Artykuł metodologiczny

Dwuwarstwowa metoda kanapkowa z membraną do zbierania śliny Laodelphax striatellus

DOI:

10.3791/62831

⸱

27 sierpnia 2021

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Plant Genomics, Institute of Microbiology, Chinese Academy of Sciences, 2National Plant Gene Research Center, 3University of the Chinese Academy of Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje metodę zbierania wystarczającej ilości śliny od owadów wysysających za pomocą sztucznego podłoża. Jest to wygodna metoda zbierania śliny owadów i badania funkcji śliny pod kątem zachowań żywieniowych owadów i przenoszenia wirusa przenoszonego przez wektory.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wirus pasiastek ryżowych (RSV), wirus RNA o ujemnej nici z rodzaju Tenuivirus, powoduje poważne choroby w produkcji ryżu w Azji Wschodniej1,2,3. Przenoszenie wirusa RSV z zakażonych roślin ryżu na zdrowe zależy od wektorów owadów, głównie Laodelphax striatellus, który przenosi RSV w sposób trwały i propagacyjny. SBPH nabywa wirusa po żerowaniu na roślinach zakażonych RSV. Po dostaniu się do organizmu owada wirus RSV infekuje komórkę nabłonka jelita środkowego dzień po karmieniu, a następnie przechodzi przez barierę jelita środkowego, aby przeniknąć do hemolimfy. Następnie wirus RSV rozprzestrzenia się do różnych tkanek za pośrednictwem hemolimfy, a następnie rozprzestrzenia się. Po okresie utajenia trwającym około 10-14 dni po nabyciu, wirus wewnątrz gruczołu ślinowego może zostać przeniesiony do zdrowych roślin żywicielskich poprzez wydzielaną ślinę, podczas gdy SBPH wysysa sok z łyka4,5,6,7,8,9,10. Wydajny proces odżywiania i różne czynniki w ślinie są niezbędne do rozprzestrzeniania się wirusa RSV z owada na roślinę żywicielską.

Uważa się, że ślina owadów wydzielana przez gruczoły ślinowe pośredniczy w owadach, wirusach i roślinach żywicielskich. Owady z rodzaju hemipteran zwykle wytwarzają dwa rodzaje śliny: ślinę żelującą i ślinę wodnistą11,12,13. Żelująca ślina jest wydzielana głównie do apoplazmy w celu podtrzymania ruchu trzpienia między komórkami gospodarza, a także jest związana z przezwyciężaniem odporności roślin i odpowiedzi immunologicznej14,15,16,17. Na etapie sondowania żerowania owady sporadycznie wydzielają żelującą ślinę, która natychmiast utlenia się, tworząc kołnierz powierzchniowy. Następnie pojedyncze lub rozgałęzione osłony otaczają styl, aby zarezerwować kanał rurowy18,19,20. Zakłada się, że kołnierz powierzchniowy na naskórku ułatwia penetrację trzpienia, służąc jako punkt zaczepienia, podczas gdy osłonki wokół trzpienia mogą zapewniać stabilność mechaniczną i smarowanie16,21,22,23. Nlshp uznano za białko niezbędne do tworzenia osłonki ślinowej i skutecznego odżywiania skoczka brunatnego (Nilaparvata lugens, BPH). Hamowanie ekspresji białka osłonki strukturalnej (SHP) wydzielanego przez mszycę Acyrthosiphon pisum zmniejszyło jej rozmnażanie poprzez zakłócenie karmienia z probówek sitowych gospodarza24. Co więcej, u niektórych gatunków owadów uważa się, że żelowe czynniki śliny wywołują odpowiedź immunologiczną roślin poprzez tworzenie tak zwanych wzorców molekularnych związanych z roślinożercami (HAMP). U N. lugens, NlMLP, białko podobne do mucyny związane z tworzeniem osłonki, indukuje obronę roślin przed żerowaniem, w tym śmierć komórki, ekspresję genów związanych z obroną i odkładanie kalozy 25,26. Udowodniono również, że niektóre żelowe czynniki śliny u mszyc wywołują reakcje obronne roślin poprzez interakcje między genami podobne do wzorców molekularnych związanych z patogenami12,15,27.

