Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo) Kwantyfikacja artrokinematyki stawu biodrowego podczas dynamicznych czynności obciążających przy użyciu podwójnej fluoroskopii

DOI:

10.3791/62792

⸱

2 lipca 2021

 ,  , 
1Department of Orthopaedics, University of Utah, 2Scientific Computing and Imaging Institute, University of Utah, 3Department of Mechanical Engineering, University of Vermont, 4Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 5Department of Physical Therapy, University of Utah

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podwójna fluoroskopia dokładnie rejestruje in vivo dynamiczny ruch ludzkich stawów, który można zobrazować w odniesieniu do zrekonstruowanej anatomii (np. artrokinematyki). W niniejszym artykule przedstawiono szczegółowy protokół ilościowego określania artrokinematyki stawu biodrowego podczas czynności związanych z obciążeniem w życiu codziennym, w tym integrację podwójnej fluoroskopii z tradycyjnym przechwytywaniem ruchu markera skórnego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kilka patologii stawu biodrowego zostało przypisanych nieprawidłowej morfologii z podstawowym założeniem o nieprawidłowej biomechanice. Jednak zależności struktura-funkcja na poziomie stawów pozostają trudne do ilościowego określenia ze względu na trudności w dokładnym pomiarze dynamicznego ruchu stawów. Błędy artefaktów tkanek miękkich nieodłącznie związane z optycznym przechwytywaniem ruchu markerów skórnych są nasilane przez głębokość stawu biodrowego w ciele i dużą masę tkanki miękkiej otaczającej staw. W związku z tym złożona zależność między kształtem kości a kinematyką stawu biodrowego jest trudniejsza do dokładnego zbadania niż w innych stawach. W niniejszym artykule przedstawiono protokół obejmujący artrografię tomografii komputerowej (CT), trójwymiarową (3D) rekonstrukcję obrazów wolumetrycznych, podwójną fluoroskopię i optyczne przechwytywanie ruchu w celu dokładnego pomiaru dynamicznego ruchu stawu biodrowego. Podsumowano badania techniczne i kliniczne, w których zastosowano podwójną fluoroskopię do badania zależności kształt-funkcja stawu biodrowego przy użyciu tego protokołu, a także opisano konkretne kroki i przyszłe rozważania dotyczące pozyskiwania, przetwarzania i analizy danych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Liczba zabiegów całkowitej endoprotezoplastyki stawu biodrowego (THA) wykonanych na dorosłych w wieku 45-64 lat cierpiących na chorobę zwyrodnieniową stawu biodrowego (OA) wzrosła ponad dwukrotnie między 2000 a 2010 rokiem1. Opierając się na wzroście liczby zabiegów THA w latach 2000-2014, ostatnie badanie przewiduje, że ogólna liczba rocznych zabiegów może się potroić w ciągu najbliższych dwudziestu lat2. Tak duży wzrost liczby zabiegów THA jest niepokojący, biorąc pod uwagę, że obecne koszty leczenia przekraczają 18 miliardów dolarów rocznie w samych Stanach Zjednoczonych3.

Dysplazja rozwojowa stawu biodrowego (DDH) i zespół uderzenia udowo-panewkowego (FAIS), które opisują odpowiednio niedostatecznie lub nadmiernie ograniczone biodro, są uważane za główną etiologię choroby stawu biodrowego OA4. Częstość występowania tych strukturalnych deformacji stawu biodrowego u osób poddawanych THA została po raz pierwszy opisana ponad trzy dekady temu5. Mimo to związek między nieprawidłową anatomią stawu biodrowego a chorobą zwyrodnieniową stawów nie jest dobrze poznany. Jednym z wyzwań związanych z pogłębieniem praktycznego zrozumienia roli deformacji w rozwoju choroby zwyrodnieniowej stawu biodrowego jest to, że nieprawidłowa morfologia stawu biodrowego jest bardzo powszechna wśród bezobjawowych dorosłych. Warto zauważyć, że badania wykazały morfologię związaną z FAIS typu cam u około 35% populacji ogólnej6, 83% starszych sportowców7 i ponad 95% sportowców płci męskiej8. W innym badaniu przeprowadzonym na kobietach uprawiających sporty akademickie, 60% uczestniczek miało radiologiczne dowody na krzywą FAIS, a 30% miało dowody na DDH9.

Badania wykazujące wysokie rozpowszechnienie deformacji wśród osób bez bólu biodra wskazują na możliwość, że morfologia powszechnie kojarzona z FAIS i DDH może być naturalnym wariantem, który staje się objawowy tylko w określonych warunkach. Jednak interakcja między anatomią stawu biodrowego a biomechaniką stawu biodrowego nie jest dobrze poznana. Warto zauważyć, że znane są trudności z pomiarem ruchu stawu biodrowego przy użyciu tradycyjnej technologii optycznego przechwytywania ruchu. Po pierwsze, staw znajduje się stosunkowo głęboko w ciele, tak że lokalizacja środka stawu biodrowego jest trudna zarówno do zidentyfikowania, jak i dynamicznego śledzenia za pomocą optycznego przechwytywania ruchu znacznika skóry, z błędami tego samego rzędu wielkości, co promień głowy kości udowej10,11. Po drugie, staw biodrowy jest otoczony dużą masą tkanek miękkich, w tym podskórną tkanką tłuszczową i mięśniami, która porusza się względem leżącej poniżej kości, co skutkuje artefaktem tkanek miękkich12,13,14. Wreszcie, za pomocą optycznego śledzenia markerów skóry, kinematyka jest oceniana w odniesieniu do uogólnionej anatomii, a zatem nie daje wglądu w to, jak subtelne różnice morfologiczne mogą wpływać na biomechanikę stawu.

Aby rozwiązać problem braku dokładnej kinematyki w połączeniu z morfologią kości specyficzną dla danego obiektu, opracowano zarówno pojedyncze, jak i podwójne systemy fluoroskopii do analizy innych naturalnych układów stawowych15,16,17. Jednak technologia ta dopiero niedawno została zastosowana do natywnego stawu biodrowego, prawdopodobnie ze względu na trudności w uzyskiwaniu wysokiej jakości obrazów przez tkankę miękką otaczającą biodro. Metodologia dokładnego pomiaru ruchu stawu biodrowego in vivo i wyświetlania tego ruchu w odniesieniu do anatomii kości specyficznej dla danego pacjenta jest opisana w niniejszym dokumencie. Uzyskana w ten sposób artrokinematyka zapewnia niezrównaną zdolność do badania subtelnych zależności między morfologią kości a biomechaniką.

Tutaj opisano procedury pozyskiwania i przetwarzania podwójnych obrazów fluoroskopowych biodra podczas czynności życia codziennego. Ze względu na chęć uchwycenia kinematyki całego ciała z optycznym śledzeniem znaczników jednocześnie z podwójnymi obrazami fluoroskopowymi, protokół gromadzenia danych wymaga koordynacji między kilkoma źródłami danych. Kalibracja systemu podwójnej fluoroskopii wykorzystuje struktury z pleksiglasu wszczepione metalowymi kulkami, które można bezpośrednio zidentyfikować i śledzić jako markery. W przeciwieństwie do tego, dynamiczny ruch kości jest śledzony za pomocą śledzenia bez znaczników, które wykorzystuje tylko gęstość radiograficzną kości na podstawie tomografii komputerowej do określenia orientacji. Dynamiczny ruch jest następnie śledzony jednocześnie za pomocą podwójnej fluoroskopii i danych przechwytywania ruchu, które są zsynchronizowane przestrzennie i czasowo.

