Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie zmian w transmisji liści do zbadania ruchu chloroplastów u Arabidopsis thaliana

DOI:

10.3791/62881

⸱

14 lipca 2021

 ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, Wellesley College

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiele gatunków roślin zmienia położenie chloroplastów, aby zoptymalizować absorpcję światła. Protokół ten opisuje, jak używać prostego, zbudowanego w domu instrumentu do badania ruchu chloroplastów w liściach Arabidopsis thaliana przy użyciu zmian w transmisji światła przez liść jako proxy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykazano, że ruch chloroplastów w liściach pomaga zminimalizować fotoinhibicję i zwiększyć wzrost w pewnych warunkach. Wiele można się dowiedzieć o ruchu chloroplastów, badając położenie chloroplastów w liściach za pomocą np. konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej, ale dostęp do tego typu mikroskopii jest ograniczony. Protokół ten opisuje metodę, która wykorzystuje zmiany w transmisji liści jako wskaźnik zastępczy dla ruchu chloroplastów. Jeśli chloroplasty zostaną rozłożone w celu maksymalizacji przechwytywania światła, transmisja będzie niska. Jeśli chloroplasty przemieszczają się w kierunku antyklinalnych ścian komórkowych, aby uniknąć światła, transmisja będzie wyższa. Protokół ten opisuje, jak używać prostego, zbudowanego w domu instrumentu do wystawiania liści na działanie różnych intensywności światła niebieskiego i ilościowego określania dynamicznych zmian w transmisji liści. Takie podejście pozwala naukowcom na ilościowe opisanie ruchu chloroplastów u różnych gatunków i mutantów, zbadanie wpływu na niego substancji chemicznych i czynników środowiskowych lub przeprowadzenie badań przesiewowych w poszukiwaniu nowych mutantów, np. w celu zidentyfikowania brakujących składników w procesie, który prowadzi od percepcji światła do ruchu chloroplastów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Światło jest niezbędne do fotosyntezy, wzrostu i rozwoju roślin. Jest to jeden z najbardziej dynamicznych czynników abiotycznych, ponieważ natężenie światła zmienia się nie tylko w ciągu pory roku lub dnia, ale także szybko i w nieprzewidywalny sposób w zależności od zachmurzenia. Na poziomie liści na natężenie światła wpływa również gęstość i charakter otaczającej roślinności oraz własny baldachim rośliny. Jednym z ważnych mechanizmów, który pozwala roślinom optymalizować przechwytywanie światła w zmiennych warunkach oświetleniowych, jest zdolność chloroplastów do poruszania się w odpowiedzi na bodźce światła niebieskiegoxref"1,2. W warunkach słabego oświetlenia chloroplasty rozprzestrzeniają się prostopadle do światła (wzdłuż ścian komórkowych peryklinalnych) w tak zwanej odpowiedzi akumulacji, maksymalizując przechwytywanie światła, a tym samym fotosyntezę. W warunkach silnego oświetlenia chloroplasty przemieszczają się w kierunku antyklinalnej ściany komórkowej w tak zwanej reakcji unikania, minimalizując przechwytywanie światła i niebezpieczeństwo fotoinhibicji. U wielu gatunków chloroplasty przyjmują również specyficzną ciemną pozycję, która różni się od pozycji akumulacji i unikania i często pośrednia między tymi dwoma3,4. Różne badania wykazały, że ruch chloroplastów jest ważny nie tylko dla krótkoterminowej tolerancji liści na stres5,6,7, ale także dla wzrostu i sukcesu reprodukcyjnego roślin, zwłaszcza w zmiennych warunkach oświetleniowych8,9.

