Artykuł metodologiczny

Nieunikniony protokół ekspozycji na zapach kota do badania wrodzonego i kontekstowego warunkowania zagrożeń u szczurów

DOI:

10.3791/63078

10 listopada 2021

W tym artykule

Podsumowanie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Streszczenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwierzęta reagują na sytuacje zagrażające, wykazując szereg zachowań obronnych, w tym unikanie, zamrażanie i ocenę ryzyka. Model zwierzęcy z podejściem etologicznym oferuje głębszy wgląd w mechanizmy biologiczne leżące u podstaw reakcji na zagrożenia. W artykule opisano metodologię pomiaru zachowań obronnych wobec zarówno wrodzonych, jak i wyuczonych bodźców awersyjnych u szczurów. Zwierzęta były indywidualnie wystawiane na zapach drapieżnika w nieuniknionej komorze, aby wywołać mierzalny, trwały stan obronny. Projekt eksperymentalny polegał na umieszczeniu szczura w znanej komorze na 10 minut, a następnie wystawieniu na działanie zapachu kota przez kolejne 10 minut w tym samym kontekście. Następnego dnia szczury były ponownie wystawione na 10 minut w tej samej komorze kontekstowej, w której wystąpiła ekspozycja na zapach kota. Sesje były nagrywane na wideo, a zachowania obronne były oceniane w oba dni.

Test behawioralny został połączony z odwracalną funkcjonalną inaktywacją i technikami immunohistochemicznymi c-Fos, aby określić rolę kory interoceptywnej w reakcjach na zagrożenia. Szczury wystawione na zapach kota pierwszego dnia i ponownie wystawione na działanie komory kontekstowej drugiego dnia wykazywały wyższy poziom zachowań obronnych, a zapach kota wywołał znaczny wzrost aktywności neuronalnej kory interoceptywnej. Co więcej, inaktywacja kory interoceptywnej muscymolem zmniejszyła ekspresję zachowań obronnych w odpowiedzi na zapach kota i upośledzała kontekstową pamięć zagrożeń. Wyniki te pokazują, że ten test behawioralny jest użytecznym narzędziem do badania mechanizmów neuronalnych zachowań obronnych i może oferować wgląd w mechanizmy, które pośredniczą w strachu u ludzi i powiązanych z nim zaburzeniach.

Wprowadzenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zachowania obronne występują w odpowiedzi na bodźce, które sygnalizują potencjalne zagrożenie dla przetrwania zwierzęcia. Zachowania te są wysoce konserwatywne u ssaków i szybko związane z bodźcami lub okolicznościami związanymi z zagrożeniem1,2,3. W naturze groźnym bodźcem dla większości zwierząt są drapieżniki; Dlatego wykrywanie sygnałów drapieżników, takich jak sygnały zapachowe, jest szczególnie korzystne dla uniknięcia drapieżnictwa. Reakcje behawioralne na sygnały drapieżnika zostały szeroko zbadane u gryzoni.

Na przykład, bodźce, takie jak naturalne zapachy kociego futra czy skóry, aktywują układ węchowy i lemieszowo-nosowy, wywołując wysoki poziom zachowań obronnych4. Bodźcom tym towarzyszą zmiany w aktywności neuronalnej i hormonalnej5,6,7,8, i są silnymi, nieuwarunkowanymi, awersyjnymi bodźcami do kontekstowego warunkowania zagrożenia u szczurów7,8,9,10,11. Badania wykazały, że co najmniej 24 godziny po ekspozycji na naturalne sygnały ze strony drapieżników, szczury wykazują silne i długotrwałe stany podobne do lęku7,12,13. Zjawisko to jest szczególnie interesujące dla opracowania bardziej realistycznych modeli zespołu stresu pourazowego (PTSD)14,15,16,17, uogólnione zaburzenie lękowe ()5 oraz lęk napadowy (PD)18,19.

W warunkach laboratoryjnych zachowanie strachu jest mierzone jako ucieczka, unikanie (np. wycofanie się, ukrywanie się) lub zamrożenie. Dodatkowo, lęk może być mierzony jako pozycje rozciągające i czujne skanowanie ukierunkowane na monitorowanie bodźca drapieżnego - zestaw reakcji szeroko znanych jako zachowania związane z oceną ryzyka6,9,20. Badania wykazały, że zachowanie związane z zamrożeniem jest dominującą strategią obronną szczurów przed nieuniknionym zagrożeniem, podczas gdy ocena ryzyka jest obserwowana, gdy zagrożenie jest niejednoznaczne lub niezlokalizowane12,21,32. Chociaż wiadomo, że wrodzony lub wyuczony bodziec może wywoływać zachowania obronne, brakuje laboratoryjnych paradygmatów behawioralnych, które niezawodnie ujmują reakcje obronne w bardziej etologicznym kontekście. Aby wypełnić tę lukę, zaprojektowaliśmy protokół z podejściem etologicznym, który umożliwia pomiar trwałych wrodzonych i kontekstowych zachowań związanych z zagrożeniem wraz z reakcjami mózgu na naturalistyczne bodźce zagrożeń.

Stresujące doświadczenia, takie jak narażenie na nieunikniony zapach drapieżnika, powodują trwałe zmiany w behawioralnej i fizjologicznej reakcji u szczurów14,22,23. Zmiany te odzwierciedlają profil objawów obserwowany w zaburzeniach związanych ze strachem i lękiem, takich jak PTSD. W obecnym modelu komora testowa jest używana bez bezpiecznej kryjówki, aby wystawić szczury na nieuniknione zdarzenie zagrożenia, a tym samym wzmocnić reakcje obronne. Szczury wykazywały silne zachowania związane z zamrażaniem i oceną ryzyka w odpowiedzi zarówno na zapach kota, jak i kontekst testowy. Odkrycia te wspierają wykorzystanie tego protokołu jako wiarygodnej i ważnej metody badania mechanizmów biologicznych leżących u podstaw zachowań obronnych oraz opracowywania i udoskonalania nowych strategii leczenia zaburzeń lękowych u ludzi.

Protokół

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poniższa procedura została przeprowadzona zgodnie z zaleceniami wytycznych instytucjonalnych National Institutes of Health (USA) Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (publikacja NIH nr 80-23, poprawiona w 1996 roku). Instytucjonalna Komisja ds. Bezpieczeństwa Biologicznego i Etyki przy Pontificia Universidad Católica de Chile zatwierdziła wszystkie procedury. Wszystkie sesje eksperymentalne przeprowadzono w aktywnej fazie szczura (faza ciemna).

1. Przygotowanie pomieszczenia testowego i komory testowej

UWAGA: Przegląd aparatury jest pokazany w Rysunek 1. Komora testowa została opracowana i zmodyfikowana zgodnie z wcześniejszymi badaniami24,25.

