Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Głębokie obrazowanie naczyń krwionośnych w oku za pomocą ultradźwięków o zwiększonym przepływie

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62986

⸱

4 października 2021

 , 
1Aarhus Institute of Advanced Studies, Aarhus University, 2Zoophysiology, Department of Biology, Aarhus University, 3Department of Clinical Medicine, Aarhus University

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentujemy nieinwazyjną technikę ultradźwiękową do generowania trójwymiarowych angiografii w oku bez użycia środków kontrastowych.

Streszczenie

Siatkówka w oku jest jedną z najbardziej energochłonnych tkanek w ciele i dlatego wymaga wysokich wskaźników dostarczania tlenu z bogatego źródła krwi. Blaszka kapilarna naczyniówki wyściela zewnętrzną powierzchnię siatkówki i jest dominującym źródłem tlenu w większości siatkówk kręgowców. Jednak to łożysko naczyniowe jest trudne do zobrazowania za pomocą tradycyjnych technik optycznych ze względu na jego położenie za siatkówką o wysokim stopniu pochłaniania światła. W tym miejscu opisujemy technikę ultrasonograficzną o wysokiej częstotliwości z późniejszym wzmocnieniem przepływu w celu zobrazowania głębokich łożysk naczyniowych (0,5-3 cm) oka z wysoką rozdzielczością czasoprzestrzenną. Ta nieinwazyjna metoda dobrze sprawdza się u gatunków z jądrzastymi czerwonymi krwinkami (modele zwierzęce niessaków i płodów). Pozwala na generowanie nieinwazyjnych trójwymiarowych angiografii bez użycia środków kontrastowych i jest niezależna od kątów przepływu krwi z większą czułością niż techniki obrazowania ultrasonograficznego opartego na Dopplerze.

Wprowadzenie

Wysoki metabolizm siatkówki kręgowców wymusza nieodłączny kompromis między dwiema przeciwstawnymi potrzebami; wysokie tempo przepływu krwi i ścieżka światła pozbawiona naczyń krwionośnych. Aby uniknąć zaburzeń wizualnych związanych z perfuzją czerwonych krwinek, siatkówka wszystkich kręgowców otrzymuje tlen i składniki odżywcze przez arkusz naczyń włosowatych za fotoreceptorami, kosmówka włosowata1,2,3. Jednak to pojedyncze źródło składników odżywczych i tlenu nakłada ograniczenie dyfuzji na grubość siatkówki4,5, więc wiele wizualnie aktywnych gatunków posiada wiele skomplikowanych sieci naczyniowych, aby zapewnić dodatkowe ukrwienie tego metabolicznie aktywnego narządu6. Te łożyska naczyniowe obejmują naczynia krwionośne przenikające wewnętrzne warstwy siatkówki u ssaków i niektórych ryb4,7,8,9,10, naczynia krwionośne po wewnętrznej (skierowanej w światło) stronie siatkówki występujące u wielu ryb, i ptaków4,11,12,13, oraz przeciwprądowe układy naczyniowe naczyniówki ryby, naczyniówki rete mirabile, które pozwalają na generowanie ciśnienia parcjalnego tlenu w atmosferze14,15,16,17,18,19,20. Pomimo tego, że te dodatkowe nienaczyniówkowe ścieżki dostarczania składników odżywczych do siatkówki odgrywają istotną rolę w zaspokajaniu wymagań metabolicznych lepszego widzenia4, trójwymiarowa anatomia tych struktur naczyniowych jest słabo poznana, co ogranicza nasze zrozumienie ewolucji morfologicznej oka kręgowców.