Ruch chloroplastów można łatwo zaobserwować w czasie rzeczywistym u niektórych żywych okazów (np. glonów lub roślin o cienkich liściach, takich jak Elodea) za pomocą mikroskopii świetlnej1. Badanie ruchu chloroplastów w większości liści wymaga jednak wstępnej obróbki w celu wywołania ruchu chloroplastów, chemicznego utrwalenia i przygotowania przekrojów poprzecznych przed obejrzeniem próbek pod mikroskopem świetlnym10. Wraz z wprowadzeniem konfokalnej mikroskopii laserowej możliwe stało się również obrazowanie trójwymiarowego układu chloroplastów w nienaruszonych lub nieruchomych liściach4,11,12. Te techniki obrazowania znacznie pomagają w zrozumieniu ruchu chloroplastów, dostarczając ważnych informacji jakościowych. Kwantyfikacja pozycjonowania chloroplastów (np. jako procent chloroplastów w pozycjach peryklinalnych lub antyklinalnych na tych obrazach lub procent powierzchni pokrytej chloroplastami na całkowitą powierzchnię komórki) jest również możliwa, ale dość czasochłonna, zwłaszcza jeśli jest prowadzona w odstępach czasu niezbędnych do uchwycenia szybkich zmian w pozycjonowaniu10,8. Najprostszym sposobem pokazania, czy przystosowane do ciemności liście określonego gatunku lub mutanty są zdolne do przemieszczania się chloroplastów w reakcję unikania, jest pokrycie większości obszaru liścia, aby utrzymać chloroplasty w ciemności, jednocześnie wystawiając pasek liścia na działanie silnego światła. Po co najmniej 20 minutach ekspozycji na wysokie światło chloroplasty w odsłoniętym obszarze przesuną się do pozycji unikania, a odsłonięty pasek będzie widocznie jaśniejszy niż reszta liścia. Dotyczy to dzikiego typu A. thaliana, ale nie niektórych mutantów ruchu chloroplastów, opisanych bardziej szczegółowo w dalszej części 13. Ta metoda i jej modyfikacje (np. odwrócenie, które części liścia są odsłonięte, zmiana natężenia światła) są przydatne do badania przesiewowego dużej liczby mutantów i identyfikacji mutantów zerowych, które nie mają zdolności do wykazywania reakcji unikania lub akumulacji, lub obu. Nie dostarcza jednak informacji o dynamicznych zmianach w ruchu chloroplastów.

Dla kontrastu, opisana tutaj metoda pozwala na ilościowe określenie ruchu chloroplastów w nienaruszonych liściach przy użyciu zmian w transmisji światła przez liść jako wskaźnika dla ogólnego ruchu chloroplastów: w warunkach, gdy chloroplasty są rozproszone w komórkach mezofilu w odpowiedzi akumulacji, mniej światła jest przepuszczane przez liść niż gdy wiele chloroplastów jest w reakcji unikania, ustawiając się wzdłuż antyklinalnych ścian komórkowych. W związku z tym zmiany w transmisji mogą być używane jako wskaźnik zastępczy dla ogólnego ruchu chloroplastów w liściach14. Szczegóły dotyczące instrumentu są opisane w innym miejscu (patrz Plik Uzupełniający), ale zasadniczo instrument wykorzystuje niebieskie światło do wyzwalania ruchu chloroplastów i mierzy, ile czerwonego światła jest przepuszczane przez ten liść w określonych odstępach czasu. Niedawno opisano modyfikację tego systemu, która wykorzystuje zmodyfikowany 96-dołkowy czytnik mikropłytek, niebieską diodę LED, komputer i inkubator z kontrolowaną temperaturą15.

Opcja użycia kombinacji metod, w tym optycznej oceny liści do badań przesiewowych, a następnie pomiaru dynamicznych zmian w transmisji i użycia mikroskopii, znacznie pomogła nam zrozumieć zarówno podstawowe mechanizmy, jak i fizjologiczne/ekologiczne znaczenie ruchu chloroplastów. Na przykład doprowadziło to do odkrycia i scharakteryzowania różnych mutantów, które są upośledzone w określonych aspektach swoich ruchów. Na przykład mutanty A. thaliana phot 1 nie mają zdolności do gromadzenia swoich chloroplastów w słabym świetle, podczas gdy mutanty phot 2 nie mają zdolności do przeprowadzania reakcji unikania. Te fenotypy są spowodowane upośledzeniem dwóch odpowiednich receptorów światła niebieskiego16,17,18. W przeciwieństwie do tego, mutanty chup1 nie mają zdolności do tworzenia odpowiednich włókien aktynowych wokół chloroplastów, które są niezbędne do przeniesienia chloroplastów do pożądanej pozycji w komórce11,19. Oprócz badań nad mutantami, naukowcy ocenili wpływ różnych inhibitorów na ruch chloroplastów, aby wyjaśnić mechanistyczne aspekty tego procesu. Na przykład substancje chemiczne, takie jakH2O2i różne przeciwutleniacze, zostały użyte do zbadania wpływu tej cząsteczki sygnałowej na ruch chloroplastów20. Zastosowano różne inhibitory, aby wyjaśnić rolę wapnia w ruchu chloroplastów21. Oprócz pomocy w odkryciu mechanizmów ruchu chloroplastów, metody te mogą być wykorzystane do porównania ruchu chloroplastów u różnych gatunków lub mutantów hodowanych w różnych warunkach w celu zrozumienia ekologicznego i ewolucyjnego kontekstu tego zachowania. Na przykład wykazano, że zakres skutków różnych mutacji w szlaku ruchu chloroplastów zależy od warunków wzrostu7,9, oraz że rośliny przystosowane do słońca nie wydają się zbytnio poruszać swoimi chloroplastami. Z kolei ruch jest bardzo ważny w przypadku roślin zacieniających10,22,23.

