Implantacja i sterowanie bezprzewodowymi, bezbateryjnymi systemami do łączenia nerwów obwodowych

Urazowe uszkodzenia nerwów obwodowych (PNI) występują w USA z roczną częstością około 200 000 rocznie¹. Większość pacjentów, którzy cierpią na PNI, pozostaje z trwałym upośledzeniem funkcjonalnym. W najgorszym przypadku może to spowodować paraliż mięśni i wywołać oporny na leczenie ból neuropatyczny tak silny, że pacjenci są skłonni poddać się amputacji kończyny w ramach leczenia². Największą przeszkodą w poprawie wyników PNI jest to, że regeneracja aksonów jest zbyt wolna w stosunku do odległości, na jaką muszą odrosnąć. Na przykład akson dorosłego człowieka rośnie z prędkością 1 mm dziennie, ale może być zmuszony do regeneracji na odległość >1000 mm w przypadku uszkodzenia w bliższej kończynie.

W obecnej praktyce klinicznej, ~50% PNI wymaga chirurgicznej naprawy³. Aby regeneracja nerwów zakończyła się sukcesem, aksony muszą (i) rosnąć w poprzek miejsca zmiany chorobowej (tj. przecinać szczelinę), a następnie (ii) regenerować się w dół ścieżki nerwowej, aby dotrzeć do celu narządu końcowego (tj. odrostu dystalnej) (Rysunek 1). Nie ma leków zatwierdzonych przez FDA, które przyspieszają regenerację nerwów. Status quo postępowania klinicznego PNI zmienił się tylko stopniowo w ciągu ostatnich kilku dekad i ogranicza się do technicznych udoskonaleń metod chirurgicznych, takich jak dystalne transfery nerwów ruchowych w celu zmniejszenia odległości, jaką muszą pokonać regenerujące się aksony⁴, lub "gotowe z półki" syntetyczne przewody nerwowe dla przypadków, gdy nerw proksymalny cofa się i nie można go bezpośrednio zszyć z powrotem⁵. Przeprowadzono jednak cztery randomizowane badania kliniczne dotyczące terapeutycznej stymulacji elektrycznej stosowanej do nerwów po operacji, które były jednoośrodkowymi badaniami prowadzonymi przez dr K. Ming Chana na Uniwersytecie Alberty, które wykazały znaczną poprawę reinerwacji mięśni^6,7,8 lub skin⁹. Podstawowe prace nad tym protokołem stymulacji elektrycznej zostały przeprowadzone w gryzoniach^10,11, gdzie wykazano, że stymulacja elektryczna działa specyficznie poprzez wzmacnianie przekraczania szczelin (Rysunek 1), ale nie odrastania dystalnego^12,13,14,15.

Chirurgiczne umieszczenie przezskórnych elektrod drucianych używanych we wszystkich czterech randomizowanych badaniach klinicznych stymulacji elektrycznej było konieczne, ponieważ jego efekty zależą od dostarczenia wystarczającej ilości prądu do depolaryzacji ciała komórki neuronu przy 20 Hz w sposób ciągły przez 1 h¹¹. W praktyce klinicznej ten protokół stymulacji elektrycznej nie jest tolerowany przez większość pacjentów przy intensywności wymaganej przez elektrody stymulujące powierzchnię na skórze z powodu bólu. Istnieją nietrywialne zagrożenia związane z uruchamianiem elektrod przezskórnych po operacji, takie jak głębokie zakażenie rany lub przypadkowe przemieszczenie przewodów z nerwów podczas transportu pacjenta z sali operacyjnej (OR). Ponadto wysoki koszt czasu spędzonego na sali operacyjnej sam w sobie zniechęca do podejmowania takich prób w takich warunkach, a nie podczas ostrej rekonwalescencji pooperacyjnej. Pojawia się nowa klasa bezprzewodowych, bezbateryjnych i w pełni wszczepialnych interfejsów nerwów obwodowych, aby rozwiązać ten problem z istniejącymi interfejsami nerwów obwodowych.

