Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Protokół ultrasonograficzny nerwów w celu wykrycia neuropatii dysimmunologicznych

3.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62900

⸱

7 października 2021

 ,  , 
1Department of Neurology, St. Josef-Hospital, Ruhr-University Bochum, 2Immunmediated Neuropathies Biobank (INHIBIT), Ruhr-University Bochum

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł przedstawia protokół ultrasonografii nerwów w polineuropatiach, aby pomóc w diagnozowaniu neuropatii zapalnych.

Streszczenie

Ultrasonografia nerwów jest coraz częściej stosowana w diagnostyce różnicowej polineuropatii jako narzędzie uzupełniające do badań przewodnictwa nerwowego. Zmiany morfologiczne nerwów obwodowych, takie jak zwiększenie pola przekroju poprzecznego (CSA), zostały opisane w różnych polineuropatiach o podłożu immunologicznym. Najbardziej widoczne zmiany morfologiczne w ultrasonografii nerwów opisano dla przewlekłej zapalnej polineuropatii demielinizacyjnej (CIDP) ze spektrum choroby. CIDP można odróżnić od dziedzicznych i innych polineuropatii poprzez pomiar zakresu i wzorca obrzęków nerwów (wzrost CSA). Typowymi objawami w demielinizacyjnych neuropatiach zapalnych są wieloogniskowe obrzęki nerwów o niejednorodnej strukturze pęczkowej, podczas gdy wzrost CSA w demielinizacyjnych neuropatiach dziedzicznych występuje w sposób bardziej uogólniony i jednorodny. W innych niezapalnych neuropatiach aksonalnych nerwy mogą pojawić się z normalnym lub niewielkim wzrostem CSA, szczególnie w typowych miejscach uwięzienia. W artykule przedstawiono wymagania techniczne dotyczące ultrasonografii nerwów, procedury badania z wykorzystaniem znormalizowanego protokołu badania, aktualne wartości referencyjne dla CSA oraz typowe ultrasonograficzne wyniki patologiczne u pacjentów z neuropatiami zapalnymi.

Wprowadzenie

Obok badania klinicznego, ocena polineuropatii dużych włókien obejmuje badanie elektrofizjologiczne w celu scharakteryzowania zaangażowania układu motorycznego lub czuciowego i odróżnienia uszkodzeń aksonalnych od demielinizacyjnych1. W polineuropatii aksonalnej głównymi przyczynami są neuropatia toksyczna i cukrzycowa, podczas gdy w polineuropatiach demielinizacyjnych należy wziąć pod uwagę neuropatie dziedziczne lub zapalne, takie jak CIDP2,3,4. Powszechnie stosowanymi kryteriami diagnostycznymi CIDP są kryteria Europejskiej Federacji Towarzystw Neurologicznych/Towarzystwa Nerwów Obwodowych (EFNS/PNS) ustanowione w 2005 roku i zaktualizowane w 2010 i 2021 roku5. Określają one kliniczne i elektrofizjologiczne kryteria diagnozowania CIDP oraz opisują dodatkowe kryteria, takie jak biopsja nerwu w celu wykrycia demielinizacji lub stanu zapalnego. Jednak w niektórych przypadkach, pomimo dokładnej diagnostyki, przyczyna neuropatii pozostaje niejednoznaczna. W takich przypadkach ultrasonografia nerwów stanowi uzupełniającą metodę badania nerwów nie pod względem funkcjonalnym, ale morfologicznym6. Kilka badań dowiodło zastosowania ultrasonografii nerwów jako dodatkowego narzędzia w diagnozowaniu CIDP, dzięki czemu zmienione kryteria EFNS/PNS z 2021 r. wprowadziły ultrasonografię nerwów w guideline5. Zaletą ultrasonografii nerwów w porównaniu z innymi metodami obrazowania, takimi jak neurografia rezonansu magnetycznego (MRN), jest to, że może być stosowana bezpośrednio przez neurologów leczących jako narzędzie przyłóżkowe; Jest to stosunkowo opłacalne. Może być stosowany wielokrotnie, ponieważ jest nieinwazyjny i nie jest bolesny.

