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  38. Travis, W. D. Classification of lung cancer. Seminars in Roentgenology. 46 (3), 178-186 (2011).
  39. Scholten, E. T., Kreel, L. Distribution of lung metastases in the axial plane. A combined radiological-pathological study. Radiologica Clinica (Basel). 46 (4), 248-265 (1977).
  40. Braman, S. S., Whitcomb, M. E. Endobronchial metastasis. Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).
  41. Herold, C. J., Bankier, A. A., Fleischmann, D. Lung metastases. European Radiology. 6 (5), 596-606 (1996).
  42. Kimura, H., et al. Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis. Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).
  43. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).
  44. Sharma, V. P. ImageJ plugin HyperStackReg V5.6. Zenodo. , (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przerzuty do płucobrazowanie intravitalneokno optyczneuśpienie komórek nowotworowychobrazowanie seryjneimplantacja okna klatki piersiowejmikroskopia wielofotonowaekstrawasacja komórek nowotworowychmikrokartografia
Stałe okno do badania przerzutów raka do płuc
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.