Artykuł metodologiczny

Wykrywanie wirusa i białek ślinowych wektora skoczka liściowego w żywicielu rośliny

DOI:

10.3791/63020

⸱

14 września 2021

 ,  ,  , 
1Vector-borne Virus Research Center, Fujian Province Key Laboratory of Plant Virology, Institute of Plant Virology, Fujian Agriculture and Forestry University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół pokazuje, jak używać gospodarza roślinnego do wykrywania białek ślinowych skoczka i wirusów roślinnych uwalnianych przez wektory skoczków.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wektory owadów przenoszą poziomo wiele wirusów roślinnych o znaczeniu rolniczym. Ponad połowa wirusów roślinnych jest przenoszona przez owady pluskwiakowate, które mają aparat gębowy wysysający kolczyki. Podczas przenoszenia wirusa ślina owadów łączy wirusa-wektora-gospodarza, ponieważ ślina przenosi wirusy, a białka owadów wyzwalają lub tłumią odpowiedź immunologiczną roślin z owadów na gospodarzy roślin. Identyfikacja i analiza funkcjonalna białek śliny stają się nowym obszarem zainteresowania w dziedzinie badań nad interakcjami arbowirus-gospodarz. Protokół ten zapewnia system do wykrywania białek w ślinie skoczków za pomocą żywiciela roślinnego. Przykładem jest wektor skoczka Nephotettix cincticeps zakażony wirusem karłowatości ryżowej (RDV). Witellogenina i główne zewnętrzne białko kapsydowe P8 RDV przenoszone przez ślinę N. cincticeps mogą być wykryte jednocześnie w roślinie ryżu, którą żywi się N. cincticeps. Metoda ta ma zastosowanie do badania białek śliny, które są przejściowo zatrzymywane w żywicielu roślinnym po karmieniu owadów. Uważa się, że ten system wykrywania przyniesie korzyści w badaniu interakcji pluskwiak-wirus-roślina lub hemipteran-roślina.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sposób transmisji wektor-gospodarz arbowirusów, fundamentalny problem, jest na granicy nauk biologicznych. Wiele wirusów roślinnych o znaczeniu rolniczym jest przenoszonych horyzontalnie przez wektory owadów1. Ponad połowa wirusów roślinnych jest przenoszona przez owady pluskwiaka, w tym mszyce, mączliki, skoczki, skoczki i wciornastki. Owady te mają wyraźne cechy, które umożliwiają im skuteczne przenoszenie wirusów roślinnych1. Posiadają przeszywająco-wysysające aparaty gębowe i żywią się sokiem z łyka i ksylemu oraz wydzielają ślinę1,2,3,4. Wraz z rozwojem i ulepszaniem technik, identyfikacja i analiza funkcjonalna składników śliny stają się nowym celem intensywnych badań. Znane białka śliny w ślinie obejmują liczne enzymy, takie jak pektinesterazy, celulaza, peroksydaza, fosfataza alkaliczna, oksydaza polifenolowa i sacharaza, między innymi5,6,7,8,9,10,11,12, 13. Białka w ślinie zawierają również elicytory, które wyzwalają odpowiedź obronną gospodarza, zmieniając w ten sposób działanie owadów, oraz efektory, które tłumią obronę gospodarza, co zwiększa przydatność owadów i składniki wywołujące patologiczne reakcje gospodarza14,15,16,17. Dlatego białka śliny są niezbędnymi materiałami do komunikacji między owadami a gospodarzami. Podczas przenoszenia wirusów ślina wydzielana przez gruczoły ślinowe owadów wirusowatych przekłuwająco-ssących również zawiera białka wirusowe. Składniki wirusowe wykorzystują przepływ śliny do uwalniania ich z owada do gospodarza rośliny. Dlatego ślina owada łączy tritroficzną interakcję wirus-wektor-gospodarz. Badanie biologicznej funkcji białek śliny wydzielanych przez owady wiruliożerne pomaga zrozumieć relację wirus-wektor-gospodarz.