Ta nowa klasa bezprzewodowych wszczepialnych systemów elektronicznych jest gotowa do zwiększenia łatwości i elastyczności dozowania stymulacji elektrycznej oraz przełamania barier, które uniemożliwiają jej szersze zastosowanie kliniczne. W artykule opisano metody (i) chirurgicznego wszczepienia i (ii) bezprzewodowego zasilania i kontroli tego systemu w modelach nerwów kulszowych i przeponowych u dorosłych szczurów. Pokazuje, w jaki sposób interfejs nerwów obwodowych może wywoływać CMAP, dostarczać terapeutyczny protokół stymulacji elektrycznej, a nawet działać jako kanał do naprawy nerwów obwodowych. Przedstawione tutaj protokoły można dostosować do innych wariantów tej technologii, które mogą dostarczać impulsy świetlne do neuromodulacji za pośrednictwem optogenetyki¹⁶, kontrolowane uwalnianie leku¹⁷, lub powtarzające się napady stymulacji elektrycznej w czasie^18,19.

Wszystkie procedury opisane w tym protokole są przeprowadzane zgodnie z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Northwestern. Protokół ten jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami Centrum Medycyny Porównawczej Uniwersytetu Northwestern i IACUC. Konieczne jest skonsultowanie się z IACUC przy dostosowywaniu protokołów.

1. Produkcja bezprzewodowych stymulatorów elektronicznych (Rysunek 2)

1. Użyj miedzi/poliimidu/miedzi (miedź o grubości 18 μm na górze i na dole, poliimid o grubości 75 μm) jako podłoże dla cewki kombajnu o częstotliwości radiowej (tj. bezprzewodowej anteny odbiorczej).
2. Użyj bezpośredniej ablacji laserowej, aby wykonać otwory na elektrody na górnej i dolnej warstwie miedzi i ukształtować urządzenie. Połącz elektrycznie górną i dolną warstwę za pomocą srebrnej pasty przez otwory.
3. Przymocuj elementy elektroniczne za pomocą opakowania komercyjnego, takiego jak dioda i kondensator, poprzez.
4. Użyj bioresorbowalnego dynamicznego kowalencyjnego poliuretanu (b-DCPU; o grubości 200 μm) zamkniętego molibdenem (Mo; 15 μm grubości; struktura serpentynowa) jako rozciągliwych elektrod przedłużających19.
5. Uformuj elektrodę mankietową do interfejsu między urządzeniem a nerwem za pomocą folii z poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA) (o grubości 300 μm).
6. Po podłączeniu anteny odbiornika bezprzewodowego i rozciągliwej elektrody przedłużającej, należy obudować antenę odbiornika bezprzewodowego i połączenie za pomocą komercyjnego wodoodpornego żywicy epoksydowej lub polidimetylosiloksanu (PDMS). Zobacz Rysunek 2 (po prawej) dla w pełni zmontowanego urządzenia.
7. Potwierdź bezprzewodowe działanie urządzenia, używając generatora przebiegów do generowania jednofazowych impulsów elektrycznych przez cewkę pierwotną (tj. cewkę transmisyjną).
   UWAGA: Badając rekrutację aksonów obwodowych i indukcję regeneracji aksonów przez bodźce jednofazowe i dwufazowe, wcześniejsze badania wykazały znikomy efekt ze względu na różnice w charakterystyce kształtu fali²⁰, a ta grupa była w stanie osiągnąć terapeutyczne wzmocnienie stymulacji elektrycznej przy tych samych parametrach prądu monofazowego u myszy²¹ i szczurów¹⁸. Ponadto we wcześniejszych badaniach analizowano biokompatybilność in vivo i in vitro i nie znaleziono żadnych dowodów na uszkodzenie tkanek w wyniku działania cieplnego lub samych materiałów. Ze względu na te wyniki i ograniczony czas trwania terapeutycznej stymulacji elektrycznej w niniejszym badaniu, w tym protokole zastosowano bodźce jednofazowe, a nie dwufazowe.
8. Zmierz wynikowe napięcie wyjściowe prądu stałego za pomocą oscyloskopu podłączonego do elektrody mankietowej.