Typowe cechy CIDP obserwowane w ultrasonografii nerwów to wzrost pola przekroju poprzecznego (CSA) class7,8, również występujące w dziedzicznych polineuropatiach. W CIDP wpływa to na poszczególne segmenty nerwowe w sposób niejednorodny7,9.

Opublikowano różne protokoły egzaminacyjne10,11,12,13,14,15 próbując wyjaśnić normalne wartości CSA i określić odpowiednie pozycje anatomiczne badania ultrasonograficznego. Niektóre z tych pozycji są podobne w większości protokołów egzaminacyjnych. Nie istnieje jednak powszechnie akceptowany protokół standaryzujący proces badania i upraszczający interpretację pomiarów.

Ten artykuł demonstruje badanie ultrasonograficzne nerwów przy użyciu standardowego protokołu dla polineuropatii, przedstawia różne wartości referencyjne dla CSA i pokazuje typowe objawy patologiczne u pacjentów z neuropatiami zapalnymi.

Wymagania techniczne dotyczące ultrasonografii nerwów
USG nerwowo-mięśniowe wykonuje się w trybie B (tryb jasności, dwuwymiarowy obraz z poziomami szarości) przy użyciu obrazowania złożonego odpowiedniego urządzenia ultrasonograficznego6,16. Obrazowanie złożone umożliwia elektroniczne sterowanie elementami piezoelektrycznymi w sonidzie (przetworniku) w celu oświetlenia struktury docelowej pod różnymi kątami17. Fale ultradźwiękowe odbijają się w kilku kierunkach ze względu na histologiczną strukturę nerwów obwodowych. W wyniku tego, że dźwięk dociera z różnych kątów, większa część utraconych odbić wraca do sondy dźwiękowej (odbiornika) i może generować obrazy. W przypadku ultrasonografii nerwowo-mięśniowej stosuje się sondę ultradźwiękową o wysokiej rozdzielczości z przetwornikiem liniowym 18 MHz, w przypadku głębszych nerwów stosuje się dodatkową sondę liniową 12 MHz (np. do wyświetlania nerwu piszczelowego i strzałkowego w dole podkolanowym)6,16. Przetworniki o niższych częstotliwościach powodują zmniejszoną rozdzielczość przestrzenną i poprzeczną, przez co różnicowanie granic nerwowych od otaczających struktur jest mniej precyzyjne. Optymalne ustawienia można utrzymać na stałym poziomie za pomocą ustawienia wstępnego do obrazowania nerwowo-mięśniowego dostarczonego przez producenta. Podczas badania głębia obrazu i pozycja ostrości muszą być dostosowane do badanej struktury i stale dostosowywane do położenia nerwu. Wzmocnienie obrazu B i wzmocnienie zależne od głębi można regulować w celu optymalizacji obrazu przy jednolitej jasności. Naczynia krwionośne często znajdują się w pobliżu struktur nerwowych i często są używane jako punkty orientacyjne do wykonywania pomiarów w tej samej pozycji. Aby zobrazować ich anatomiczną interakcję i rozróżnić nerwy i naczynia, konieczne jest również wyświetlenie prędkości i kierunku przepływu za pomocą pulsacyjnego dopplera i kolorowej ultrasonografii dupleksowej16,18. Częstotliwość powtarzania impulsów musi być dostosowana do oczekiwanych niskich prędkości przepływu w naczyniach krwionośnych kończyn lub doppler mocy musi być wybrany do kodowania kolorami16.

Nerwy odbijają fale ultradźwiękowe różnie od różnych kątów padania, tak że obraz ultrasonograficzny różni się pod względem echogeniczności (anizotropii)16,19. Najlepszy obraz uzyskuje się pod kątem ortogradycznym, ponieważ fale ultradźwiękowe są najsilniej odbijane przez nerwy pod tym kątem. Aby uniknąć sztucznej anizotropii lub deformacji nerwów, sonda musi być trzymana w neutralnej pozycji podczas badania bez wywierania dodatkowego nacisku prostopadłego do nerwów (Rysunek 1). Pole przekroju poprzecznego (CSA) mierzy się w cienkim, hiperechogenicznym epineurium (Rysunek 2), aby uniknąć zmian w tkance epinerwalnej w pomiarze19. Więcej szczegółów na temat ultrasonografii technicznej można znaleźć w References6,16,17,18,19,20,21.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie egzaminy do tej pracy zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi Uniwersytetu Ruhry w Bochum, Niemcy.

1. Przygotowania eksperymentalne

  1. Przygotowanie pacjenta
    1. Sprawdź kryteria włączenia pacjenta: zbadaj dorosłych pacjentów ze zdiagnozowaną polineuropatią, podejrzanych o pochodzenie zapalne.
    2. Sprawdź kryteria wykluczenia pacjenta: nie badaj pacjentów z otwartymi ranami lub infekcjami w regionach, które mają być badane.
  2. Instrumentalne punkty kontrolne
    1. Sprawdź integralność aparatu ultrasonograficznego i wszystkich użytych materiałów (patrz Tabela materiałów).
    2. Wprowadź imię i nazwisko pacjenta oraz dane pacjenta w aparacie USG przed rozpoczęciem badania ultrasonograficznego (w zależności od urządzenia).
    3. Wybierz odpowiednią sondę ultradźwiękową (preferowaną 14-18 MHz) (patrz tabela materiałów) i ustaw ją na ultrasonografię nerwowo-mięśniową.
    4. Podczas całego badania należy wyregulować głębię i skupić się na uzyskaniu optymalnej jakości obrazu.
    5. Jeśli to możliwe, zbadaj pełny przebieg każdego nerwu w widoku przekrojowym.
      UWAGA: Nerwy zalecane do badania to: nerw środkowy, łokciowy, promieniowy, korzenie szyjne, splot ramienny i nerw błędny, a także nerw piszczelowy, strzałkowy i łydkowy (Ryc. 3). Badanie każdego z tych nerwów jest pokazane w następnej sekcji i na filmie. Całe badanie ultrasonograficzne według poniższego protokołu zajmie ~30-45 min.

2. Badanie ultrasonograficzne

  1. Badanie nerwów ramienia należy rozpocząć od pacjenta siedzącego w neutralnej pozycji z ręką spoczywającą na supinacji na powierzchni, np. nodze.
  2. Umieść trochę żelu ultradźwiękowego na sondzie przetwornika, nadgarstku, przedramieniu, łokciu i ramieniu.
  3. W celu zbadania nerwu pośrodkowego zacznij od wykonania skanu poprzecznego na poziomie nadgarstka.
  4. Poruszaj się proksymalnie, aby podążać za anatomicznym przebiegiem nerwu pośrodkowego do ramienia.
  5. Zmierz CSA nerwu pośrodkowego w następujących miejscach: przy wejściu do kanału nadgarstka (retinaculum flexorum); na przedramieniu (10-15 cm proksymalnie do siatkówki flexorum; na łokciu (zgięcie łokcia); na ramieniu obok tętnicy ramiennej (w połowie odległości między nadkłykciem przyśrodkowym a dołem pachowym).
  6. W celu zbadania nerwu łokciowego należy rozpocząć od wykonania skanu poprzecznego na poziomie nadgarstka łokciowego do nerwu pośrodkowego.
  7. Poruszaj się proksymalnie, aby podążać za anatomicznym przebiegiem nerwu łokciowego wzdłuż bruzdy do ramienia.
    UWAGA: Przesuwając się w kierunku ramienia, pozwól pacjentowi podnieść rękę zgiętą w łokciu, aby zbadać bruzdę i ramię.
  8. Zmierz CSA nerwu łokciowego w następujących miejscach: przy wejściu do kanału Guyona; na przedramieniu (10-15 cm proksymalnie do kanału Guyona); na łokciu (między nadkłykciem przyśrodkowym a oczaszkonem); na ramieniu (w połowie odległości między nadkłykciem przyśrodkowym a dołem pachowym).
  9. Aby zbadać nerw promieniowy, pozwól pacjentowi trzymać rękę przed brzuchem zgiętym w łokciu i zeskanuj nerw promieniowy bezpośrednio obok kości ramiennej.
  10. Użyj trybu kolorowego dupleksu, aby uniknąć pomyłek z towarzyszącą tętnicą i żyłą.
    UWAGA: Tryb dupleksu kolorów pokazuje przepływ krwi w tętnicy głębokiej ramienia i może wykazywać niski przepływ w odpowiedniej żyle, podczas gdy w nerwie promieniowym nie występuje przepływ. Dodatkowo żyła może być uciskana przez wywieranie nacisku zewnętrznego, a nerw nie.
  11. Zmierz CSA nerwu promieniowego w następującym miejscu: nerw promieniowy w rowku spiralnym.
  12. Kontynuuj badanie nerwu błędnego, korzeni nerwu szyjnego i splotu ramiennego.
  13. Umieść żel ultradźwiękowy na środku szyi.
  14. Aby zbadać nerw błędny, wykonaj skan poprzeczny na środku szyi i znajdź tętnicę szyjną.
    UWAGA: Nerw błędny znajduje się bezpośrednio obok tętnicy szyjnej i żyły szyjnej.
  15. Zmierz CSA nerwu błędnego w następującym miejscu: w pochewce tętnicy szyjnej na poziomie rozwidlenia tętnicy szyjnej.
  16. W celu zbadania korzeni nerwów szyjnych, C5, C6, C7 poruszaj sondą grzbietowo i trochę w górę iw dół.
    UWAGA: Korzenie nerwów szyjnych pojawiają się między przednim i tylnym guzkiem wyrostka poprzecznego. C7 można rozpoznać po braku guzka przedniego w jego wyrostku poprzecznym, podczas gdy zarówno guzki przednie, jak i tylne znajdują się z innymi korzeniami nerwów szyjnych.
  17. Zmierzyć CSA lub średnicę korzeni nerwu szyjnego w najbardziej proksymalnym miejscu, w którym korzeń nerwowy wychodzi nad wyrostkiem poprzecznym: C5; Klasa C6; Klasa C7.
  18. Aby zbadać splot ramienny, śledź anatomiczny przebieg korzeni nerwów szyjnych dystalnie i znajdź je wykonując pnie i pępowiny.
  19. Zmierz CSA splotu w następujących miejscach: Przestrzeń wewnątrzscalenowa (między przednim a przyśrodkowym mięśniem pochyłym); Przestrzeń nadobojczykowa (obok A. subclavia).
  20. Kontynuuj badanie nerwów nóg.
  21. Pozwól pacjentowi położyć się na bok z lekko ugiętymi nogami. Umieść trochę żelu ultradźwiękowego na sondzie przetwornika, dole podkolanowym, kości strzałkowej, kostkownicy i dolnej części nogi.
  22. W celu zbadania nerwu strzałkowego wyczuj głowę kości strzałkowej, umieść przetwornik bezpośrednio za nią, a następnie śledź przebieg nerwu do dołu podkolanowego.
  23. Zmierz CSA nerwu strzałkowego w następujących miejscach: tuż obok głowy kości strzałkowej; w dole podkolanowym.
  24. Aby zbadać nerw piszczelowy w dole podkolanowym, znajdź nerw strzałkowy i tętnicę podkolanową w dole podkolanowym.
    UWAGA: W większości przypadków nerw piszczelowy znajduje się tuż nad tętnicą podkolanową.
  25. Zmierz CSA nerwu piszczelowego w następującym miejscu: w dole podkolanowym.
  26. W celu zbadania nerwu piszczelowego w kostce należy umieścić sondę bezpośrednio za kostką przyśrodkową.
    UWAGA: W większości przypadków nerw piszczelowy znajduje się tuż obok tętnicy piszczelowej tylnej.
  27. Zmierz CSA nerwu piszczelowego w następującym miejscu: na poziomie przyśrodkowej kostki.
  28. W celu zbadania nerwu łydkowego umieść sondę na bocznej kostce.
    UWAGA: W większości przypadków nerw łydkowy można znaleźć obok żyły powierzchownej.
  29. Śledź anatomiczny przebieg nerwu łydkowego proksymalnie do podudzia.
  30. Zmierz CSA nerwu łydkowego w następującym miejscu: między boczną a przyśrodkową głową mięśnia brzuchatego łydki.
  31. Wykonaj wszystkie pomiary po obu stronach.
  32. Zapisz wyniki wszystkich pomiarów (w zależności od aparatu USG) i zakończ badanie.
    UWAGA: Rysunek 3 przedstawia przegląd wszystkich miejsc pomiarowych dla CSA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Każde laboratorium ultrasonograficzne powinno ustalić własne wartości referencyjne CSA poprzez gromadzenie danych od zdrowej lokalnej populacji, ponieważ specyficzne aparaty USG oraz zmienne zależne od badacza lub populacji mogą prowadzić do nieco innych wyników w każdym laboratorium. Jednakże, aby wskazać, jakie wartości CSA można uznać za prawidłowe, w tabeli 1 zestawiono dane pochodzące z dwóch czołowych niemieckich grup ultrasonografii nerwów oraz z niedawnej metaanalizy wszystkich dotychczas opublik...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

USG nerwów jest pomocnym dodatkowym narzędziem diagnostycznym w polineuropatiach. Może dostarczyć informacji o możliwych przyczynach polineuropatii w zależności od zakresu i wzorca powiększenia nerwów. Ponadto opisano zmiany CSA w podłużnym przebiegu choroby u pacjentów z CIDP jako korelujące z klinicznym przebiegiem choroby i odpowiedzią na leczenie 33,34,35,36.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie ma konfliktu interesów związanego z tym manuskryptem.

Podziękowania

Dziękujemy za wsparcie ze strony Uniwersytetu Ruhry w Bochum dla naszych badań nad ultrasonografią nerwowo-mięśniową.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Affiniti 70Philips GmbHn/az ustawieniem wstępnym dla ultrasonografii nerwowo-mięśniowej
Przetwornik liniowy L18-5Philips GmbHn/a
Żel do ultradźwiękówC + V Pharma Depot GmbHn/a

Bibliografia

  1. Lehmann, H. C., Wunderlich, G., Fink, G. R., Sommer, C. Diagnosis of peripheral neuropathy. Neurological Research and Practice. 2 (1), 20(2020).
  2. Sommer, C., et al. Polyneuropathies- etiology, diagnosis, and treatment options. Deutsches Arzteblatt International. 115 (6), 83-90 (2018).
  3. Shahrizaila, N., Lehmann, H. C., Kuwabara, S. Guillain-Barré syndrome. The Lancet. 397 (10280), 1214-1228 (2021).
  4. Lehmann, H. C., Burke, D., Kuwabara, S. Chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy: update on diagnosis, immunopathogenesis and treatment. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 90 (9), 981-987 (2019).
  5. den Bergh, P. Y. K. V., et al. European Academy of Neurology/Peripheral Nerve Society guideline on diagnosis and treatment of chronic inflammatory demyelinating polyradiculoneuropathy: Report of a joint Task Force - Second revision. Journal of the Peripheral Nervous System. , 1-27 (2021).
  6. Kramer, M., et al. Nerve ultrasound as helpful tool in polyneuropathies. Diagnostics. 11 (2), 211(2021).
  7. Grimm, A., et al. A look inside the nerve - Morphology of nerve fascicles in healthy controls and patients with polyneuropathy. Clinical Neurophysiology. 128 (12), 2521-2526 (2017).
  8. Padua, L., et al. Heterogeneity of root and nerve ultrasound pattern in CIDP patients. Clinical Neurophysiology. 125 (1), 160-165 (2014).
  9. Winter, N., et al. Nerve ultrasonography as an additive tool to clinical examination and electrodiagnostics in sporadic mononeuritis - Imaging is the key. Ultraschall in der Medizin - European Journal of Ultrasound. 40 (4), 465-472 (2019).
  10. Kerasnoudis, A., Pitarokoili, K., Gold, R., Yoon, M. -S. Bochum ultrasound score allows distinction of chronic inflammatory from multifocal acquired demyelinating polyneuropathies. Journal of the Neurological Sciences. 348 (1-2), 211-215 (2015).
  11. Grimm, A., Rattay, T. W., Winter, N., Axer, H. Peripheral nerve ultrasound scoring systems: benchmarking and comparative analysis. Journal of Neurology. 264 (2), 1-11 (2016).
  12. Telleman, J. A., Grimm, A., Goedee, S., Visser, L. H., Zaidman, C. M. Nerve ultrasound in polyneuropathies. Muscle & Nerve. 57 (5), 716-728 (2017).
  13. Fisse, A. L., Katsanos, A. H., Gold, R., Pitarokoili, K., Krogias, C. Cross-sectional area reference values for peripheral nerve ultrasound in adults: a systematic review and meta-analysis-Part I: Upper extremity nerves. European Journal of Neurology. 28 (5), 1684-1691 (2021).
  14. Fisse, A. L., Katsanos, A. H., Gold, R., Krogias, C., Pitarokoili, K. Cross-sectional area reference values for peripheral nerve ultrasound in adults: A systematic review and meta-analysis-Part II: Lower extremity nerves. European Journal of Neurology. 28 (7), 2313-2318 (2021).
  15. Fisse, A. L., Katsanos, A. H., Gold, R., Pitarokoili, K., Krogias, C. Cross-sectional area reference values for peripheral nerve ultrasound in adults: A systematic review and meta-analysis-Part III: Cervical nerve roots and vagal nerve. European Journal of Neurology. 28 (7), 2319-2326 (2021).
  16. Carroll, A. S., Simon, N. G. Current and future applications of ultrasound imaging in peripheral nerve disorders. World Journal of Radiology. 12 (6), 101-129 (2020).
  17. Entrekin, R. R., et al. Real-time spatial compound imaging: Application to breast, vascular, and musculoskeletal ultrasound. Seminars in Ultrasound, CT and MRI. 22 (1), 50-64 (2001).
  18. Walker, F. O., et al. Indications for neuromuscular ultrasound: Expert opinion and review of the literature. Clinical Neurophysiology. , 1-67 (2018).
  19. Dengler, R., et al. AANEM - IFCN glossary of terms in neuromuscular electrodiagnostic medicine and ultrasound. Muscle & Nerve. 62 (1), 10-12 (2020).
  20. Mah, J. K., van Alfen, N. Neuromuscular ultrasound: Clinical applications and diagnostic values. Canadian Journal of Neurological Sciences / Journal Canadien des Sciences Neurologiques. 45 (6), 605-619 (2018).
  21. Tawfik, E. A., et al. Guidelines for neuromuscular ultrasound training. Muscle & Nerve. 60 (4), 361-366 (2019).
  22. Kerasnoudis, A., Pitarokoili, K., Behrendt, V., Gold, R., Yoon, M. -S. Cross sectional area reference values for sonography of peripheral nerves and brachial plexus. Clinical Neurophysiology. 124 (9), 1881-1888 (2013).
  23. Grimm, A., Axer, H., Heiling, B., Winter, N. Nerve ultrasound normal values - Readjustment of the ultrasound pattern sum score UPSS. Clinical Neurophysiology. 129 (7), 1403-1409 (2013).
  24. Padua, L., et al. Intra- and internerve cross-sectional area variability: New ultrasound measures. Muscle & Nerve. 45 (5), 730-733 (2012).
  25. Kühn, E., et al. Correlates of polyneuropathy in Parkinson's disease. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (10), 1898-1907 (2020).
  26. Pitarokoili, K., et al. Facing the diagnostic challenge: Nerve ultrasound in diabetic patients with neuropathic symptoms. Muscle & Nerve. 54 (1), 18-24 (2016).
  27. Pitarokoili, K., et al. High-resolution nerve ultrasound and electrophysiological findings in restless legs syndrome. Journal of Neuroimaging. 28 (5), 506-514 (2018).
  28. Fisse, A. L., et al. New approaches to critical illness polyneuromyopathy: High-resolution neuromuscular ultrasound characteristics and cytokine profiling. Neurocritical Care. 35 (1), 139-152 (2021).
  29. Grimm, A., Décard, B. F., Axer, H., Fuhr, P. The Ultrasound pattern sum score - UPSS. A new method to differentiate acute and subacute neuropathies using ultrasound of the peripheral nerves. Clinical Neurophysiology. 126 (11), 2216-2225 (2015).
  30. Kerasnoudis, A., Pitarokoili, K., Haghikia, A., Gold, R., Yoon, M. -S. Nerve ultrasound protocol in differentiating chronic immune-mediated neuropathies. Muscle & Nerve. 54 (5), 864-871 (2016).
  31. Klauser, A. S., et al. Carpal tunnel syndrome assessment with US: Value of additional cross-sectional area measurements of the median nerve in patients versus healthy volunteers. Radiology. 250 (1), 171-177 (2009).
  32. Grimm, A., et al. Ultrasound pattern sum score, homogeneity score and regional nerve enlargement index for differentiation of demyelinating inflammatory and hereditary neuropathies. Clinical Neurophysiology. 127 (7), 2618-2624 (2016).
  33. Fisse, A. L., et al. Clinical, sonographic, and electrophysiologic longitudinal features of chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Journal of Neuroimaging. 29 (2), 223-232 (2018).
  34. Fionda, L., et al. Changes of clinical, neurophysiological and nerve ultrasound characteristics in CIDP over time: a 3-year follow-up. Journal of Neurology. 268 (8), 3011-3019 (2021).
  35. Härtig, F., et al. Nerve ultrasound predicts treatment response in chronic inflammatory demyelinating polyradiculoneuropathy-a prospective follow-up. Neurotherapeutics. 15 (2), 439-451 (2018).
  36. Décard, B. F., Pham, M., Grimm, A. Ultrasound and MRI of nerves for monitoring disease activity and treatment effects in chronic dysimmune neuropathies - Current concepts and future directions. Clinical Neurophysiology. 129 (1), 155-167 (2018).
  37. Alshami, A. M., Cairns, C. W., Wylie, B. K., Souvlis, T., Coppieters, M. W. Reliability and size of the measurement error when determining the cross-sectional area of the tibial nerve at the tarsal tunnel with ultrasonography. Ultrasound in Medicine & Biology. 35 (7), 1098-1102 (2009).
  38. Impink, B. G., Gagnon, D., Collinger, J. L., Boninger, M. L. Repeatability of ultrasonographic median nerve measures. Muscle & Nerve. 41 (6), 767-773 (2010).
  39. Garcia-Santibanez, R., Dietz, A. R., Bucelli, R. C., Zaidman, C. M. Nerve ultrasound reliability of upper limbs: Effects of examiner training. Muscle & Nerve. 57 (2), 189-192 (2018).
  40. Gamber, D., et al. High-resolution nerve ultrasound to assess nerve echogenicity, fascicular count, and cross-sectional area using semiautomated analysis. Journal of Neuroimaging. 30 (4), 493-502 (2020).
  41. Fisse, A. L., et al. Nerve echogenicity and intranerve CSA variability in high-resolution nerve ultrasound (HRUS) in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy (CIDP). Journal of Neurology. 266 (2), 468-475 (2019).
  42. van Rosmalen, M. H. J., et al. Quantitative assessment of brachial plexus MRI for the diagnosis of chronic inflammatory neuropathies. Journal of Neurology. 268 (3), 978-988 (2021).
  43. Pitarokoili, K., Schlamann, M., Kerasnoudis, A., Gold, R., Yoon, M. S. Comparison of clinical, electrophysiological, sonographic and MRI features in CIDP. Journal of the Neurological Sciences. 357 (1-2), 198-203 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Morfologia nerw w obwodowychpole powierzchni przekroju poprzecznegoprzewlek a zapalna polineuropatia demielinizacyjnaneuropatie zapalnebadanie USG splotu ramiennegobadania przewodnictwa nerwowegobadanie USG nerwu po rodkowegobadanie USG nerwu okciowegodiagnostyka polineuropatii
Protokół ultrasonograficzny nerwów w celu wykrycia neuropatii dysimmunologicznych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.