Method Article

Formulacja i modulacja akustyczna optycznie odparowanych nanokropel perfluorowęglowodoru

DOI:

10.3791/62814

⸱

July 16th, 2021

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Georgia Institute of Technology and Emory University, 2School of Electrical Engineering, Georgia Institute of Technology, 3Department of Biomedical Engineering and School of Electrical Engineering, Georgia Institute of Technology and Emory University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Optycznie aktywowane nanokropelki perfluorocarbonu są obiecujące w zastosowaniach obrazowania poza układem naczyniowym. W tym artykule pokażemy, jak syntetyzować te cząstki, sieciować fantomy poliakrylamidu i modulować kropelki akustycznie, aby wzmocnić ich sygnał.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikropęcherzyki są najczęściej używanym środkiem kontrastowym do obrazowania w ultrasonografii. Jednak ze względu na swój rozmiar są one ograniczone do przedziałów naczyniowych. Te mikropęcherzyki mogą być skondensowane lub sformułowane jako nanokropelki perfluorowęglowodoru (PFCnD), które są wystarczająco małe, aby wynaczynić, a następnie zostać wyzwolone akustycznie w miejscu docelowym. Te nanocząstki można dodatkowo wzmocnić, dodając absorber optyczny, taki jak barwnik organiczny bliskiej podczerwieni lub nanocząstki (np. nanocząstki siarczku miedzi lub nanocząstki/nanopręty złota). Optycznie znakowane PFCnD mogą być odparowywane poprzez naświetlanie laserowe w procesie znanym jako optyczna waporyzacja kropelkowa (ODV). Ten proces aktywacji umożliwia zastosowanie rdzeni perfluorowęglowych o wysokiej temperaturze wrzenia, które nie mogą być odparowane akustycznie poniżej maksymalnego progu indeksu mechanicznego do obrazowania diagnostycznego. Rdzenie o wyższej temperaturze wrzenia powodują powstawanie kropelek, które po odparowaniu ponownie się skondensują, co skutkuje "mrugającymi" PFCnD, które na krótko wytwarzają kontrast po odparowaniu, zanim skondensują się z powrotem do postaci nanokropel. Proces ten można powtarzać w celu uzyskania kontrastu na żądanie, co pozwala na obrazowanie bez tła, multipleksowanie, superrozdzielczość i poprawę kontrastu zarówno poprzez modulację optyczną, jak i akustyczną. W tym artykule pokażemy, jak zsyntetyzować optycznie wyzwalane PFCnD w otoczce lipidowej za pomocą sonifikacji sondy, stworzyć fantomy poliakrylamidowe w celu scharakteryzowania nanokropel i akustycznie modulować PFCnD po ODV w celu poprawy kontrastu.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikropęcherzyki są najbardziej wszechobecnym środkiem kontrastowym ultradźwięków ze względu na ich biokompatybilność i doskonałą echogeniczność w porównaniu do tkanek miękkich. To sprawia, że są cennymi narzędziami do wizualizacji przepływu krwi, wyznaczania narządów i innych zastosowań1. Jednak ich rozmiar (1-10 μm), który czyni je wyjątkowymi do obrazowania na podstawie ich częstotliwości rezonansowej, ogranicza ich zastosowanie do układu naczyniowego2.

To ograniczenie doprowadziło do rozwoju PFCnD, które są nano-emulsjami składającymi się z surfaktantu otoczonego ciekłym rdzeniem perfluorowęglowym. Te nanocząstki mogą być syntetyzowane w rozmiarach tak małych jak 200 nm i są zaprojektowane tak, aby wykorzystywać "nieszczelne" naczynia krwionośne lub pory i otwarte okna znajdujące się w naczyniach krwionośnych guza. Chociaż te zakłócenia są zależne od guza, ta przepuszczalność pozwala na wynaczynienie nanocząstek od ~200 nm - 1,2 μm w zależności od guza3,4. W swojej początkowej postaci cząstki te wytwarzają niewielki lub żaden kontrast ultradźwiękowy. Po odparowaniu - wywołanym akustycznie lub optycznie - faza rdzenia zmienia się z ciekłej w gazową, powodując dwuipół- do pięciokrotnego wzrostu średnicy5,6,7 i generując kontrast fotoakustyczny i ultradźwiękowy. Podczas gdy waporyzacja akustyczna jest najczęstszą metodą aktywacji, takie podejście tworzy artefakty akustyczne, które ograniczają obrazowanie parowania. Dodatkowo, większość perfluorowęglowodorów wymaga skoncentrowanych ultradźwięków o indeksie mechanicznym przekraczającym próg bezpieczeństwa, aby można było je odparować8. Doprowadziło to do opracowania PFCnD o niższej temperaturze wrzenia, które można syntetyzować poprzez kondensację mikropęcherzyków w nanokropelki9. Jednak te kropelki są bardziej lotne i podlegają spontanicznej parowaniu10.