Ten artykuł o metodach, skupiający się na modelowej roślinie A. thaliana, opisuje, jak korzystać z urządzenia transmisyjnego, które jest zaktualizowaną wersją wcześniej opracowanego instrumentu9. Chociaż instrument ten nie jest dostępny na rynku, osoby z podstawową wiedzą na temat elektroniki lub pomocą kolegów i studentów z dziedziny inżynierii lub fizyki będą w stanie zbudować instrument przy użyciu niedrogich części i postępując zgodnie ze szczegółowymi instrukcjami (patrz Plik uzupełniający). Platforma open-source użyta do zbudowania instrumentu ma szerokie wsparcie internetowe i forum społecznościowe, które oferuje pomoc w przypadku wystąpienia problemów24.

Protokół skupia się na tym, jak używać instrumentu do określania zmian w transmisji liści w standardowym przebiegu eksploracyjnym, który wystawia liść na szeroki zakres warunków świetlnych i rejestruje reakcje ciemności, akumulacji i unikania A. thaliana. Przebiegi te mogą być modyfikowane w zależności od celu eksperymentu i mogą być stosowane w przypadku większości gatunków roślin. W artykule przedstawiono przykłady danych transmisyjnych dzikiego typu A. thaliana i kilku mutantów oraz pokazano, jak można dalej analizować dane.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie liści do biegu

  1. Umieść 8 roślin A. thaliana w ciemności na noc (> 6 godzin działa dla większości gatunków), aby upewnić się, że chloroplasty przesuną się do ciemnej pozycji. Wszystkie repliki startują z porównywalnymi wartościami transmisji.
  2. Alternatywnie, umieść 8 całych liści na szalce Petriego z wilgotną bibułą filtracyjną na dole, zamknij szalkę Petriego i owiń ją folią aluminiową.