Dla wirusów zwierzęcych podaje się, że ślina komarów pośredniczy w przenoszeniu i chorobotwórczości wirusa Zachodniego Nilu (WNV) i wirusa dengi (DENV). Białko śliny AaSG34 wspomaga replikację i transmisję wirusa dengi-2, podczas gdy białko śliny AaVA-1 wspomaga transmisję wirusa DENV i Zika (ZIKV) poprzez aktywację autofagii18,19. Białko śliny D7 komarów może hamować zakażenie DENV in vitro i in vivo poprzez bezpośrednią interakcję z wirionami DENV i rekombinowanym białkiem otoczki DENV20. W wirusach roślinnych wirus żółtej kędzierzawości liści pomidora (TYLCV) indukuje białko śliny mączlika Bsp9, które hamuje odporność gospodarza roślinnego za pośrednictwem WRKY33, aby zwiększyć preferencję i wydajność mączlików, ostatecznie zwiększając przenoszenie wirusów21. Ponieważ badania nad rolą, jaką białka śliny owadów odgrywają w żywicielach roślinnych, pozostają w tyle za badaniami gospodarzy zwierzęcych, pilnie potrzebny jest stabilny i niezawodny system wykrywania białek śliny w żywicielach roślinnych.

Wirus roślinny znany jako wirus karłowatości ryżowej (RDV) jest przenoszony przez skoczka Nephotettix cincticeps (Hemiptera: Cicadellidae) z wysoką wydajnością i w sposób uporczywie się rozmnażający22,23. Po raz pierwszy doniesiono, że RDV jest przenoszony przez owada wektora i powoduje ciężką chorobę ryżu w Azji24,25. Wirion jest dwudziestościenny i dwuwarstwowy kulisty, a zewnętrzna warstwa zawiera białko P8 zewnętrznego kapsydu22. Okres transmisji RDV w obiegu w N. cincticeps wynosi 14 dni26,27,28,29,30. Kiedy RDV dociera do gruczołów ślinowych, wiriony są uwalniane do jam gruczołów ślinowych przechowywanych w ślinie za pomocą mechanizmu podobnego do egzocytozy23. Witellogenina (Vg) jest prekursorem białka żółtka niezbędnym do rozwoju oocytów u samic owadów31,32,33. Większość gatunków owadów ma co najmniej jeden transkrypt Vg o wielkości 6-7 kb, który koduje białko prekursorowe o wielkości około 220 kDa. Prekursory białkowe Vg mogą być zwykle rozszczepione na duże (140 do 190 kDa) i małe (<50 kDa) fragmenty przed wejściem do jajnika18,19. Wcześniejsza analiza proteomiczna wykazała obecność peptydów pochodzących z Vg w wydzielanej ślinie skoczka Recilia dorsalis, chociaż ich funkcja jest nieznana (dane niepublikowane). Niedawno doniesiono, że Vg, który jest wydzielany doustnie przez skoczki, działa jako efektor uszkadzający obronę roślin34. Nie wiadomo, czy Vg N. cincticeps może być również uwalniany do żywiciela rośliny wraz z przepływem śliny, a następnie może odgrywać rolę w roślinie, zakłócając mechanizmy obronne rośliny. Aby ustalić, czy N. cincticeps wykorzystuje białka śliny, takie jak Vg, do hamowania lub aktywowania mechanizmów obronnych roślin, pierwszym krokiem jest zidentyfikowanie białek uwalnianych do rośliny podczas karmienia. Zrozumienie metody identyfikacji białek śliny obecnych w roślinie jest potencjalnie niezbędne do wyjaśnienia funkcji białek śliny i interakcji między Hemiptera a roślinami.

W przedstawionym tutaj protokole, N. cincticeps jest używany jako przykład, aby dostarczyć metody badania obecności białek śliny w żywicielu roślinnym wprowadzonym przez karmienie owadów. Protokół przede wszystkim szczegółowo opisuje zbieranie i wykrywanie białek śliny i jest pomocny w dalszych badaniach na większości pluskwiaków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dorosłe skoczki nie będące wirusami wirusowymi były rozmnażane w Centrum Badań nad Wirusami Przenoszonymi przez Wektory na Uniwersytecie Rolnictwa i Leśnictwa Fujian w Chinach.

1. Hodowla owadów niewirusowatych

  1. Wychowuj dorosłe osobniki na sadzonkach ryżu w sześciennej klatce o wymiarach 40 cm x 35 cm x 20 cm (długość x szerokość x wysokość). Utrzymuj jedną stronę klatki przykrytą siatką chroniącą przed owadami w celu wentylacji.
    1. Klatki ze skoczkami należy przechowywać w inkubatorze z wbudowanym regulatorem wilgotności w temperaturze 26 °C i wilgotności względnej 60–75% w okresie fotoperiodu 16 godzin światła i 8 godzin ciemności.
  2. Użyj aspiratora, aby delikatnie przenieść wszystkie dorosłe osoby z klatki do nowej klatki, która co tydzień zawiera świeże sadzonki ryżu.
    1. Niech ponad 200 dorosłych łączy się w pary i składa jaja w ryżu.
    2. Zachowaj stare sadzonki ryżu, aby mogły się wyłonić nimfy. Wyhoduj te nowe nimfy niewiruliferalne do stadium 2-instar.

2. Pozyskiwanie wirusów i zbieranie wirusowych owadów

  1. Ostrożnie przenieś 2-instar niewirusodajne nimfy do szklanej probówki hodowlanej (2,5 cm średnicy i 15 cm wysokości) na 1-2 godziny w celu zagłodzenia za pomocą aspiratora.
    1. Wypuść nimfy do klatki, w której znajduje się zakażona RDV roślina ryżu uprawiana w doniczce.
    2. Pozwól nimfom żerować na zainfekowanej roślinie ryżu przez 2 dni.
      UWAGA: Ostrożnie podlej roślinę ryżu i unikaj zmywania nimf. Nimfy 2-instar mają około 1,6-2 mm długości.
  2. Ostrożnie przenieś te nimfy do nowej klatki, która zawiera świeże, wolne od wirusów sadzonki ryżu o wilgotności względnej 60-75% w fotoperiodzie 16 godzin światła i 8 godzin ciemności. Pozwól nimfom żerować na zakażonej roślinie ryżu przez 12 dni, aby zakończyć okres transmisji RDV w krążeniu.

3. Pobieranie białek śliny za pomocą klatki do karmienia

  1. Przygotuj pięć małych rurowych klatek do karmienia (2,5 cm średnicy i 4 cm wysokości), w których jeden koniec jest pokryty siatką chroniącą przed owadami.
  2. Umieść 15-20 skoczków w każdej klatce do karmienia, a następnie przykryj drugi koniec klatki cienką matą piankową.
    1. Przymocuj jedną sadzonkę ryżu (o wysokości 5-6 cm) między końcem klatki a matą piankową za pomocą taśm. Upewnij się, że skoczki w klatce do karmienia mogą żywić się sadzonkami ryżu wystawionymi na działanie wnętrza klatki.
  3. Zanurz korzenie sadzonek w wodzie, aby roślina ryżu pozostała żywa. Pozwól skoczkom żerować na nich przez 2 dni.
  4. Wyjmij skoczki z klatek do karmienia i zbierz sadzonki ryżu, na których żerowały. Wytnij części sadzonek na zewnątrz klatki i odzyskaj obszary żerowania sadzonek.
    UWAGA: Próbka ta może być przechowywana w temperaturze -80 °C maksymalnie przez 3 miesiące, jeśli nie zostanie natychmiast użyta do wykrywania.

4. Przygotowanie odczynnika

  1. Rozpuścić 15,1 g Tris-base, 94 g glicyny i 5 g SDS w 1 l sterylnej wody, aby przygotować 5xTris-glicine buffer. Rozcieńczyć 200 ml buforu 5xTris-glicyna w 800 ml sterylnej wody, aby przygotować 1xbufor Tris-glicyny (patrz Tabela 1 dla składu buforu).
  2. Rozpuścić 80 g NaCl, 30 g Tris-base i 2 g KCl w 1 l sterylnej wody, aby przygotować 10 soli fizjologicznej (TBS). Roztwór należy sterylizować w autoklawie w temperaturze 121 °C przez 15 minut.
  3. Rozpuścić 8 g SDS, 4 ml ß-merkaptoetanolu, 0,02 g błękitu bromofenolowego i 40 ml glicerolu w 40 ml 0,1 M Tris-HCl (pH 6,8), aby przygotować 4x bufor próbki białka.
  4. Zmieszać 800 ml buforu tris-glicynowego z 200 ml metanolu, aby przygotować bufor transferowy.
  5. Dodać 100 ml roztworu 10xTBS i 3 ml Tween 20 do 900 ml sterylnej wody, aby przygotować bufor TBS z roztworem Tween 20 (TBST).

5. Western blot do wykrywania śliny i białek wirusowych

  1. Zmielić 0,1 g próbek ryżu ciekłym azotem, aż tkanka stanie się proszkiem. Dodać 200 μl 4x buforu do próbki białka i gotować przez 10 minut. Odwirować próbki o masie 12 000 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
    1. Usunąć supernatant i umieścić go w nowej fiolce. Załadować 10 μl próbki do żelu SDS-PAGE i uruchomić ją w buforze tris-glicyny pod napięciem 150 V przez 45-60 min.
      UWAGA: Pozostałość po odwirowaniu można wyrzucić.
  2. Umieść membranę nitrocelulozową 0,45 μm i inne materiały warstwowe w buforze transferowym na 30 min.
    UWAGA: Ten krok można wykonać przed zakończeniem biegu żelu.
  3. Ułóż żel warstwowo i przenieś go przez 90-120 minut pod napięciem 100 V do bufora transferowego.
  4. Pobrać membranę i umieścić ją w 7% beztłuszczowym roztworze blokującym mleko w proszku w roztworze TBST na 20 minut. Dodać specyficzne przeciwciało przeciwko RDV P8 lub Vg do 7% roztworu odtłuszczonego mleka w proszku w TBST. Inkubować z przeciwciałem do barwienia błony przez 2 godziny lub przez noc.
  5. Przemyć membranę roztworem TBST trzy razy, za każdym razem po 5 minutach mycia.
  6. Dodać kozie przeciwciało anty-królicze IgG jako przeciwciało drugorzędowe do 7% beztłuszczowego mleka w proszku z TBST. Inkubować z przeciwciałem przez 60-90 minut w temperaturze pokojowej.
  7. Przemyć membranę roztworem TBST trzy razy przez 5 minut za każdym razem.
  8. Do metody chemiluminescencyjnej należy użyć zestawu ECL Western. Wymieszaj odczynniki do wykrywania 1 i 2 w zestawie w stosunku 1:1 w probówce. Umieść zmieszany odczynnik na membranie i inkubuj blot przez 5 minut.
  9. Odcedź nadmiar odczynnika i wykonaj zdjęcie kolorymetryczne obrazu chemiluminescencyjnego. Połącz je, aby zobaczyć drabinę z pasmami białkowymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 1 ilustruje wszystkie etapy tego protokołu: hodowla owadów, pozyskiwanie wirusa, zbieranie białek śliny poprzez karmienie ryżem i western blot. Wyniki Western blot wykazały, że specyficzne i oczekiwane prążki około 220 kDa zaobserwowano w próbkach żerującego ryżu i gruczołów ślinowych owadów na błonie inkubowanej z przeciwciałami przeciwko Vg. Natomiast w próbce ryżu niekarmionego nie zaobserwowano żadnego pasma. Wynik w Rysunek 2

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ślina bezpośrednio wydzielana przez gruczoły ślinowe owadów ssących kłucie odgrywa kluczową rolę, ponieważ wstępnie trawi i detoksykuje tkanki gospodarza i czynniki biologiczne wektorów między królestwami do gospodarzy 1,3,4. Czynniki biologiczne między królestwami, w tym elicytory, efektory i małe RNA, mają kluczowe znaczenie dla komunikacji między owadamia gospodarzami 14,15,16.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (31772124 i 31972239) oraz Uniwersytetu Rolnictwa i Leśnictwa Fujian (Grant KSYLX014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
odczynniki
Tris baseRocheD609K69032Dla 5 i razy; Bufor tris-glicynowy i 10&razy; TBS preparat buforowy
glicynaSigma-AldrichWXBD0677VNa 5& razy; Preparat buforowy tris-glicyny
SDSSigma-AldrichSLCB4394Na 5 razy; Preparat buforowy tris-glicyny
NaClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10019318Dla 10 i razy; Przygotowanie buforu TBS
KClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10016318Dla 10 i razy; Przygotowanie buforu TBS
ß-merkaptoetanolOdczynnik XiyaB14492Do 4 i krotnego przygotowania buforu próbki białka
błękit bromofenolSHBL3668Do 4 i krotnego przygotowania buforu próbki białka
glicerolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10010618Do 4 i razy; przygotowanie buforu próbki białka
metanolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10014118Do przygotowania buforu transferowego
Tween 20Coolaber NAUKA& TeCHNoLoGYCT30111220Do przygotowania TBST
odtłuszczone mleko w proszkuBecton.Dickinso i spółka252038Do blokowania błony, rozcieńczanie przeciwciał
koza anty-królik IgGSangon BiotechD110058-0001Rozpoznanie pierwotnego itibody
ECL Western kitThermoFisher Scientific32209Podłoże chemiluminescencyjne
nitroceluloza membranaPall Corporation25312915Do przenoszenia białek
i roztwory
BufferSkładKomentarze/Opis
  5 i razy; Bufor tris-glicynowy15,1 g Tris baza
94 g glicyna
  5 g SDS w 1 l sterylnej wody		  Roztwór podstawowy
1 i razy; Bufor tris-glicynowy200 ml 5&razy; Bufor tris-glicynowy
800 ml sterylnej wody		Roztwór roboczy, dla SDS-PAGE
10 i razy; Bufor soli fizjologicznej buforowany trisem (TBS)80 g NaCl
30 g Tris zasada
2 g KCl
w 1 l sterylnej wody		Roztwór podstawowy
TBS z roztworem Tween 20 (TBST)100 ml 10 razy; TBS roztwór
3 ml Tween 20
900 ml sterylnej wody		Roztwór roboczy
4 i razy bufor próbki białka8 g SDS
4 ml ß-merkaptoetanolu
0,02 g błękitu bromofenolowego
40 ml glicerolu
w 40 ml 0,1 M Tris-HCl (pH 6,8)		Do ekstrakcji białek
Bufor transferowy800 ml Bufor tris-glicynowy
200 ml metanolu		Do transfer białek
< strong>Instruments
Bromophenol blueSigma-AldrichSHBL3668Do przygotowania buforu 4x próbki białka
Inkubator o stałej temperaturzeNingbo Saifu Experimental Instrument Co., Ltd.PRX-1200BDo hodowli skoczków
ElektroforezaTanon Science & Technologia Co., Sp. z o.o.Tanon EP300Dla SDS-PAGE
Moduł rdzenia do transferu elektroforetycznegoBIO-RAD1703935Dla SDS-PAGE
glicerolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10010618Do przygotowania buforu 4x próbki białka
glicynaSigma-AldrichWXBD0677VDo przygotowania buforu Tris-glicyny
koza anty-królik IgGSangon BiotechD110058-0001Rozpoznanie pierwotnego i tibody
Wysokoprzepustowego przyrządu do mielenia tkanekShanghai Jingxin Industrial Development Co., Ltd.JXFSIPRP-24Do mielenia tkanek roślinnych
KClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10016318Do 10x TBS przygotowania buforu
metanoluSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10014118Do przygotowania buforu transferowego
Mini mokra rynna wymiany ciepłaBIO-RAD1703930Dla SDS-PAGE
NaClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10019318Do przygotowania buforu 10x TBS
membrana nitrocelulozowaPall Corporation25312915Do przenoszenia białek
beztłuszczowe mleko w proszkuBecton.Dickinso i spółka252038Do blokowania błony, rozcieńczania przeciwciał
Pierce ECL Western kitThermoFisher Scientific32209Podłoże chemiluminescencyjne
Przyrząd do barwienia białekGE Opieka zdrowotna nauki biologiczne ABAmersham lmager 600Do wykrywania białek
SDSSigma-AldrichSLCB4394Do 5x preparatu buforu Tris-glicyny
Baza TrisRocheD609K69032Do 5x Bufor Tris-glicyny i 10&razy; Przygotowanie bufora TBS
Tween 20Coolaber NAUKA& TeCHNoLoGYCT30111220Do przygotowania TBST
Pionowy zbiornik do elektroforezy płytowejBIO-RAD1658001Do SDS-PAGE
Łaźnia wodnaShanghai Jinghong Sprzęt eksperymentalny Co., Ltd.XMTD-8222Do gotowania próbek białek
i beta;-merkaptoetanoluOdczynnik XiyaB14492Do przygotowania buforu 4x próbki białka

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hogenhout, S. A., Ammar el, D., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G. Insect vector interactions with persistently transmitted viruses. Annual Review of Phytopathology. 46, 327-359 (2008).
  2. Cranston, P. S., Gullan, P. J. Phylogeny of insects. Encyclopedia of Insects. Resh, V. H., Carde, R. T. , Academic. Amsterdam. (2003).
  3. Ammar el, D., Tsai, C. W., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G., Hogenhout, S. A. Cellular and molecular aspects of rhabdovirus interactions with insect and plant hosts. Annual Review of Entomology. 54, 447-468 (2009).
  4. Wei, T., Li, Y. Rice reoviruses in insect vectors. Annual Review of Phytopathology. 54, 99-120 (2016).
  5. Hattori, M., Konishi, H., Tamura, Y., Konno, K., Sogawa, K. Laccase-type phenoloxidase in salivary glands and watery saliva of the green rice leafhopper, Nephotettix cincticeps. Journal of Insect Physiology. 51 (12), 1359-1365 (2005).
  6. Ma, R., Reese, J. C., William, I. V., Bramel-Cox, P. Detection of pectinesterase and polygalacturonase from salivary secretions of living greenbugs, schizaphis graminum (Homoptera: aphididae). Journal of Insect Physiology. 36 (7), 507-512 (1990).
  7. Miles, P. W. Dynamic aspects of the chemical relation between the rose aphid and rose buds. Entomologia Experimentalis et Applicata. 37 (2), 129-135 (2011).
  8. Urbanska, A., Tjallingii, W. F., Dixon, A., Leszczynski, B. Phenol oxidising enzymes in the grain aphid's saliva. Entomologia Experimentalis et Applicata. 86 (2), 197-203 (1998).
  9. Miles, P. W., Peng, Z. Studies on the salivary physiology of plant bugs: detoxification of phytochemicals by the salivary peroxidase of aphids. Journal of Insect Physiology. 35 (11), 865-872 (1989).
  10. Will, T., van Bel, A. Physical and chemical interactions between aphids and plants. Journal of Experimental Botany. 57 (4), 729-737 (2006).
  11. Ma, R. Z., Reese, J. C., Black, W. C., Bramel-Cox, I. Chlorophyll loss in a greenbug-susceptible sorghum due to pectinases and pectin fragments. Journal of the Kansas Entomological Society. 71 (1), 51-60 (1998).
  12. Madhusudhan, V. V., Miles, P. W. Mobility of salivary components as a possible reason for differences in the responses of alfalfa to the spotted alfalfa aphid and pea aphid. Entomologia Experimentalis et Applicata. 86 (1), 25-39 (1998).
  13. Funk, C. J. Alkaline phosphatase activity in whitefly salivary glands and saliva. Archives of Insect Biochemistry & Physiology. 46 (4), 165-174 (2010).
  14. Hogenhout, S. A., Bos, J. I. Effector proteins that modulate plant-insect interactions. Current Opinion in Plant Biology. 14 (4), 422-428 (2011).
  15. Tomkins, M., Kliot, A., Maree, A. F., Hogenhout, S. A. A multi-layered mechanistic modelling approach to understand how effector genes extend beyond phytoplasma to modulate plant hosts, insect vectors and the environment. Current Opinion in Plant Biology. 44, 39-48 (2018).
  16. Huang, H. J., Lu, J. B., Li, Q., Bao, Y. Y., Zhang, C. X. Combined transcriptomic/proteomic analysis of salivary gland and secreted saliva in three planthopper species. Journal of Proteomics. , (2018).
  17. Hogenhout, S. A., Bos, J. I. Effector proteins that modulate plant--insect interactions. Current Opinion in Plant Biology. 14 (4), 422-428 (2011).
  18. Sun, P., et al. A mosquito salivary protein promotes flavivirus transmission by activation of autophagy. Nature Communications. 11 (1), 260(2020).
  19. Sri-In, C., et al. A salivary protein of Aedes aegypti promotes dengue-2 virus replication and transmission. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 111, 103181(2019).
  20. Conway, M. J., et al. Aedes aegypti D7 saliva protein inhibits dengue virus infection. Plos Neglected Tropical Diseases. 10 (9), 0004941(2016).
  21. Wang, N., et al. A whitefly effector Bsp9 targets host immunity regulator WRKY33 to promote performance. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 374 (1767), 20180313(2019).
  22. Omura, T., Yan, J. Role of outer capsid proteins in transmission of phytoreovirus by insect vectors. Advances in Virus Research. 54, 15-43 (1999).
  23. Chen, Q., Liu, Y., Long, Z., Yang, H., Wei, T. Viral release threshold in the salivary gland of leafhopper vector mediates the intermittent transmission of rice dwarf virus. Frontiers in Microbiology. 12, 639445(2021).
  24. Fukushi, T. Further studies on the dwarf disease of rice plant. Journal of the Faculty of Agriculture, Hokkaido Imperial University. 45 (3), 83-154 (1940).
  25. Miyazaki, N., et al. The functional organization of the internal components of rice dwarf virus. Journal of Biochemistry. 147, 843-850 (2010).
  26. Wei, T., Shimizu, T., Hagiwara, K., Kikuchi, A., Omura, T. Pns12 protein of rice dwarf virus is essential for formation of viroplasms and nucleation of viral-assembly complexes. Journal of General Virology. 87, 429-438 (2006).
  27. Chen, Q., Zhang, L., Chen, H., Xie, L., Wei, T. Nonstructural protein Pns4 of rice dwarf virus is essential for viral infection in its insect vector. Virology Journal. 12, 211(2015).
  28. Chen, Q., et al. Nonstructural protein Pns12 of rice dwarf virus is a principal regulator for viral replication and infection in its insect vector. Virus Research. 210, 54-61 (2015).
  29. Chen, Q., Zhang, L., Zhang, Y., Mao, Q., Wei, T. Tubules of plant reoviruses exploit tropomodulin to regulate actin-based tubule motility in insect vector. Scientific Reports. 7, 38563(2017).
  30. Wei, T., et al. The spread of Rice dwarf virus among cells of its insect vector exploits virus-induced tubular structures. Journal of Virology. 80 (17), 8593-8602 (2006).
  31. Mao, Q., et al. Insect bacterial symbiont-mediated vitellogenin uptake into oocytes to support egg development. mBio. 11 (6), 01142(2020).
  32. Tufail, M., Takeda, M. Molecular characteristics of insect vitellogenins. Journal of Insect Physiology. 54 (12), 1447-1458 (2008).
  33. Sappington, T. W., Raikhel, A. S. Molecular characteristics of insect vitellogenins and vitellogenin receptors. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 28 (5-6), 277-300 (1998).
  34. Ji, R., et al. Vitellogenin from planthopper oral secretion acts as a novel effector to impair plant defenses. New Phytologist. , (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wykrywanie wirus w ro linnychwirus kar owato ci ry uWestern blotSDS PAGEtransmisja przez Hemipterawykrywanie witellogeninyinterakcja wirus ro linaekstrakcja bia ek

Powiązane artykuły