Optyczna waporyzacja kropelkowa (ODV), z drugiej strony, wymaga dodania optycznego wyzwalacza, takiego jak nanocząsteczki11,12,13 lub dye6,14,15 i może odparowywać perfluorowęglowodory o wyższej temperaturze wrzenia, używając fluencji mieszczących się w limicie bezpieczeństwa ANSI11. PFCnD syntetyzowane z rdzeniami o wyższej temperaturze wrzenia są bardziej stabilne i rekondensują się po waporyzacji, co pozwala na obrazowanie bez tła16, multiplexing17, and super-resolution18. Jednym z głównych ograniczeń tych technik jest fakt, że PFCnD o wysokiej temperaturze wrzenia są echogeniczne po odparowaniu tylko przez krótki okres czasu, w skali milisekund19, i są stosunkowo słabe. Chociaż problem ten można złagodzić poprzez wielokrotne waporyzowanie i uśrednianie, wykrywanie i oddzielanie sygnału kropelkowego pozostaje wyzwaniem.

Czerpiąc inspirację z inwersji pulsu, czas trwania i kontrast można poprawić, modyfikując fazę obrazowania ultradźwiękowego pulse19. Rozpoczynając impuls obrazowania ultrasonograficznego od fazy rozrzedzenia (impulsu n), zwiększa się zarówno czas trwania, jak i kontrast odparowanych PFCnD. Natomiast rozpoczęcie impulsu obrazowania ultrasonograficznego od fazy kompresji (impulsu p) skutkuje zmniejszeniem kontrastu i krótszym czasem trwania. W tym artykule opiszemy, jak zsyntetyzować optycznie wyzwalane nanokropelki perfluorowęglowodoru, fantomy poliakrylamidu powszechnie stosowane w obrazowaniu, a także zademonstrować wzmocnienie kontrastu i poprawę trwałości sygnału poprzez modulację akustyczną.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Preparat nanokropelki perfluorowęglowodoru