  1. Użyj przezroczystej prostokątnej komory testowej z poli(metakrylanu metylu) o następujących wymiarach: 60 cm (długość) x 40 cm (szerokość) x 40 cm (wysokość). Przykryj boczne i tylne ściany komory testowej dowolnym czarnym papierem. Upewnij się, że przód komory testowej jest przezroczysty, aby rejestrować zachowania zwierząt.
  2. Przymocuj stalowy wspornik do podłogi w prawym dolnym rogu komory testowej i użyj go do przymocowania obroży dla kotów do procedur testowych.
  3. Oczyść komorę testową 5% etanolem (v/v) przed i po testach, aby usunąć wszelkie ślady zapachowe pozostawione przez badane szczury i uniknąć reakcji awersji szczura. Odczekaj 5 minut między każdą sesją, aż etanol całkowicie odparuje.
  4. Przeprowadź sesję testową w cichym pomieszczeniu słabo oświetlonym czerwoną żarówką o mocy 80 W umieszczoną 20 cm nad komorą testową. Użyj kamery wideo umieszczonej przed komorą, aby nagrać zachowanie zwierząt.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Schematyczny przegląd komory testowej. Aparatura składa się z komory testowej z: (1) otworami wentylacyjnymi, (2) bocznymi i (3) zaciemnionymi ściankami tylnymi oraz stalowym wspornikiem zablokowanym na podłodze w lewym rogu (4) do mocowania obroży dla kota (wymiary: szerokość 15 mm, grubość 5 mm, długość 300 mm). Wymiary komory podane są na kartonie (60 dł. x 40 szer. x 40 wys. cm). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Przygotowanie kota do zapachu

  1. Zaopatrz się w obrożę dla kota z wewnętrzną powierzchnią wyściełaną filcem, aby lepiej zatrzymać zapach kota. Upewnij się, że dostępnych jest kilka obroży do użytku jako obroża kontrolna (bez zapachu) lub obroża testowa (zapach kota).
    UWAGA: Kluczową kwestią jest to, że obroża dla kota musi mieć wewnętrzną wyściółkę do zbierania i zatrzymywania zapachów.
  2. Załóż obrożę domowej kotce po owariektomii i pozwól kotu nosić obrożę przez tydzień przed badaniem. Staraj się trzymać kotkę w domu podczas noszenia obroży testowej.
    UWAGA: Przez cały czas trwania badania należy używać tego samego kota.
  3. Zużytą obrożę dla kota należy przechowywać w hermetycznym plastikowym pojemniku i przechowywać w temperaturze 4 °C. Zużytą obrożę dla kota należy wymieniać na obrożę zawierającą świeży zapach kota co trzy dni.

3. Przygotowanie szczurów do procedury eksperymentalnej

  1. Użyj dorosłych samców szczurów Sprague-Dawley o wadze 270-290 g. Trzymaj je w indywidualnych klatkach z karmą i wodą dostępną ad libitum.
  2. [Opcjonalnie] Przygotowanie szczurów do zabiegu chirurgicznego (opcjonalnie)
    1. Operację należy wykonać w sterylnych warunkach. Oczyść i zdezynfekuj obszar roboczy roztworem 70% etanolu oraz wysterylizuj wszystkie materiały i narzędzia chirurgiczne.
    2. Znieczulić szczura dootrzewnową mieszaniną ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (20 mg/kg). Poczekaj, aż zostanie osiągnięta właściwa płaszczyzna znieczulenia, gdy szczur nie reaguje na bodziec szczypania palca u nogi lub stymulację rogówki. W celu utrzymania stanu znieczulenia przez cały czas trwania zabiegu należy podawać dodatkową dawkę koktajlu znieczulającego co 45 minut.
    3. Delikatnie ogol głowę szczura od tyłu ucha do przestrzeni między oczami i zdezynfekuj obszar operacyjny sterylnym wacikiem nasączonym alkoholem, a następnie roztworem jodu powidonu. Nałóż smarującą maść do oczu, aby uniknąć wysuszenia rogówki podczas zabiegu chirurgicznego.
    4. Umieść szczura w aparacie stereotaktycznym i przytrzymaj głowę, odpowiednio ustawiając pręty uszne w kanałach słuchowych. Następnie delikatnie włóż siekacze szczura do pręta siekacza i zabezpiecz zacisk nosowy.
    5. Umieść sterylną kaniulę prowadzącą ze stali nierdzewnej 26 G w uchwycie stereotaktycznym. Weź skalpel i wykonaj nacięcie w linii środkowej wzdłuż skóry głowy. Umieść 2 lub więcej zacisków wokół nacięcia (2-3 cm).
    6. Całkowicie oczyść czaszkę z tkanki, aż widoczne będą szwy czaszkowe bregma i lambda.
    7. Sprawdź symetryczne ustawienie głowy poprzez wyrównanie osi grzbietowo-brzusznej i przednio-tylnej czaszki za pomocą odpowiednio siekaczy i prętów usznych. Zidentyfikuj współrzędne kaniuli prowadzącej dla obszaru mózgu będącego przedmiotem zainteresowania. Utrzymuj bregmę i lambdę w tej samej płaszczyźnie poziomej za pomocą siekacza.
    8. Oblicz współrzędne miejsca implantacji kaniuli prowadzącej w obszarze zainteresowania zgodnie ze współrzędnymi stereotaktycznymi Paxinos i Watson26 lub Swanson atlas27.
      UWAGA: Dla pierwszorzędowej interoceptywnej kory wyspowej zastosowano następujące współrzędne stereotaktyczne: Bregma -0,51 mm, linia środkowa 5,0 mm, głębokość od powierzchni czaszki 4,5 mm, kąt 10° przyśrodkowo od pionu.
    9. Sprawdź współrzędne implantacji kaniuli prowadzącej, opuszczając ją w dół, aż dotknie czaszki, a następnie wywierć otwór w czaszce w zweryfikowanym miejscu. Wywierć 3 dodatkowe otwory wokół obszaru docelowego, aby umieścić 3 w czaszce.
    10. Włóż kaniulę do obszaru mózgu zainteresowania i użyj i akrylu dentystycznego, aby zakotwiczyć kaniulę w czaszce. Wlej akryl dentystyczny na suchą czaszkę i upewnij się, że zakrywa, aby zamocować kaniulę na miejscu. Poczekaj, aż akrylowy zęb stwardnieje, a następnie ostrożnie zdejmij ramię stereotaktyczne, pozostawiając kaniulę prowadzącą na miejscu.
      UWAGA: Procedura ta unieruchamia wszczepioną kaniulę i umożliwia eksperymentatorom wykonanie wielu mikroiniekcji w obszarze zainteresowania.
    11. Włóż trzpień pomiarowy ze stali nierdzewnej do kaniuli prowadzącej, aby uniknąć przeszkód i zanieczyszczenia.
    12. Pod koniec zabiegu należy podać pojedynczą dawkę antybiotyku (enrofloksacyna 5%; 19 mg/kg i.p.) i przeciwzapalnego (ketofen 0,2 mg/kg i.p.). Powtarzaj ten krok przez trzy kolejne dni po zabiegu.
    13. Pozwól szczurom w pełni wyzdrowieć przez co najmniej tydzień przed rozpoczęciem eksperymentów.
  3. Utrzymuj szczury w odwróconym 12/12-godzinnym cyklu światło/ciemność (światła włączone o 19:00) przez co najmniej dziesięć dni przed rozpoczęciem eksperymentów (Rysunek 2).
    UWAGA: Jeśli eksperymentator musi wykonać jakikolwiek zabieg chirurgiczny, konieczne byłoby zrobienie tego przed odwróceniem cyklu ciemnego światła. Pozwala to na redukcję stresu po zabiegu.
  4. Ze wszystkimi szczurami należy obchodzić się przez 20 minut dziennie przez 2-3 dni. Weź jednego szczura na raz, trzymaj zwierzę bezpiecznie za tułów (nie za ogon) i głaszcz je w tym czasie. Jeśli zwierzęta wykazują oznaki stresu, należy obchodzić się z nimi przez dłuższy czas.
    UWAGA: Ten krok ma kluczowe znaczenie dla zminimalizowania stresu związanego z obsługą, który może mieć wpływ na kolejne kroki.
  5. Zwierzęta należy wstępnie wystawić na działanie komory testowej (komory zapachowej dla kota z niezałożoną obrożą dla kota) przez 30 minut/dzień przez trzy dni przed eksperymentami, aby umożliwić zwierzętom zaaklimatyzowanie się w kontekście testowym.
    UWAGA: Sugeruje się, aby eksperymentator nie używał perfum ani balsamów zapachowych.
  6. Po umieszczeniu zwierzęcia w komorze należy odczekać około 10-15 minut, wprowadzić ramię do komory testowej i wymienić obrożę dla kota na inną obrożę dla kota o tych samych cechach.
    UWAGA: Ten krok ma kluczowe znaczenie dla jak najdokładniejszej symulacji każdego kroku procedur behawioralnych w celu zminimalizowania stresu, który może wpłynąć na wydajność behawioralną szczura w ciągu ostatnich 10 minut testu.
  7. Wyczyść komorę testową 5% (v/v) etanolem między sesjami.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Kalendarium projektu eksperymentalnego. Szczury były wystawione na odwrócony cykl ciemnego światła przez 10 dni, a następnie przyzwyczajone do komory testowej zawierającej kontrolną (nienoszoną) obrożę dla kota przez 30 minut przez ostatnie trzy dni. W dniu 0 szczury zostały najpierw wystawione na działanie znanej komory testowej (CONTEXT) przez 10 minut, a następnie wystawione na działanie obroży z zapachem kota lub bez niego przez dodatkowy okres 10 minut (TEST) w tym samym kontekście. W dniu 1 szczury wystawione na zapach kota (TEST) w dniu 0 zostały zwrócone do tej samej komory testowej na 10 minut (KONTEKST) i ponownie wystawione na zapach kota (RETEST) przez dodatkowy okres 10 minut. Ten rysunek został zmodyfikowany z 8. Skrót: R-Dark/light = odwrócony cykl ciemnego światła. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Procedury testowania zapachu kota