Systemy są synchronizowane przestrzennie podczas kalibracji poprzez równoczesne obrazowanie sześcianu zarówno z odblaskowymi znacznikami, jak i wszczepionymi metalowymi koralikami oraz generowanie wspólnego układu współrzędnych. Systemy są synchronizowane czasowo dla każdej czynności lub przechwytywania za pomocą dzielonego wyzwalacza elektronicznego, który wysyła sygnał kończący nagrywanie z dwóch kamer fluoroskopowych i przerywa stałe wejście 5 V do systemu przechwytywania ruchu. Ten skoordynowany protokół umożliwia ilościowe określenie położenia segmentów ciała, które znajdują się poza połączonym polem widzenia systemu podwójnej fluoroskopii, wyrażenie wyników kinematycznych w odniesieniu do zdarzeń znormalizowanych przez chód oraz scharakteryzowanie deformacji tkanek miękkich wokół kości udowej i miednicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedury opisane w tym protokole zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję Rewizyjną Uniwersytetu Utah.

1. Obrazowanie artrogramu CT

  1. Arthrogram18
    1. Zaplanuj przeszkolonego radiologa układu mięśniowo-szkieletowego, który wykona artrogram bezpośrednio przed zaplanowanym obrazowaniem CT.
    2. Ustaw uczestnika na stole z biodrem będącym przedmiotem zainteresowania w polu widzenia klinicznego fluoroskopu. Umieść worki z piaskiem po obu stronach kostki, aby zapobiec rotacji nogi i biodra.
    3. Przygotuj skórę do stworzenia sterylnego środowiska. Zaznacz miejsce, w którym zostanie wprowadzona igła (połączenie głowy kości udowej z szyją) i znieczulij tkankę miękką w miejscu wstrzyknięcia 2-5 ml 1% lidokainy.
    4. Przygotuj roztwór 20 ml 1% lidokainy, 10 ml joheksolu do wstrzykiwań i 0,1 ml 1 mg/ml (1:1000) epinefryny w 30 ml strzykawki typu luer lock.
    5. Dwie do pięciu minut po wstrzyknięciu lidokainy należy wprowadzić igłę do rdzenia kręgowego tylko do momentu, gdy zetknie się z szyjką kości udowej; sprawdzić położenie igły za pomocą fluoroskopii. Wstrzyknąć niewielką ilość przygotowanego roztworu (<5 ml) i upewnić się, że wstrzyknięty płyn znajduje się w torebce stawowej z obrazem z fluoroskopii.
    6. Wstrzyknąć 20-30 ml mieszaniny kontrastowej. W przypadku zaobserwowania dodatkowego oporu przy wstrzyknięciu, poproś członka zespołu badawczego o ręczne przyłożenie trakcji do biodra, ciągnąc za kostkę uczestnika, podczas gdy uczestnik chwyta wezgłowie stołu, aby oprzeć się ruchom górnej części ciała. W razie potrzeby wstrzyknąć pozostałą mieszaninę kontrastową.
    7. Sprawdzić za pomocą fluoroskopii, czy środek kontrastowy wypełnia przestrzeń stawową i pokrywa głowę kości udowej po zastosowaniu trakcji.
    8. Przenieś pacjenta do tomografu komputerowego na wózku inwalidzkim lub łóżku, aby zminimalizować utratę kontrastu w torebce stawowej.
  2. Obrazowanie trakcji i tomografii komputerowej
    1. Pomóż uczestnikowi ułożyć się w pozycji leżącej na suwnicy tomografii komputerowej.
    2. Umieść szynę trakcyjną dla zająca pod nogą będącą przedmiotem zainteresowania, upewniając się, że proksymalny wyściełany pręt spoczywa tuż dystalnie do kości kulszowej. Przymocuj paski na rzepy wokół uda i kostki uczestnika i zastosuj lekką przyczepność.
    3. Zdobądź obraz zwiadowczy i ustaw pole widzenia tak, aby obejmowało całą miednicę i proksymalne kości udowe tuż poniżej krętarza mniejszego dla bioder. Ustaw osobne pole widzenia, aby uwzględnić dystalną część kości udowych i proksymalne kości piszczelowe dla kolan.
    4. Zastosuj dodatkową trakcję (niech jeden członek zespołu badawczego pociągnie za kostkę, podczas gdy inny napina pasek szyny trakcyjnej zająca), aby zapewnić oddzielenie przestrzeni stawowej. Rejestruj obrazy przy 120 kVp, grubości warstwy 1,0 mm, 200 - 400 mA dla bioder i 120 kVp, grubości warstwy 3,0 mm i 150 mA dla kolan. Użyj CARE Dose, automatycznej kontroli ekspozycji, która moduluje prąd lampy w zależności od jakości obrazu, aby zminimalizować obciążenie uczestnika promieniowaniem.
    5. Zwolnij i wyjmij szynę trakcyjną zająca. Pomóż uczestnikowi ustawić się w pozycji stojącej i upewnij się, że czuje się komfortowo, obciążając i będąc mobilnym na kończynie, zanim pozwolisz mu odejść.