Do badania czynników wydzielania śliny niezbędnych do odżywiania owadów i/lub przenoszenia patogenów, konieczne jest przeanalizowanie wydzielanej śliny. W tym miejscu opisano metody sztucznego karmienia i pobierania w celu uzyskania wystarczającej ilości śliny do dalszej analizy. Używając pożywki zawierającej tylko jeden składnik odżywczy, zebrano wiele białek śliny i przeanalizowano je za pomocą barwienia srebrem i western blot. Metoda ta będzie pomocna w dalszych badaniach nad czynnikami w ślinie, które są niezbędne do transmisji RSV przez SBPH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konserwacja SBPH

  1. Hoduj zjadliwe i wolne od RSV osobniki SBPH w szklanym inkubatorze (65 x 200 mm) z 5-6 siewkami ryżu (Oryza sativa cv. Nipponbare) w szklanej komorze w laboratorium. Uprawiaj rośliny ryżu w temperaturze 25 °C w świetle 16 godzin / 8 godzin ciemnego fotoperiodu.
    UWAGA: Wirusowe i wolne od RSV osobniki SBPH zostały początkowo złapane w prowincji Jiangsu w Chinach.
  2. Wykryć RSV w SBPH za pomocą testu immunoenzymatycznego sprzężonego z enzymem kropkowym (dot-ELISA) z przeciwciałem poliklonalnym swoistym dla królika RSV (patrz tabela materiałów) podniesionym przeciwko rybonukleoproteinom RSV (RNP).
    UWAGA: Aby zapewnić wysoką skuteczność infekcji potomstwa, zjadliwe samice utrzymywano oddzielnie, a 15% ich potomstwa losowo badano pod kątem zakażenia RSV. Szczegóły dot-ELISA opisano w krokach 1.3-1.7.
  3. Homogenizować pojedynczy SBPH w 20 μl buforu powlekającego (0,05 M Na2CO 3-NaHCO3, pH 9,5). Umieść 3 μl każdego z nich na membranie nylonowej (patrz Tabela materiałów), a następnie wysusz membranę w temperaturze pokojowej (RT).
  4. Inkubować błonę z 15 ml buforu blokującego (PBS + 3% odtłuszczonego mleka) przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
  5. Inkubować błonę z rozcieńczonymi pierwszorzędowymi przeciwciałami króliczymi przeciwko RSV (1:10000) w 15 ml PBS przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej i przemywać błonę trzykrotnie PBS przez 5 minut inkubacji za każdym razem.
  6. Inkubować błonę z 1,5 μl kozich przeciwciał anty-króliczych sprzężonych z peroksydazą chrzanową (patrz tabela materiałów) w 15 ml PBS i przemywać trzykrotnie PBS przez 5 minut inkubacji za każdym razem.
  7. Opracuj immunobloty za pomocą ulepszonego zestawu chromogenicznego HRP-DAB (patrz tabela materiałów) zgodnie z protokołami dostarczonymi przez producenta.

2. Przygotowanie komory do karmienia i sztucznej diety

  1. Odważyć 2 g sacharozy w proszku i rozpuścić ją w 40 ml ddH2O, aby przygotować 5% wodny roztwór sacharozy jako sztuczną dietę.
  2. Przefiltrować roztwór przez filtr 0,22 μm (patrz tabela materiałów) w celu usunięcia zanieczyszczeń bakteryjnych i zanieczyszczeń.
  3. Zagłodź 200 larw 3-5th SBPH przez 3-5 godzin przed wprowadzeniem ich do komory.
    UWAGA: Na jedną komorę przygotowuje się 200 SBPH; więcej SBPH powinno być przygotowane dla kilku komór.
  4. Przygotuj szklane cylindry jako komory do karmienia (Rysunek 1A). Przykryj jeden otwarty koniec komory membraną parafinową (patrz Tabela materiałów) przed wprowadzeniem owadów doświadczalnych.
    UWAGA: Każdy cylinder ma 15,0 cm długości i 2,5 cm średnicy. Te szklane cylindry są wykonywane na zamówienie zgodnie z wymaganiami eksperymentalnymi.
  5. Przenieś owady do szklanego cylindra.
  6. Przykryj drugi koniec komory rozciągniętą membraną parafinową (konkretnie Parafilm M). Następnie dodaj do niego 200 μL sztucznej diety. Na koniec przykryj płyn kolejną warstwą rozciągniętej membrany parafinowej.
    UWAGA: Membrana parafinowa jest rozciągana do około dwukrotności swojej pierwotnej powierzchni.
  7. Przykryj komorę folią aluminiową, ale pozostaw koniec ze sztucznym urządzeniem dietetycznym wystawionym na działanie światła.