  1. W dniu 0 protokołu eksperymentalnego oceń reakcje zagrożeń na zapach kota.
  2. W razie potrzeby należy podać zastrzyki korowe przed testami behawioralnymi zgodnie z metodą opisaną poniżej. Jeśli wykonujesz tylko protokół behawioralny, pomiń ten krok i przejdź do kroku 4.3.
    1. Po wyjęciu okludera wprowadzić sterylną kaniulę iniekcyjną 33 G sprzężoną ze strzykawką Hamiltona o pojemności 1 μl do kaniuli prowadzącej.
    2. Napełnij strzykawkę Hamiltona sterylnym roztworem soli fizjologicznej (szczury kontrolne) lub agonistą receptora GABA-A, muscimolem (szczury leczone) i wstrzyknij 0,5 μl / półkulę przez 2 minuty. Odczekaj 2 minuty, aby umożliwić dyfuzję leku, powoli wyjmij kaniulę iniekcyjną i natychmiast włóż okludery.
      UWAGA: Wykonaj ten krok u cichego, przytomnego zwierzęcia i powoli wstrzykuj leki, aby zminimalizować drgania kaniuli iniekcyjnej i wynikającą z tego dyfuzję do sąsiednich obszarów mózgu.
    3. Po zakończeniu wstrzyknięcia do kory mózgowej/półkuli odczekaj 30 minut i przejdź do następnego kroku.
  3. Umieść zwierzęta w komorze testowej na 20 minut. Przez pierwsze 10 minut wystawiaj zwierzęta na niezałożoną znajomą obrożę. Wprowadź obrożę nasączoną zapachem kota (TEST) lub nienoszoną znajomą obrożę (KONTEKST) w ciągu następnych 10 minut (Rysunek 3).

figure-protocol-3
Rysunek 3: Spotkanie z zapachem kota zwiększa wrodzone zachowania obronne. (A, B) Szczury były najpierw wystawione na działanie znajomej komory testowej (CONTEXT) przez 10 minut, a następnie wystawione na działanie obroży o zapachu kota (grupa zapachu kota, czarne kółka) lub bez zapachu kota (grupa bez zapachu, otwarte kręgi) przez dodatkowy okres 10 minut (TEST) w tym samym kontekście. Kółka pokazują procent czasu spędzonego w zamrażaniu (B) i ocenie ryzyka (C) wykazywany przez naiwne szczury. Dane są wyrażone jako średnia +SEM. *p < 0,05. Ten rysunek został zmodyfikowany z 8. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Umieść kamerę wideo przed komorą testową i nagrywaj zachowanie zwierzęcia w celu późniejszej oceny behawioralnej przez eksperymentatora ślepego na warunki eksperymentalne.
  2. Pod koniec sesji z kocim zapachem wróć do ich domowych klatek i umieść je z powrotem w pomieszczeniu dla zwierząt do następnej sesji.
  3. Wyczyść komorę testową 5% (v/v) etanolem między sesjami.
  4. Dwadzieścia cztery godziny po sesji dotyczącej zapachu kota (Dzień 1) oceń reakcje obronne w kontekście testowania.
  5. W razie potrzeby powtórz krok 4.2 przed ekspozycją kontekstową.
  6. Wróć szczury do tej samej komory testowej z nienoszoną znajomą obrożą i oceń zachowania obronne, aby zmierzyć kontekstową pamięć zagrożenia w ciągu 10 minut (Rysunek 4).
  7. Umieść kamerę wideo przed komorą testową i nagrywaj zachowanie zwierzęcia w celu późniejszej oceny behawioralnej przez eksperymentatora ślepego na warunki eksperymentalne.
  8. W ciągu następnych 10 minut wymień nienoszoną znajomą obrożę, ponownie wystaw zwierzę na działanie obroży o zapachu kota i zmierz zachowania obronne.
  9. Po drugim narażeniu na zapach kota należy umieścić zwierzę z powrotem w klatce domowej i wyczyścić komorę testową 5% (v/v) etanolem. Umieść szczura z powrotem w pomieszczeniu dla zwierząt.

figure-protocol-4
Rysunek 4: Spotkanie z zapachem kota wywołuje kontekstowe uczenie się zagrożeń. Kółka pokazują procent czasu spędzonego w zamrażaniu (czarne kółka) i zachowania związane z oceną ryzyka (szare kółka). Przerywana linia oddziela test strachu wrodzonego (dzień 0, po lewej) od testu strachu kontekstowego (dzień 1, po prawej). Dane wyrażone są jako średnie + SEM. *p < 0,05. Ten rysunek został zmodyfikowany z 8. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Procedury immunohistochemiczne