  1. Wypłukać kolbę okrągłodenną o pojemności 10 ml chloroformem i wypłukać gazoszczelną szklaną strzykawkę o pojemności 10 μl i 1 ml z chloroformem, kilkakrotnie zasysając pełną objętość strzykawki i usuwając ją łącznie trzykrotnie.
    UWAGA: Chloroform jest lotny i może być toksyczny w przypadku wdychania. Wszystkie prace z tym rozpuszczalnikiem należy wykonywać w dygestorium.
  2. Za pomocą strzykawek dodać 200 μl DSPE-mPEG2000 (25 mg/ml), 6,3 μl 1,2-distearoilo-sn-glicero-3-fosfocholiny (DSPC, 25 mg/ml) i 1 ml IR 1048 (1 mg/ml w chloroformie) do kolby okrągłodennej. Pamiętaj, aby wyczyścić strzykawki między lipidami/barwnikiem, aby zapobiec zanieczyszczeniu wywaru.
    UWAGA: Barwniki na podczerwień są wrażliwe na światło, a prace należy wykonywać w słabym oświetleniu lub kolby powinny być pokryte folią aluminiową.
  3. Usunąć rozpuszczalnik za pomocą wyparki obrotowej. Upewnij się, że podciśnienie jest powoli ustawiane na 332 mbar, aby zapobiec uderzeniom. Po 5 minutach zmniejszyć ciśnienie do 42 mbar, aby usunąć wodę, która mogła dostać się do roztworu.
    UWAGA: Ciastko lipidowe można przechowywać przez noc w kolbie okrągłodennej pokrytej parafilmem w temperaturze 4 °C.
  4. Zawiesić ciastko lipidowe w 1 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) i poddać sonikacji lub wirować w temperaturze pokojowej przez 5 minut lub do momentu, gdy cała bulwar lipidowy zostanie zawieszona i rozpuszczona w roztworze. Sonikować przez dodatkowe 2 minuty w celu homogenizacji roztworu.
  5. Przenieść roztwór do szklanej fiolki o pojemności 7 ml i umieścić fiolkę w szklanym naczyniu wypełnionym lodem, aby roztwór ostygł przez 5 minut przed dodaniem 50 μl perfluoroheksanu za pomocą gazoszczelnej szklanej strzykawki. Należy pamiętać o przepłukaniu strzykawki perfluoroheksanem przed wstrzyknięciem jej do fiolki.
  6. Umieść szklaną fiolkę zawierającą lipidy i łaźnię lodową w obudowie sonografa sondy i zanurz końcówkę sondy poniżej miniskusa. Upewnij się, że boki sondy sonikatora nie dotykają krawędzi szklanej fiolki.
  7. Sonda sonifikuje mieszaninę z następującymi ustawieniami: Amplituda 1, Czas procesu: 20 s, Impuls włączony: 1s, Impuls wyłączony: 5s. Następnie wykonaj sonizację z następującymi ustawieniami: Amplituda: 50, Czas procesu: 5 s, Impuls włączony: 1 s, Impuls wyłączony: 10 s.
  8. Przenieść roztwór nanokropel do probówki wirówkowej o pojemności 1,5 ml i wirować przy 300 x g przez 3 minuty, aby oddzielić większe kropelki (>1 μm) od mniejszych.
  9. Wyrzucić osad i przenieść supernatant do innej probówki wirówkowej o pojemności 1,5 ml. Przemyć supernatant przez odwirowanie przy 3000 x g przez 5 minut, aby wszystkie kropelki znalazły się w roztworze. Ponownie zawiesić PFCnD w 1 ml PBS, pipetując osad w górę iw dół, a następnie sonikować w kąpieli sonikatora przez 1 minutę.
  10. Zmierz wielkość kropel za pomocą dynamicznego rozpraszania światła (DLS). Rozcieńczyć podstawowe PFCnD 100-krotnie (10 μL PFCnD w 990 μL PBS) i zanurzyć w sonikacji w celu rozproszenia PFCnD przed pomiarem. Reprezentatywne wyniki są pokazane w Rysunek 1.
  11. Określić stężenie PFCnD za pomocą analizatora śledzenia nanocząstek (patrz tabela materiałów). Rozcieńczyć PFCnD 100-1000-krotnie, aby zapewnić dokładny pomiar stężenia. Protokół zazwyczaj daje kropelki o stężeniu rzędu 1010 cząstek/ml.
  12. Przygotować 10 ml żelu sprzęgającego ultradźwięki w probówce wirówkowej o pojemności 50 ml i dodać 1% (v/v) lub 100 μl PFCnD, aby uzyskać roztwór ~108 cząstek/ml. Zmieszaj roztwór, aby wymieszać. Odwirować mieszaninę przy 4000 x g przez 3 minuty, aby usunąć pęcherzyki.