3. Pobieranie śliny SBPH

  1. Sztuczną dietę z wolnego od wirusa RSV i wirusowego SBPH należy pobrać oddzielnie po upływie 24 godzin.
  2. Schłodzić cylinder w temperaturze 4 °C w celu unieruchomienia owadów.
  3. Odsłoń zewnętrzną folię i zbierz sztuczny płyn dietetyczny za pomocą sterylnej pipety do sterylnych probówek o pojemności 1,5 ml. Utrzymać pobraną ślinę w temperaturze -80 °C do czasu analizy.
    UWAGA: Pobraną ślinę można przechowywać w temperaturze -80 °C przez 1 rok.
  4. Przepłukać błonę wewnętrzną trzykrotnie 50 μl świeżej sztucznej karmy, delikatnie pipetując, a następnie pobrać sztuczną dietę myjącą zgodnie z opisem w kroku 3.3. Umieść nową sztuczną dietę na wewnętrznej membranie i trzymaj świeżo rozciągniętą membranę parafinową na wierzchu.
  5. Powtarzaj kroki 3.2 i 3.3 przez 5 dni do 2 tygodni.
    UWAGA: Policz wskaźnik przeżywalności SBPH do sztucznego żywienia i zapewnij wystarczające uzupełnienie świeżego SBPH zgodnie ze wskaźnikiem przeżycia.
  6. Przefiltruj pobrane próbki przez jednostkę filtrującą 0,22 μm w celu usunięcia drobnoustrojów i innych zanieczyszczeń.

4. Stężenie pobranej śliny

  1. Pobrane próbki śliny przenieść do 0,5 ml filtra odśrodkowego o pojemności 10 kD (patrz tabela materiałów) i wirować w temperaturze 5 500 x g w temperaturze 4 °C przez 20 minut. Zebrać supernatant i zwiększyć końcową objętość do 100 μl.
  2. Zmierzyć stężenie pobranej śliny za pomocą odpowiedniego spektrofotometru UV-VIS zgodnie z krokami 4.3-4.6.
  3. Włącz spektrofotometr i umyj cokoły trzykrotnie ddH2O.
  4. Wybierz następujące opcje na ekranie w odpowiedniej kolejności: Białka | Białko A280 | Wybierz punkt Typ | 1 Abs = 1 mg/ml. Następnie zaznacz pole wyboru Baseline Correction 340 nm.
  5. Załaduj 2 μl 5% wodnego roztworu sacharozy jako ślepą próbę, dotknij opcji Puste u dołu ekranu.
  6. Po ustaleniu norm załaduj 2 μL pobranej śliny do pomiaru. Odczyt i zapis stężenia białka.
    UWAGA: Ostatecznie zebrano co najmniej 1 mg białek śliny.