  1. Znieczulić zwierzę dootrzewnową mieszaniną ketaminy (0,45 mg/kg) i ksylazyny (0,05 mg/kg) 90 minut po zakończeniu doświadczeń. Następnie poddaj szczura eutanazji przez perfuzję przezsercową z 4% paraformaldehydem.
    UWAGA: Jeśli konieczna jest ocena pierwszego narażenia na zapach kota, uwarunkowanej reakcji na kontekst lub ponownego narażenia na zapach kota, wykonaj ten krok po każdej z tych sytuacji eksperymentalnych. Nosić rękawice i fartuch laboratoryjny i ostrożnie obchodzić się z paraformaldehydem pod kapturem oparów chemicznych.
  2. Po perfuzji utrwalij mózg w tym samym roztworze utrwalającym przez 2 godziny, a następnie przenieś go do 30% sacharozy z 0,02% azydkiem sodu w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), aż mózg opadnie na dno. Przechowywać mózg w temperaturze 4 °C.
  3. Zamroź mózg za pomocą suchego lodu i pokrój go na szeregowe sekcje koronalne o grubości 50 μm na przesuwanym mikrotomie. Zbierz trzy zestawy wycinków mózgu w obszarze zainteresowania, pozostawiając jeden do weryfikacji umieszczenia kaniuli i dwa zestawy do procedury immunohistochemicznej.
  4. Inkubować swobodnie pływające skrawki mózgu w 0,3% H2O2 w PBS przez 30 minut, przemyć w PBS i przenieść te skrawki do roztworu blokującego (0,4% Triton X-100, 0,02% azydek sodu, 3% normalna surowica kozia w PBS) przez 1 godzinę.
  5. Przenieść skrawki do pierwotnego roztworu do inkubacji przeciwciał zawierającego przeciwciało c-Fos rozcieńczone w stosunku 1:20 000 w roztworze blokującym i pozostawić je na noc w temperaturze pokojowej.
  6. Przepłukać skrawki w PBS przez 1 godzinę, a następnie inkubować je w drugorzędowym roztworze przeciwciała rozcieńczonym w stosunku 1:1000 w 0,4% Triton X-100 i 1,5% normalnej surowicy koziej w PBS.
  7. Przepłukać skrawki przez 40 minut i inkubować je przez 1 godzinę w systemie peroksydazy na bazie awidyny/biotyny (patrz tabela materiałów), rozcieńczonym w stosunku 1:500 w PBS.
  8. Przepłukać i inkubować skrawki w 0,05% roztworze chlorowodorku 3-3′ diaminobenzydyny (DAB) zawierającego 0,003%H2O2i 0,05% chlorku niklu, aby otrzymać ciemnoniebieski produkt reakcji.

6. Liczenie komórek

  1. Zbadaj skrawki pod kamerą lucida za pomocą obiektywu o małej mocy (10x), aby zlokalizować punktowe barwienie c-Fos w jądrach neuronów (Ryc. 5).
  2. Użyj siatki zliczania powiązanej z rozmiarem obszaru zainteresowania. W przypadku, na przykład od Bregma 0,95 do -0,26, użyj siatki liczącej 0,25 mm x 1 mm; od Bregma -0,51 do -2,45 mm, użyj siatki liczącej 0,5 mm x 1 mm.
  3. Określ ilościowo liczbę komórek immunoreaktywnych c-Fos (Fos-ir) na sekcję za pomocą cyfrowego licznika ręcznego.
  4. Policz wszystkie interesujące nas odcinki koronalne dwukrotnie i upewnij się, że ten sam obserwator, ślepy na warunki eksperymentalne, przeprowadza liczenie.
  5. Zrób zdjęcie za pomocą mikroskopu sprzężonego z aparatem cyfrowym.

figure-protocol-5
Rysunek 5: Zapach kota wywołuje aktywację neuronów w pierwotnej korze interoceptywnej. (A) Reprezentatywna mikrofotografia pokazująca prawie brak komórek c-Fos-ir (czarne groty strzał) u szczurów wystawionych na działanie nienoszonej obroży dla kota (brak zapachu, po lewej) w porównaniu ze znacznie zwiększoną liczbą komórek c-Fos-ir u szczurów narażonych na zapach kota (po prawej). (B) Kwantyfikacja komórek c-Fos-ir w w obu warunkach doświadczalnych. Dane wyrażone są jako średnie + SEM. *p < 0,05. Podziałka = 200 μm. Ten rysunek został zmodyfikowany z 8. Skróty: = pierwszorzędowa kora interoceptywna; c-fos-ir = c-fos-immunoreaktywny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

7. Analiza danych

  1. Oceń zachowania obronne na podstawie eksperymentów nagranych na wideo i przeanalizuj je za pomocą oprogramowania statystycznego.
  2. Oceń zamrożenie na podstawie napadów czasowych, wyrażonych jako procent czasu spędzonego na zamrożeniu w ciągu 10 minut. Oblicz procent zamrożenia za pomocą korektora (1).
    Zamrażanie = (sekundy spędzone na zamrażaniu/600 s) × 100 (1)
    UWAGA: Zamrożenie zostało zdefiniowane jako całkowity brak ruchu, z wyjątkiem oddychania, przez co najmniej 1 s28.
  3. Oceń ocenę ryzyka, mierząc czas czujnych napadów skanowania i wyraź ją jako procent czasu spędzonego na ocenie ryzyka w ciągu 10 minut. Oblicz procent oceny ryzyka za pomocą Eq (2).
    % oceny ryzyka = (sekundy spędzone na ocenie ryzyka/600 s) × 100 (2)
    UWAGA: Zachowanie związane z oceną ryzyka zostało zdefiniowane jako czujne skanowanie (obserwatorium, ruchy głowy z boku na bok, bez lokalizacji) przez co najmniej 1 s29.
  4. Oceń te parametry behawioralne ręcznie i upewnij się, że są one liczone przez eksperymentatora ślepego na warunki eksperymentalne (tj. warunki zapachu i leku). W zależności od normalności zestawów danych należy użyć testów parametrycznych lub nieparametrycznych do porównania dwóch lub więcej grup.
    UWAGA: W tym badaniu wszystkie testy statystyczne zostały przeprowadzone przy użyciu oprogramowania SPSS.
    1. Użyj testu H Kruskala-Wallisa z testem U Manna-Whitneya do porównań parami między grupami.
    2. Analizuj porównania wewnątrzgrupowe w czasie za pomocą testu Friedmana, a następnie testu rangi ze znakiem Wilcoxona dla porównań parami.
      UWAGA: Na wszystkich rysunkach poziomy istotności ustalono na p < 0,05 (*) i p < 0,01 (**).
  5. W celu analizy ekspresji c-Fos w określonych obszarach mózgu, policz liczbę komórek c-Fos-dodatnich na sekcję, obliczając gęstość komórek c-Fos-ir namm2 i porównaj średnią liczbę między warunkami kontrolnymi (brak zapachu) i stymulowanymi (zapach kota).
    1. W zależności od normalności danych użyj niesparowanego testu t-studenta lub testu U-Manna-Whitneya.
      UWAGA: W tym badaniu zastosowano test U Manna-Whitneya; Różnice uznano za istotne, jeśli p < 0,05 (*).

Wyniki

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole, procenty zamrożenia i oceny ryzyka były mierzone jako wskaźniki odpowiednio stanów strachu i lęku u szczurów. Oś czasu projektu eksperymentalnego jest pokazana w Rysunek 2. Wyniki badań przeprowadzonych u zwierząt narażonych na zapach kota w dniu 0 przedstawiono na rysunku Rysunek 3. Szczury wykazywały znacznie wyższy poziom zamrażania (Rysunek 2A, grupa zapachu kota, test Wilcoxon Signed-ranks, Z = -2,201, p = 0,028) i oceny ryzyka (Rysunek 2B, grupa Cat Odor, test Wilcoxon Signed-ranks Z = -2,336 p = 0,018) w odpowiedzi na zapach kota (TEST) niż na znajomy kontekst (CONTEXT). Niski poziom zamarzania (Rysunek 2A, grupa bezzapachowa, test Wilcoxon Signed-ranks, Z = -0,184, p = 0,854) i oceny ryzyka (Rysunek 2B, grupa bezzapachowa, test Wilcoxon Signed-ranks, Z = -1,753, p = 0,08) zaobserwowano u szczurów narażonych na nienoszony kołnierz podczas drugiej części testu.