2. Przygotowanie urządzenia do implantacji

1. Umieść implanty na sterylnej szalce Petriego i zaklej ją parafilmem.
2. Naświetlać urządzenia światłem UV przez 30 minut z każdej strony.

3. Zabieg chirurgiczny polegający na wszczepieniu szczurowi prawego nerwu kulszowego bezprzewodowego, bezbateryjnego interfejsu nerwowego do stymulacji elektrycznej (Rysunek 3)

UWAGA: Utrzymuj sterylne warunki. Wykonuj operacje w wyznaczonym obszarze operacyjnym sali zabiegowej dla zwierząt. Podczas operacji chirurg założy maskę na twarz, płaszcz, czapkę i sterylne rękawiczki. Jeśli wykonywana jest więcej niż jedna operacja, zmieniaj sterylne rękawiczki między zwierzętami i używaj czystych, sterylnych narzędzi chirurgicznych do każdej operacji. Sterylizuj narzędzia między operacjami poprzez sterylizację termiczną (sterylizator w autoklawie lub szklanych kulkach). Użyj dorosłych szczurów Sprague-Dawley o wadze 200-250 g.

1. Wywołać znieczulenie za pomocą znieczulenia gazowego izofluranem (3% indukcji, 1-3% leczenia podtrzymującego) w tlenie (2 l/min), z podskórnym podaniem meloksykamu (1-2 mg/kg). Zakryj oczy szczurów specjalną maścią okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu.
2. Umieść szczury w pozycji leżącej na zdezynfekowanych stołach chirurgicznych do kolejnych zabiegów. Przez pozostały czas trwania zabiegu należy oceniać częstość oddechów (powinna wynosić ~2/s), kolor tkanek i głębokość znieczulenia nie rzadziej niż co 15 minut i odpowiednio utrzymywać poziom izofluranu. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając odruch pedałowania (brak reakcji na mocne uszczypnięcie palca). Monitoruj błony śluzowe, które powinny pozostać różowe i wilgotne.
3. Ogol obszar operacyjny, w tym prawą nogę i dolną połowę pleców. Wyszoruj ogoloną powierzchnię chirurgiczną wacikiem betadynowym, a następnie wacikiem medycznym z 70% etanolu medycznego i powtórz ten proces peelingu trzy razy w celu dezynfekcji skóry.
4. Wykonaj 1,5 – 2 cm nacięcie w skórze równolegle do prawej kości udowej za pomocą nożyczek do tkanek, a następnie oddzielenie podskórnej tkanki łącznej na grzbiecie (bezpośrednio przyśrodkowo do nacięcia), aby oczyścić podskórną kieszeń na cewkę odbiorczą (Rysunek 4A). Wykonaj kolejne nacięcie (1,2-1,5 cm) na prawym mięśniu pośladkowym równolegle do nacięcia skóry.
5. Delikatnie odizoluj nerw kulszowy za pomocą metalowych sond preparacyjnych z końcami (Rysunek 4B).