2. Podwójne obrazowanie fluoroskopowe

  1. Ustawienia systemu
    1. Zastosuj antropometrię19, aby oszacować wysokość stawu biodrowego na podstawie zgłoszonego wzrostu uczestnika i użyj tego pomiaru do oszacowania żądanej wysokości środka pola widzenia systemu.
    2. Ustaw wzmacniacze obrazu w odległości około 50° od siebie po stronie oprzyrządowanej bieżni odpowiadającej biodru będącemu przedmiotem zainteresowania (Rysunek 1).
    3. Ustaw emitery promieniowania rentgenowskiego tak, aby były skierowane w stronę wzmacniaczy obrazu. Upewnij się, że odległość między źródłem emitera a czołem wzmacniaczy obrazu wynosi około 100-110 cm.
      UWAGA: Zalecana odległość między źródłem emitera a powierzchnią czołową wzmacniaczy obrazu będzie się różnić w zależności od specyfikacji systemu i kolimatora w emiterze promieniowania rentgenowskiego.
    4. Połącz środek twarzy wzmacniacza obrazu i odpowiadającego mu emitera promieniowania rentgenowskiego każdej pary fluoroskopów za pomocą sznurków lub taśm mierniczych. Sprawdź, czy struny (lub taśmy) krzyżują się w żądanym miejscu (tj. w oczekiwanym miejscu stawu biodrowego).
    5. Przymocuj płytkę z trzema laserami do emitera, a lustro do wzmacniacza obrazu. Włącz lasery i dopracuj wyrównanie każdego emitera i wzmacniacza obrazu w oparciu o odbicie laserów z powrotem do źródła lasera.
  2. Obrazy kalibracyjne
    1. Przygotuj się do użycia promieniowania, zakładając ołów i umieszczając oznakowanie przy wejściach do pomieszczenia. Zminimalizuj narażenie, zapewniając personelowi ochronę obejmującą kamizelkę z ołowiu, spódnicę, rękawice i okulary. Włącz fluoroskopy i w razie potrzeby pozwól systemom się rozgrzać.
    2. W przypadku wszystkich obrazów kalibracyjnych ustaw fluoroskopy na 64 kVp i 1,4-1,6 mA lub w inny sposób.
    3. Otwórz oprogramowanie sterujące kamerą na komputerze i wybierz odpowiednie kamery jako podrzędną i główną. Użyj synchronizacji zewnętrznej z kamerą nadrzędną z kamerą podrzędną, aby zsynchronizować obie kamery.
      UWAGA: Dla wszystkich zarejestrowanych czynności zapisz te same klatki z obu podwójnych kamer fluoroskopowych; Ramki są oznaczone liczbą reprezentującą liczbę ramek poprzedzającą elektroniczny sygnał wyzwalający.
    4. Sprawdź wyrównanie systemu, umieszczając okrągłą metalową podkładkę na środku wzmacniacza obrazu i mocując uchwyt krzyża nitkowego do emitera.
      UWAGA: Po zweryfikowaniu wyrównania ważne jest, aby unikać kontaktu z systemem.
    5. Przymocuj siatkę z pleksiglasu do jednego ze wzmacniaczy obrazu za pomocą; zminimalizuj siłę przyłożoną w tym procesie, aby uniknąć zmiany wyrównania. Pobieraj obrazy fluoroskopowe i zapisuj 100 klatek obrazu z każdej podwójnej kamery fluoroskopowej siatki. Usuń siatkę i powtórz proces dla drugiego wzmacniacza obrazu.
    6. Umieść kostkę kalibracyjną 3D w połączonym polu widzenia dwóch fluoroskopów. Aby to zrobić, umieść sześcian na stołku lub platformie, która jest przezroczysta dla fal radiowych i sprawdź wzrokowo, czy większość lub cała kostka znajduje się w polu view. Ustaw sześcian tak, aby koraliki kalibracyjne nie zachodziły na siebie w widoku z podwójnej kamery fluoroskopowej. Pobieraj obrazy i zapisz 100 ramek obrazu sześcianu.
    7. Przed przesunięciem sześcianu zmierz i zapisz przybliżone położenie początku sześcianu od każdego emitera za pomocą układu współrzędnych sześcianu. Usuń kostkę i powiązaną platformę.
    8. Zmierz i zapisz odległość między źródłem emitera a powierzchnią wzmacniacza obrazu dla każdego fluoroskopu.
    9. Przymocuj koralikową pleksi do długiego pręta lub linijki za pomocą gumki i przesuwaj ją losowo, aby zapewnić ruchy obejmujące całe pole widzenia systemu. Upewnij się, że personel badawczy zwraca uwagę na ścieżkę promieniowania i ochronę przed zużyciem, aby zminimalizować narażenie (patrz krok 2.2.1). Zapisz 100 klatek obrazu ruchu.
    10. Zresetuj zegar obrazowania używany do śledzenia czasu ekspozycji.
  3. Próba statyczna i regulacja parametrów
    1. Zmierz wysokość krętarza większego, aby upewnić się, że wysokość systemu jest odpowiednia dla uczestnika.
      1. Zbadaj udo, aby znaleźć kościstą wypukłość krętarza większego i zlokalizować najwyższy punkt, jeśli to możliwe.
      2. Ponieważ krętarz większy górny znajduje się w przybliżeniu na tej samej wysokości co staw biodrowy, zmierz wysokość od podłogi do tego punktu i porównaj ją z oszacowaniem wysokości użytym do ustawienia systemu podwójnej fluoroskopii.
      3. W razie potrzeby dostosuj wysokość systemu i dokonaj ponownej kalibracji, podczas gdy uczestnik jest przygotowywany do przechwytywania danych.
    2. Zapoznaj uczestnika z systemem fluoroskopii i poinformuj go, że musi powiadomić zespół badawczy, jeśli podczas sesji obrazowania wejdzie w kontakt z którymkolwiek ze sprzętów, ponieważ kontakt z systemem negatywnie wpływa na dokładność jego danych.
    3. Poproś uczestnika, aby wszedł na bieżnię i stanął w polu widzenia systemu podwójnej fluoroskopii. Sprawdź ułożenie uczestników z perspektywy każdego emitera i zwróć uwagę na tę pozycję z perspektywy miejsca, w którym każdy członek zespołu badawczego będzie stał lub siedział podczas obrazowania.
    4. Oszacuj parametry obrazowania (kVp i mA każdego emitera oraz ekspozycja dwóch kamer fluoroskopowych) na podstawie wskaźnika masy ciała (BMI) uczestnika i odpowiednio ustaw każdy fluoroskop.
      UWAGA: Dla kohorty referencyjnej ustawienia fluoroskopii wahały się od 78 do 104 kVp i 1,9-3,2 mA przy ekspozycjach aparatu 4,5-7,0 ms.
    5. Zdobądź zdjęcia uczestnika w pozycji stojącej i oceń je pod kątem kontrastu i pola widzenia.
      UWAGA: Zwiększony kVp wiąże się ze zwiększonym rozpraszaniem promieniowania rentgenowskiego (zwiększa szum i zmniejsza kontrast), niższą rozdzielczością obrazu i niższym kontrastem.
    6. Dostosuj parametry i/lub wyrównanie uczestnika i w razie potrzeby powtórz akwizycję obrazu.
    7. Zapisz 100 klatek końcowych obrazów, aby użyć ich jako statycznej wersji próbnej.
  4. Próby dynamiczne (Rysunek 2)
    1. Przed rozpoczęciem podwójnego obrazowania fluoroskopowego poproś uczestnika, aby przeszedł znaną odległość podczas pomiaru czasu. Użyj tego, aby określić samodzielnie wybraną prędkość chodzenia zarówno dla chodzenia na bieżni, jak i na nachyleniu.
    2. Poproś uczestnika, aby założył ołowiany kołnierz tarczycy, aby chronić tarczycę.
    3. Podczas dynamicznych akwizycji poproś badacza obsługującego podwójną kamerę fluoroskopową na stacji roboczej z podwójną fluoroskopią, aby stanął za tarczą prowadzącą i obserwował uczestnika przez okno podglądu tarczy (Rysunek 3).
    4. Dla wykonania wszystkich prób chodu:
      1. Poinformuj o tym uczestnika przed uruchomieniem pasa bieżni. Zwiększ prędkość bieżni do odpowiedniej prędkości chodzenia i pozwól, aby chód uczestnika znormalizował się przed zebraniem obrazów.
      2. Dla każdej aktywności chodzenia zdobądź i zapisz co najmniej dwa pełne cykle chodu.
      3. W przypadku nachylonego chodu poproś uczestnika, aby zszedł z bieżni. Odblokuj bieżnię, ustaw nachylenie na 5° i ponownie zablokuj bieżnię, zanim uczestnik wróci na bieżnię w celu wykonania aktywności.
      4. Powtórz obrazowanie w taki sposób, aby aktywność została zarejestrowana dwukrotnie.
      5. Powtórz ten sam proces (krok 2.4.4.3), aby obniżyć bieżnię po zakończeniu aktywności.
    5. Dla działań pivotowych:
      1. Poproś uczestnika, aby obrócił pozycję ciała i stopy o około 45° od przodu bieżni w kierunku przeciwnym do kierunku obrotu. W razie potrzeby upewnij się, że każda stopa jest umieszczona w całości na jednym pasie bieżni dwupasowej, aby umożliwić proste przetwarzanie danych dotyczących płytki siłowej.
      2. Poproś uczestnika, aby wykonał kilka ruchów obrotowych do i z końcowego zakresu ruchu, obserwując ustawienie miednicy w końcowym zakresie ruchu. Upewnij się, że ruch jest wykonywany płynnie, ponieważ oś nie wymaga przyspieszenia, aby osiągnąć ostateczną pozycję.
      3. W oparciu o położenie miednicy w końcowym zakresie ruchu, poproś uczestnika, aby obrócił i/lub przesunął stopy tak, aby miednica była skierowana do przodu na bieżni, a biodro będące przedmiotem zainteresowania znajdowało się w środku połączonego pola widzenia fluoroskopów na końcu obrotu.
      4. Po zoptymalizowaniu pozycji poproś uczestnika, aby wykonał obrót podczas podwójnego obrazowania fluoroskopowego i zapisz wszystkie klatki, w których kość udowa i miednica są widoczne w obu widokach z podwójnej kamery fluoroskopowej (około 200-400 klatek) wyśrodkowanych wokół końcowego zakresu ruchu, uchwycając jak największą część obrotu.
      5. Powtórz obrazowanie w taki sposób, aby aktywność została zarejestrowana dwukrotnie.
    6. Dla czynności uwodzenia-przywodzenia:
      1. Poproś uczestnika, aby stanął w polu widzenia fluoroskopów i podniósł interesującą go nogę o około 45° na bok. Przypomnij uczestnikowi, aby unikał ruchu tułowia i w razie potrzeby zmniejszył zakres ruchu.
      2. Zdobądź i zapisz wszystkie klatki, w których kość udowa i miednica są widoczne w obu widokach z podwójnej kamery fluoroskopii (około 200-400 klatek).
      3. Powtórz obrazowanie w taki sposób, aby aktywność została zarejestrowana dwukrotnie.
    7. Dla dynamicznego centrum stawu biodrowego lub aktywności łuku gwiaździstego20
      1. Poproś uczestnika, aby stanął w polu widzenia systemu podwójnej fluoroskopii i podnosił i opuszczał nogę do przodu i w krokach co 45° co 180°, kończąc na tylnym podnoszeniu i opuszczaniu nogi. Przed ponownym położeniem nogi na ziemi, poproś uczestnika, aby objął nogę i powrócił do pozycji stojącej.
    8. Gdy uczestnik poczuje się komfortowo z ruchem i będzie w stanie wykonać go w ciągu około 6-8 sekund, zbierz i zapisz obrazy aktywności.
      UWAGA: Tylko jedna aktywność jest rejestrowana za pomocą podwójnej fluoroskopii ze względu na długość badania.
  5. Dodatkowe obrazy kalibracyjne
    1. Jeśli w którymkolwiek momencie zbierania danych uczestnik uzna, że mógł mieć kontakt z jakąkolwiek częścią sprzętu fluoroskopowego, zobrazuj siatki i kostkę i zapisz wszystkie pliki do kalibracji.
    2. Po zakończeniu zbierania danych zobrazuj siatki i kostkę i zapisz wszystkie pliki do kalibracji, aby służyły jako kopia zapasowa, jeśli pojawią się jakiekolwiek problemy z początkową kalibracją.