5. Barwienie srebrem białek śliny

  1. Ekstrahować białko z próbek śliny owadów za pomocą buforu ładującego próbkę (50 mM Tris-HCl pH 6,8, 10% glicerolu, 2% SDS, 0,1% błękitu bromofenolowego i 1% β-merkaptoetanolu). Następnie należy go frakcjonować przez 10% SDS-PAGE (patrz Tabela Materiałów). Obciążyć 5% roztwór sukroseaque, potraktowany w taki sam sposób jak kontrola ujemna.
  2. Załadować 20 μl podwielokrotności próbki na żel SDS-PAGE wraz z wstępnie wybarwionym markerem. Uruchom żel na 15 minut przy 90 woltach, a następnie 50 minut przy 140 woltach.
  3. Utrwalić żel w 30% (obj./obj.) etanolu, 10% (obj./obj.) kwasie octowym przez co najmniej 30 min po elektroforezie.
  4. Spłucz żel dwukrotnie 20% (obj.) etanolem i wodą osobno przez 10 minut za każdym razem.
  5. Uczulać żel w 0,8 mM tiosiarczanu sodu przez 1 min, a następnie płukać dwukrotnie w wodzie przez 1 min za każdym razem.
  6. Zanurz żel w 12 mM azotanu srebra na co najmniej 1 godzinę, a następnie zanurz go w wodzie dejonizowanej na 10 s przed przeniesieniem do roztworu wywoływacza.
  7. Gdy tło żelu ciemnieje, zanurz żel w roztworze zatrzymującym (5% kwas octowy) na co najmniej 30 minut, aby zatrzymać reakcję.
  8. Żel należy przemyć dwukrotnie wodą przez 30 minut za każdym razem. Wywołaj obraz za pomocą systemu detekcji (patrz tabela materiałów).

6. Wykrywanie białek za pomocą western blotting

  1. Wykryj mucynopodobne białko SBPH (LssgMP) i RSV w ślinie za pomocą western blot przy użyciu odpowiednio specyficznych przeciwciał.
  2. Próbki śliny owadów należy traktować zgodnie z krokiem 5.1.
  3. Załadować 20 μl podwielokrotności próbki do 10% żelu SDS-PAGE wraz ze wstępnie wybarwionym markerem i 20 μl niezakażonej próbki śliny RSV jako kontrolę negatywną. Uruchom żel przez 15 minut przy 90 woltach, a następnie przez 50 minut przy 140 woltach.
  4. Zmieszać 100 ml 10x buforu do przenoszenia białka (na mokro) (patrz tabela materiałów) z 900 ml ddH2O do roztworu roboczego (1x), a następnie przenieść białka do membrany z polifluorku winylidenu za pomocą buforu do przenoszenia białek (1x).
  5. Zablokuj membranę w 5% odtłuszczonym mleku za pomocą 0,01 M soli fizjologicznej buforowanej tris z 0,05% Tween 20 (TBST) w temperaturze pokojowej (RT) przez 1 godz.
    UWAGA: W tym protokole zmieszaj 100 ml 10x TBST (patrz Tabela materiałów) z 900 ml ddH2O w roztworze roboczym.
  6. Inkubować błonę z pierwszorzędowymi przeciwciałami królika przeciwko RSV lub LssgMP (oba 1:10000) rozcieńczonymi w TBST w temperaturze pokojowej przez co najmniej 2 godziny
    UWAGA: Produkcja pierwszorzędowych przeciwciał przeciwko RSV została wspomniana powyżej. Firma biotechnologiczna wyprodukowała królicze przeciwciało poliklonalne anty-LssgMP przeciwko peptydowi LssgMP GIQFDSYSASDLTRC.
  7. Przemyć membranę trzykrotnie TBST przez 10 minut inkubacji za każdym razem.
  8. Inkubować błonę z kozimi przeciwciałami antykróliczymi sprzężonymi z peroksydazą chranu, rozcieńczonymi w 1:10000 TBST.
  9. Rozwijaj immunobloty za pomocą ulepszonego systemu wykrywania blottingu Western Blotting w chemiluminescencji.

7. Wykrywanie wzorca wyrażenia LssgMP w SBPH

  1. Unieruchomić owady w temperaturze 4 °C na 5 minut.
  2. Umyj owady 75% etanolem i ddH2O jeden po drugim, a następnie rozbioruj owady we wstępnie schłodzonym TBS (0,01 M soli fizjologicznej buforowanej Tris).
  3. Wypreparować owady z brzucha, odcinając przednie kończyny SBPH w stawie koksy-krętarza za pomocą kleszczy; umyć jelito środkowe i gruczoły ślinowe dwukrotnie w TBS, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia z hemolimfy.
  4. Umieść pięć tkanek w probówce wolnej od RNaz o pojemności 1,5 ml, aby wyekstrahować RNA. Każdą probówkę należy traktować jako jedną próbkę.
  5. Przeprowadzić ekstrakcję RNA zgodnie z protokołami producenta i metodą PCR Z ODWROTNĄ TRANSKRYPCJĄ (RT-PCR) (patrz tabela materiałów).
  6. Wykonaj ilościowy PCR w czasie rzeczywistym (qRT-PCR), aby zbadać względne poziomy ekspresji transkryptu LssgMP w ekstraktach całego ciała lub różnych tkanek L. striatellus.
    UWAGA: Pary starterów użyte do amplifikacji genów to LssgMP-q-F/LssgMP-q-R, qPCR na bazie SYBR Green przeprowadzono zgodnie z protokołem producenta. Poziom transkryptu czynnika wydłużenia translacji L. striatellus 2 (ef2) określono ilościowo za pomocą pary starterów ef2-q-F/ef2-q-R w celu normalizacji matryc cDNA. A sekwencje starterów są załączone poniżej:LssgMP-q-F: TCCGACCTCACCAGAGTTTACAG; LssgMP-q-R: GCTTCGTCCCAGGTACTGATTCC; ef2-q-F: GTCTCCACGGATGGGCTTT; ef2-q-R: ATCTTGAATTTCTCGGCATACATTT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schematy instalacji do sztucznego karmienia i zbierania śliny
Rysunek 1A przedstawia szklany cylinder (15 cm x 2,5 cm) używany jako komora do zbierania śliny. Najpierw larwy SBPH były głodzone przez kilka godzin, aby poprawić skuteczność zbierania, a następnie unieruchamiane przez schłodzenie przez 5 minut. Po przeniesieniu owadów do szklanego cylindra, oba otwarte końce komory zostały pokryte rozciągniętą membraną parafinową. Na jednym końcu, 200 μl 5% sacharozy umieszc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udane hodowanie owadów na sztucznych dietach zostało po raz pierwszy odnotowane w 1962 roku, kiedy Mittler i Dadd opisali technikę membrany parafinowej w celu utrzymania sztucznej diety29,30. Metoda ta została zbadana w wielu aspektach biologii i zachowania owadów, na przykład suplementacji składników odżywczych, karmienia dsRNA i pozyskiwania wirusów. Opierając się na wymaganiach analizy śliny, 5% sacharoza jest stosowana jako ogólna sztuczna dieta do zbierania ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (nr 2019YFC1200503), przez Narodową Fundację Nauki Chin (nr 32072385) oraz przez Stowarzyszenie Promocji Innowacji Młodzieży CAS (2021084).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filtr odśrodkowy 10-KDMerck MilliporeR5PA83496Do koncentracji
10x Bufor do transferu białek (mokry)macGENEMP008Bufor transferowy do western blotting
10x bufor TBSTCoolaberSL1328-500mL&razy; 10Bufor płuczący do western blotting
Azure c600 biosystemsAzure BiosystemsAzure c600System obrazowania do western blotting i barwienia srebrem
Kolor Prestained protein ladderGenStarM221-01Marker białkowy do western blot
ECL  Odczynniki do wykrywania Western BlotGE HealthcareRPN2209Wykrywanie Western blot
Ulepszony zestaw chromogenny HRP-DABTIANGENReakcja chromogenna
Przeciwciała anty-królicze sprzężone z peroksydazą chrzanową Sigma401393-2MLPoliklonalne przeciwciało drugorzędowe do western blotting
Immobilon(R)-P Membrana z polifluorku winylidenuMerck MilliporeIPVH00010Membrana transferowa do western blotting
iTaq Universal SYBR Green SupermixBio-Rad1725125Do ilościowego PCR w czasie rzeczywistym (qRT-PCR)
KIT, iSCRIPT cDNA SYNTHESBio-Rad1708891Do odwrotnej transkrypcji PCR (RT-PCR)
Millex-GP Filter, 0,22 i mikro; mMerck MilliporeSLGP033RBDo filtracji
Mini-PROTEAB TGX ŻeleBio-Rad4561043Do SDS-PAGE
NanoDrop OneThermo ScientificND-ONEC-WWykrywanie stężenia białka
Membrana nylonowaPALLT42754Membrana do dot-ELISA
Parafilm M MembranaSigmaP7793-1EATworzenie sztucznej diety kanapki
Królicze przeciwciało poliklonalne anty-LssgMP przeciwko peptydom LssgMPGenstriptKrólik pierwszorzędowe przeciwciało poliklonalne anty-LssgMP do western blotting
Królicze przeciwciało poliklonalne anty-RSVGenstriptKrólik pierwszorzędowe przeciwciało poliklonalne anty-RSV do western blotting i kropki ELISA
RNAprep czysty Micro KitTIANGENDP420do ekstrakcji RNA
#PA110