2. Sprawdzanie, czy urządzenie transmisyjne działa

  1. Podłącz urządzenie transmisyjne do stabilnego źródła zasilania i naciśnij wyłącznik zasilania (przycisk ON/OFF) urządzenia, aby zresetować przyrząd (Rysunek 1A,B).
  2. Podłącz iPada do stabilnego źródła zasilania, naciśnij przycisk ekranu głównego, aby aktywować ekran, i wprowadź hasło, aby się zalogować.
  3. Naciśnij ikonę Ustawienia, naciśnij ikonę Wyświetlacz i jasność, naciśnij Automatyczna blokada i wybierz Nigdy, naciskając tę opcję, aby upewnić się, że ekran pozostanie włączony na stałe. W przeciwnym razie program przestanie działać, gdy ekran przejdzie w stan uśpienia. Naciśnij przycisk ekranu głównego, aby powrócić do ekranu głównego.
  4. Naciśnij dwukrotnie przycisk ekranu głównego, aby zobaczyć, które aplikacje są otwarte, i zamknij je wszystkie, przesuwając je w kierunku górnej części ekranu. Naciśnij przycisk ekranu głównego, aby powrócić do ekranu głównego.
    1. Znajdź aplikację LeafSensor na ekranie głównym lub przesuwając palcem w lewo lub w prawo. Naciśnij ikonę aplikacji, aby ją otworzyć (patrz Plik uzupełniający). Pojawi się zielony ekran z tekstem i białymi polami, aby wprowadzić informacje.
    2. Upewnij się, że w dolnej części ekranu widoczne jest słowo Połączono, ponieważ wskazuje, że aplikacja komunikuje się z urządzeniem transmisyjnym. Jeśli pojawi się komunikat "Nie znaleziono Adafruit", sprawdź, czy urządzenie jest podłączone i ponownie naciśnij przycisk start na urządzeniu.
  5. Wypełnij pierwsze 4 pola na stronie aplikacji, aby nazwać eksperyment i skonfigurować warunki dla krótkiego przebiegu testowego bez liści i z otwartymi klipsami liści:
    1. Nazwij eksperyment (użyj 8 lub mniej wielkich liter lub cyfr), np. wpisując TEST w polu o nazwie Expt Name.
    2. Wybierz, ile różnych intensywności światła niebieskiego zostanie użytych w eksperymencie, np. wpisując 3 w polu o nazwie # Natężenia światła.
    3. Wybierz natężenie światła niebieskiego dla tego przebiegu (wybierz liczbę całkowitą z zakresu od 0 do 3000 i oddziel każdą liczbę od następnej przecinkiem; zobacz Plik uzupełniający, aby dowiedzieć się, jak przeliczyć te liczby na rzeczywiste natężenia światła niebieskiego diod LED), np. wpisując 0,100,1000 w polu o nazwie Intensywność niebieskiego.
    4. Wybierz czas, przez jaki każde natężenie niebieskiego światła będzie świecić na liść (oddziel każdą cyfrę od następnej przecinkiem), np. wpisując 2,2,2 w polu o nazwie Niebieski czas trwania (minuty).
  6. Naciśnij przycisk Rozpocznij eksperyment w środkowej części ekranu. W dolnej części ekranu pojawi się 8 myślników i komunikat Starting Experiment.
    1. Upewnij się, że przez pierwsze dwie minuty z diod LED nie jest emitowane żadne światło, następnie emitowane jest słabe niebieskie światło, a po 2 minutach intensywność niebieskiego światła wzrasta.
    2. Upewnij się, że intensywne czerwone światło jest emitowane z diod LED raz na minutę podczas pomiarów.
      UWAGA: W trakcie trwania eksperymentu na stronie aplikacji pojawią się liczby dla każdego z ośmiu czujników, a dane będą aktualizowane raz na minutę. Upewnij się, że numery wyjściowe z fotodiod wynoszą około 1000-1023 (jeśli pomieszczenie jest ciemne). Aktualizacja w lewym dolnym rogu pokazuje, ile pomiarów wykonano do tej pory, np. Wykonano 1 z 6 pomiarów (jeden pomiar co minutę).
    3. Po zakończeniu eksperymentu sprawdź, czy w lewym dolnym rogu strony aplikacji znajduje się komunikat Eksperyment zakończony. Teraz instrument jest gotowy do biegu z liśćmi.
  7. Naciśnij dwukrotnie przycisk ekranu głównego, przesuń palcem poza aplikację i otwórz ją ponownie. Naciśnij przycisk ON/OFF na instrumencie, aby go zresetować.

3. Ustawianie liści w klipsach do liści

UWAGA: Ten krok musi być wykonany w ciemności z zielonym źródłem światła (np. umieść zielony filtr przed żarówką), aby uniknąć wywoływania ruchu chloroplastów. Alternatywnie, użyj bardzo słabego białego światła i przedłużonego okresu ciemności w klipsach do liści. Pamiętaj, że jedna część klipsa liściowego utrzymuje diodę LED (większy otwór), podczas gdy druga trzyma fototranzystor (Rysunek 1C).