3. Przechwytywanie ruchu markera skóry i bieżnia z oprzyrządowaniem

  1. Ustawienia systemu
    1. Skoncentruj optyczny system przechwytywania ruchu na bieżni (Rysunek 3). Ze względu na potencjalne problemy z wizualizacją uczestnika w polu widzenia systemu podwójnej fluoroskopii, należy być przygotowanym na precyzyjne ustawienie kamer termowizyjnych, aby zapewnić dokładną wizualizację (Rysunek 2).
    2. Włącz system i użyj zestawu markerów, aby upewnić się, że system podwójnej fluoroskopii nie uniemożliwia wizualizacji żądanego pola widzenia.
    3. Sprawdź, czy znaczniki są wyraźne i okrągłe, a następnie w razie potrzeby wyreguluj ostrość kamer na podczerwień.
    4. Upewnij się, że fluoroskopy są zakryte, aby zmniejszyć wszelkie powierzchnie odbijające światło. Przejrzyj każdą kamerę na podczerwień i zamaskuj widok z kamery, jeśli nie można zakryć obiektów odbijających światło.
    5. Skonfiguruj oprogramowanie do przechwytywania ruchu tak, aby odczytywało zewnętrzny sygnał 5 V z elektronicznego spustu używanego do zakończenia akwizycji z kamery systemu podwójnej fluoroskopii. Użyj tego wyzwalacza, aby tymczasowo zsynchronizować dane z dwóch systemów.
  2. wzorcowanie
    1. Gdy system jest już włączony i gotowy, użyj aktywnej różdżki kalibracyjnej, aby jednocześnie skalibrować kamery do przechwytywania ruchu w optyce i podczerwieni. Upewnij się, że cały obszar w systemie podwójnej fluoroskopii jest dokładnie uchwycony podczas kalibracji, unikając kontaktu z jakimkolwiek sprzętem.
      UWAGA: Dobrze sprawdziły się ruchy różdżki przypominające wrzucanie jedzenia na patelnię.
    2. Ze względu na przeszkody spowodowane przez podwójny system fluoroskopii, wartości kalibracji mogą być gorsze niż zwykle obserwowane w przypadku optycznego przechwytywania ruchu. Wykonaj kalibrację tak, aby wszystkie kamery termowizyjne miały błędy obrazu mniejsze niż 0,2,<br /> UWAGA: Błąd obrazu dla kamery wideo będzie wyższy, ale nadal mniejszy niż 0,5. Kamera wideo nie jest specjalnie używana do jakiejkolwiek kwantyfikacji ruchu, a jedynie do wizualnego rejestrowania ruchu.
    3. Podczas pozyskiwania próby sześcianu do podwójnej fluoroskopii, uchwyć również sześcian za pomocą kamer na podczerwień do przechwytywania ruchu. Upewnij się, że kostka ma przymocowane odblaskowe znaczniki, aby pozycja została zobrazowana za pomocą kamer zarówno z systemu przechwytywania ruchu, jak i podwójnego systemu fluoroskopowego.
  3. Zestaw znaczników i rozmieszczenie
    1. Przed przyjazdem uczestnika wytnij i nałóż taśmę dwustronną (taśmę tupecika) na podstawę 21 sferycznych odblaskowych markerów skóry. Aby zapewnić długowieczność markerów, upewnij się, że taśma lub skóra nie stykają się z odblaskowymi znacznikami.
    2. Dla każdej z pięciu tabliczek znacznikowych (dwie na trzonku, dwie na udzie, jedna na grzbiecie; Rysunek 4), nałóż klej w sprayu na stronę skóry paska z tkaniny i owiń go ciasno wokół uczestnika. Sprawdź z uczestnikiem, czy paski są napięte (ale nie są niewygodne). Oczyść ręce z nadmiaru kleju w sprayu przed przyklejeniem reszty zestawu markerów.
    3. Nałóż pięć markerów, używanych tylko do kalibracji, odpowiednio na obojczyk, przyśrodkowe kolana i przyśrodkowe kostki.
    4. Zastosuj pozostałe 16 markerów do przednich górnych kolców biodrowych (ASIS), tylnych górnych kolców biodrowych (PSIS), krętarza większego obrazowanej kości udowej, ramion, mostka, kolan bocznych, kostki bocznej i stóp (Rysunek 4).
    5. Poproś uczestnika, aby poinformował zespół badawczy, jeśli jakiekolwiek markery lub paski poluzują się podczas zbierania danych.
  4. Próba statyczna
    1. W połączeniu ze statyczną próbą stojącą z podwójnej fluoroskopii, uchwyć próbę w pozycji stojącej w celu przechwytywania ruchu.
    2. Oznacz wszystkie znaczniki. Jeśli jakiekolwiek markery nie są widoczne przez co najmniej trzy kamery na podczerwień podczas uzyskanej aktywności statycznej, należy ponownie uzyskać obraz statyczny, aby upewnić się, że wszystkie znaczniki są widoczne.
    3. Usuń markery tylko do kalibracji i poproś uczestnika, aby założył obrożę tarczycową, aby zapewnić ochronę przed promieniowaniem podczas pozostałej części zbierania danych.
  5. Próby dynamiczne
    1. Dla każdej z prób dynamicznych zarejestrowanych za pomocą systemu podwójnej fluoroskopii należy zarejestrować wideo przechwytywania ruchu, upewniając się, że całość każdego filmu z podwójnej fluoroskopii mieści się w granicach akwizycji przechwytywania ruchu.
    2. Upewnij się, że przerwa w sygnale 5 V z elektronicznego spustu systemu podwójnej fluoroskopii jest rejestrowana w każdym badaniu.