   UWAGA: Nerw kulszowy znajduje się głęboko w mięśniu dwugłowym uda i biegnie równolegle do kości udowej. Sugerowany jest zakres preparacyjny.
6. Wszczep bezprzewodowe, bezbateryjne urządzenie na nerw kulszowy (Rysunek 4C), owijając mankiet wokół izolowanego prawego nerwu kulszowego, nie napinając nerwu ani nie zniekształcając jego ścieżki^18,19,20. Zaznacz na skórze miejsce, w którym znajduje się cewka odbiorcza w celu dalszej stymulacji elektrycznej.
7. Zszyj nacięcie mięśnia pośladkowego za pomocą szwów wchłanialnych (Rysunek 4D).
   UWAGA: Górna połowa cewki odbiornika znajduje się nad mięśniem pośladkowym, a interfejs mankietu pod nim.
8. Zamknij nacięcie skóry za pomocą klipsów do ran (lub zakopanego szwu; Rysunek 4E). Dopasuj krawędzie skóry.
9. Dostarcz 1 godzinę ciągłej pooperacyjnej stymulacji elektrycznej 20 Hz z szerokością impulsu 200 μs w znieczuleniu (Rysunek 4F). Zwierzęta powinny wracać do swoich domowych klatek po całkowitym wyzdrowieniu ze znieczulenia.
   UWAGA: Szczegółowy protokół jest opisany poniżej. Cewka odbiorcza jest pokazana nad skórą w Rysunek 4F.
10. Leczenie pooperacyjne
    1. Umieść szczura w klatce regeneracyjnej bez ściółki, wyłożonej ręcznikami papierowymi, z połową klatki umieszczoną na odpowiednim źródle ciepła o regulowanej temperaturze (atestowana poduszka grzewcza).
    2. Uważnie monitoruj szczura, aż zacznie chodzić. Po przejściu do fazy ambulatoryjnej i ocenie, że jest stabilny, wróć do klatki domowej i obserwuj reintegrację społeczną.
    3. Po ostrym wyzdrowieniu należy monitorować szczury pod kątem zakażenia miejsca nacięcia i objawów bólu neurogennego, w tym między innymi pilnowania, wicia się, drapania i samookaleczania. Monitoruj szczury codziennie przez 5-dniowy okres rekonwalescencji pooperacyjnej, a następnie co najmniej raz na trzy dni, jeśli szczury nie zostaną uśmiercone w 5 dniu.
    4. Meloksykam (1-2 mg/kg) należy podawać podskórnie raz na dobę przez dwa do trzech dni po zabiegu, w zależności od poziomu odczuwanego bólu/dyskomfortu u zwierzęcia. W przypadku podejrzenia uporczywego bólu, należy kontynuować podawanie meloksykamu po tym okresie po operacji, a jeśli okaże się, że jest on oporny, należy wcześnie poddać szczura eutanazji w porozumieniu z zespołem weterynaryjnym.
    5. Usuń szwy skórne lub klipsy do ran 10-12 dni po zabiegu.