Tradycyjnie, ukrwienie siatkówki było badane za pomocą technik optycznych, takich jak ftalmoskopia dna oka. Ta kategoria technik dostarcza wysokoprzepustowych, nieniszczących informacji na temat anatomii naczyń krwionośnych nienaczyniówkowych w wysokiej rozdzielczości21 i dlatego jest chętnie stosowana w klinicznej diagnostyce nieprawidłowości w strukturze naczyń siatkówki22. Jednak nabłonek barwnikowy siatkówki pochłania przechodzące światło i ogranicza głębię widzenia w tych technikach optycznych, dostarczając ograniczonych informacji o strukturze i funkcji naczyniówki bez użycia środka kontrastowego21. Podobne ograniczenia głębokości występują w optycznej tomografii koherentnej (OCT). Technika ta może generować angiografie dna oka o wysokiej rozdzielczości przy użyciu fal świetlnych kosztem technicznym penetracji głębokości23, podczas gdy OCT o rozszerzonej głębokości może wizualizować naczyniówkę kosztem jakości obrazowania siatkówki24. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego pokonuje ograniczenia optyczne oftalmoskopii i OCT i może mapować warstwy naczyniowe w siatkówce, choć w niskiej rozdzielczości25. Histologia i tomografia mikrokomputerowa (μCT) utrzymują wysoką rozdzielczość technik optycznych i dostarczają informacji na temat morfologii naczyń krwionośnych całego oka4, ale obie techniki wymagają pobrania próbek z oka i dlatego nie są możliwe w klinice lub u rzadkich lub zagrożonych gatunków. Aby przezwyciężyć niektóre z ograniczeń tych uznanych technik obrazowania siatkówki, w niniejszym badaniu przedstawiono protokół ultrasonograficzny na znieczulonych zwierzętach, w którym ruch krwi jest mapowany in silico na serii równomiernie rozmieszczonych dwuwymiarowych skanów ultrasonograficznych obejmujących całe oko przy zastosowaniu porównywalnej techniki, jak opisano wcześniej dla obrazowania embrionalnego i sercowo-naczyniowego26,27, 28 oraz w angiografii OCT29. Takie podejście pozwala na generowanie nieinwazyjnych trójwymiarowych głębokich angiografii ocznych bez użycia środka kontrastowego i otwiera nowe możliwości mapowania rozkładu przepływu krwi w oku u różnych gatunków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższy protokół został przeprowadzony za zgodą duńskiej Inspekcji ds. Eksperymentów na Zwierzętach przy duńskim Ministerstwie Żywności, Rolnictwa i Rybołówstwa, Duńskiej Administracji Weterynaryjnej i Żywności (numer zezwolenia 2016-15-0201-00835).

1. Znieczulenie i medium do badań ultrasonograficznych

  1. Zpodaj środek znieczulający zwierzęciu badawczemu.
    UWAGA: Rodzaj i dawka odpowiedniej anestezji są w dużym stopniu zależne od gatunku. Ogólnie środki znieczulające stosowane poprzez zanurzenie, takie jak MS-222 (metanosulfonian etylu 3-aminobenzoesanu), benzokaina (etyl 4-aminobenzoesanu) i propofol (2,6-diizopropylofenol), są użyteczne u ryb i płazów, które łatwo wchłaniają anestetyk przez skrzela lub skórę (np. 0,05 mg·L-1 benzokainy u pstrąga tęczowego). Dla amniotów dostępny jest szereg rozpuszczalnych związków, które można podawać dożylnie, domięśniowo lub domięśniowo, podobnie jak środki znieczulające w formie gazowej. Alfaxalon podawany domięśniowo jest przydatny u gadów (np. 30 mg·kg-1 u jaszczurek), a izofluran podawany jako gaz jest użyteczny u ptaków (np. 2% w powietrzu dla gołębi). Pełny przegląd dostępnych środków znieczulających dla różnych gatunków znajduje się w literaturze przedmiotu30,31,32.
  2. Sprawdź odruchy zwierzęcia, aby potwierdzić optymalny poziom znieczulenia. Upewnij się, że zwierzę pozostaje całkowicie nieruchome podczas procedury, ponieważ badanie ultrasonograficzne z wzmocnionym przepływem jest wrażliwe na szum wywołany ruchem.
    1. Zbyt głęboka narkoza może zmienić wzorce przepływu krwi, dlatego w fazie początkowej eksperymentu należy przeprowadzić miareczkowanie dawki.
    2. Zwiększaj dawkę środka znieczulającego stopniowo i obserwuj przepływ krwi w oku za pomocą ultrasonografii w prostym trybie jasnościowym (B-mode).
      UWAGA: Optymalny poziom znieczulenia zostaje osiągnięty, gdy zwierzę jest nieruchome (z wyjątkiem oddychania), a przepływ krwi w oku jest widoczny.
  3. Jeśli rodzaj lub dawka środka znieczulającego utrudnia ruchy oddechowe, należy zapewnić zwierzęciu odpowiednią wentylację, np. używając pompy powietrznej do natleniania wody w przypadku gatunków wodnych lub respiratora dla gatunków oddychających powietrzem.
  4. Ustaw zwierzę w pozycji umożliwiającej bezpośredni dostęp do oka od góry.
    UWAGA: W zależności od gatunku może to być pozycja na plecach lub boczna. Przydatne może być zbudowanie prostego urządzenia mocującego z niewielkiego kawałka niereaktywnego metalu (np. stali nierdzewnej) i luźnych gumek recepturek (patrz Rysunek 1).
  5. Nanieś odpowiednie medium ultradźwiękowe na oko zwierzęcia. Jeśli oko jest przykryte łuskami na powiekach (nieprzepuszczalnymi dla ultradźwięków), należy je delikatnie odsunąć za pomocą patyczka higienicznego.
    ​UWAGA: W przypadku gatunków wodnych najlepszym medium ultradźwiękowym jest czysta woda z akwarium, w której zazwyczaj żyje zwierzę. Dla gatunków lądowych obfita ilość żelu ultradźwiękowego zapewnia swobodny ruch i obrazowanie głowicą ultradźwiękową (tzn. głowicą liniową) na całej powierzchni oka. W przypadku gatunków lądowych konieczne jest zastosowanie maści weterynaryjnej na przeciwległe oko.