2. Preparat fantomowy z poliakrylamidu

  1. Odgazuj wodę, napełniając kolbę próżniową o pojemności 500 ml 400 ml wody dejonizowanej, uszczelnij gumowym korkiem i podłącz kolbę do przewodu próżniowego. Otwórz przewód podciśnieniowy i zanurz dno kolby w sonikatorze do kąpieli. Sonikować przez 5 minut lub do momentu, gdy nie będzie widoczne tworzenie się pęcherzyków gazu.
  2. Przygotować 10% roztwór nadsiarczanu amonu (APS), rozpuszczając 500 mg w 5 ml odgazowanej wody. Delikatnie zamieszaj roztwór, jeśli nadsiarczan amonu nie rozpuści się całkowicie.
  3. W zlewce o pojemności 400 ml z mieszadłem umieszczonym na płytce mieszającej dodać 150 ml odgazowanej wody i 50 ml 40% (m/v) roztworu akryloamidu-bisakryloamidu, aby uzyskać 200 ml 10% roztworu akryloamidu-bisakryloamidu. Mieszaj mieszaninę z prędkością 200 obr./min, aby umożliwić prawidłowe wymieszanie bez wprowadzania bąbelków.
    UWAGA: Akrylamid jest czynnikiem rakotwórczym, a wszystkie prace należy wykonywać pod wyciągiem w rękawicach, zwłaszcza w przypadku pracy z akrylamidem w postaci proszku.
  4. Odważyć 400 mg krzemionki i dodać ją do 10% roztworu akryloamidu i bisakryloamidu z kroku 2.3, aby uzyskać 0,2% (m/v) roztworu krzemionki i akrylamidu.
    UWAGA: Krzemionka w następstwie wdychania może być czynnikiem rakotwórczym. Wszystkie prace, w tym ważenie, powinny być wykonywane pod wyciągiem.
  5. Przygotuj kwadratową formę o wymiarach 58 mm x 58 mm x 78 mm z cylindrycznym wtrąceniem, odcinając końcówki plastikowej pipety transferowej i podtrzymując ją w formie taśmą laboratoryjną. Zobacz Rysunek 2.
  6. Dodać 2 ml 10 % roztworu APS do zlewki, aby uzyskać końcowe stężenie 0,1% APS i dodać 250 μl tetrametyloetylenodiaminy (TEMED) do roztworu fantomowego. Pozostaw roztwór do krótkiego wymieszania (mniej niż minuta).
  7. Szybko wlej roztwór do formy, uważając, aby nie wprowadzić pęcherzyków powietrza do roztworu. Roztwór powinien polimeryzować w ciągu 10 minut. Usuń fantom, przesuwając płaski koniec szpatułki laboratoryjnej wokół krawędzi formy i odwracając formę.
    UWAGA: Te fantomy mogą być wielokrotnie używane i powinny być zanurzone w wodzie i przechowywane w temperaturze 4°C.