  1. Jeśli rośliny są w całości przystosowane do ciemności, zbierz 8 liści wystarczająco szerokich, aby zakryć diody LED. W przeciwnym razie usuń liście z szalki Petriego. Przygotuj 8 pasków bibuły filtracyjnej o długości klipsa do liści i z otworem wybitym u góry, aby nie zakrywać diody LED.
    1. Zwilż bibułę filtracyjną i umieść ją na części klipsa do liści, która przytrzymuje diodę LED. Powtórz to dla każdego z ośmiu klipsów na liściach.
  2. Umieść każdy liść na mokrej bibule filtracyjnej klipsa do liści. Upewnij się, że właściwa strona skrzydła jest skierowana w stronę diody LED (zwykle eksperymenty wykonuje się z przyosiową powierzchnią skrzydła skierowaną w stronę diody LED).
    1. Unikaj umieszczania żeber liścia na diodach LED, a aby uzyskać bardziej spójne wyniki, umieść podobne części każdego liścia (np. Najszerszą część liścia) nad diodą LED.
    2. Umieść drugą część klipsa liściowego z fototranzystorem na górze. W razie potrzeby użyj gumki, aby przytrzymać dwie części klipsa do liści razem ( Rysunek 1C, D).
  3. Umieść każdy klips do liści w jego "łódce" i napełnij zbiorniki wodą za pomocą pipety. Upewnij się, że liść lub przynajmniej bibuła filtracyjna dotyka wody, aby uniknąć odwodnienia liści podczas biegu (Rysunek 1D).

4. Przeprowadzanie biegu

UWAGA: Dla standardowego przebiegu eksploracyjnego, zacznij od 4 godzin ciemności (0 μmol foton m-2 s-1), następnie 7 godzin niskiego niebieskiego światła (2 μmol foton m-2 s-1), a następnie po 60 minut po 5, 10, 30, 40, 50, 60, 90, 100 μmol fotonu m-2 s-1 niebieskiego światła. Spowoduje to, że liście będą wykazywać ciemną transmisję, indukować ruch chloroplastów do maksymalnej akumulacji i wykazywać różne stopnie reakcji unikania.

  1. Skonfiguruj aplikację LeafSensor na iPadzie, wykonując czynności opisane poniżej.
    1. Wpisz EXPLORA1 w polu o nazwie Nazwa wyrażenia.
    2. Wpisz 10 w polu o nazwie # Natężenie światła.
    3. Wpisz 0,1,60,160,550,750,950,1150,1350,1950 w polu o nazwie Niebieskie intensywności.
    4. Wpisz 240,420,60,60,60,60,60,60,60,60 w polu o nazwie Niebieski czas trwania.
  2. Naciśnij przycisk Rozpocznij eksperyment. Po pierwszej minucie na ekranie pojawią się wartości wyjściowe (zwykle od 990 do 820). Jeśli wartości są dalekie, sprawdź, czy liście zostały prawidłowo umieszczone w klipsach na liście.
  3. Po zakończeniu uruchamiania upewnij się, że w lewym dolnym rogu ekranu pojawia się komunikat Eksperyment zakończony. Dane zostaną zapisane automatycznie.
    1. Ustaw ekran w pozycji pionowej (nie poziomej). Na ekranie pojawią się dwie nowe opcje, a mianowicie Zapisz i Narzędzia.
    2. Naciśnij Narzędzia, a pojawi się lista zapisanych plików. Wybierz interesujący Cię plik, w tym przypadku EXPLORA1.
    3. Poniżej listy plików poszukaj Selected Expt: EXPLORA1. Naciśnij przycisk E-mail, wprowadź adres e-mail, a plik danych zostanie automatycznie dołączony do wiadomości. Naciśnij Send.
      UWAGA: Jeśli do nadejścia plików nastąpi duże opóźnienie, uruchom ponownie aplikację i wyślij plik ponownie.
  4. Jeśli przebieg został przerwany, ale dane do tego momentu są interesujące, naciśnij Zapisz przed wybraniem opcji Narzędzia. Po kilku uruchomieniach wyczyść miejsce w pamięci: Naciśnij Narzędzia, wybierz jeden plik na raz, przesuń palcem w lewo obok pliku i naciśnij Usuń, aby usunąć plik.
  5. Naciśnij przycisk Wstecz, aby uruchomić kolejny eksperyment lub, jeśli to zrobisz, naciśnij przycisk ekranu głównego, przesuń palcem do ekranu głównego, naciśnij Ustawienia, naciśnij Wyświetlacz i jasność, naciśnij Auto-Lock i naciśnij 2 minuty.