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cheng, X., Zhu, L., He, G. Towards understanding of molecular interactions between rice and the brown planthopper. Molecular Plant. 6 (3), 621-634 (2013).
  2. Cho, W. K., Lian, S., Kim, S. M., Park, S. H., Kim, K. H. Current insights into research on Rice Stripe Virus. The Plant Pathology Journal. 29 (3), 223-233 (2013).
  3. He, M., Guan, S. Y., He, C. Q. Evolution of rice stripe virus. Molecular Phylogenetics and Evolution. 109, 343-350 (2017).
  4. Wu, W., et al. Nonstructural protein NS4 of Rice Stripe Virus plays a critical role in viral spread in the body of vector insects. PLoS One. 9 (2), 88636(2014).
  5. Huo, Y., et al. Transovarial transmission of a plant virus is mediated by vitellogenin of its insect vector. PLoS Pathogens. 10 (3), 1003949(2014).
  6. Taning, C. N., Andrade, E. C., Hunter, W. B., Christiaens, O., Smagghe, G. Asian citrus psyllid RNAi pathway-RNAi evidence. Scientific Reports. 6, 38082(2016).
  7. Garbutt, J. S., Bellés, X., Richards, E. H., Reynolds, S. E. Persistence of double-stranded RNA in insect hemolymph as a potential determiner of RNA interference success: evidence from Manduca sexta and Blattella germanica. Journal of Insect Physiology. 59 (2), 171-178 (2013).
  8. Huo, Y., et al. Artificial feeding Rice Stripe Virus enables efficient virus infection of Laodelphax striatellus. Journal of Virological Methods. 235, 139-143 (2016).
  9. Huo, Y., et al. Insect tissue-specific vitellogenin facilitates transmission of plant virus. PLoS Pathogens. 14 (2), 1006909(2018).
  10. Huo, Y., et al. Rice Stripe Virus hitchhikes the vector insect vitellogenin ligand-receptor pathway for ovary entry. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 374, 20180312(2019).
  11. Bao, Y. Y., et al. De novo intestine-specific transcriptome of the brown planthopper Nilaparvata lugens revealed potential functions in digestion, detoxification and immune response. Genomics. 99 (4), 256-264 (2012).
  12. Elzinga, D. A., Jander, G. The role of protein effectors in plant-aphid interactions. Current Opinion In Plant Biology. 16 (4), 451-456 (2013).
  13. Chung, S. H., et al. Herbivore exploits orally secreted bacteria to suppress plant defenses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (39), 15728-15733 (2013).
  14. Bos, J. I., et al. A functional genomics approach identifies candidate effectors from the aphid species Myzus persicae (green peach aphid). PLoS Genetics. 6 (11), 1001216(2010).
  15. Liu, X., Zhou, H., Zhao, J., Hua, H., He, Y. Identification of the secreted watery saliva proteins of the rice brown planthopper, Nilaparvata lugens (Stål) by transcriptome and Shotgun LC-MS/MS approach. Journal of Insect Physiology. 89, 60-69 (2016).
  16. Cao, T. T., Lü, J., Lou, Y. G., Cheng, J. A. Feeding-induced interactions between two rice planthoppers, Nilaparvata lugens and Sogatella furcifera (Hemiptera: Delphacidae): effects on feeding and honeydew excretion. Environmental Entomology. 42 (6), 1281-1291 (2013).
  17. De Vos, M., Jander, G. Myzus persicae (green peach aphid) salivary components induce defence responses in Arabidopsis thaliana. Plant, Cell & Environment. 32 (11), 1548-1560 (2009).
  18. Wang, L., et al. Understanding the immune system architecture and transcriptome responses to southern rice black-streaked dwarf virus in Sogatella furcifera. Scientific Reports. 6, 36254(2016).
  19. Wang, Y., et al. Penetration into rice tissues by brown planthopper and fine structure of the salivary sheaths. Entomologia Experimentalis et Applicata. 129 (3), 295-307 (2008).
  20. Wang, W., et al. Armet is an effector protein mediating aphid-plant interactions. FASEB Journal: Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 29 (5), 2032-2045 (2015).
  21. Chaudhary, R., Atamian, H. S., Shen, Z., Briggs, S. P., Kaloshian, I. GroEL from the endosymbiont Buchnera aphidicola betrays the aphid by triggering plant defense. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (24), 8919-8924 (2014).
  22. Ma, R., Chen, J. L., Cheng, D. F., Sun, J. R. Activation of defense mechanism in wheat by polyphenol oxidase from aphid saliva. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 58 (4), 2410-2418 (2010).
  23. Zheng, L., Seon, Y. J., McHugh, J., Papagerakis, S., Papagerakis, P. Clock genes show circadian rhythms in salivary glands. Journal of Dental Research. 91 (8), 783-788 (2012).
  24. Huang, H. J., Lu, J. B., Li, Q., Bao, Y. Y., Zhang, C. X. Combined transcriptomic/proteomic analysis of salivary gland and secreted saliva in three planthopper species. Journal of Proteomics. 172, 25-35 (2018).
  25. Huang, H. J., Liu, C. W., Xu, H. J., Bao, Y. Y., Zhang, C. X. Mucin-like protein, a saliva component involved in brown planthopper virulence and host adaptation. Journal of Insect Physiology. 98, 223-230 (2017).
  26. Shangguan, X., et al. A mucin-like protein of planthopper is required for feeding and induces immunity response in plants. Plant Physiology. 176 (1), 552-565 (2018).
  27. Petrova, A., Smith, C. M. Immunodetection of a brown planthopper (Nilaparvata lugens Stål) salivary catalase-like protein into tissues of rice, Oryza sativa. Insect Molecular Biology. 23 (1), 13-25 (2014).
  28. Zhu, J., et al. Genome sequence of the small brown planthopper, Laodelphax striatellus. GigaScience. 6 (12), 1-12 (2017).
  29. Van Bel, A. J., Will, T. Functional evaluation of proteins in watery and gel saliva of aphids. Frontiers In Plant Science. 7, 1840(2016).
  30. Perez-Vilar, J., Hill, R. L. The structure and assembly of secreted mucins. The Journal of Biological Chemistry. 274 (45), 31751-31754 (1999).
  31. Pitino, M., Hogenhout, S. A. Aphid protein effectors promote aphid colonization in a plant species-specific manner. Molecular Plant-Microbe Interactions: MPMI. 26 (1), 130-139 (2013).
  32. Zhang, F., Zhu, L., He, G. Differential gene expression in response to brown planthopper feeding in rice. Journal of Plant Physiology. 161 (1), 53-62 (2004).
  33. Hogenhout, S. A., Ammar, E. -D., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G. Insect vector interactions with persistently transmitted viruses. Annual Review of Phytopathology. 46, 327-359 (2008).
  34. Boissot, N., Schoeny, A., Vanlerberghe-Masutti, F. Vat, an amazing gene conferring resistance to aphids and viruses they carry: from molecular structure to field effects. Frontiers In Plant Science. 7, 1420(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Sztuczne karmieniewirus pr gowy ry uowady k uj co ss cebarwienie bia ekWestern BlotSDS PAGEspektrofotometr UV

Powiązane artykuły