3. Obrazowanie nanokropel perfluorowęglowodoru

  1. Włącz i rozgrzej pulsacyjny system laserowy przez ~20 minut zgodnie z instrukcjami producenta. Upewnij się, że wiązka światłowodu jest prawidłowo podłączona do wyjścia laserowego, a dwie nogi są prawidłowo umieszczone w uchwycie wiązki światłowodów.
  2. Włącz system obrazowania ultrasonograficznego, podłącz matrycowy przetwornik obrazowania (L11-4v) do systemu i zamocuj przetwornik w uchwycie, aby wyrównać jego płaszczyznę obrazowania z przekrojem lasera.
  3. Ustaw częstotliwość powtarzania impulsów systemu laserowego na 10 Hz i umieść miernik mocy na końcu wiązki światłowodów, aby zmierzyć energię. Dostosuj opóźnienie przełącznika q, aż szacowana fluencja wyniesie 70 mJ/cm2.
    UWAGA: Podczas odpalania lasera należy nosić odpowiednie okulary, a kurtyny laserowe muszą zamykać przestrzeń.
  4. Wypełnić jeden z kanałów w fantomie poliakryloamidu mieszaniną żelu ultradźwiękowego/PFCnD za pomocą strzykawki z plastikową końcówką o pojemności 1 ml. Obficie pokryj górną część kanału żelem ultradźwiękowym i usuń wszelkie pęcherzyki za pomocą plastikowej strzykawki z plastikową końcówką o pojemności 1 ml. Umieść fantom poliakryloamidu pod przetwornikiem i wiązką włókien, jak pokazano na rysunku Rysunek 3.
  5. Użyj połączonej platformy obrazowania ultrasonograficznego i elastyczności laserowej (CLUE) opartej na oprogramowaniu20, aby zobrazować PFCnD zsynchronizowany z aktywacją optyczną. Zmień ogólne parametry zdefiniowane przez użytkownika w strukturze Param dla obrazowania: ustaw głębokość początkową/końcową na 0/40 mm, częstotliwość środkową na 6,9 MHz, a nazwę przetwornika na "L11-4v".
  6. Zdefiniuj nowy RunCase i zaprojektuj sekwencję modułów do wielokrotnej aktywacji/rekondensacji optycznej i obrazowania US PFHnD. Odbywa się to poprzez wyszczególnienie predefiniowanych modułów, takich jak ultraszybkie obrazowanie (mUF), zewnętrzny laser (mExtLaser) i idle (mIdle).
    1. Powtórz zestaw sekwencji mExtLaser-mIdle-mUF-mExtLaser-mUF dwukrotnie, aby uzyskać dane obrazowania zarówno impulsu n, jak i impulsu p.
      UWAGA: Pierwszy moduł mExtLaser w każdej sekwencji jest ustawiany jako laser pozorowany poprzez ustawienie ExtLaser.Enable na 0, a "mIdle" jest dołączany, aby zminimalizować czas między obrazami US w tle a obrazami US n/p-pulse po aktywacji lasera.
  7. Ustaw parametry modułu dla każdego modułu umieszczonego w sekwencji modułów bieżącego przypadku uruchomienia. Uzyskaj dostęp do każdego parametru modułu według indeksu odpowiadającego jego kolejności w sekwencji modułów. Moduły będą wykonywać predefiniowane operacje z parametrami modułu ustawionymi przez użytkownika w tym miejscu.
    1. Ustaw ExtLaser.QSdelay w zewnętrznych modułach laserowych na wartość opóźnienia przełącznika Q lasera dostrojoną w kroku 3.3 w mikrosekundach. Moduł ten czeka na wyzwolenie latarki systemu laserowego i generuje wyzwolenie przełącznika Q po opóźnieniu określonym w QSdelay.
    2. W ultraszybkim module obrazowania ustaw Resource.numFrame na 100, ustaw SeqControl.PRI na 200 (μs) i ustaw TW.polarity na 1 dla impulsu P i -1 dla impulsu N (patrz Rysunek 4, aby zapoznać się z odpowiednim kształtem impulsu). Ten moduł będzie przesyłał ultraszybką falę planarną 0 stopni o typie impulsu określonym w TW. polarność.