2. Pozyskiwanie obrazów okulistycznego USG 2D i 3D

  1. Ustaw przetwornik ultradźwiękowy przyśrodkowo w stosunku do oka, w orientacji grzbietowo-brzusznej lub rostralno-kaudalnej, w zależności od pożądanej orientacji obrazu.
  2. W trybie B, przy maksymalnej głębokości pola widzenia, obrazuj przyśrodkową i najgłębszą część oka, upewniając się, że wszystkie interesujące struktury są widoczne w polu obrazowania.
    UWAGA: U niektórych gatunków soczewka przejrzysta zajmuje stosunkowo dużą część ciała szklistego, które może absorbować ultradźwięki, szczególnie przy wyższych częstotliwościach.
  3. Powoli przesuwaj przetwornik na każdą stronę, obserwując obrazy w czasie rzeczywistym. Upewnij się, że wszystkie interesujące struktury są widoczne w polu obrazowania; w przeciwnym razie zmień przetwornik na taki o niższej częstotliwości i większej głębi przenikania.
    UWAGA: Poniższe częstotliwości centralne zapewniają następującą maksymalną głębię ostrości: 21 MHz: 3 cm, 40 MHz: 1,5 cm, 50 MHz: 1 cm (patrz Tabela 1). Jednakże wartości te dla maksymalnej głębi ostrości mogą być znacznie niższe, jeśli w oku znajdują się zwapnienia lub inne struktury nieprzepuszczalne dla ultradźwięków.
  4. Dostosuj głębokość obrazowania, przesunięcie głębokości (odległość od górnej krawędzi obrazu do badanej struktury), szerokość obrazu oraz liczbę i położenie stref ogniskowania, aby objąć pożądany obszar zainteresowania w trzech wymiarach przestrzennych (np.., głębokość obrazu 1 cm, przesunięcie głębokości 2 mm, szerokość obrazu 1 cm, jedna strefa ogniskowania).
    UWAGA: Choć nazwy konkretnych przycisków służących do regulacji tych parametrów mogą się różnić w zależności od systemu ultrasonograficznego, większość systemów posiada przyciski o logicznych nazwach odpowiadających tym regulacjom. Ustawienia parametrów obrazowania zazwyczaj wpływają na zakres możliwych rozdzielczości czasowych akwizycji obrazu USG.
  5. Ustaw częstotliwość klatek w zakresie 50-120 kl./s-1.
    UWAGA: Rozdzielczość czasowa (tj. odstęp czasu między kolejnymi skanami B) musi być odpowiednia, aby zobrazować dużą zmienność intensywności pikseli w obrazowanych naczyniach krwionośnych, co oznacza, że rozdzielczość czasowa nie może być zbyt wysoka. Z drugiej strony, aby wykonać pełną rejestrację 3D oka w rozsądnym czasie, rozdzielczość czasowa nie może być zbyt niska. Rozdzielczość czasowa w zakresie 50–120 klatek/s-1 jest zazwyczaj wystarczająca dla procedury z wzmocnionym przepływem u większości gatunków. W niektórych systemach ultradźwiękowych pożądaną rozdzielczość czasową można uzyskać poprzez przełączanie między trybem „obrazowania ogólnego” (wysoka rozdzielczość przestrzenna/niska rozdzielczość czasowa) a trybem „kardiologicznym” (niska rozdzielczość przestrzenna/wysoka rozdzielczość czasowa).
  6. Ustaw wzmocnienie 2D na poziomie ok. 5 dB, tak aby struktury anatomiczne były ledwo widoczne podczas akwizycji w trybie B, w celu zwiększenia stosunku sygnału do szumu w późniejszej rekonstrukcji z wzmocnieniem przepływu.
  7. Aby uzyskać obraz 2D z wzmocnieniem przepływu w pojedynczej pozycji przekroju, przesuń przetwornik do tej pozycji i kontynuuj od kroku 3.1.
  8. Aby uzyskać trójwymiarowy zapis całego obszaru zainteresowania, np. siatkówki, przesuń przetwornik do jednej z krawędzi tego obszaru.
    1. Aby określić dokładną pozycję skrajnego końca obszaru zainteresowania, należy krótko zwiększyć wzmocnienie 2D.
    2. Po prawidłowym umieszczeniu przetwornika należy zmniejszyć wzmocnienie 2D przed rozpoczęciem rejestracji, aby zapewnić maksymalny stosunek sygnału do szumu w późniejszej rekonstrukcji z wzmocnieniem przepływu.
  9. Dla każdego kroku (przekroju) w rejestracji 3D należy pozyskać ≥100 klatek (optymalnie ≥1000 klatek).
  10. Używając mikromanipulatora lub wbudowanego silnika przetwornika, przesuń przetwornik przez cały obszar zainteresowania w krokach wynoszących np. 25 µm lub 50 µm (należy odnotować wielkość kroku) i powtórzyć akwizycję ≥100 klatek dla każdego kroku.
  11. Uśmierć zwierzę badawcze zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami obowiązującymi w danej instytucji.