Dodatkowa analiza wykazała, że poziomy zamarzania (Rysunek 2A, test Manna-Whitneya, U = 0,000, p = 0,004) i oceny ryzyka (Rysunek 2B, test Manna-Whitneya, U = 4,000, p = 0,025) były wyższe w grupie Cat Odoror niż w grupie bezzapachowej podczas drugiej części testu. Nie stwierdzono istotnych różnic w zamrażaniu (Rysunek 2A, test Manna-Whitneya, U = 11 000, p = 0,256) i ocenie ryzyka (Rysunek 2B, test Manna-Whitneya, U = 15,00, p = 0,627) między dwiema grupami podczas pierwszych 10 minut ekspozycji na znajomy kontekst (KONTEKST). Wyniki te pokazują, że protokół jest odpowiedni do testowania zachowań obronnych w odpowiedzi na zapach sierści/skóry kota.

Warunkowa reakcja zagrożenia na kontekst testowy (CONTEXT) w dniu 1 jest pokazana w Rysunek 4. Szczury wystawione na działanie zapachu kota zostały zwrócone do komory testowej po 24 godzinach od pierwszego napotkania zapachu drapieżnika. W pierwszym dniu zwierzęta wykazywały wyższy poziom zamrażania (test Wilcoxona ze znakiem Rang, Z = -2,366, p = 0,018) i oceny ryzyka (test Wilcoxona ze znakiem ze stopniami, Z = -2,201, p = 0,028) w odpowiedzi na kontekst testowy niż w dniu 0. Ponadto nie stwierdzono różnic w poziomach zamrażania (test Wilcoxona ze znakiem ze znakiem, Z = -0,841, p = 0,400) lub oceny ryzyka (test rang ze znakiem Wilcoxona, Z = -0,943, p = 0,345) między CONTEXT a RETEST. Szczury wykazywały ten sam poziom zamarzania (test Wilcoxona ze znakiem , Z = -0,105, p = 0,917) i oceny ryzyka (test rang ze znakiem Wilcoxona, Z = -0,980, p = 0,327) podczas RETESTU i TESTU. Wyniki te wykazały, że pojedyncza 10-minutowa ekspozycja na zapach sierści/skóry kota skutkowała wyuczoną reakcją zagrożenia w kontekście, w którym zwierzęta zostały skonfrontowane z zapachem drapieżnika.

Rysunek 5 i Rysunek 6 pokazuje dwa zestawy eksperymentów z wykorzystaniem protokołu przedstawionego w tym artykule. Sprawdziliśmy, czy pierwotna kora interoceptywna (), region mózgu zaangażowany w przetwarzanie emocji8,30,31,32, jest niezbędna do wyrażania zachowań obronnych. Aktywację neuronalną wywołaną zapachem kota oceniano w, zliczając komórki c-Fos-ir w oddzielnych grupach zwierząt: warunki braku zapachu i zapachu kota. Szczury te zostały poddane eutanazji 90 minut po zakończeniu TESTU. Zaobserwowano istotny wzrost liczby neuronów c-Fos-ir w w grupie zapachu kota (test Manna-Whitneya, U = 3,000, p = 0,016) w porównaniu z grupą kontrolną (Ryc. 5).

figure-results-1
Rysunek 6: Inaktywacja pierwotnej kory interoceptywnej przez muscimol upośledza kontekstową pamięć zagrożeń. (A, B) Grupie leczonej wstrzyknięto sól fizjologiczną w dniu 0 i muscymol w dniu 1 w (grupa leczona). Szczurom kontrolnym wstrzyknięto sól fizjologiczną do w oba dni. W pierwszym dniu zwierzęta zostały zwrócone do znanej komory testowej i wystawione na działanie KONTEKSTU przez 10 minut, a następnie ponownie wystawione na działanie zapachu kota (RETEST) przez dodatkowy okres 10 minut. Kółka pokazują procent czasu spędzonego w zamrażaniu (czarne kółka) i zachowania związane z oceną ryzyka (otwarte kręgi). Przerywana linia oddziela test strachu wrodzonego (dzień 0, po lewej) od testu strachu kontekstowego (dzień 1, po prawej). Dane wyrażone są jako średnie + SEM. *p < 0,05. Ten rysunek został zmodyfikowany z 8. Skróty: = pierwszorzędowa kora interoceptywna; Sal-Sal = sól fizjologiczna wstrzyknięta w dniu 0 i dniu 1; Sal-Mus = sól fizjologiczna wstrzyknięta w dniu 0 i muscymol w dniu 1. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Zmierzyliśmy również wpływ inaktywacji muscymolem na kontekstową pamięć zagrożeń (Rysunek 6). Grupa leczona (szczury z salsusem) otrzymała wstrzyknięcie soli fizjologicznej do w dniu 0 i agonistę GABA-A muscimolu w dniu 1. Ta grupa zwierząt nie wykazywała żadnych różnic w poziomach zamrażania (Rysunek 6A, test Wilcoxona Signed-ranks, Z = -0,140, p = 0,889) lub oceny ryzyka (Rysunek 6B, test Wilcoxon Signed-ranks, Z = -0,700, p = 0,484) w dniu 1 w odpowiedzi na znajomy kontekst w porównaniu z dniem 0, co wskazuje na upośledzenie kontekstowej pamięci zagrożeń. Co ciekawe, zamrożenie (Rysunek 6A, test rang ze znakiem Wilcoxona, Z = -2,100, p = 0,036), ale nie ocena ryzyka (Rysunek 6B, test rang ze znakiem Wilcoxona, Z = -0,980, p = 0,327), zostało znacznie zmniejszone podczas RETESTU w porównaniu z TESTEM. To ostatnie odkrycie wskazuje, że wyciszenie w pierwszym dniu selektywnie osłabiało reakcję strachu, ale nie lęku na zapach drapieżnika. Podsumowując, wyniki te potwierdzają, że opisany powyżej protokół eksperymentalny jest odpowiedni do badania wrodzonych i wyuczonych reakcji obronnych na zagrożenia drapieżne.

Dyskusja

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany tutaj protokół oferuje innowacyjne podejście do oceny zachowań obronnych wywoływanych przez wrodzone i wyuczone bodźce awersyjne. Komora testowa bez bezpiecznej kryjówki (ryc. 1) oraz obroża nasączona zapachem skóry/futra kotki domowej po owariektomii zostały wykorzystane do wywołania silnego i trwałego stanu zagrożenia u szczurów, który może być przydatny do zbadania obwodów nerwowych leżących u podstaw adaptacyjnych i nieadaptacyjnych reakcji obronnych.