      1. Uzyskaj pełne okno obrazowania przysłony o szerokości 38,8 mm dla liczby klatek w Resource.numFrame, interwał powtarzania impulsów SeqControl.PRI, a następnie zapisz dane do przetwarzania w trybie off-line.
    3. Ustaw SeqControl.lastPRI_Module w module bezczynności na czas między impulsami laserowymi (100 ms) odjęty przez opóźnienie przełącznika Q, czas akwizycji danych obrazowych (20 ms) i margines 20 μs na podróż sygnału. Moduł ten utrzymuje system w stanie "bezczynności" przez czas w SeqControl.lastPRI_Module wypełnić lukę czasową między zakończeniem akwizycji danych obrazowych a kolejnym wzbudzeniem impulsu laserowego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomyślne sformułowanie i odśrodkowanie PFCnD powinno dać kropelki o średnicy około 200-300 nm (Rysunek 1A). Nieprawidłowo oddzielone kropelki mogą wykazywać małe piki około 1 μm. Roztwory te mogą być dalej sonikowane w kąpieli w celu rozbicia większych kropel. Rozmiar kropel zwiększy się z czasem w wyniku koalescencji i/lub dyfuzji w procesie znanym jako dojrzewanie Ostwalda21,22 (Rysunek 1B).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sonikacja sondy jest stosunkowo prostą i łatwą do nauczenia się metodą wytwarzania PFCnD. Jest kilka kroków, w których należy zachować ostrożność. Podczas pracy z chloroformem konieczne jest użycie pipety wyporowej lub szklanych strzykawek, ponieważ jest on lotny i "wycieka" ze standardowych pipet wyporowych. Ponadto, jeśli używasz wyporności, upewnij się, że używana jest odpowiednia końcówka, ponieważ chloroform rozpuści większość plastikowych końcówek, które mogą wprowadzić zanieczyszczenia do roztworu. Pipeta wyporowa...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca była częściowo wspierana przez Fundację Badań nad Rakiem Piersi w ramach grantu BCRF-20-043.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Nadsiarczan amonu (APS)VWR97064-592
1,2-distearoilo-sn-glycero-3-fosfocholina (DSPC)Avanti Polar Lipids850365CLipidy, można je kupić zawieszone w chloroformie lub w postaci proszku. Do długotrwałego przechowywania najlepsza jest forma proszku, ale chloroform jest bardziej praktyczny.
1,2-distearoilo-sn-glycero-3-fosphoethanolamine-N-[metoksy(glikol polietylenowy)-2000] (sól amonowa) (DSPE-PEG)Avanti Polar Lipids880120CLipids, można je kupić zawieszone w postaci chloroformu lub w postaci proszku. Do długotrwałego przechowywania najlepsza jest forma proszku, ale chloroform jest bardziej praktyczny.
Akrylamid : Roztwór bisakryloamidu (19:1) 40% (w/v), OmniPur®VWREM-1300roztwór akryloamidu, niższe stężenie / proszek
IR-1048Sigma405175Barwnik na podczerwień
L11-4vVerasonics-ultradźwiękowyprzetwornik liniowy
Microtip 1/8"Qsonica LLC4418mikrokońcówka do sonografu sondy
N, N, N′, N′ -Tetramethyloethelenodiamine (TEMED)VWR97064-902Służy do polimeryzacji poliakrylamidu poprzez tworzenie wolnych rodników w obecności nadsiarczanu amonu
Nova IIOphir-Spiricon7Z01550mocy lasera
PerfluoroheksanFluoromedAPF-60Mpłyn perfluorowęglowy
Tabletki soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS)VWR97062-732Tabletki używane do produkcji PBS
Q500Qsonica LLCQ500-110Sonizator sondy
Żel krzemionkowySigma-Aldrich2885002-25 μ m wielkość cząstek
Tempest 30Badania nowej fali-Pulsacyjny system
laserowy Vantage 128Verasonics-badawczy system obrazowania ultrasonograficznego
Zetasizer Nano ZSMalvern Instruments Ltd-Wykonuje pomiary wielkości w oparciu o dynamiczne rozpraszanie światła
miernik