3. Rekonstrukcja obrazu wspomagana przepływem

  1. Eksportuj nagrania do formatu plików Digital Imaging and Communications in Medicine (DICOM) (little-endian).
  2. Aby uzyskać pojedynczy obraz z wzmocnionym przepływem na podstawie nagrania cine składającego się z ≥100 klatek (T), oblicz odchylenie standardowe na poziomie piksela (STD(x,y)) korzystając ze wzoru:
    Równanie odchylenia standardowego dla przetwarzania obrazu, formuła statystyczna, diagram edukacyjny
    Gdzie It(x,y) to intensywność piksela o współrzędnych (x,y) w czasie t, a Īt(x,y) to wartość średniej arytmetycznej I w czasie.
  3. Powtórz krok 3.2 dla każdego przekroju w nagraniu 3D.
  4. Aby zautomatyzować proces obliczania STD i rekonstrukcji obrazu dla wielu przekrojów w nagraniu 3D, wykonaj tę operację w trybie wsadowym, używając np. programu ImageJ i dodatkowego skryptu makro (Supplementary File 1).
  5. Połącz wszystkie zrekonstruowane przekroje w jeden stos obrazów (polecenie Images to Stack w programie ImageJ).
  6. Określ grubość przekroju na podstawie rozmiaru kroku użytego podczas akwizycji (polecenie Properties w programie ImageJ).
  7. Zapisz stos obrazów jako plik TIF 3D.
    UWAGA: Trójwymiarowe nagrania naczyń krwionośnych oka z uwzględnieniem przepływu mogą być następnie wykorzystane do tworzenia renderowania wolumetrycznego oraz budowy cyfrowych i fizycznych modeli anatomicznych struktur naczyniowych oka. Te opcje przetwarzania obrazu wykraczają poza zakres niniejszego protokołu; szczegółowe informacje znajdują się w wcześniej opublikowanych artykułach33,34,35.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Technika ultrasonografii z wzmocnieniem przepływu, służąca do obrazowania naczyń krwionośnych oka, może być stosowana u wielu gatunków i została dotychczas wykorzystana u 46 różnych gatunków kręgowców (Rysunek 1, Tabela 1). Obecność jądrastych erytrocytów u kręgowców innych niż dorosłe ssaki zapewnia pozytywny kontrast płynącej krwi w stosunku do tkanki statycznej w zapisach cine (Plik uzupełniający 2). Jednakże, przy analizie klatka po klatce, wyraźne rozró...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obrazowanie naczyniowe za pomocą ultradźwięków ze wzmocnieniem przepływu zapewnia nową metodę nieinwazyjnego obrazowania naczyń krwionośnych oka, która ma kilka zalet w porównaniu z obecnymi technikami, ale ma swoje wewnętrzne ograniczenia. Podstawową zaletą ultrasonografii ze wzmocnieniem przepływu jest możliwość generowania angiografii ocznej o głębi ostrości przekraczającej nabłonek barwnikowy siatkówki, co ogranicza głębię ostrości w technikach optycznych. W obrazowaniu ultradźwiękowym rozdzielczość przestrzenna i gł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie istnieją żadne uzupełniające interesy.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Fundację Carlsberg (CF17-0778; CF18-0658), Fundacja Lundbeck (R324-2019-1470; R346-2020-1210), Fundacji Velux (00022458), Fundacji A.P. Møllera na rzecz Rozwoju Nauk Medycznych, programu Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji Horyzont 2020 w ramach umowy o grant "Maria Skłodowska-Curie" (nr 754513) oraz Fundacji Badawczej Uniwersytetu w Aarhus.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
MS-222Sigma E10521-50G
BenzokainaSigmaE-1501
PropofolB Braun
12260470_0320
AlfaxalonJuroxNA
IsofluraneZoetis50019100
UltrasonografVisualSonicsVevo 2100

Bibliografia

  1. Yu, C. Q., Schwab, I. R., Dubielzig, R. R. Feeding the vertebrate retina from the Cambrian to the Tertiary. Journal of Zoology. 278 (4), 259-269 (2009).
  2. Yu, D. Y., Cringle, S. J. Oxygen distribution and consumption within the retina in vascularised and avascular retinas and in animal models of retinal disease. Progress in Retinal and Eye Research. 20 (2), 175-208 (2001).
  3. Country, M. W. Retinal metabolism: A comparative look at energetics in the retina. Brain Research. 1672, 50-57 (2017).
  4. Damsgaard, C., et al. Retinal oxygen supply shaped the functional evolution of the vertebrate eye. Elife. , 8(2019).
  5. Buttery, R. G., Hinrichsen, C. F. L., Weller, W. L., Haight, J. R. How thick should a retina be? A comparative study of mammalian species with and without intraretinal vasculature. Vision Research. 31 (2), 169-187 (1991).
  6. Ames, A., Li, Y., Heher, E., Kimble, C. Energy metabolism of rabbit retina as related to function: high cost of Na+ transport. The Journal of Neuroscience. 12 (3), 840-853 (1992).
  7. Chase, J. The Evolution of retinal vascularization in mammals: A comparison of vascular and avascular retinae. Ophthalmology. 89 (12), 1518-1525 (1982).
  8. Johnson, G. L. Ophthalmoscopic studies on the eyes of mammals. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 254 (794), 207-220 (1968).
  9. Johnson, G. L. I. Contributions to the comparative anatomy of the mammalian eye, chiefly based on ophthalmoscopic examination. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 194 (194-206), 1-82 (1901).
  10. Rodriguez-Ramos Fernandez, J., Dubielzig, R. R. Ocular comparative anatomy of the family Rodentia. Veterinary Ophthalmology. 16, 94-99 (2013).
  11. Copeland, D. E. Functional vascularization of the teleost eye. Current Topics in Eye Research. 3, 219-280 (1980).
  12. Meyer, D. B. The Visual System in Vertebrates. Handbook of Sensory Physiology. Crescitelli, F. 7, Springer. Berlin, Heidelberg. (1977).
  13. Potier, S., Mitkus, M., Kelber, A. Visual adaptations of diurnal and nocturnal raptors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 106, 116-126 (2020).
  14. Wittenberg, J. B., Wittenberg, B. A. Active secretion of oxygen into the eye of fish. Nature. 194, 106-107 (1962).
  15. Damsgaard, C. Physiology and evolution of oxygen secreting mechanism in the fisheye. Comparative Biochemistry and Physiology. 252, 110840(2021).
  16. Damsgaard, C., et al. A novel acidification mechanism for greatly enhanced oxygen supply to the fish retina. Elife. 9, (2020).
  17. Wittenberg, J. B., Haedrich, R. L. The choroid rete mirabile of the fish eye. II. Distribution and relation to the pseudobranch and to the swimbladder rete mirabile. Biological Bulletin. 146 (1), 137-156 (1974).
  18. Wittenberg, J. B., Wittenberg, B. A. The choroid rete mirabile of the fish eye. I. Oxygen secretion and structure: comparison with the swimbladder rete mirabile. Biological Bulletin. 146 (1), 116-136 (1974).
  19. Berenbrink, M. Historical reconstructions of evolving physiological complexity: O2 secretion in the eye and swimbladder of fishes. Journal of Experimental Biology. 210, Pt 9 1641-1652 (2007).
  20. Berenbrink, M., Koldkjaer, P., Kepp, O., Cossins, A. R. Evolution of oxygen secretion in fishes and the emergence of a complex physiological system. Science. 307 (5716), 1752-1757 (2005).
  21. Keane, P. A., Sadda, S. R. Retinal imaging in the twenty-first century: State of the art and future directions. Ophthalmology. 121 (12), 2489-2500 (2014).
  22. Yung, M., Klufas, M. A., Sarraf, D. Clinical applications of fundus autofluorescence in retinal disease. International Journal of Retina and Vitreous. 2 (1), 12(2016).
  23. Ang, M., et al. Optical coherence tomography angiography: a review of current and future clinical applications. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 256 (2), 237-245 (2018).
  24. Spaide, R. F., Koizumi, H., Pozonni, M. C. Enhanced depth imaging spectral-domain optical coherence tomography. American Journal of Ophthalmology. 146 (4), 496-500 (2008).
  25. Shen, Q., et al. Magnetic resonance imaging of tissue and vascular layers in the cat retina. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 23 (4), 465-472 (2006).
  26. Tan, G. X., Jamil, M., Tee, N. G., Zhong, L., Yap, C. H. 3D reconstruction of chick embryo vascular geometries using non-invasive high-frequency ultrasound for computational fluid dynamics studies. Annals of Biomedical Engineering. 43 (11), 2780-2793 (2015).
  27. Ho, S., Tan, G. X. Y., Foo, T. J., Phan-Thien, N., Yap, C. H. Organ dynamics and fluid dynamics of the HH25 chick embryonic cardiac ventricle as revealed by a novel 4D high-frequency ultrasound imaging technique and computational flow simulations. Annals of Biomedical Engineering. 45 (10), 2309-2323 (2017).
  28. Dittrich, A., Thygesen, M. M., Lauridsen, H. 2D and 3D echocardiography in the Axolotl (Ambystoma Mexicanum). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (141), e57089(2018).
  29. Jia, Y., et al. Split-spectrum amplitude-decorrelation angiography with optical coherence tomography. Optics Express. 20 (4), 4710-4725 (2012).
  30. Clarke, K. W., Trim, C. M., Trim, C. M. Veterinary Anaesthesia E-Book. , Elsevier Health Sciences. (2013).
  31. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. , Elsevier Science & Technology. (2015).
  32. West, G., Heard, D., Caulkett, N. Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. , John Wiley & Sons, Inc. (2014).
  33. Lauridsen, H., Hansen, K., Nørgård, M. Ø, Wang, T., Pedersen, M. From tissue to silicon to plastic: three-dimensional printing in comparative anatomy and physiology. Royal Society Open Science. 3 (3), 150643(2016).
  34. Lauridsen, H., et al. Inside out: Modern imaging techniques to reveal animal anatomy. PLoS One. 6 (3), 17879(2011).
  35. Ruthensteiner, B., Heß, M. Embedding 3D models of biological specimens in PDF publications. Microscopy Research and Technique. 71 (11), 778-786 (2008).
  36. Damsgaard, C., Lauridsen, H. Deep vascular imaging in the eye with flow-enhanced ultrasound. bioRxiv. , 447055(2021).
  37. Mueller, R. L., Ryan Gregory, T., Gregory, S. M., Hsieh, A., Boore, J. L. Genome size, cell size, and the evolution of enucleated erythrocytes in attenuate salamanders. Zoology. 111 (3), 218-230 (2008).
  38. Greis, C. Quantitative evaluation of microvascular blood flow by contrast-enhanced ultrasound (CEUS). Clinical Hemorheology and Microcirculation. 49, 137-149 (2011).
  39. Urs, R., Ketterling, J. A., Tezel, G., Silverman, R. H. Contrast-enhanced plane-wave ultrasound imaging of the rat eye. Experimental Eye Research. 193, 107986(2020).
  40. Walls, G. L. The vertebrate eye and its adaptive radiation. , Cranbrook Institute of Science. Michigan. (1942).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przepływ krwi w okuangiografia trójwymiarowaultradźwięki wysokiej częstotliwościobrazowanie naczyń włosowatych naczyniówkinieinwazyjne obrazowanie okajądrowe erytrocytyultradźwięki Doppleraanaliza w programie ImageJ
Głębokie obrazowanie naczyń krwionośnych w oku za pomocą ultradźwięków o zwiększonym przepływie
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.