4. Wstępne przetwarzanie obrazu

  1. Model oparty na tomografii komputerowej
    1. Podziel na segmenty bliższą i dalszą część kości udowej po stronie zainteresowania oraz całą miednicę, ponieważ te kości są używane do śledzenia i/lub generowania układu współrzędnych.
    2. Upewnij się, że segmentacje są reprezentatywne dla kształtu kości we wszystkich trzech płaszczyznach obrazowania i wydają się stosunkowo gładkie.
      UWAGA: Zdolność do analizy artrokinematyki jest uzależniona od uzyskania wysokiej jakości rekonstrukcji poprzez staranną segmentację.
    3. Przekonwertuj dane obrazu na znak bez znaku (8 bitów) i dostosuj je w razie potrzeby za pomocą przesunięcia i skalowania, aby uzyskać obraz w zakresie od 0 do 255.
    4. Wyizoluj tylko obszar kości na przekonwertowanym obrazie i przytnij wokół granic kości. Zapisz wymiary przyciętych obrazów.
    5. Zapisz w formacie TIFF 2D.
    6. Otwórz obraz, zmień typ na 16-bitowy i zapisz go jako pojedynczy plik TIFF 3D.
  2. Rekonstrukcja powierzchni
    1. Generuj powierzchnie z etykiet segmentacji, wygładzaj i dziesiątkuj powierzchnie iteracyjnie, upewniając się, że powierzchnie nigdy nie zostaną zmniejszone o więcej niż połowę w żadnej pojedynczej iteracji.
      UWAGA: Korzystając z opisanego procesu, docelowa liczba twarzy wynosi około 30 000 dla każdej bliższej i dalszej powierzchni kości udowej oraz 70 000 dla każdej powierzchni półmiednicy.
    2. Eksportuj każdą powierzchnię jako siatkę powierzchniową w formacie *.vtk w celu użycia jako pliku modelu do identyfikacji punktów orientacyjnych.
  3. Identyfikacja punktu orientacyjnego dla układu współrzędnych
    1. Zidentyfikuj punkty orientacyjne kości udowej w celu wygenerowania układu współrzędnych kości udowej (Rysunek 5).
      UWAGA: Parametry podane poniżej są specyficzne dla przywołanego zestawu danych i protokołów obrazowania; Może być konieczna zmiana wartości w celu odpowiedniego wybrania punktów orientacyjnych.
      1. Otwórz bliższą część kości udowej jako plik modelu. Otwórz pasek narzędzi Wpis i panel Dane, aby dodać standardowe pole o krzywiźnie 1-Princ, wybierz gładkość 10, a następnie zwizualizuj wynik. Zaznacz zbyt dużo powierzchni głowy kości udowej i użyj opcji wyboru zakresu w panelu Edycja, aby uwzględnić tylko krzywiznę ujemną. Usuń zaznaczenie wszystkich zaznaczonych ścian, które nie należą do głowy kości udowej. Wyeksportuj tę powierzchnię głowy kości udowej jako siatkę powierzchniową w formacie *.k dla dopasowania sfery w celu określenia środka głowy kości udowej.
      2. Korzystając z podobnego procesu, nałóż krzywiznę 1-Princ na dystalną część kości udowej z gładkością 5 i ponownie wybierz zakres, aby uwzględnić tylko twarze o ujemnej krzywiźnie. Eksportuj tę powierzchnię kłykcia kości udowej w celu dopasowania cylindra, aby określić oś przyśrodkowo-boczną.
      3. Zastosuj krzywiznę 2-Princ do dystalnej części kości udowej, stosując gładkość 3. Podświetl grzbiety nadkłykciowych i wybierz zakres, używając górnego odcięcia -0,1. Wyeksportuj te ściany, aby wygenerować płaszczyznę i użyć jej do wyizolowania powierzchni kłykci tylnych dla pasowania cylindra.
    2. Zidentyfikuj punkty orientacyjne miednicy w celu wygenerowania układu współrzędnych miednicy (Rysunek 5).
      UWAGA: Parametry podane poniżej są specyficzne dla przywołanego zestawu danych i protokołów obrazowania; Może być konieczna zmiana wartości w celu odpowiedniego wybrania punktów orientacyjnych.
      1. Dla każdej półmiednicy zastosuj krzywiznę 2-Princ o gładkości 5 i wybierz zakres, aby uwzględnić tylko dodatnie powierzchnie, aby wyizolować półksiężycowatą powierzchnię panewki. Wyeksportuj powierzchnię półksiężycowatą i użyj pasowania kuli, aby określić środek panewki.
      2. Ponownie zastosuj krzywiznę 2-Princ z gładkością 2 i wybierz wszystkie twarze o krzywiźnie mniejszej niż -0,15, aby podkreślić kolce miednicy. Wybierz punkty na krawędzi tych grzbietów, które najlepiej reprezentują ASIS i PSIS jako punkty orientacyjne i zapisz je.