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Schutt, E. G., Klein, D. H., Mattrey, R. M., Riess, J. G. Injectable microbubbles as contrast agents for diagnostic ultrasound imaging: the key role of perfluorochemicals. Angewandte Chemie International Edition. 42 (28), 3218-3235 (2003).
  2. Lee, H., et al. Microbubbles used for contrast enhanced ultrasound and theragnosis: a review of principles to applications. Biomedical Engineering Letters. 7 (2), 59-69 (2017).
  3. Hobbs, S. K., et al. Regulation of transport pathways in tumor vessels: Role of tumor type and microenvironment. Proceedings of the National Academy of Sciences. 95 (8), 4607-4612 (1998).
  4. Ishida, O., Maruyama, K., Sasaki, K., Iwatsuru, M. Size-dependent extravasation and interstitial localization of polyethyleneglycol liposomes in solid tumor-bearing mice. International Journal of Pharmaceutics. 190 (1), 49-56 (1999).
  5. Wong, Z. Z., Kripfgans, O. D., Qamar, A., Fowlkes, J. B., Bull, J. L. Bubble evolution in acoustic droplet vaporization at physiological temperature via ultra-high speed imaging. Soft Matter. 7 (8), 4009(2011).
  6. Yu, J., Chen, X., Villanueva, F. S., Kim, K. Vaporization and recondensation dynamics of indocyanine green-loaded perfluoropentane droplets irradiated by a short pulse laser. Applied Physics Letters. 109 (24), 243701(2016).
  7. Kripfgans, O. D., Fowlkes, J. B., Miller, D. L., Eldevik, O. P., Carson, P. L. Acoustic droplet vaporization for therapeutic and diagnostic applications. Ultrasound in Medicine & Biology. 26 (7), 1177-1189 (2000).
  8. Aliabouzar, M., Kumar, K. N., Sarkar, K. Acoustic vaporization threshold of lipid-coated perfluoropentane droplets. The Journal of the Acoustical Society of America. 143 (4), 2001-2012 (2018).
  9. Sheeran, P. S., Luois, S., Dayton, P. A., Matsunaga, T. O. Formulation and acoustic studies of a new phase-shift agent for diagnostic and therapeutic ultrasound. Langmuir. 27 (17), 10412-10420 (2011).
  10. Sheeran, P. S., Luois, S. H., Mullin, L. B., Matsunaga, T. O., Dayton, P. A. Design of ultrasonically-activatable nanoparticles using low boiling point perfluorocarbons. Biomaterials. 33 (11), 3262-3269 (2012).
  11. Wilson, K., Homan, K., Emelianov, S. Biomedical photoacoustics beyond thermal expansion using triggered nanodroplet vaporization for contrast-enhanced imaging. Nature Communications. 3 (1), 618(2012).
  12. Strohm, E., Rui, M., Gorelikov, I., Matsuura, N., Kolios, M. Vaporization of perfluorocarbon droplets using optical irradiation. Biomedical Optics Express. 2 (6), 1432(2011).
  13. Wei, C., et al. Laser-induced cavitation in nanoemulsion with gold nanospheres for blood clot disruption: in vitro results. Optics Letters. 39 (9), 2599(2014).
  14. Hannah, A., Luke, G., Wilson, K., Homan, K., Emelianov, S. Indocyanine green-loaded photoacoustic nanodroplets: Dual contrast nanoconstructs for enhanced photoacoustic and ultrasound imaging. ACS Nano. 8 (1), 250-259 (2014).
  15. Lajoinie, G., et al. Ultrafast vapourization dynamics of laser-activated polymeric microcapsules. Nature Communications. 5 (1), 3671(2014).
  16. Hannah, A. S., Luke, G. P., Emelianov, S. Y. Blinking phase-change nanocapsules enable background-free ultrasound imaging. Theranostics. 6 (11), 1866-1876 (2016).
  17. Santiesteban, D. Y., Hallam, K. A., Yarmoska, S. K., Emelianov, S. Y. Color-coded perfluorocarbon nanodroplets for multiplexed ultrasound and photoacoustic imaging. Nano Research. 12 (4), 741-747 (2019).
  18. Luke, G. P., Hannah, A. S., Emelianov, S. Y. Super-resolution ultrasound imaging in vivo with transient laser-activated nanodroplets. Nano Letters. 16 (4), 2556-2559 (2016).
  19. Zhu, Y. I., Yoon, H., Zhao, A. X., Emelianov, S. Y. Leveraging the imaging transmit pulse to manipulate phase-change nanodroplets for contrast-enhanced ultrasound. IEEE Transactions on Ultrasonics, Ferroelectrics, and Frequency Control. 66 (4), 692-700 (2019).
  20. Yoon, H., Zhu, Y. I., Yarmoska, S. K., Emelianov, S. Y. Design and demonstration of a configurable imaging platform for combined laser, ultrasound, and elasticity imaging. IEEE Transactions on Medical Imaging. 38 (7), 1622-1632 (2019).
  21. Taylor, P. Ostwald ripening in emulsions. Advances in Colloid and Interface Science. 75 (2), 107-163 (1998).
  22. Freire, M. G., Dias, A. M. A., Coelho, M. A. Z., Coutinho, J. A. P., Marrucho, I. M. Aging mechanisms of perfluorocarbon emulsions using image analysis. Journal of Colloid and Interface Science. 286 (1), 224-232 (2005).
  23. Yarmoska, S. K., Yoon, H., Emelianov, S. Y. Lipid shell composition plays a critical role in the stable size reduction of perfluorocarbon nanodroplets. Ultrasound in Medicine & Biology. 45 (6), 1489-1499 (2019).
  24. Sheeran, P. S., et al. Decafluorobutane as a phase-change contrast agent for low-energy extravascular ultrasonic imaging. Ultrasound in Medicine & Biology. 37 (9), 1518-1530 (2011).
  25. Lin, S., et al. Optically and acoustically triggerable sub-micron phase-change contrast agents for enhanced photoacoustic and ultrasound imaging. Photoacoustics. 6, 26-36 (2017).
  26. Sheeran, P. S., et al. Methods of generating submicrometer phase-shift perfluorocarbon droplets for applications in medical ultrasonography. IEEE Transactions on Ultrasonics, Ferroelectrics, and Frequency Control. 64 (1), 252-263 (2017).
  27. Shui, L., vanden Berg, A., Eijkel, J. C. T. Scalable attoliter monodisperse droplet formation using multiphase nano-microfluidics. Microfluidics and Nanofluidics. 11 (1), 87-92 (2011).
  28. Jeong, W. -C., et al. Controlled generation of submicron emulsion droplets via highly stable tip-streaming mode in microfluidic devices. Lab on a Chip. 12 (8), 1446(2012).
  29. Xu, X., et al. Microfluidic production of nanoscale perfluorocarbon droplets as liquid contrast agents for ultrasound imaging. Lab on a Chip. 17 (20), 3504-3513 (2017).
  30. Song, R., Peng, C., Xu, X., Zou, R., Yao, S. Facile fabrication of uniform nanoscale perfluorocarbon droplets as ultrasound contrast agents. Microfluidics and Nanofluidics. 23 (1), 12(2019).
  31. Liedtke, S., Wissing, S., Müller, R. H., Mäder, K. Influence of high-pressure homogenisation equipment on nanodispersions characteristics. International Journal of Pharmaceutics. 196 (2), 183-185 (2000).
  32. Reznik, N., Williams, R., Burns, P. N. Investigation of vaporized submicron perfluorocarbon droplets as an ultrasound contrast agent. Ultrasound in Medicine & Biology. 37 (8), 1271-1279 (2011).
  33. Grapentin, C., Barnert, S., Schubert, R. Monitoring the stability of perfluorocarbon nanoemulsions by cryo-TEM image analysis and dynamic light scattering. Plos One. 10 (6), 0130674(2015).
  34. de Gracia Lux, C., et al. Novel method for the formation of monodisperse superheated perfluorocarbon nanodroplets as activatable ultrasound contrast agents. RSC Advances. 7 (77), 48561-48568 (2017).
  35. Zell, K., Sperl, J. I., Vogel, M. W., Niessner, R., Haisch, C. Acoustical properties of selected tissue phantom materials for ultrasound imaging. Physics in Medicine and Biology. 52 (20), 475-484 (2007).
  36. Hariri, A., et al. Polyacrylamide hydrogel phantoms for performance evaluation of multispectral photoacoustic imaging systems. Photoacoustics. 22, 100245(2021).
  37. Denisin, A. K., Pruitt, B. L. Tuning the range of polyacrylamide gel stiffness for mechanobiology applications. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (34), 21893-21902 (2016).
  38. Rajagopal, S., Sadhoo, N., Zeqiri, B. Reference characterisation of sound speed and attenuation of the iec agar-based tissue-mimicking material up to a frequency of 60 MHz. Ultrasound in Medicine & Biology. 41 (1), 317-333 (2015).
  39. Madsen, E. L., Zagzebski, J. A., Banjavie, R. A., Jutila, R. E. Tissue mimicking materials for ultrasound phantoms. Medical Physics. 5 (5), 391-394 (1978).
  40. Kharine, A., et al. Poly(vinyl alcohol) gels for use as tissue phantoms in photoacoustic mammography. Physics in Medicine and Biology. 48 (3), 357-370 (2003).
  41. Kim, H., Chang, J. H. Multimodal photoacoustic imaging as a tool for sentinel lymph node identification and biopsy guidance. Biomedical Engineering Letters. 8 (2), 183-191 (2018).
  42. Zhou, Y., et al. Magnetic nanoparticle-promoted droplet vaporization for in vivo stimuli-responsive cancer theranostics. NPG Asia Materials. 8 (9), 313(2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Perfluorocarbon NanodropletsOptical Droplet VaporizationAcoustic ModulationUltrasound Contrast AgentsLipid Shell NanodropletsProbe SonicationDynamic Light ScatteringPolyacrylamide PhantomCentrifugal SeparationOstwald Ripening

Related Articles