4. Zabieg chirurgiczny implantacji nerwu przeponowego lewego nerwu przeponowego szczura za pomocą bezprzewodowych stymulatorów (Rysunek 5A)

UWAGA: Utrzymuj sterylne warunki, jak w sekcji 3. Użyj dorosłych szczurów Sprague-Dawley o wadze 200-250 g. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przed użyciem.

1. Wywołać znieczulenie za pomocą znieczulenia gazowego izofluranem (3% indukcji, 1-3% leczenia podtrzymującego) w tlenie (2 l/min), z podskórnym podaniem meloksykamu (1-2 mg/kg). Zakryj oczy szczura specjalną maścią okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu.
2. Umieść szczury w pozycji leżącej na zdezynfekowanych stołach chirurgicznych do kolejnych zabiegów. Przez pozostały czas trwania zabiegu należy oceniać częstość oddechów, kolor tkanek i głębokość znieczulenia nie rzadziej niż co 15 minut i odpowiednio utrzymywać poziom izofluranu. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając odruch pedałowania (brak reakcji na mocne uszczypnięcie palca). Monitoruj błony śluzowe, które powinny pozostać różowe i wilgotne.
3. Ogolić obszar chirurgiczny po brzusznej stronie szyi. Wyszoruj ogoloną powierzchnię chirurgiczną wacikiem betadynowym, a następnie wacikiem medycznym z 70% etanolu medycznego i powtórz ten proces peelingu trzy razy w celu dezynfekcji skóry.
4. Bupiwakainę (2 mg/kg, rozcieńczoną w soli fizjologicznej nieprzekraczającą całkowitej objętości 0,5 ml) podawać podskórnie w linii środkowej szyi, kierując się do najbardziej powierzchownej warstwy. Wykonaj 3-centymetrowe nacięcie w linii środkowej przez skórę i powierzchowną powięź szyjną, aby odsłonić mięśnie mostkowo-gnykowe i mostkowo-obojczykowo-sutkowe (Ryc. 5B).
   UWAGA: Sugerowana jest luneta preparacyjna.
5. Podnieś mostkowo-obojczykowo-sutkowy za pomocą delikatnego rozwarstwienia za pomocą sondy i cofnij go na boki za pomocą pętli naczynia (Rysunek 5C). Delikatnie uwolnij i schuj omohyoid. Następnie delikatnie uwolnij i przyśrodkowo wsuń nerw błędny i pęczek szyjny pod mięśniem omohyoidalnym.
   UWAGA: Główna różnica dotyczy tutaj nerwu błędnego i nerwu przeponowego. Wytnij omohyoid, jeśli to konieczne, aby odsłonić znajdujące się pod spodem struktury.
6. Wyizoluj nerw przeponowy (Rysunek 5D).
   UWAGA: Nerw przeponowy biegnie wzdłuż powierzchni mięśnia pochyłego przedniego, biegnąc jako wyraźnie mały nerw podłużny przecinający się prostopadle do splotu ramiennego. W przeciwieństwie do nerwu kulszowego, anatomia wokół nerwu przeponowego na szyi jest bardziej złożona. Aby uzyskać najlepsze wyniki, wykonaj potwierdzenie elektrofizjologiczne (krok 4.7) przed implantacją.
7. Umieść elektrodę rejestrującą podskórnie, tylko doogonowo do klatki piersiowej, ipsilateralnie do izolowanego nerwu przeponowego (Rysunek 5E). Umieść stymulatory na nerwie przeponowym i potwierdź za pomocą sygnalizacji synchronicznej (Rysunek 6).
   UWAGA: Typowe jest wywołanie maksymalnej odpowiedzi przy intensywności bodźca ~3-6 mA i czasie trwania bodźca 0,02 ms.
8. Sprawdź całkowite przecięcie nerwu przeponowego, wykazując całkowite zniesienie wywołanej reakcji, gdy bodziec elektryczny jest stosowany na bliższym końcu nerwu w stosunku do miejsca przecięcia (Rysunek 6).
9. Wszczepij bezprzewodowe, bezbateryjne urządzenie na nerw przeponowy (Rysunek 5F), umieszczając cewkę odbiorczą urządzenia do implantacji na mięśniu mostkowo-gnykowym, głęboko w stosunku do obustronnych mięśni mostkowo-obojczykowo-sutkowych, z mankietem wokół nerwu przeponowego i elektrodami kontaktowymi umieszczonymi prostopadle do nerwu.
10. Zamknij powierzchowną powięź szyjną za pomocą prostych wchłanialnych szwów do biegania (Rysunek 5G). Zamknij skórę przerwanymi odwróconymi wchłanialnymi szwami w głębokiej skórze właściwej. Zwierzęta należy umieścić w ich klatkach domowych dopiero po całkowitym wyzdrowieniu ze znieczulenia.
11. W przypadku leczenia pooperacyjnego wykonaj krok 3.10.

5. Bezprzewodowe dostarczanie terapeutycznej stymulacji elektrycznej

1. Zastosuj stymulację elektryczną przez 1 godzinę u szczurów w znieczuleniu ogólnym. W celu stymulacji bezprzewodowej umieść generator falowy/funkcyjny (napięcie: 1-15 Vpp) i opcjonalny wzmacniacz nad zwierzęciem, aby dostarczyć energię elektryczną do zewnętrznej cewki indukcyjnej (tj. cewki transmisyjnej) (dwuwymiarowa cewka spiralna z 5 zwojami; średnica: 2 cm), aby zapewnić dobre sprzężenie indukcyjne z wszczepioną cewką odbiorczą. Dostarczaj jednofazowe impulsy 200 μs przy 20 Hz przez 1 godzinę.
2. Aby zweryfikować i określić ilościowo dostarczanie stymulacji elektrycznej, rejestruj CMAP z mięśnia piszczelowego przedniego, dostosowując napięcie stymulacji, aby zapewnić supramaksymalną aktywację nerwu kulszowego. Używaj koncentrycznych elektrod igłowych do wszystkich nagrań.
   UWAGA: Jeśli generowane przez funkcję maksymalne napięcie jest niewystarczające do wywołania maksymalnej odpowiedzi, użyj amplifier.

6. Eutanazja

1. Metoda podstawowa
   1. Umieść klatkę pod komorą dostarczania CO₂ , ustawioną na szybkość 8-12 l/min (lub odpowiednie natężenie przepływu w zależności od wielkości komory). Monitoruj szczury pod kątem utraty przytomności, a następnie przez co najmniej 1 minutę od ustania oddychania.
2. Metoda drugorzędna
   1. Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy lub obustronną torakotomię.

W modelu uszkodzenia nerwu kulszowego, implant jest umieszczany wokół prawego nerwu kulszowego przed kompleksową naprawą gałęzi nerwu piszczelowego (Rysunek 3, Rysunek 4A, oraz Rysunek 7A). Koncentryczna elektroda igłowa o gramaturze 30 G jest umieszczana w prawym mięśniu piszczelowym przednim w celu określenia parametrów bodźca potrzebnych do stymulacji elektrycznej o maksymalnej intensywności. Eksperymenty te obejmują zwiększanie intensywności stymulacji, aż do maksymalnego ustabilizowania się wielkości odpowiedzi. Ponieważ piszczel przednia jest unerwiona przez gałąź strzałkową nerwu kulszowego, jest ona oszczędzana w uszkodzeniu przecięcia nerwu piszczelowego. W ten sposób zapis z kości piszczelowej przedniej umożliwia ciągłe monitorowanie zabiegu elektrostymulacji.

Dla impulsu pojedynczego bodźca dostarczanego przez elektrodę drucianą do prawego nerwu kulszowego (5 mA, 0,02 ms), generowana jest maksymalna odpowiedź CMAP z ujemną amplitudą piku 5,4 mV zarejestrowaną na ipsilateralnej kości piszczelowej przedniej (Rysunek 7B; ślad). W przypadku porównywalnego impulsu bodźcowego dostarczanego przez bezprzewodowy, bezbateryjny implant, porównywalna odpowiedź CMAP jest wywoływana przy ujemnej amplitudzie piku 4,6 mV (Rysunek 7B; pomarańczowy ślad). Jest to zgodne z niedawnym raportem, według którego bezprzewodowa stymulacja nerwów osiąga średnio 88% CMAP z przewodowej stymulacji nerwów21, znacznie powyżej progu wymaganego dla efektów terapeutycznych w badaniach klinicznych6,7,8,9. W przedstawionym przykładzie dłuższe opóźnienie stymulatora bezprzewodowego w porównaniu ze stymulatorem przewodowym wynikało z jego większej odległości od zarejestrowanego mięśnia.

W modelu nerwu przeponowego, implant jest umieszczany wokół prawego nerwu przeponowego przed przecięciem (Rysunek 5). Aby określić parametry bodźca potrzebne do stymulacji elektrycznej o maksymalnej intensywności, koncentryczną elektrodę igłową o gramaturze 30 G umieszcza się podskórnie na prawym (ipsilateralnym) przednim brzegu żebrowym, aby rejestrować z prawej półprzepony. Eksperymenty polegają na podnoszeniu napięcia stymulacji do momentu, gdy wielkość odpowiedzi ustabilizuje się na maksimum. Ponieważ nerw przeponowy może być trudny do odizolowania od otaczających go struktur nerwowo-naczyniowych, jego tożsamość można potwierdzić, wywołując reakcję skurczową (Ryc. 6; pomarańczowy ślad). Specyficzność stymulacji można dodatkowo zweryfikować poprzez przecięcie nerwu przeponowego dystalnie do mankietu elektrody nerwowej, a następnie zniesienie reakcji skurczowej (Ryc. 6; ślad).

Powtarzalna terapia stymulacją elektryczną o niskiej częstotliwości może być dostarczana do nerwu kulszowego przez 1 godzinę przy użyciu ustalonego protokołu, który wspomaga regenerację aksonów (6,7,8,9,10,11; Rysunek 8). Interfejs mankietowy implantu bezprzewodowego umieszczono na prawym nerwie kulszowym, a koncentryczną elektrodę igłową o sile 30 G umieszczono na prawym mięśniu piszczelowym przednim w celu monitorowania leczenia. Rysunek 8A pokazuje cztery sekwencyjne skoki w zarejestrowanej elektromiografii na początku (0 min) stymulacji elektrycznej 1 h 20 Hz. Rysunek 8B pokazuje cztery inne skoki zarejestrowane w ciągu 40 minut 1-godzinnej stymulacji elektrycznej z niewielkim spadkiem maksymalnej amplitudy, co jest zgodne z wzorcem zmęczenia odnotowanym w terapii stymulacją elektryczną opartą na drutach15,21.

Stopień regeneracji nerwów obwodowych można ocenić za pomocą znaczników wstecznych nałożonych dystalnie na miejsce uszkodzenia nerwu. Ponieważ aksony obwodowe wyrastają z wielu pędów pobocznych, śledzenie wsteczne i zliczanie somy neuronu ruchowego w rdzeniu kręgowym pozwala na dokładniejszą ocenę liczby regenerujących się neuronów niż liczenie regenerujących się aksonów w samym nerwie31. Aby to zademonstrować, pień nerwu kulszowego został przecięty przez uraz zmiażdżenia. Po 3 tygodniach rekonwalescencji dwa różne fluorescencyjne barwniki wsteczne zostały podane na dwie gałęzie nerwu kulszowego: nerw strzałkowy (zielony) i nerw piszczelowy (czerwony) odpowiednio (Ryc. 9A). Rysunek 9B-D pokazuje podświetlone podgrupy dolnych neuronów ruchowych w odcinku lędźwiowym rdzenia kręgowego rogu przedniego, które tworzą albo nerw piszczelowy (Rysunek 9B), albo nerw strzałkowy (Rysunek 9C). Obraz nakładki pokazuje dwie odrębne kolumny oznaczonych neuronów w przednim rogu rdzenia kręgowego, które można określić ilościowo pod względem rozkładu przestrzennego i liczby neuronów ruchowych, które zregenerowały akson dystalnie do miejsca uszkodzenia (Ryc. 9D).

Rysunek 1: Model regeneracji nerwów. (A) Skrzyżowanie szczeliny następuje wcześnie po naprawie nerwu, gdy aksony rosną od bliższego do dystalnego końca nerwu po naprawie. (B) Czas trwania odrastania dystalnego jest związany z odległością od docelowego narządu końcowego (np. skóry, mięśnia) i szybkością odrastania aksonów. Większość terapii mających na celu poprawę naprawy nerwów jest ukierunkowana na jeden lub oba te procesy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Ilustracja przedstawiająca produkcję bezprzewodowego stymulatora elektronicznego. Po lewej, szczegółowe warstwy struktury urządzenia, w tym okrągła cewka kombajnu o częstotliwości radiowej, rozciągliwa elektroda przedłużająca i mankiet nerwowy owijający się wokół nerwu będącego przedmiotem zainteresowania. Po prawej, uproszczona ilustracja przedstawiająca trzy części urządzenia. Skróty: PLGA = poli(kwas mlekowo-ko-glikolowy); b-DCPU = bioresorbowalny dynamiczny kowalencyjny poliuretan. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Implantacja bezprzewodowego, bezbateryjnego interfejsu nerwowego w modelu nerwu kulszowego szczura. (A) Ilustracja przedstawia w pełni wszczepialny system w prawym nerwie kulszowym szczura. (B) Górny panel pokazuje interfejs elektrody umieszczony na nerwie kulszowym tuż proksymalnie do końcowej naprawy prawego nerwu piszczelowego. Dolny panel pokazuje interfejs elektrody z przedłużonym mankietem nerwowym, który wypełnia naprawę szczeliny między bliższym końcem a dystalnym kikutem nerwu. Skrót: PLGA = poli(kwas mlekowo-ko-glikolowy). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 4: Procedura implantacji nerwu kulszowego. (A) Nacięcie na skórze, podskórnej tkance łącznej i mięśniu pośladkowym w celu odsłonięcia ścięgna podkolanowego. (B) Izolowany nerw kulszowy (strzałka). (C) Wyrób po implantacji z mankietem nerwowym, drutami (biała gwiazdka) i widocznym implantem (gwiazda). (D) Zamknięcie tkanki łącznej za pomocą szwu. (E) Zamknięcie nacięcia za pomocą klipsów do ran. (F) Bezprzewodowa stymulacja elektryczna generowana przez cewkę umieszczoną nad skórą. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 5: Procedura implantacji nerwu przeponowego. (A) Widok brzuszny szyi w pozycji leżącej. (B) Nacięcie na skórze i podskórnej tkance łącznej w celu odsłonięcia mięśnia mostkowo-gnykowego. (C) Analiza potencjalnej przestrzeni między mięśniem omohyoidalnym a mięśniem mostkowo-obojczykowo-sutkowym. (D) Nerw przeponowy (strzałka), odizolowany od splotu ramiennego. (E) Przeponowe elektromiograficzne potwierdzenie nerwu przeponowego. strzałka, elektroda rejestrująca. Czerwona strzałka, stymulatory. (f) Implantacja. (G) Zamknięcie skóry głębokimi szwami skórnymi. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 6: Potwierdzenie całkowitego uszkodzenia przecięcia nerwu przeponowego przez wywołanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni z przepony. Przed przecięciem nerwu przeponowego (ORANGE) elektryczna stymulacja nerwu przeponowego wywołała złożone potencjały czynnościowe mięśni na przeponie ipsilateralnej, które zostały zniesione przez przecięcie nerwu przeponowego (BLACK). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 7: Reprezentatywne badania przewodnictwa nerwowego porównujące stymulację elektryczną bezprzewodową i przewodową. (A) Ilustracja rozmieszczenia urządzeń bezprzewodowych (CZARNYCH) i przewodowych (POMARAŃCZOWYCH) na nerwie kulszowym. Elektrodę rejestrującą umieszczono w kości piszczelowej przedniej. (B) Złożone potencjały czynnościowe mięśni wywołane przez implant przewodowy (POMARAŃCZOWY) w porównaniu z implantem bezprzewodowym (). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 8: Zapis EMG z mięśnia TA z powtarzalną stymulacją elektryczną 20 Hz przez 1 godzinę z implantów. (A) Ślad EMG przy min 1 e-stim. (B) Ślad EMG przy min 40 e-stim. Skróty: EMG = elektromiografia; TA = piszczel przednia; e-stim = stymulacja elektryczna; min = minuta. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 9: Reprezentatywne obrazy regeneracji nerwu kulszowego. (A) Ilustracja uszkodzenia nerwu kulszowego i fluorescencyjnego znakowania wstecznego. Aksony nerwu kulszowego zostały przecięte przez uraz zmiażdżenia. Po 3 tygodniach rekonwalescencji jego dystalne gałęzie - nerw strzałkowy (na zielono) i nerw piszczelowy (na czerwono) - zostały oznaczone wstecznie. (B-D) Obrazy lędźwiowego rdzenia kręgowego pokazujące somę neuronalną w obrębie przedniego rogu mięśniowego. Podziałka = 30 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.