Powszechnie wiadomo, że przejawianie określonych reakcji obronnych zależy od cech zarówno bodźca zagrożeniowego, jak i sytuacji/środowiska, w którym zwierzę ma do czynienia21,33. Unikanie, ocena ryzyka i zamrażanie są częścią szerokiego repertuaru reakcji obronnych zwierząt, które mogą być wywołane przez zagrażające bodźce 9,19. Wybór dominującej reakcji obronnej zależy jednak od warunków środowiskowych, takich jak odległość od zagrożenia33 lub obecność bezpiecznego miejsca wewnątrz komory badawczej21,33. Na przykład, gdy szczury są umieszczane na arenie z kryjówką, w obecności zapachu kota, wykazują zachowania obronne, takie jak pozycje rozciągające/opiekuńcze, głowa poza kryjówką i unikanie 6,24,25. Z kolei zamrożenie, czujne skanowanie i pozycje rozciągania/uczestniczenia są silnie wywoływane w sytuacjach, gdy ucieczka nie jest możliwa, a odległość do zagrożenia nie jest zbyt krótka33,34.

Badania wykazały, że narażenie na niekontrolowany stresor wywołuje różnorodne konsekwencje behawioralne, które różnią się od tych, które występują, gdy stresor jest kontrolowany 35,36,37,38. Na przykład nieunikniony, ale nie unikniony, wstrząs ogonowy prowadzi do dużego wzrostu serotoniny w jądrze szwu grzbietowego 3 5 i zachowań podobnych do lęku mierzonych 24 godziny po doświadczeniu awersyjnym36. Co więcej, niekontrolowane stresory zwiększają warunkowanie strachu u zwierząt36,37 i ludzi38. Naszym początkowym uzasadnieniem dla opracowania protokołu było wystawienie szczurów na sytuację, w której nie mogą kontrolować bodźca awersyjnego, a tym samym wykazywać silnych i trwałych reakcji na zagrożenie oraz rozwijać ulepszone uczenie się kontekstowe po jednorazowej i krótkiej ekspozycji na zapach kota.

W opisanym tutaj projekcie eksperymentalnym brak kryjówki wywołał silny i trwały stan obronny, który na przemian przechodził między zamrożeniem (tj. całkowitym bezruchem z wyjątkiem oddychania28) i oceną ryzyka (tj. czujne skanowanie i pozycje rozciągania/uczestniczenia29), które są zwykle uważane za behawioralne przejawy strachu i stanów podobnych do lęku u gryzoni (Figura 3). Warto zauważyć, że ten sam wzorzec reakcji obronnych wystąpił 24 godziny później, gdy szczury zostały ponownie wystawione na kontekst testowy, co wskazuje, że pojedyncza 10-minutowa ekspozycja na zapach sierści/skóry kota jest wystarczająca, aby wywołać długotrwałe kontekstowe uczenie się zagrożeń, jak wcześniej zgłaszano 7,10,11,14,15,34,39 (Figura 4).

Obroża dla kota z wewnętrzną filcową wyściółką została wykorzystana do skutecznego zbierania i wychwytywania zapachów/zapachów, a tym samym uzyskania wiarygodnej próbki bodźca zagrożenia, który wywołał silną reakcję obronną. Naukowcy wykorzystali bodźce awersyjne, takie jak odchody kota, mocz lub trimetylotiazolina (TMT, składnik odchodów lisów) w podobnych pracach. Niemniej jednak bodźce te wydają się być mniej predykcyjne co do natychmiastowej obecności drapieżnika, ponieważ są mniej zdolne do wywoływania uczenia się kontekstowego 40,41. Zgodnie z wcześniejszymi ustaleniami 2,4,8,9,10,11,20,34,39, zapach kota jest niezawodnym wrodzonym bodźcem awersyjnym, który może wywoływać trwałe reakcje obronne i kontekstową pamięć zagrożeń u szczurów. Z biegiem lat ten rodzaj etologicznego behawioralnego modelu zwierzęcego coraz bardziej przyciąga zainteresowanie naukowców do badania stresu i zaburzeń związanych ze stresem 13,14,15,16,17,23,42, takich jak te związane z nieprzystosowawczymi wspomnieniami strachu, takimi jak PTSD.

Protokół ten ma być stosowany w połączeniu z różnymi technikami eksperymentalnymi, w tym na przykład z biologią molekularną i komórkową oraz elektrofizjologią u zwierząt czuwających i zachowujących się, które dają możliwość odpowiedzi na otwarte pytania i lepszego zrozumienia adaptacyjnych i nieadaptacyjnych reakcji na zagrożenia. W tym badaniu przetestowaliśmy ideę, że, region mózgu zaangażowany w przetwarzanie emocji, jest niezbędny do wyrażania zachowań obronnych. Eksperymenty behawioralne połączono z immunohistochemią c-Fos w celu zmapowania wzorców aktywności neuronalnej w w odpowiedzi na zapach kota i domózgowe wlewy agonisty receptora GABA-A, muscymolu, w celu odwracalnego wyciszenia i określenia jego udziału we wrodzonych i wyuczonych reakcjach zagrożenia na zapach drapieżnika. Odkrycia te ujawniły, że zapach kota wywołał wzrost aktywności neuronalnej w (Figura 5), a wyciszenie doprowadziło do poważnego deficytu kontekstowej pamięci zagrożeń (Figura 6).

Chociaż opisany tutaj protokół jest technicznie prosty do wdrożenia i wykonania, może pojawić się kilka komplikacji. Na przykład zanieczyszczenie krzyżowe zapachem kota może wystąpić, jeśli nienoszona obroża wejdzie w kontakt ze zużytą obrożą dla kota. W związku z tym obroże muszą być przechowywane oddzielnie podczas wszystkich zabiegów, a rękawiczki należy zmieniać po umieszczeniu zużytej obroży w komorze testowej. Jeśli eksperymentator chce przeprowadzić warunki zapachowe i bezzapachowe przy użyciu tej samej komory testowej, eksperymenty muszą być wykonywane w różnych dniach. Do tych eksperymentów można użyć dwóch identycznych komór testowych34, a szczury powinny być trzymane w oddzielnych pomieszczeniach, aby uniknąć komunikacji społecznej43. Problemem może być również stres wywołany ekspozycją na nowe bodźce w nieznanym środowisku. W związku z tym zwierzęta muszą mieć co najmniej trzy dni przyzwyczajenia się do środowiska testowego i procedur mających na celu zmniejszenie stresu i postawy obronnej powszechnie wykazywanych przez szczury w nowych sytuacjach. Ponadto czas wymagany na okres przyzwyczajenia powinien być dłuższy niż okres testowy. Na przykład, jeśli test trwa 10 minut, na okres przyzwyczajenia należy przeznaczyć 20 lub 30 minut.

Wreszcie, zachowania obronne powinny być najlepiej oceniane w ciemnej fazie cyklu, kiedy szczury są aktywne. Szczury muszą być utrzymywane w odwróconym cyklu światło/ciemność, aby umożliwić przeprowadzenie procedur doświadczalnych, gdy zarówno szczur, jak i eksperymentator znajdują się w fazie aktywnej. Zmiana cyklu światło/ciemność trwa nie dłużej niż 10 dni, a z doświadczenia wynika, że większość szczurów w tym stanie reaguje odpowiednio na zapach kota. Istnieje jednak kilka badań, które pokazują, że szczury Sprague-Dawley są mniej podatne na długotrwałe uwarunkowanie zagrożeń i niepokój niż szczury Wistar44. W związku z tym możliwe jest, że użycie szczurów rasy Wistar zamiast szczurów szczepu Sprague-Dawley może przynieść bardziej solidne wyniki.