5. Śledzenie ruchu kości

  1. wzorcowanie
    1. Zidentyfikuj 12 koralików w każdym z obrazów sześcianu z dwóch kamer fluoroskopowych (zebranych w kroku 2.2.6). Na podstawie skalibrowanych odległości między każdym z koralików sześcianu oraz pomiarów położenia kostki w systemie podwójnej fluoroskopii, określ orientację przestrzenną każdego fluoroskopu poprzez zminimalizowanie błędu rzutowania sumy kwadratów między rzutowanymi i znanymi lokalizacjami koralików.
    2. Użyj obrazów siatki, aby skorygować zniekształcenia obrazu i zastosować korekcję do wszystkich obrazów skojarzonych z tym obrazem siatki.
    3. Wykorzystaj ruchome obrazy, aby określić ilościowo dynamiczną dokładność systemu i użyj śledzenia opartego na znacznikach, aby go śledzić.
  2. Śledzenie bez znaczników
    1. Dodaj lokalizację wybranych punktów orientacyjnych do pliku parametrów specyficznych dla kości i zbierz dynamiczne położenie tych punktów orientacyjnych w systemie podwójnej fluoroskopii jako dane wyjściowe dla wszystkich śledzonych klatek.
    2. Określ klatki, które będą śledzone (na podstawie danych kinematycznych z przechwytywania ruchu, patrz krok 6.1.2) i otwórz oprogramowanie do śledzenia bez znaczników z powiązanym plikiem parametrów specyficznych dla kości.
    3. Wybierz klatkę w żądanym zakresie z dobrą wizualizacją kości i ręcznie ustaw cyfrowo zrekonstruowany radiogram (DRR) kości (bliższej części kości udowej, czy półmiednicy) na podstawie tomografii komputerowej (bliższej kości udowej lub półmiednicy), korzystając z sześciu stopni swobody dostępnych w oprogramowaniu (Rysunek 6).
      UWAGA: Ponieważ większość prób rozpoczyna się w pozycji podobnej do stojącej, ta początkowa pozycja może być prawdopodobnie wykorzystana jako początkowy punkt wyjścia dla wszystkich prób.
    4. Gdy DRR kości wydaje się być dobrze wyrównany w obu widokach, zapisz rozwiązanie, klikając przycisk Ręcznie w panelu Rozwiązania.
      UWAGA: Za każdym razem, gdy zapisywane jest rozwiązanie, parametry orientacji i znormalizowany współczynnik korelacji krzyżowej są wykreślane w celach informacyjnych. Znormalizowany współczynnik korelacji krzyżowej jest obliczany na podstawie wszystkich pikseli o niezerowych wartościach zarówno dla fluoroskopu, jak i DRR kości.
    5. Zastosuj krok optymalizacji Diagonal Hessian Search (DHS), klikając przycisk DHS w panelu Rozwiązania i przejrzyj wynik. Jeśli preferowany jest zoptymalizowany wynik, przejdź do następnej klatki; w przeciwnym razie wprowadź niezbędne zmiany i zapisz ponownie, klikając przycisk Ręcznie w panelu Rozwiązania. Powtarzaj ten krok, aż zostanie znalezione zadowalające rozwiązanie.
      UWAGA: W przypadku słabego kontrastu obrazu algorytm optymalizacji może nie zawsze dać zadowalający wynik.
    6. Dla każdej piątej klatki powtórz ten proces, używając rozwiązania dla poprzedniej klatki jako punktu wyjścia. Skorzystaj z optymalizacji DHS, aby zautomatyzować ten proces.
    7. Aby zakończyć pierwszy przebieg śledzenia, użyj innego narzędzia, które interpoluje za pomocą projekcji liniowej (LP) i optymalizuje rozwiązania między śledzonymi klatkami, klikając przycisk Zakres LP + DHS w panelu Rozwiązania. W oknie wprowadź zestaw ramek, które mają być śledzone, oraz dwie ramki, które mają być używane jako odniesienie.
      UWAGA: Dwie ramki odniesienia mogą być dowolnymi ramkami w określonym zestawie ramek. Jednak użycie pierwszej i ostatniej klatki zapewnia granice orientacji kości w zakresie klatki, co może być korzystne, gdy kontrast jest niski
      8. .
    8. Przejrzyj i dopracuj każdą klatkę próby, korzystając zarówno z rozwiązań ręcznych, jak i opartych na DHS. Użyj wykresu parametrów, aby upewnić się, że współczynnik korelacji jest wystarczająco wysoki i że orientacja kości nie ma nagłych skoków w żadnym parametrze.
    9. Aby zapewnić dokładne śledzenie, poproś innego badacza o przejrzenie rozwiązania dla każdej klatki i wprowadzenie niezbędnych modyfikacji rozwiązań.
    10. Powtórzyć kroki 5.2.1-5.2.9 dla każdej kości.
  3. Wizualizacja ruchu
    1. Otwórz powierzchnie kości udowej i miednicy w oprogramowaniu w celu wizualizacji kinematycznej. W razie potrzeby przekształć powierzchnie w siatki za pomocą funkcji przekształć w siatkę. Wybierz obie powierzchnie i wyeksportuj je jako siatkę powierzchniową w formacie *.k.
    2. Korzystając z danych wyjściowych śledzenia, wygeneruj plik tekstowy z transformacjami współrzędnych dla każdej kości i ramki.
      UWAGA: Kolejność powierzchni musi być zgodna z kolejnością przekształceń.
    3. Do wizualizacji kinematyki należy użyć narzędzia kinemat i dwóch powyższych plików z kroków 5.3.1 i 5.3.2, aby animować kinematykę. Sprawdź, czy animowana kinematyka wygląda rozsądnie i czy powierzchnie mają odpowiednią odległość między nimi, korzystając z powierzchni półprzezroczystej lub narzędzia do pomiaru odległości powierzchni. W razie potrzeby wróć do kroku 5.2.8.

6. Analiza danych

  1. Kinematyka znaczników skóry
    1. W oprogramowaniu do przechwytywania ruchu przetwarzaj wsadowo wszystkie pliki, aby zastosować model statyczny i znaczniki etykiet. Po zakończeniu badania usuń wszystkie nieoznaczone trajektorie.
      UWAGA: Ze względu na przeszkody systemu podwójnej fluoroskopii może być wymagane bardziej ręczne wypełnianie luk niż zwykle.
    2. Wykorzystaj dane z płyty kinematycznej i siły, aby zidentyfikować zdarzenia dynamiczne, takie jak oderwanie palców lub uderzenie piętą podczas chodu lub maksymalny zakres ruchu podczas czynności obrotowych. Określ ramki zainteresowania do śledzenia danych z podwójnej fluoroskopii.
    3. Eksport wszystkich danych próbnych do przetwarzania kinematycznego w formacie *.c3d, w tym zarówno danych analogowych (tj. danych wyzwalających i tarcz siłowych), jak i trajektorii znaczników.
    4. Zastosuj żądany plik szablonu modelu (zapisany w formacie pliku *.mdh) do próby statycznej, a następnie przypisz ten model do plików ruchu.
      UWAGA: Do analizy wykorzystano model kończyny dolnej z uogólnionym segmentem głowy, brzucha i klatki piersiowej (HAT) Międzynarodowego Towarzystwa Biomechaniki (ISB) oraz miednicą CODA, modelem segmentu miednicy zdefiniowanym przez dwa ASIS i środek punktów orientacyjnych PSIS.
  2. Podwójna kinematyka fluoroskopowa
    1. Wyizoluj ramki będące przedmiotem zainteresowania, upewniając się, że uwzględniane są tylko ciągłe ramki, które są śledzone zarówno dla kości udowej, jak i miednicy.
    2. Filtruj pozycje punktów orientacyjnych za pomocą dolnoprzepustowego filtra Butterwortha (0,12 znormalizowanej częstotliwości odcięcia z analizy resztkowej i filtra 4. rzędu).
    3. Użyj przefiltrowanych pozycji punktów orientacyjnych podczas każdej próby ruchu, aby śledzić dynamiczne położenie układu współrzędnych kości udowej (Rysunek 5).
      1. Zdefiniuj początek kości udowej jako pasujący do kuli środek głowy kości udowej.
      2. Zdefiniuj oś z kości udowej (oś dolna-górna) między środkiem kolana a początkiem, wskazując wyżej.
      3. Zdefiniuj oś x kości udowej (oś przyśrodkowo-boczna) jako długą oś cylindra dopasowanego do kłykci kości udowej, skierowaną w lewo. Aby wyizolować obszar kłykci, który ma być reprezentowany przez cylinder, dopasuj płaszczyznę do powierzchni nadkłykcia i wyizoluj tylną część kłykci kości udowej.
      4. Zdefiniuj oś y kości udowej (przednio-tylna) jako iloczyn krzyżowy zdefiniowanych osi z i x, skierowany do tyłu. Skoryguj orientację osi x, aby utworzyć ortogonalny układ współrzędnych.
    4. Użyj przefiltrowanych pozycji punktów orientacyjnych podczas każdej próby ruchu, aby śledzić dynamiczne położenie układu współrzędnych miednicy (Rysunek 5).
      1. Zdefiniuj początek miednicy jako środek dwóch punktów orientacyjnych ASIS.
      2. Określ oś y miednicy (oś przednio-tylna) między środkiem dwóch punktów orientacyjnych PSIS a początkiem, wskazując do przodu.
      3. Zdefiniuj oś x miednicy (oś przyśrodkowo-boczną) między punktem początkowym a punktem orientacyjnym ASIS po prawej stronie, wskazując w prawo.
      4. Zdefiniuj oś z miednicy (oś dolna-górna) jako iloczyn krzyżowy zdefiniowanych osi x i y, skierowany ku górze. Skoryguj orientację osi x, aby utworzyć ortogonalny układ współrzędnych.
    5. Wygeneruj macierz rotacji między układami współrzędnych i oblicz kinematykę połączeń zgodnie z równaniem 11 MacWilliamsa i współpracowników (Rysunek 7)21.
    6. Oblicz translacje stawów, przekształcając odległość wektorową między środkami dopasowania kuli głowy kości udowej a półksiężycowatą powierzchnią panewki na układ współrzędnych miednicy.
      UWAGA: Zapewnia to pojedynczy wektor reprezentujący wspólną translację dla każdej klatki obrazu.
  3. Arrokinematyka
    1. Wizualizacja kinematyki zgodnie z opisem w kroku 5.3 w celu animacji artrokinematyki specyficznej dla danego tematu (Rysunek 8).
    2. Zastosuj pole danych odległości powierzchniowej, aby zmierzyć odległości między powierzchnią kości udowej i miednicy podczas każdej aktywności dynamicznej (Rysunek 8).
      UWAGA: Dane te zapewniają również ilościowe określenie względnej odległości między powierzchniami złączy, ale wymagają interpretacji w celu ilościowego określenia translacji połączeń.
    3. Eksportuj odległości powierzchnia-powierzchnia za pomocą narzędzia Odległość powierzchni, aby określić ilościowo dane dla wszystkich uczestników.
  4. Porównanie z przechwytywaniem ruchu za pomocą markerów skórnych
    1. Korzystając z obrazów sześciennych i wyzwalacza z każdej próby ruchu, zsynchronizuj przestrzennie i czasowo podwójne systemy fluoroskopii i przechwytywania ruchu.
    2. Przekształć lokalizacje punktów orientacyjnych używane do przechwytywania ruchu znaczników skóry (np. ASIS, PSIS, kłykcie) z układu współrzędnych śledzenia bez znaczników do układu współrzędnych przechwytywania ruchu.
    3. Połącz te dane z lokalizacjami znaczników z przechwytywania i importowania ruchu markerów skóry, aby przeprowadzić analizę kinematyczną i kinetyczną oraz raportować. Dostosuj analizę, aby wykorzystać podwójną fluoroskopię lub lokalizacje markerów skórnych dla każdego punktu orientacyjnego i porównaj lokalizacje punktów orientacyjnych i kinematykę między tymi dwoma systemami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z podwójnej fluoroskopii jako wzorca odniesienia, dokładność oszacowań centrum stawu biodrowego na podstawie markerów skórnych oraz wpływ artefaktu tkanek miękkich na pomiary kinematyczne i kinetyczne zostały określone ilościowo22,23,24. Doskonała dokładność podwójnej fluoroskopii została następnie wykorzystana do zidentyfikowania subtelnych różnic w kinematyce stawów miednicy i biodrowych między pacjentami z FAIS a ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podwójna fluoroskopia jest potężnym narzędziem do badania kinematyki in vivo, zwłaszcza biodra, która jest trudna do dokładnego zmierzenia przy użyciu tradycyjnego optycznego przechwytywania ruchu. Jednak sprzęt do fluoroskopii jest wyspecjalizowany, w którym podczas obrazowania innych stawów ludzkiego ciała może być wymagana unikalna konfiguracja systemu. Na przykład, dokonano kilku modyfikacji w montażu wzmacniaczy obrazu, pozycjonowaniu systemu i ustawieniach energii wiązki w zastosowaniu podwójnej fluoroskop...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez National Institutes of Health (NIH) w ramach grantów o numerach S10 RR026565, R21 AR063844, F32 AR067075, R01 R077636, R56 AR074416, R01 GM083925. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i niekoniecznie reprezentują one oficjalne poglądy NIH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Amira SoftwareThermoFisherScientific Version 6.0
Kostka kalibracyjnaNiestandardowe36 stalowych koralików (średnica 3 mm, rozstaw 6,35 cm, niepewność 0,0036 mm)
Różdżka kalibracyjnaViconActive Wand
CT SkanerSiemens AGSOMATOM Definition 128 CT
SiatkaNiestandardowaPłyta akrylowa z siatką stalowych koralików w rozstawie 10 mm i 31 koralikami w poprzek średnicy (średnica 2 mm)
Dynamiczna płytkaNiestandardowapłyta akrylowa z 3 stalowymi koralikami w odstępach 30 mm (średnica 2 mm, niepewność 0,0013 mm)
Emiter (2)Varian Interay; regenerowany przez Radiological Imaging ServicesObudowa B-100/Rurka A-142
EpinefrynaHospirado wstrzykiwań, USP 10 mg/ml
Oprogramowanie FEBioStudioFEBio.orgwersja 1.3Przetwarzanie siatki i wizualizacja kinematyczna
Procesor graficznyNvidiaTesla
Hare Traction SplintDynaMedTrac-III, model nr 95201
Szybka kamera (2)Vision Research, Inc.Wzmacniacz obrazu Phantom Micro 3
(2)Dunlee, Inc.; regenerowany przez Radiological Imaging ServicesT12964P/S
Iohexol do wstrzykiwańGE HealthcareOmnipaque 240 mgI/ml517,7 mg joheksolu, 1,21 mg trometaminy, 0,1 mg wersenianu disodu wapnia na ml
ImageJNational Institutes of Health and Laboratory for Optical and Computational Instrumentation (Narodowe Instytuty Zdrowia i Laboratorium Oprzyrządowania Optycznego i Obliczeniowego)
Lidokaina HClHospiraInjection, USP 10 mg / mL
Laser i systemNiestandardoweTrzy lasery przyklejone do akrylowej płyty, która mocuje się do emitera, lustro mocuje się do powierzchni wzmacniacza obrazu
Markless Tracking WorkbenchFord Hospital, niestandardowe
MATLABMathworks, Inc.Wersja R2017b
Kamera do przechwytywania ruchu (10)ViconVantage
Nexus SoftwareViconWersja 2.8Oprogramowanie do przechwytywania ruchu
Phantom Camera Control (PCC)Vision Research, Inc.Wersja 1.3
Klej w sprayu przed taśmąMueller Sport CareTuffner
Retrorefleksyjne sferyczne markery14 mm
Dzielony pas W pełni oprzyrządowana bieżniaBertec CorporationCustom
Visual3D SoftwareC-Motion Inc.Wersja 6.01Przetwarzanie kinematyczne
korekcji zniekształceń kalibracyjna wyrównywania luster Henry oprogramowanie skóry

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. National Center for Health Statistics (US). Health, United States, 2016: with chartbook on long-term trends in health. National Center for Health Statistics. , Hyattsville (MD). Report No.: 2017-1232 (2016).
  2. Singh, J. A., Yu, S., Chen, L., Cleveland, J. D. Rates of total joint replacement in the United States: Future projections to 2020-2040 using the national inpatient sample. Journal of Rheumatology. 46 (9), 1134-1140 (2019).
  3. HCUPnet: A tool for identifying, tracking, and analyzing national hospital statistics. , Available from: https://hcupnet.ahrq.gov/ (2021).
  4. Ganz, R., Leunig, M., Leunig-Ganz, K., Harris, W. H. The etiology of osteoarthritis of the hip: An integrated mechanical concept. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (2), 264-272 (2008).
  5. Harris, W. H. Etiology of osteoarthritis of the hip. Clinical Orthopaedics and Related Research. 213, 20-33 (1986).
  6. Frank, J. M., et al. Prevalence of femoroacetabular impingement imaging findings in asymptomatic volunteers: A systematic review. Arthroscopy - Journal of Arthroscopic and Related Surgery. 31 (6), 1199-1204 (2015).
  7. Anderson, L. A., et al. The 2015 Frank Stinchfield Award: Radiographic Abnormalities Common in Senior Athletes With Well-functioning Hips but Not Associated With Osteoarthritis. Clinical Orthopaedics and Related Research. 474 (2), 342-352 (2016).
  8. Kapron, A. L., et al. Radiographic prevalence of femoroacetabular impingement in collegiate football players: AAOS exhibit selection. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 93 (19), 1-10 (2011).
  9. Kapron, A. L., et al. The Prevalence of radiographic findings of structural hip deformities in female collegiate athletes. American Journal of Sports Medicine. 43 (6), 1324-1330 (2015).
  10. Garling, E. H., et al. Soft-tissue artefact assessment during step-up using fluoroscopy and skin-mounted markers. Journal of Biomechanics. 40, Suppl 1 18-24 (2007).
  11. Fuller, J., Liu, L. J., Murphy, M. C., Mann, R. W. A comparison of lower-extremity skeletal kinematics measured using skin-and pin-mounted markers. Human Movement Science. 16 (2-3), 219-242 (1997).
  12. Leardini, A., Chiari, A., Della Croce, U., Cappozzo, A. Human movement analysis using stereophotogrammetry Part 3. Soft tissue artifact assessment and compensation. Gait and Posture. 21 (2), 212-225 (2005).
  13. Peters, A., Galna, B., Sangeux, M., Morris, M., Baker, R. Quantification of soft tissue artifact in lower limb human motion analysis: A systematic review. Gait and Posture. 31 (1), 1-8 (2010).
  14. Camomilla, V., Dumas, R., Cappozzo, A. Human movement analysis: The soft tissue artefact issue. Journal of Biomechanics. 62, 1-4 (2017).
  15. Miranda, D. L., Rainbow, M. J., Crisco, J. J., Fleming, B. C. Kinematic differences between optical motion capture and biplanar videoradiography during a jump-cut maneuver. Journal of Biomechanics. 46 (3), 567-573 (2013).
  16. Lin, C. C., Lu, T. W., Lu, H. L., Kuo, M. Y., Hsu, H. C. Effects of soft tissue artifacts on differentiating kinematic differences between natural and replaced knee joints during functional activity. Gait and Posture. 46, 154-160 (2016).
  17. Kessler, S. E., et al. A direct comparison of biplanar videoradiography and optical motion capture for foot and ankle kinematics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 199(2019).
  18. Henak, C. R., et al. Computed tomography arthrography with traction in the human hip for three-dimensional reconstruction of cartilage and the acetabular labrum. Clinical Radiology. 69 (10), 381-391 (2014).
  19. Winter, D. A. Biomechanics and motor control of human movement. , John Wiley and Sons Inc. (2009).
  20. Camomilla, V., Cereatti, A., Vannozzi, G., Cappozzo, A. An optimized protocol for hip joint centre determination using the functional method. Journal of Biomechanics. 39 (6), 1096-1106 (2006).
  21. MacWilliams, B. A., Davis, R. B. Addressing some misperceptions of the joint coordinate system. Journal of Biomechanical Engineering. 135 (5), 54506(2013).
  22. Fiorentino, N. M., et al. Accuracy of functional and predictive methods to calculate the hip joint center in young non-pathologic asymptomatic adults with dual fluoroscopy as a reference standard. Annals of Biomedical Engineering. 44 (7), 2168-2180 (2016).
  23. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Foreman, K. B., Anderson, A. E. In-vivo quantification of dynamic hip joint center errors and soft tissue artifact. Gait and Posture. 50, 246-251 (2016).
  24. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Bo Foreman, K., Anderson, A. E. Soft tissue artifact causes underestimation of hip joint kinematics and kinetics in a rigid-body musculoskeletal model. Journal of Biomechanics. 108, 109890(2020).
  25. Atkins, P. R., et al. In vivo pelvic and hip joint kinematics in patients with cam femoroacetabular impingement syndrome: a dual fluoroscopy study. Journal of Orthopaedic Research. 38 (4), 823-833 (2020).
  26. Uemura, K., Atkins, P. R., Maas, S. A., Peters, C. L., Anderson, A. E. Three-dimensional femoral head coverage in the standing position represents that measured in vivo during gait. Clinical Anatomy. 31 (8), 1177-1183 (2018).
  27. Uemura, K., Atkins, P. R., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Hip rotation during standing and dynamic activities and the compensatory effect of femoral anteversion: An in-vivo analysis of asymptomatic young adults using three-dimensional computed tomography models and dual fluoroscopy. Gait and Posture. 61, 276-281 (2018).
  28. Atkins, P. R., et al. In vivo measurements of the ischiofemoral space in recreationally active participants during dynamic activities: a high-speed dual fluoroscopy study. American Journal of Sports Medicine. 45 (12), 2901-2910 (2017).
  29. Uemura, K., Atkins, P. R., Anderson, A. E. The effect of using different coordinate systems on in-vivo hip angles can be estimated from computed tomography images. Journal of Biomechanics. 95, 109318(2019).
  30. Kapron, A. L., et al. Accuracy and feasibility of dual fluoroscopy and model-based tracking to quantify in vivo hip kinematics during clinical exams. Journal of Applied Biomechanics. 30 (3), 461-470 (2014).
  31. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. In-vivo hip arthrokinematics during supine clinical exams: Application to the study of femoroacetabular impingement. Journal of Biomechanics. 48 (11), 2879-2886 (2015).
  32. Roach, K. E., et al. In vivo kinematics of the tibiotalar and subtalar joints in asymptomatic subjects: a high-speed dual fluoroscopy study. Journal of Biomechanical Engineering. 138 (9), 0910061-0910069 (2016).
  33. Roach, K. E., Foreman, K. B., Barg, A., Saltzman, C. L., Anderson, A. E. Application of high-speed dual fluoroscopy to study in vivo tibiotalar and subtalar kinematics in patients with chronic ankle instability and asymptomatic control subjects during dynamic activities. Foot and Ankle International. 38 (11), 1236-1248 (2017).
  34. Lenz, A. L., et al. Compensatory motion of the subtalar joint following tibiotalar arthrodesis: an in vivo dual-fluoroscopy imaging study. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 102 (7), 600-608 (2020).
  35. Wang, B. Accuracy and feasibility of high-speed dual fluoroscopy and model-based tracking to measure in vivo ankle arthrokinematics. Gait and Posture. 41 (4), 888-893 (2015).
  36. Challis, J. H., Pain, M. T. G. Soft tissue motion influences skeletal loads during impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 36 (2), 71-75 (2008).
  37. Dumas, R., Jacquelin, E. Stiffness of a wobbling mass models analysed by a smooth orthogonal decomposition of the skin movement relative to the underlying bone. Journal of Biomechanics. 62, 47-52 (2017).
  38. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. Subject-specific patterns of femur-labrum contact are complex and vary in asymptomatic hips and hips with femoroacetabular impingement. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (12), 3912-3922 (2014).
  39. Fiorentino, N. M., et al. Soft tissue artifact causes significant errors in the calculation of joint angles and range of motion at the hip. Gait and Posture. 55, 184-190 (2017).
  40. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Subject-specific axes of rotation based on talar morphology do not improve predictions of tibiotalar and subtalar joint kinematics. Annals of Biomedical Engineering. 45 (9), 2109-2121 (2017).
  41. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Predicting tibiotalar and subtalar joint angles from skin-marker data with dual-fluoroscopy as a reference standard. Gait and Posture. 49, 136-143 (2016).
  42. Kolz, C. W., et al. Reliable interpretation of scapular kinematics depends on coordinate system definition. Gait and Posture. 81, 183-190 (2020).
  43. Kolz, C. W., et al. Age-related differences in humerothoracic, scapulothoracic, and glenohumeral kinematics during elevation and rotation motions. Journal of Biomechanics. 117, 110266(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kinematyka stawu biodrowegooptyczny system analizy ruchutomografia komputerowarekonstrukcja tr jwymiarowarozmieszczenie marker weksport siatki powierzchniowejwizualizacja kinematyczna

Powiązane artykuły