5. Analiza danych

  1. Pobierz plik EXPLORA1 z wiadomości e-mail, dodaj rozszerzenie .csv do pliku, kliknij dwukrotnie na plik. Dane zostaną posortowane w arkuszu kalkulacyjnym, a dane z ośmiu różnych czujników zostaną posortowane w osobnych kolumnach. Ostatnia kolumna pokazuje czas (w sekundach), w którym dane zostały zebrane. Usuń pierwszy wiersz pod nagłówkami (Sensor1-8), jeśli zawiera dane bezsensowne.
  2. Skonfiguruj arkusz danych podstawowych, który będzie zawierał wyniki dla każdego czujnika w osobnym arkuszu i który przeliczy wartości wyjściowe na % wartości transmisji przy użyciu równań uzyskanych z kalibracji każdego klipsa do liści i czujnika (patrz plik uzupełniający).
    1. Skopiuj każdy zestaw danych do osobnego arkusza danych (np. kolumna A zawiera czas, a kolumna C zawiera dane czujnika Sensor1).
    2. Skonfiguruj kolumnę B tak, aby konwertowała czas z sekund na minuty. Ustaw kolumnę D tak, aby zawierała wzór na konwersję napięcia na % transmisji przy użyciu równania z kalibracji.
    3. Skonfiguruj podobny arkusz danych dla każdego czujnika i pamiętaj, że wzór używany do przeliczania napięcia wyjściowego na % wartości transmisji może być różny dla każdego czujnika.
  3. Wykres % transmisji (T) w funkcji czasu, min (Rysunek 2).
  4. Zapisz arkusz danych pod nową nazwą, aby można było ponownie użyć arkusza danych podstawowych.
  5. Aby dokładniej przeanalizować dane (Rysunek 2), oblicz akumulację ΔT (%) (np. zmiana T przy maksymalnej akumulacji w porównaniu do T po zmroku), unikanie ΔT (%) (np. zmiana T przy maksymalnym unikaniu w porównaniu do T po zmroku) lub dT/dt (%/h) (np. zmiana T podczas najszybszej części reakcji akumulacji lub unikania). Aby uzyskać więcej informacji, zobacz 8.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różne części urządzenia transmisyjnego są pokazane w Rysunek 1. Mikrokontroler jest jednostką sterującą urządzenia i kontroluje warunki oświetleniowe, w jakich doświadczają skrzydła, zabezpieczone czarnymi klipsami do liści, i przechowuje odbierane dane dotyczące transmisji światła (Rysunek 1A,B). Zbliżenie na jednostkę sterującą przyrządu pokazuje przycisk ON/OFF, kartę SD do przechowywania danych, osłonę Bluetooth (która wysyła dane do aplikacji Lea...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urządzenie jest niezwykle łatwe w użyciu, ale niezwykle ważne jest, aby niezależnie skalibrować każdą konfigurację klipsa do liścia urządzenia transmisyjnego, ponieważ rozmieszczenie diod LED i fototranzystorów może się nieznacznie różnić w zależności od klipsa liściowego. Upewnij się, że diody LED i fototranzystory są włożone stabilnie i ponownie sprawdź kalibrację, jeśli dane wydają się nieprawidłowe. Unikaj dostania się wody do urządzenia. Liście w klipsach na liście są umieszczane w "łodziach" wypełnionych wodą, aby ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Finansowanie zostało zapewnione przez Fiske Award i Wellesley College Faculty Award.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Folia
Ciemne przystosowane liście
Papier
iPad z zainstalowanym czujnikiem LeafSensor app (patrz informacje dodatkowe)
PipetaDowolna
szalka PetriegoDowolne
urządzenie transmisyjne (patrz Informacje uzupełniające)
Woda
aluminiowafiltracyjny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Senn, G. Die Gestalts- und Lageveränderung der Pflanzenchromatophoren. , Wilhelm Engelmann. Leipzig, Germany. (1908).
  2. Zurzycki, J. The influence of chloroplast displacements on the optical properties of leaves. Acta Societatis Botanicorum Poloniae. 30, 503-527 (1961).
  3. Wada, M., Kagawa, T., Sato, Y. Chloroplast movement. Annual Review of Plant Biology. 54, 455-468 (2003).
  4. Wada, M. Chloroplast movement. Plant Science. 210, 177-182 (2013).
  5. Kasahara, M., Kagawa, T., Oikawa, K., Suetsugu, N., Miyao, M., Wada, M. Chloroplast avoidance movement reduces photodamage in plants. Nature. 420, 829-832 (2002).
  6. Davis, P. A., Hangarter, R. P. Chloroplast movement provides photoprotection to plants by redistributing PSII damage within leaves. Photosynthesis Research. 112, 153-161 (2012).
  7. Howard, M. M., Bae, A., Königer, M. The importance of chloroplast movement, nonphotochemical quenching, and electron transport rates in light acclimation and tolerance to high light in Arabidopsis thaliana. American Journal of Botany. 106 (11), 1-10 (2019).
  8. Gotoh, E., et al. Chloroplast accumulation response enhances leaf photosynthesis and plant biomass production. Plant Physiology. 178, 1358-1369 (2018).
  9. Howard, M. M., Bae, A., Pirani, Z., Van, N., Königer, M. Impairment of chloroplast movement reduces growth and delays reproduction of Arabidopsis thaliana in natural and controlled conditions. American Journal of Botany. 107 (9), 1309-1318 (2020).
  10. Trojan, A., Gabryś, H. Chloroplast distribution in Arabidopsis thaliana (L.) depends on light conditions during growth. Plant Physiology. 111, 419-425 (1996).
  11. Oikawa, K., et al. Chloroplast unusual positioning is essential for proper chloroplast positioning. The Plant Cell. 15, 2805-2815 (2003).
  12. Königer, M., Bollinger, N. Chloroplast movement behavior varies widely among species and does not correlate with high light stress tolerance. Planta. 236, 411-426 (2012).
  13. Kagawa, T., et al. Arabidopsis NPL1: a phototropin homolog controlling the chloroplast high-light avoidance response. Science. 291, 2138-2141 (2001).
  14. Berg, R., et al. A simple low-cost microcontroller-based photometric instrument for monitoring chloroplast movement. Photosynthesis Research. 87, 303-311 (2006).
  15. Johansson, H., Zeidler, M. Automatic chloroplast movement analysis. Molecular Biology. 1398, Springer. Germany. 29-35 (2016).
  16. Briggs, W. R., et al. The phototropin family of photoreceptors. Plant Cell. 13, 993-997 (2001).
  17. Jarillo, J. A., et al. Phototropin-related NPL1 controls chloroplast relocation induced by blue light. Nature. 410, 952-954 (2001).
  18. Sakai, T. Arabidopsis nph1 and npl1: blue light receptors that mediate both phototropism and chloroplast relocation. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 98 (12), 6969-6974 (2001).
  19. Wada, M., Kong, S. -G. Actin-mediated movement of chloroplasts. Journal of Cell Science. 131, 1-8 (2018).
  20. Wen, F., Xing, D., Zhang, L. Hydrogen peroxide is involved in high blue light-induced chloroplast avoidance movements in Arabidopsis. Journal of Experimental Botany. 59 (10), 2891-2901 (2008).
  21. Tlalka, M., Fricker, M. The role of calcium in blue-light dependent chloroplast movement in Lemna trisulca L. The Plant Journal. 20, 461-473 (1999).
  22. Königer, M., Bollinger, N. Chloroplast movement behavior varies widely among species and does not correlate with high light stress tolerance. Planta. 236, 411-426 (2012).
  23. Higa, T., Wada, M. Chloroplast avoidance movement is not functional in plants grown under strong sunlight. Plant, Cell and Environment. 39, 871-882 (2016).
  24. Arduino. Arduino.cc. , Available from: https://www.arduino.cc (2021).
  25. Königer, M., Delamaide, J. A., Marlow, E. D., Harris, G. C. thaliana leaves with altered chloroplast numbers and chloroplast movement exhibit impaired adjustments to both low and high light. Journal of Experimental Botany. 59, 2285-2297 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Odpowied na wiat o niebieskiepozycjonowanie chloroplast wpomiar transmitancjiunikanie fotoinhibicjiurz dzenie LeafSensorodpowied akumulacyjnaodpowied unikowa

Powiązane artykuły