Podsumowując, zapach kota jest etologicznie istotnym zagrażającym bodźcem, który wywołuje wiarygodne reakcje neuronalne, endokrynologiczne i behawioralne u szczurów. Spotkanie z zapachem kota w nieuniknionej komorze prowadzi do silnej i długotrwałej reakcji strachu/lęku u szczurów, co skutkuje szybkim i trwałym kontekstowym uczeniem się zagrożeń. Opisany powyżej protokół może być użytecznym narzędziem do badania strachu oraz adaptacyjnych i nieadaptacyjnych mechanizmów kodowania pamięci zagrożeń.

Oświadczenia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy tego manuskryptu nie mają konkurencyjnych interesów finansowych ani innych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Marceli Gonzalez za pomoc w procedurach laboratoryjnych, Mabel Matamala za wkład w projektowanie protokołu i Miguelowi Rojasowi za pomoc w ilustrowaniu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3-3′ chlorowodorek diaminobenzydyny (DAB)Bio-RadKolorymetryczne podłoże do bibuły; stosowany z koniugatem przeciwciała peroksydazy
Hermetyczny plastikowy pojemnikkomercyjnySłuży do przechowywania obroży
kotów Obroża dla kotahandloweszerokość 1,5, grubość 0,5, długość 30 cm
Kot OdórkotadomowegoOwariektomia kotki w pomieszczeniach i na zewnątrz karmiona zwykłą komercyjną karmą dla kotów.
Enrofloksacyna 5%Bayer(19 mg/kg i.p.). Stosowany w protokole operacyjnym.
EtanolSigma-Aldrich5% v/v do czyszczenia pudełka testowego
Kaniule prowadzącePlastic One26 gauge. Składa się z gwintowanego cylindrycznego plastikowego cokołu uformowanego wokół kawałka rurki ze stali nierdzewnej, która jest wszczepiana w określony obszar docelowy mózgu zgodnie ze współrzędnymi stereotaktycznymi.
Strzykawka HamiltonSigma-Aldrich1 uL. Stosowany w protokole inaktywacji
Nadtlenek wodoru 30%Merck MilliporeStosowany w procedurze immunohistochemicznej
Kaniula iniekcyjnaPlastikowy miernik One33. Kaniula ta jest wprowadzana do kaniuli prowadzącej, aby płyny były dozowane do określonego docelowego obszaru mózgu.
Ketamina (Imalgene)Rhodia MerieuxŚrodek uspokajający (100 mg / kg i.p.). Stosowany w protokołach chirurgicznych i immunohistochemicznych
Ketoprofen 1%Rhodia MerieuxAnti-infammatory (0,2 mg / kg i.p.). Stosowany w protokole operacyjnym.
Samce szczurówUniversidad Catò lica de ChileSzczep Sprague dawley (270– 290 g)
Mechaniczny cyfrowy licznik ręcznyKomercjalnyUżywany do liczenia komórek
MuscimolSigma-Aldrich0,5 ug / uL do zlokalizowanego obszaru mózgu
Normalna surowica koziaTechnologieStosowany w procedurze immunohistochemicznej
Okluder canulaePlastikowy JedenWkładany do kaniuli prowadzącej w celu jej uszczelnienia i zapobieżenia odpływowi płynu tkankowego po wstrzyknięciu.
Proszek paraformaldehyduSigma-AldrichSłuży do utrwalania tkanek
PBS 10x, pH 7,4Life TechnologiesStosowany w procedurze immunohistochemicznej
Przeciwciało pierwotneSigma, St LouisRabbit poliklonalny F7799 stosowany w procedurze immunohitochemicznej
Czerwona żarówka (80 watów)CromptomUżywany podczas protokołu
behawioralnegoPlastikowe Stosowanyw protokole chirurgicznym do zakotwiczania kaniul prowadzących w czaszce
Przeciwciało wtórneJackson immunoresearchAnty-królicze IgG (H+L) stosowane w procedurze immunohitochemicznej
Pojedyncza dawka sterylnego roztworu soli fizjologicznej 0,9%SalJet0,5 ug/uL do zlokalizowanego obszaru mózgu
Azydek soduSigma-AldrichStosowany w immunohistochemii procedura
SPSS dla systemu WindowsIBMw wersji 20.0. Oprogramowanie służące do statystycznej analizy danych
Aparat stereotaksjiKopfStosowany w protokole operacyjnym
Przezroczysta komora prostokątna z pleksizmontowana60 x 40 x 40 cm, dł., ., wys.); przezroczysta komora prostokątna z poli(metakrylanu metylu)
Triton X-100Merck MilliporeStosowany w procedurze immunohistochemicznej
ZestawVectastain ABC EliteSystemperoksydazy na bazie awidyny/biotyny Vector Laboratories stosowany do wykrywania przeciwciał drugorzędowych sprzężonych z biotyną
Stosowany w protokołach chirurgicznych i immunohistochemicznych.
dla wymiary : antybiotyk życia Kamera wideo Sony Preferuj użycie kamery noktowizyjnej Ksylazyna (Rompun) Bayer Środek uspokajający (20 mg / kg ip).

Bibliografia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Steimer, T. The biology of fear- and anxiety-related behaviors. Dialogues in Clinical Neuroscience. 4 (3), 231-249 (2002).
  2. Gross, C. T., Canteras, N. S. The many paths to fear. Nature Reviews. Neuroscience. 13 (9), 651-658 (2012).
  3. Harrison, L. A., Ahn, C., Adolphs, R. Exploring the structure of human defensive responses from judgments of threat scenarios. PLoS One. 10 (8), 0133682(2015).
  4. Papes, F., Logan, D. W., Stowers, L. The vomeronasal organ mediates interspecies defensive behaviors through detection of protein pheromone homologs. Cell. 141 (4), 692-703 (2010).
  5. Blanchard, R. J., Griebel, G., Andrew Henrie, J., Blanchard, D. C. Differentiation of anxiolytic and panicolytic drugs by effects on rat and mouse defense test batteries. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 21 (6), 783-789 (1997).
  6. Dielenberg, R. A., McGregor, I. S. Defensive behavior in rats towards predatory odors: a review. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 25 (7-8), 597-609 (2001).
  7. Muñoz-Abellan, C., Daviu, N., Rabasa, C., Nadal, R., Armario, A. Cat odor causes long-lasting contextual fear conditioning and increased pituitary-adrenal activation, without modifying anxiety. Hormones and Behavior. 56 (4), 465-471 (2009).
  8. Rodriguez, M., et al. Interoceptive insular cortex mediates both innate fear and contextual threat conditioning to predator odor. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 13, 283(2020).
  9. Blanchard, R. J., Yang, M., Li, C. I., Gervacio, A., Blanchard, D. C. Cue and context conditioning of defensive behaviors to cat odor stimuli. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 25 (7-8), 587-595 (2001).
  10. Takahashi, L. K., Chan, M. M., Pilar, M. L. Predator odor fear conditioning: current perspectives and new directions. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 32 (7), 1218-1227 (2008).
  11. de Lima, M. A. X., Baldo, M. V. C., Canteras, N. S. Revealing a cortical circuit responsive to predatory threats and mediating contextual fear memory. Cerebral Cortex. 29 (7), 3074-3090 (2019).
  12. Blanchard, D. C., Blanchard, R. J. Defensive behaviors, fear and anxiety. Handbook of anxiety and Fear. Blanchard, R. J., Blanchard, D. C., Griebel, G., Nutt, D. J. , Elsevier Academic Press. Amsterdam. 63-76 (2008).
  13. Armario, A., Escorihuela, R. M., Nadal, R. Long-term neuroendocrine and behavioural effects of a single exposure to stress in adult animals. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 32 (6), 1121-1135 (2008).
  14. Cohen, H., Matar, M. A., Joseph, Z. Animal models of posttraumatic stress. Preclinical models of neurologic and psychiatric disorders. Current Protocols in Neuroscience. 9, Chapter 9, Unit 9 45(2013).
  15. Liang, Z., King, J., Zhang, N. Neuroplasticity to a single-episode traumatic stress revealed by resting-state fMRI in awake rats. NeuroImage. 103, 485-491 (2014).
  16. Dengler, B. A., Hawksworth, S. A., Berardo, L., McDougall, I., Papanastassiou, A. M. Bilateral amygdala stimulation reduces avoidance behavior in a predator scent post-traumatic stress disorder model. Neurosurgical Focus. 45 (2), 16(2018).
  17. Ozbeyli, D., et al. Protective effects of vortioxetine in predator scent stress model of post-traumatic stress disorder in rats: role on neuroplasticity and apoptosis. Journal of Physiology and Pharmacology. 70 (4), 557-571 (2019).
  18. Graeff, F. G., Del-Ben, C. M. Neurobiology of panic disorder: From animal models to brain neuroimaging. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 32 (7), 1326-1335 (2008).
  19. Blanchard, D. C., Griebelb, G., Pobbec, R., Blanchard, R. J. Risk assessment as an evolved threat detection and analysis process. Brain Research. 35 (4), 991-998 (2011).
  20. Apfelbach, R., Blanchard, C. D., Blanchard, R. J., Hayes, R. A., McGregor, I. S. The effects of predator odors in mammalian prey species: a review of field and laboratory studies. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 29 (8), 1123-1144 (2005).
  21. Blanchard, D. C., Blanchard, R. J., Griebel, G. Defensive responses to predator threat in the rat and mouse. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 8, Unit 8.19 (2005).
  22. Zoladz, P. R., Conrad, C. D., Fleshner, M., Diamond, D. M. Acute episodes of predator exposure in conjunction with chronic social instability as an animal model of post-traumatic stress disorder. Stress. 11 (4), 259-281 (2008).
  23. Shallcross, J., et al. The divergent effects of CDPPB and cannabidiol on fear extinction and anxiety in a predator scent stress model of PTSD in rats. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 13, 91(2019).
  24. Dielenberg, R. A., Carrive, P., McGregor, I. S. The cardiovascular and behavioral response to cat odor in rats: unconditioned and conditioned effects. Brain Research. 897 (1), 228-237 (2001).
  25. Dielenberg, R. A., Leman, S., Carrive, P. Effect of dorsal periaqueductal gray lesions on cardiovascular and behavioral responses to cat odor exposure in rats. Behavioral Brain Research. 153 (2), 487-496 (2004).
  26. Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press. San Diego. (1997).
  27. Swanson, L. W. Brain maps: Structure of the rat brain. A laboratory guide with printed and electronic templates for data, models, and schematics. , Elsevier. (1998).
  28. Blanchard, R. J., Blanchard, D. C. Crouching as an index of fear. Journal of Comparative and Physiological Psychology. 67 (3), 370-375 (1969).
  29. Choy, K. H. C., Yu, J., Hawkes, D., Mayorov, D. N. Analysis of vigilant scanning behavior in mice using two-point digital video tracking. Psychopharmacology. 221 (4), 649-657 (2012).
  30. Casanova, J. P., et al. A role for the interoceptive insular cortex in the consolidation of learned fear. Behavioral Brain Research. 296, 70-77 (2016).
  31. Casanova, J. P., Aguilar-Rivera, M., Rodriguez, M., Coleman, T. P., Torrealba, F. The activity of discrete sets of neurons in the posterior insula correlates with the behavioral expression and extinction of conditioned fear. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1906-1913 (2018).
  32. Contreras, M., Ceric, F., Torrealba, F. Inactivation of the interoceptive insula disrupts drug craving and malaise induced by lithium. Science. 318 (3850), 655-658 (2007).
  33. McNaughton, N., Corr, P. J. A two-dimensional neuropsychology of defense: fear/anxiety and defensive distance. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 28 (3), 285-305 (2004).
  34. Blanchard, D. C., Canteras, N. S., Markham, C. M., Pentkowski, N. S., Blanchard, R. J. Lesions of structures showing FOS expression to cat presentation: effects on responsivity to a cat, cat odor and nonpredator threat. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 29 (8), 1243-1253 (2005).
  35. Maswood, S., Barter, J. E., Watkins, L. R., Maier, S. F. Exposure to inescapable but not escapable shock increases extracellular levels of 5-HT in the dorsal raphe nucleus of the rat. Brain Research. 783 (1), 115-120 (1998).
  36. Maier, S. F., et al. The role of the amygdala and dorsal raphe nucleus in mediating the behavioral consequences of inescapable shock. Behavioral Neuroscience. 107 (2), 377(1993).
  37. Maier, S. F., Grahn, R. E., Watkins, L. R. 8-OH-DPAT microinjected in the region of the dorsal raphe nucleus blocks and reverses the enhancement of fear conditioning and interference with escape produced by exposure to inescapable shock. Behavioral Neuroscience. 109 (3), 404-412 (1995).
  38. Hartley, C. A., Gorun, A., Reddan, M. C., Ramirez, F., Phelps, E. A. Stressor controllability modulates fear extinction in humans. Neurobiology of Learning and Memory. 113, 149-156 (2014).
  39. Staples, L. G., Hunt, G. E., Cornish, J. L., McGregor, I. S. Neural activation during cat odor-induced conditioned fear and 'trial 2' fear in rats. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 29 (8), 1265-1277 (2005).
  40. Blanchard, D. C., et al. Failure to produce conditioning with low-dose trimethylthiazoline or cat feces as unconditioned stimuli. Behavioral Neuroscience. 117 (2), 360-368 (2003).
  41. Rosen, J. B., Asok, A., Chakraborty, T. The smell of fear: innate threat of 2,5-dihydro-2,4,5-trimethylthiazoline, a single molecule component of a predator odor. Frontiers in Neuroscience. 9, 292(2015).
  42. Verbitsky, A., Dopfel, D., Zhang, N. Rodent models of post-traumatic stress disorder: behavioral assessment. Translational Psychiatry. 10 (1), 132(2020).
  43. Fendt, M., et al. Predator odor but not TMT induces 22-kHz ultrasonic vocalizations in rats that lead to defensive behaviors in conspecifics upon replay. Scientific Reports. 8, 11041(2018).
  44. Fragale, J. E., et al. Dysfunction in amygdala-prefrontal plasticity and extinction-resistant avoidance: A model for anxiety disorder vulnerability. Experimental Neurology. 275, 59-68 (2016).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zachowania obronnekontekstowa pami zagro eniazapach drapie nikazachowanie szczur wkora interoceptywnaimmunohistochemia c Fosinaktywacja muscymolemwarunkowanie l kowe
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły