Artykuł metodologiczny

Implantacja i sterowanie bezprzewodowymi, bezbateryjnymi systemami do łączenia nerwów obwodowych

9.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63085

⸱

20 października 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Regenerative Rehabilitation, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 2Northwestern University Interdepartmental Neuroscience Program, 3Center for Bio-integrated Electronics, Querrey Simpson Institute for Bioelectronics, Northwestern University, 4Department of Materials Science and Engineering, Northwestern University, 5Department of Civil and Environmental Engineering, Northwestern University, 6Department of Mechanical Engineering, Northwestern University, 7Arms and Hands Lab, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 8Division of Plastic and Reconstructive Surgery, Biologics, Shirley Ryan AbilityLab, Northwestern University, 9Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 10Department of Neurological Surgery, Northwestern University, 11Department of Chemistry, Northwestern University, 12Department of Electrical and Computer Engineering, Northwestern University, 13The Ken and Ruth Davee Department of Neurology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

To jest protokół chirurgicznego wszczepienia i obsługi bezprzewodowo zasilanego interfejsu dla nerwów obwodowych. Pokazujemy użyteczność tego podejścia na przykładach stymulatorów nerwów umieszczonych na nerwie kulszowym lub przeponowym szczura.

Streszczenie

Interfejsy nerwów obwodowych są często używane w neuronauce eksperymentalnej i medycynie regeneracyjnej do szerokiej gamy zastosowań. Takimi interfejsami mogą być czujniki, siłowniki lub jedno i drugie. Tradycyjne metody łączenia nerwów obwodowych muszą być albo przywiązane do systemu zewnętrznego, albo polegać na zasilaniu bateryjnym, które ogranicza ramy czasowe operacji. Dzięki niedawnym osiągnięciom bezprzewodowych, bezbateryjnych i w pełni wszczepialnych interfejsów nerwów obwodowych, nowa klasa urządzeń może oferować możliwości, które dorównują lub przewyższają możliwości ich przewodowych lub zasilanych bateryjnie prekursorów. W artykule opisano metody (i) chirurgicznego wszczepienia oraz (ii) bezprzewodowego zasilania i sterowania tym systemem u dorosłych szczurów. Modele nerwu kulszowego i przeponowego zostały wybrane jako przykłady, aby podkreślić wszechstronność tego podejścia. W artykule pokazano, w jaki sposób interfejs nerwów obwodowych może wywoływać złożone potencjały czynnościowe mięśni (CMAP), dostarczać terapeutyczny protokół stymulacji elektrycznej i zawierać kanał do naprawy uszkodzenia nerwów obwodowych. Takie urządzenia oferują rozszerzone możliwości terapeutyczne stymulacji jednodawkowej lub wielokrotnej dawki i mogą być dostosowane do różnych lokalizacji nerwowych.

Wprowadzenie

Urazowe uszkodzenia nerwów obwodowych (PNI) występują w USA z roczną częstością około 200 000 rocznie1. Większość pacjentów, którzy cierpią na PNI, pozostaje z trwałym upośledzeniem funkcjonalnym. W najgorszym przypadku może to spowodować paraliż mięśni i wywołać oporny na leczenie ból neuropatyczny tak silny, że pacjenci są skłonni poddać się amputacji kończyny w ramach leczenia2. Największą przeszkodą w poprawie wyników PNI jest to, że regeneracja aksonów jest zbyt wolna w stosunku do odległości, na jaką muszą odrosnąć. Na przykład akson dorosłego człowieka rośnie z prędkością 1 mm dziennie, ale może być zmuszony do regeneracji na odległość >1000 mm w przypadku uszkodzenia w bliższej kończynie.

W obecnej praktyce klinicznej, ~50% PNI wymaga chirurgicznej naprawy3. Aby regeneracja nerwów zakończyła się sukcesem, aksony muszą (i) rosnąć w poprzek miejsca zmiany chorobowej (tj. przecinać szczelinę), a następnie (ii) regenerować się w dół ścieżki nerwowej, aby dotrzeć do celu narządu końcowego (tj. odrostu dystalnej) (Rysunek 1). Nie ma leków zatwierdzonych przez FDA, które przyspieszają regenerację nerwów. Status quo postępowania klinicznego PNI zmienił się tylko stopniowo w ciągu ostatnich kilku dekad i ogranicza się do technicznych udoskonaleń metod chirurgicznych, takich jak dystalne transfery nerwów ruchowych w celu zmniejszenia odległości, jaką muszą pokonać regenerujące się aksony4, lub "gotowe z półki" syntetyczne przewody nerwowe dla przypadków, gdy nerw proksymalny cofa się i nie można go bezpośrednio zszyć z powrotem5. Przeprowadzono jednak cztery randomizowane badania kliniczne dotyczące terapeutycznej stymulacji elektrycznej stosowanej do nerwów po operacji, które były jednoośrodkowymi badaniami prowadzonymi przez dr K. Ming Chana na Uniwersytecie Alberty, które wykazały znaczną poprawę reinerwacji mięśni6,7,8 lub skin9. Podstawowe prace nad tym protokołem stymulacji elektrycznej zostały przeprowadzone w gryzoniach10,11, gdzie wykazano, że stymulacja elektryczna działa specyficznie poprzez wzmacnianie przekraczania szczelin (Rysunek 1), ale nie odrastania dystalnego12,13,14,15.

Chirurgiczne umieszczenie przezskórnych elektrod drucianych używanych we wszystkich czterech randomizowanych badaniach klinicznych stymulacji elektrycznej było konieczne, ponieważ jego efekty zależą od dostarczenia wystarczającej ilości prądu do depolaryzacji ciała komórki neuronu przy 20 Hz w sposób ciągły przez 1 h11. W praktyce klinicznej ten protokół stymulacji elektrycznej nie jest tolerowany przez większość pacjentów przy intensywności wymaganej przez elektrody stymulujące powierzchnię na skórze z powodu bólu. Istnieją nietrywialne zagrożenia związane z uruchamianiem elektrod przezskórnych po operacji, takie jak głębokie zakażenie rany lub przypadkowe przemieszczenie przewodów z nerwów podczas transportu pacjenta z sali operacyjnej (OR). Ponadto wysoki koszt czasu spędzonego na sali operacyjnej sam w sobie zniechęca do podejmowania takich prób w takich warunkach, a nie podczas ostrej rekonwalescencji pooperacyjnej. Pojawia się nowa klasa bezprzewodowych, bezbateryjnych i w pełni wszczepialnych interfejsów nerwów obwodowych, aby rozwiązać ten problem z istniejącymi interfejsami nerwów obwodowych.

Ta nowa klasa bezprzewodowych wszczepialnych systemów elektronicznych jest gotowa do zwiększenia łatwości i elastyczności dozowania stymulacji elektrycznej oraz przełamania barier, które uniemożliwiają jej szersze zastosowanie kliniczne. W artykule opisano metody (i) chirurgicznego wszczepienia i (ii) bezprzewodowego zasilania i kontroli tego systemu w modelach nerwów kulszowych i przeponowych u dorosłych szczurów. Pokazuje, w jaki sposób interfejs nerwów obwodowych może wywoływać CMAP, dostarczać terapeutyczny protokół stymulacji elektrycznej, a nawet działać jako kanał do naprawy nerwów obwodowych. Przedstawione tutaj protokoły można dostosować do innych wariantów tej technologii, które mogą dostarczać impulsy świetlne do neuromodulacji za pośrednictwem optogenetyki16, kontrolowane uwalnianie leku17, lub powtarzające się napady stymulacji elektrycznej w czasie18,19.

Protokół

Wszystkie procedury opisane w tym protokole są przeprowadzane zgodnie z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Northwestern. Protokół ten jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami Centrum Medycyny Porównawczej Uniwersytetu Northwestern i IACUC. Konieczne jest skonsultowanie się z IACUC przy dostosowywaniu protokołów.

1. Produkcja bezprzewodowych stymulatorów elektronicznych (Rysunek 2)

  1. Użyj miedzi/poliimidu/miedzi (miedź o grubości 18 μm na górze i na dole, poliimid o grubości 75 μm) jako podłoże dla cewki kombajnu o częstotliwości radiowej (tj. bezprzewodowej anteny odbiorczej).
  2. Użyj bezpośredniej ablacji laserowej, aby wykonać otwory na elektrody na górnej i dolnej warstwie miedzi i ukształtować urządzenie. Połącz elektrycznie górną i dolną warstwę za pomocą srebrnej pasty przez otwory.
  3. Przymocuj elementy elektroniczne za pomocą opakowania komercyjnego, takiego jak dioda i kondensator, poprzez.
  4. Użyj bioresorbowalnego dynamicznego kowalencyjnego poliuretanu (b-DCPU; o grubości 200 μm) zamkniętego molibdenem (Mo; 15 μm grubości; struktura serpentynowa) jako rozciągliwych elektrod przedłużających19.
  5. Uformuj elektrodę mankietową do interfejsu między urządzeniem a nerwem za pomocą folii z poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA) (o grubości 300 μm).
  6. Po podłączeniu anteny odbiornika bezprzewodowego i rozciągliwej elektrody przedłużającej, należy obudować antenę odbiornika bezprzewodowego i połączenie za pomocą komercyjnego wodoodpornego żywicy epoksydowej lub polidimetylosiloksanu (PDMS). Zobacz Rysunek 2 (po prawej) dla w pełni zmontowanego urządzenia.
  7. Potwierdź bezprzewodowe działanie urządzenia, używając generatora przebiegów do generowania jednofazowych impulsów elektrycznych przez cewkę pierwotną (tj. cewkę transmisyjną).
    UWAGA: Badając rekrutację aksonów obwodowych i indukcję regeneracji aksonów przez bodźce jednofazowe i dwufazowe, wcześniejsze badania wykazały znikomy efekt ze względu na różnice w charakterystyce kształtu fali20, a ta grupa była w stanie osiągnąć terapeutyczne wzmocnienie stymulacji elektrycznej przy tych samych parametrach prądu monofazowego u myszy21 i szczurów18. Ponadto we wcześniejszych badaniach analizowano biokompatybilność in vivo i in vitro i nie znaleziono żadnych dowodów na uszkodzenie tkanek w wyniku działania cieplnego lub samych materiałów. Ze względu na te wyniki i ograniczony czas trwania terapeutycznej stymulacji elektrycznej w niniejszym badaniu, w tym protokole zastosowano bodźce jednofazowe, a nie dwufazowe.
  8. Zmierz wynikowe napięcie wyjściowe prądu stałego za pomocą oscyloskopu podłączonego do elektrody mankietowej.

2. Przygotowanie urządzenia do implantacji

  1. Umieść implanty na sterylnej szalce Petriego i zaklej ją parafilmem.
  2. Naświetlać urządzenia światłem UV przez 30 minut z każdej strony.

3. Zabieg chirurgiczny polegający na wszczepieniu szczurowi prawego nerwu kulszowego bezprzewodowego, bezbateryjnego interfejsu nerwowego do stymulacji elektrycznej (Rysunek 3)

UWAGA: Utrzymuj sterylne warunki. Wykonuj operacje w wyznaczonym obszarze operacyjnym sali zabiegowej dla zwierząt. Podczas operacji chirurg założy maskę na twarz, płaszcz, czapkę i sterylne rękawiczki. Jeśli wykonywana jest więcej niż jedna operacja, zmieniaj sterylne rękawiczki między zwierzętami i używaj czystych, sterylnych narzędzi chirurgicznych do każdej operacji. Sterylizuj narzędzia między operacjami poprzez sterylizację termiczną (sterylizator w autoklawie lub szklanych kulkach). Użyj dorosłych szczurów Sprague-Dawley o wadze 200-250 g.

  1. Wywołać znieczulenie za pomocą znieczulenia gazowego izofluranem (3% indukcji, 1-3% leczenia podtrzymującego) w tlenie (2 l/min), z podskórnym podaniem meloksykamu (1-2 mg/kg). Zakryj oczy szczurów specjalną maścią okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu.
  2. Umieść szczury w pozycji leżącej na zdezynfekowanych stołach chirurgicznych do kolejnych zabiegów. Przez pozostały czas trwania zabiegu należy oceniać częstość oddechów (powinna wynosić ~2/s), kolor tkanek i głębokość znieczulenia nie rzadziej niż co 15 minut i odpowiednio utrzymywać poziom izofluranu. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając odruch pedałowania (brak reakcji na mocne uszczypnięcie palca). Monitoruj błony śluzowe, które powinny pozostać różowe i wilgotne.
  3. Ogol obszar operacyjny, w tym prawą nogę i dolną połowę pleców. Wyszoruj ogoloną powierzchnię chirurgiczną wacikiem betadynowym, a następnie wacikiem medycznym z 70% etanolu medycznego i powtórz ten proces peelingu trzy razy w celu dezynfekcji skóry.
  4. Wykonaj 1,5 – 2 cm nacięcie w skórze równolegle do prawej kości udowej za pomocą nożyczek do tkanek, a następnie oddzielenie podskórnej tkanki łącznej na grzbiecie (bezpośrednio przyśrodkowo do nacięcia), aby oczyścić podskórną kieszeń na cewkę odbiorczą (Rysunek 4A). Wykonaj kolejne nacięcie (1,2-1,5 cm) na prawym mięśniu pośladkowym równolegle do nacięcia skóry.
  5. Delikatnie odizoluj nerw kulszowy za pomocą metalowych sond preparacyjnych z końcami (Rysunek 4B).
    UWAGA: Nerw kulszowy znajduje się głęboko w mięśniu dwugłowym uda i biegnie równolegle do kości udowej. Sugerowany jest zakres preparacyjny.
  6. Wszczep bezprzewodowe, bezbateryjne urządzenie na nerw kulszowy (Rysunek 4C), owijając mankiet wokół izolowanego prawego nerwu kulszowego, nie napinając nerwu ani nie zniekształcając jego ścieżki18,19,20. Zaznacz na skórze miejsce, w którym znajduje się cewka odbiorcza w celu dalszej stymulacji elektrycznej.
  7. Zszyj nacięcie mięśnia pośladkowego za pomocą szwów wchłanialnych (Rysunek 4D).
    UWAGA: Górna połowa cewki odbiornika znajduje się nad mięśniem pośladkowym, a interfejs mankietu pod nim.
  8. Zamknij nacięcie skóry za pomocą klipsów do ran (lub zakopanego szwu; Rysunek 4E). Dopasuj krawędzie skóry.
  9. Dostarcz 1 godzinę ciągłej pooperacyjnej stymulacji elektrycznej 20 Hz z szerokością impulsu 200 μs w znieczuleniu (Rysunek 4F). Zwierzęta powinny wracać do swoich domowych klatek po całkowitym wyzdrowieniu ze znieczulenia.
    UWAGA: Szczegółowy protokół jest opisany poniżej. Cewka odbiorcza jest pokazana nad skórą w Rysunek 4F.
  10. Leczenie pooperacyjne
    1. Umieść szczura w klatce regeneracyjnej bez ściółki, wyłożonej ręcznikami papierowymi, z połową klatki umieszczoną na odpowiednim źródle ciepła o regulowanej temperaturze (atestowana poduszka grzewcza).
    2. Uważnie monitoruj szczura, aż zacznie chodzić. Po przejściu do fazy ambulatoryjnej i ocenie, że jest stabilny, wróć do klatki domowej i obserwuj reintegrację społeczną.
    3. Po ostrym wyzdrowieniu należy monitorować szczury pod kątem zakażenia miejsca nacięcia i objawów bólu neurogennego, w tym między innymi pilnowania, wicia się, drapania i samookaleczania. Monitoruj szczury codziennie przez 5-dniowy okres rekonwalescencji pooperacyjnej, a następnie co najmniej raz na trzy dni, jeśli szczury nie zostaną uśmiercone w 5 dniu.
    4. Meloksykam (1-2 mg/kg) należy podawać podskórnie raz na dobę przez dwa do trzech dni po zabiegu, w zależności od poziomu odczuwanego bólu/dyskomfortu u zwierzęcia. W przypadku podejrzenia uporczywego bólu, należy kontynuować podawanie meloksykamu po tym okresie po operacji, a jeśli okaże się, że jest on oporny, należy wcześnie poddać szczura eutanazji w porozumieniu z zespołem weterynaryjnym.
    5. Usuń szwy skórne lub klipsy do ran 10-12 dni po zabiegu.

4. Zabieg chirurgiczny implantacji nerwu przeponowego lewego nerwu przeponowego szczura za pomocą bezprzewodowych stymulatorów (Rysunek 5A)

UWAGA: Utrzymuj sterylne warunki, jak w sekcji 3. Użyj dorosłych szczurów Sprague-Dawley o wadze 200-250 g. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przed użyciem.

  1. Wywołać znieczulenie za pomocą znieczulenia gazowego izofluranem (3% indukcji, 1-3% leczenia podtrzymującego) w tlenie (2 l/min), z podskórnym podaniem meloksykamu (1-2 mg/kg). Zakryj oczy szczura specjalną maścią okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu.
  2. Umieść szczury w pozycji leżącej na zdezynfekowanych stołach chirurgicznych do kolejnych zabiegów. Przez pozostały czas trwania zabiegu należy oceniać częstość oddechów, kolor tkanek i głębokość znieczulenia nie rzadziej niż co 15 minut i odpowiednio utrzymywać poziom izofluranu. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając odruch pedałowania (brak reakcji na mocne uszczypnięcie palca). Monitoruj błony śluzowe, które powinny pozostać różowe i wilgotne.
  3. Ogolić obszar chirurgiczny po brzusznej stronie szyi. Wyszoruj ogoloną powierzchnię chirurgiczną wacikiem betadynowym, a następnie wacikiem medycznym z 70% etanolu medycznego i powtórz ten proces peelingu trzy razy w celu dezynfekcji skóry.
  4. Bupiwakainę (2 mg/kg, rozcieńczoną w soli fizjologicznej nieprzekraczającą całkowitej objętości 0,5 ml) podawać podskórnie w linii środkowej szyi, kierując się do najbardziej powierzchownej warstwy. Wykonaj 3-centymetrowe nacięcie w linii środkowej przez skórę i powierzchowną powięź szyjną, aby odsłonić mięśnie mostkowo-gnykowe i mostkowo-obojczykowo-sutkowe (Ryc. 5B).
    UWAGA: Sugerowana jest luneta preparacyjna.
  5. Podnieś mostkowo-obojczykowo-sutkowy za pomocą delikatnego rozwarstwienia za pomocą sondy i cofnij go na boki za pomocą pętli naczynia (Rysunek 5C). Delikatnie uwolnij i schuj omohyoid. Następnie delikatnie uwolnij i przyśrodkowo wsuń nerw błędny i pęczek szyjny pod mięśniem omohyoidalnym.
    UWAGA: Główna różnica dotyczy tutaj nerwu błędnego i nerwu przeponowego. Wytnij omohyoid, jeśli to konieczne, aby odsłonić znajdujące się pod spodem struktury.
  6. Wyizoluj nerw przeponowy (Rysunek 5D).
    UWAGA: Nerw przeponowy biegnie wzdłuż powierzchni mięśnia pochyłego przedniego, biegnąc jako wyraźnie mały nerw podłużny przecinający się prostopadle do splotu ramiennego. W przeciwieństwie do nerwu kulszowego, anatomia wokół nerwu przeponowego na szyi jest bardziej złożona. Aby uzyskać najlepsze wyniki, wykonaj potwierdzenie elektrofizjologiczne (krok 4.7) przed implantacją.
  7. Umieść elektrodę rejestrującą podskórnie, tylko doogonowo do klatki piersiowej, ipsilateralnie do izolowanego nerwu przeponowego (Rysunek 5E). Umieść stymulatory na nerwie przeponowym i potwierdź za pomocą sygnalizacji synchronicznej (Rysunek 6).
    UWAGA: Typowe jest wywołanie maksymalnej odpowiedzi przy intensywności bodźca ~3-6 mA i czasie trwania bodźca 0,02 ms.
  8. Sprawdź całkowite przecięcie nerwu przeponowego, wykazując całkowite zniesienie wywołanej reakcji, gdy bodziec elektryczny jest stosowany na bliższym końcu nerwu w stosunku do miejsca przecięcia (Rysunek 6).
  9. Wszczepij bezprzewodowe, bezbateryjne urządzenie na nerw przeponowy (Rysunek 5F), umieszczając cewkę odbiorczą urządzenia do implantacji na mięśniu mostkowo-gnykowym, głęboko w stosunku do obustronnych mięśni mostkowo-obojczykowo-sutkowych, z mankietem wokół nerwu przeponowego i elektrodami kontaktowymi umieszczonymi prostopadle do nerwu.
  10. Zamknij powierzchowną powięź szyjną za pomocą prostych wchłanialnych szwów do biegania (Rysunek 5G). Zamknij skórę przerwanymi odwróconymi wchłanialnymi szwami w głębokiej skórze właściwej. Zwierzęta należy umieścić w ich klatkach domowych dopiero po całkowitym wyzdrowieniu ze znieczulenia.
  11. W przypadku leczenia pooperacyjnego wykonaj krok 3.10.

5. Bezprzewodowe dostarczanie terapeutycznej stymulacji elektrycznej

  1. Zastosuj stymulację elektryczną przez 1 godzinę u szczurów w znieczuleniu ogólnym. W celu stymulacji bezprzewodowej umieść generator falowy/funkcyjny (napięcie: 1-15 Vpp) i opcjonalny wzmacniacz nad zwierzęciem, aby dostarczyć energię elektryczną do zewnętrznej cewki indukcyjnej (tj. cewki transmisyjnej) (dwuwymiarowa cewka spiralna z 5 zwojami; średnica: 2 cm), aby zapewnić dobre sprzężenie indukcyjne z wszczepioną cewką odbiorczą. Dostarczaj jednofazowe impulsy 200 μs przy 20 Hz przez 1 godzinę.
  2. Aby zweryfikować i określić ilościowo dostarczanie stymulacji elektrycznej, rejestruj CMAP z mięśnia piszczelowego przedniego, dostosowując napięcie stymulacji, aby zapewnić supramaksymalną aktywację nerwu kulszowego. Używaj koncentrycznych elektrod igłowych do wszystkich nagrań.
    UWAGA: Jeśli generowane przez funkcję maksymalne napięcie jest niewystarczające do wywołania maksymalnej odpowiedzi, użyj amplifier.

6. Eutanazja

  1. Metoda podstawowa
    1. Umieść klatkę pod komorą dostarczania CO2 , ustawioną na szybkość 8-12 l/min (lub odpowiednie natężenie przepływu w zależności od wielkości komory). Monitoruj szczury pod kątem utraty przytomności, a następnie przez co najmniej 1 minutę od ustania oddychania.
  2. Metoda drugorzędna
    1. Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy lub obustronną torakotomię.

Wyniki

W modelu uszkodzenia nerwu kulszowego implant jest umieszczany wokół prawego nerwu kulszowego przed przeprowadzeniem zespolenia końców gałęzi nerwu piszczelowego (Rysunek 3, Rysunek 4A oraz Rysunek 7A). Koncentryczną elektrodę igłową 30 G umieszcza się w prawym mięśniu piszczelowym przedniego w celu określenia parametrów bodźca niezbędnych do uzyskania maksymalnej intensywności stymulacji elektrycznej. Eksperymenty te obejmują zwiększanie intensywności stymulacji do momentu, aż amplituda odpowiedzi osiągnie plateau na poziomie maksymalnym. Ponieważ mięsień piszczelowy przedni jest unerwiony przez gałąź strzałkową nerwu kulszowego, pozostaje on nienaruszony podczas przecięcia nerwu piszczelowego. W związku z tym rejestracja z mięśnia piszczelowego przedniego umożliwia ciągłe monitorowanie przebiegu stymulacji elektrycznej.

W przypadku pojedynczego impulsu stymulującego dostarczonego za pomocą elektrody przewodowej do prawego nerwu kulszowego (5 mA, 0.02 ms), wywołano maksymalną odpowiedź CMAP z ujemną amplitudą szczytową 5.4 mV zarejestrowaną w ipsilateralnym mięśniu piszczelowym przedniego (Rycyna 7B; czarna linia). W przypadku porównywalnego impulsu stymulującego dostarczonego przez bezprzewodowy, bezbateryjny implant, wywołano porównywalną odpowiedź CMAP z ujemną amplitudą szczytową 4.6 mV (Rycyna 7B; pomarańczowa linia). Jest to zgodne z niedawnym raportem, według którego bezprzewodowa stymulacja nerwów osiąga średnio 88% wartości CMAP uzyskiwanej przy stymulacji przewodowej21, co znacznie przekracza próg wymagany do uzyskania efektów terapeutycznych w badaniach klinicznych6,7,8,9. W przedstawionym przykładzie dłuższy czas utajenia stymulatora bezprzewodowego w porównaniu ze stymulatorem przewodowym wynikał z jego większej odległości od rejestrowanego mięśnia.

W modelu nerwu przeponowego implant umieszcza się wokół prawego nerwu przeponowego przed jego przecięciem (Rysunek 5). Aby określić parametry stymulacji niezbędne do uzyskania maksymalnej intensywności stymulacji elektrycznej, podskórnie w prawym (ipsilateralnym) przednim brzegu żebrowym umieszcza się koncentryczną elektrodę igłową 30 G w celu rejestracji sygnału z prawej części przepony. Eksperymenty polegają na zwiększaniu napięcia stymulacji aż do momentu, gdy amplituda odpowiedzi osiągnie plateau na swoim maksymalnym poziomie. Ponieważ izolacja nerwu przeponowego od otaczających go struktur naczyniowo-nerwowych może być trudna, jego tożsamość można potwierdzić poprzez wywołanie reakcji skurczowej (Rysunek 6; pomarańczowa krzywa). Specyficzność stymulacji można dodatkowo zweryfikować poprzez przecięcie nerwu przeponowego dystalnie względem mankietu elektrody nerwowej, co prowadzi do późniejszego zaniku reakcji skurczowej (Rysunek 6; czarna krzywa).

Powtarzalna terapia stymulacją elektryczną o niskiej częstotliwości może być podawana do nerwu kulszowego przez 1 h zgodnie z ustalonym protokołem, który usprawnia regenerację aksonów (6,7,8,9,10,11; Rycina 8). Interfejs mankietowy implantu bezprzewodowego umieszczono na prawym nerwie kulszowym, a koncentryczną elektrodę igłową 30 G w prawym mięśniu piszczelowym przedniego w celu monitorowania leczenia. Rycina 8A przedstawia cztery następujące po sobie impulsy w zarejestrowanym zapisie elektromiograficznym na początku (0 min) 1 h stymulacji elektrycznej o częstotliwości 20 Hz. Rycina 8B przedstawia cztery inne impulsy zarejestrowane w 40 min 1 h stymulacji elektrycznej z niewielkim spadkiem amplitudy szczytowej, co jest zgodne z wzorcem zmęczenia odnotowywanym podczas terapii stymulacją elektryczną z wykorzystaniem przewodów15,21.

Stopień regeneracji nerwów obwodowych można ocenić przy użyciu markerów transportowanych wstecznie (retrogradnie), aplikowanych dystalnie względem miejsca uszkodzenia nerwu. Ponieważ aksony obwodowe tworzą liczne odgałęzienia boczne, śledzenie retrogradne i zliczanie ciał neuronów ruchowych w rdzeniu kręgowym pozwala na dokładniejszą ocenę liczby regenerujących się neuronów niż zliczanie regenerujących się aksonów wewnątrz samego nerwu31. Aby to zademonstrować, pień nerwu kulszowego został przerwany poprzez uraz zmiażdżeniowy. Po 3 tygodniach rekonwalescencji podano dwa różne fluorescencyjne barwniki retrogradne do dwóch gałęzi nerwu kulszowego: odpowiednio do nerwu strzałkowego (zielony) i nerwu piszczelowego (czerwony) (Rycina 9A). Rycina 9B-D przedstawiają podświetlone podgrupy dolnych neuronów ruchowych w rogu przednim lędźwiowego odcinka rdzenia kręgowego, które tworzą odpowiednio nerw piszczelowy (Rycina 9B) lub nerw strzałkowy (Rycina 9C). Obraz z nałożeniem pokazuje dwie wyraźne kolumny oznakowanych neuronów w rogu przednim rdzenia kręgowego, które można poddać analizie ilościowej pod kątem rozkładu przestrzennego oraz liczby neuronów ruchowych, które zregenerowały akson dystalnie względem miejsca uszkodzenia (Rycina 9D).

figure-results-1
Rycina 1: Model regeneracji nerwu. (A) Przekraczanie przerwy następuje wczesną fazą po naprawie nerwu, gdy aksony rosną z proksymalnego do dystalnego końca nerwu po zabiegu. (B) Czas odrostu dystalnego zależy od odległości do docelowego narządu efektora (np. skóry, mięśnia) oraz szybkości odrastania aksonów. Większość terapii mających na celu poprawę regeneracji nerwów oddziałuje na jeden lub oba te procesy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

figure-results-2
Rycina 2: Ilustracja procesu wytwarzania bezprzewodowego stymulatora elektronicznego. Po lewej, szczegółowe warstwy struktury urządzenia, obejmujące okrągłą cewkę odbiorczą energii o częstotliwości radiowej, rozciągalną elektrodę przedłużającą oraz mankiet nerwowy owinięty wokół wybranego nerwu. Po prawej, uproszczona ilustracja przedstawiająca trzy części urządzenia. Skróty: PLGA = poli(kwas mlekowy-co-glikolowy); b-DCPU = bioresorbowalny dynamiczny kowalencyjny poliuretan. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-3
Rysunek 3: Implantacja bezprzewodowego, bezbateryjnego interfejsu nerwowego w modelu nerwu kulszowego szczura. (A) Ilustracja przedstawia w pełni implantowalny system w prawym nerwie kulszowym szczura. (B)  Górny panel pokazuje interfejs elektrodowy umieszczony na nerwie kulszowym bezpośrednio proksymalnie względem naprawy końcówkowej prawego nerwu piszczelowego. Dolny panel przedstawia interfejs elektrodowy z przedłużoną mankietą nerwową mostkującą ubytek między końcem proksymalnym a dystalnym kikutem nerwu. Skrót: PLGA = poli(laktyd-ko-glikolid). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Procedura implantacji do nerwu kulszowego. (A) Nacięcie skóry, tkanki łącznej podskórnej oraz mięśnia pośladkowego w celu odsłonięcia mięśni kulszowo-goleniowych. (B) Wyizolowany nerw kulszowy (czarna strzałka). (C) Urządzenie po implantacji z mankietem nerwowym, przewodami (biała gwiazdka) i widocznym implantem (gwiazda). (D) Zamknięcie tkanki łącznej za pomocą szwu. (E) Zamknięcie nacięcia za pomocą klipsów chirurgicznych. (F) Bezprzewodowa stymulacja elektryczna generowana przez cewkę nad skórą. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rycina 5: Procedura implantacji nerwu przeponowego. (A) Widok brzuszny szyi w pozycji na plecach. (B) Nacięcie skóry i podskórnej tkanki łącznej w celu odsłonięcia mięśnia mostkowo-grysionowego. (C) Disekcja przez przestrzeń potencjalną między mięśniem łopatkowo-grysionowym a mięśniem mostkowo-obojczykowo-sutkowym. (D) Nerw przeponowy (strzałka), wyizolowany z splotu ramiennego. (E) Elektromiograficzne potwierdzenie nerwu przeponowego w obrębie przepony. Czarna strzałka – elektroda rejestrująca. Czerwona strzałka – stymulatory. (F) Implantacja. (G) Zamknięcie skóry za pomocą głębokich szwów skórnych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

figure-results-6
Rysunek 6: Potwierdzenie całkowitego przerwania nerwu przeponowego poprzez wywołanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni przepony. Przed przerwaniem nerwu przeponowego (POMARAŃCZOWY), stymulacja elektryczna nerwu przeponowego wywoływała złożone potencjały czynnościowe mięśni w przeponie po tej samej stronie, co zostało zniesione po przerwaniu nerwu przeponowego (CZARNY). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 7: Reprezentatywne badania przewodnictwa nerwowego porównujące bezprzewodową i przewodową stymulację elektryczną. (A) Ilustracja rozmieszczenia urządzeń bezprzewodowych (CZARNY) i przewodowych (POMARAŃCZOWY) na nerwie kulszowym. Elektrodę rejestrującą umieszczono w mięśniu piszczelowym przednim. (B) Złożone potencjały czynnościowe mięśni wywołane przez implant przewodowy (POMARAŃCZOWY) w porównaniu z implantem bezprzewodowym (CZARNY). Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-8
Rycina 8: Rejestracja EMG z mięśnia TA podczas repetywnej stymulacji elektrycznej o częstotliwości 20 Hz przez 1 h za pomocą implantów. (A) Zapis EMG w 1 minucie stymulacji elektrycznej. (B) Zapis EMG w 40 minucie stymulacji elektrycznej. Skróty: EMG = elektromiografia; TA = mięsień piszczelowy przedni; e-stim = stymulacja elektryczna; min = minuta. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-9
Rycina 9: Reprezentatywne obrazy regeneracji nerwu kulszowego. (A) Ilustracja uszkodzenia nerwu kulszowego i fluorescencyjnego znakowania retrogradnego. Aksony nerwu kulszowego zostały przerwane poprzez uraz zgnieceniowy. Po 3 tygodniach regeneracji jego gałęzie dystalne – nerw strzałkowy (na zielono) i nerw piszczelowy (na czerwono) – zostały znakowane retrogradnie. (B-D) Obrazy lędźwiowego odcinka rdzenia kręgowego ukazujące somata neuronów w obrębie rogu przedniego po stronie uszkodzenia. Paski skali = 30 µm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Dyskusja

W tym artykule opisano etapy chirurgicznej implantacji i obsługi bezprzewodowego, bezbateryjnego i w pełni wszczepialnego interfejsu nerwów obwodowych w modelu nerwu kulszowego i przeponowego szczura. Pokazujemy, w jaki sposób ta nowatorska klasa implantów biomedycznych może być wykorzystana do zapewnienia terapeutycznego paradygmatu stymulacji elektrycznej, który w badaniach przedklinicznych i klinicznych poprawia regenerację aksonów (w celu zapoznania się z przeglądem, patrz22). Protokół ten jest nieskomplikowany i można go ekstrapolować na mniejsze modele zwierzęce, takie jak myszy21, a także inne bezprzewodowe, bezbateryjne i w pełni wszczepialne urządzenia z funkcjonalnością obejmującą optoelektroniczne i mikroprzepływowe interfejsy nerwów obwodowych 18,23,24,25,26,27,28,29,30. Zademonstrowano również podejście wykorzystujące nerw kulszowy gryzoni, który jest najpowszechniejszym modelem eksperymentalnym31.

Wszechstronność tego podejścia została pokazana, gdy jest ono przystosowane do interfejsu z nerwem przeponim, który jest rzadko stosowany jako model uszkodzenia nerwów obwodowych32, być może dlatego, że jest to bardzo słabo rozpoznany problem kliniczny 33,34,35. Diagnostyka i rehabilitacja uszkodzeń nerwu przeponowego stały się ważnym zagadnieniem w czasie pandemii COVID-19 36,37,38. Obecnie nie wiadomo, czy regeneracja aksonów przeponowych i powrót do zdrowia po paraliżu przepony mogą być wzmocnione przez ten krótki paradygmat stymulacji elektrycznej o niskiej częstotliwości. Jednak stymulacja elektryczna nerwu przeponowego w celu stymulacji mięśni przepony jest uznaną opcją dla niewydolności oddechowej u pacjentów z tetraplegią spowodowaną wysokim uszkodzeniem rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym 39,40,41,42,43. Badane są inne wskazania, w tym odstawienie respiratora od respiratora po ciężkiej chorobie44.

Należy podkreślić kilka krytycznych kroków, aby zapewnić dobre działanie wszczepionego systemu. Po pierwsze, ważne jest, aby unikać wywierania zbyt dużej siły na cienkie elementy elektroniczne urządzeń podczas ich obsługi, aby zapobiec odizolowaniu, załamaniu lub pęknięciu przewodów. Następnie ważne jest, aby dokładnie zaznaczyć położenie cewki kombajnu o częstotliwości radiowej na leżącej nad nią skórze. Po trzecie, staranne ustawienie cewki transmisyjnej zewnętrznego zasilacza o częstotliwości radiowej nad cewką kombajnu energetycznego wszczepionego urządzenia z zaciskiem na gęsiej szyi pozwala na stabilną pracę. Wreszcie, aby potwierdzić stymulację elektryczną oprócz wizualnej obserwacji drgań mięśni, zaleca się okresowe monitorowanie neurofizjologiczne. W przypadku bardziej złożonej anatomii nerwu przeponowego w szyi, potwierdzenie elektrofizjologiczne pomaga wykazać, że wyizolowano prawidłowy nerw (ryc. 6).

Oprócz bezprzewodowych, bezbateryjnych stymulatorów elektrycznych pokazanych w tym artykule 18,19,21, wiele innych urządzeń potencjalnie korzysta z tych samych procedur. Na przykład, ponieważ elektrody przeznaczone do zagnieżdżania się do nerwu językowo-gardłowego i błędnego w celu przewlekłego rejestrowania sygnałów ze współczulnego i przywspółczulnego układu nerwowego 30,45,46 dzielą podobny obszar chirurgiczny z nerwem przeponim, protokół ten można dostosować do ich implantacji. Bezprzewodowe długoterminowe biokompatybilne stymulatory nerwów obwodowych, takie jak ReStore, są doskonałymi narzędziami do pozostania na miejscu i stymulacji nerwów w razie potrzeby 25,47,48,49,50. Zgłoszono również odpowiednie implanty z wielokanałowym zapisem bezprzewodowym51. Ogólnie rzecz biorąc, uważamy, że te protokoły stymulacji chirurgicznej i elektrycznej można zaadaptować jako standard dla wszystkich bezprzewodowych połączeń nerwów obwodowych związanych ze stymulacją elektryczną lub nagrywaniem.

Oświadczenia

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Ta praca korzystała z obiektu NUFAB Centrum NUANCE Uniwersytetu Northwestern, które otrzymało wsparcie od SHyNE Resource (NSF ECCS-1542205), IIN i programu MRSEC Northwestern (NSF DMR-1720139). W pracy wykorzystano instrument MatCI wspierany przez program MRSEC Narodowej Fundacji Nauki (DMR-1720139) w Centrum Badań Materiałowych Uniwersytetu Northwestern. C.K.F dziękuje za wsparcie ze strony Eunice Kennedy Shriver Institute of Child Health and Human Development of the NIH (grant nr R03HD101090) oraz American Neuromuscular Foundation (Development Grant). Y.H. dziękuje za wsparcie ze strony NSF (grant nr 1). CMMI1635443). Prace te były wspierane przez Querrey Simpson Institute for Bioelectronics na Uniwersytecie Northwestern.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Elektronika wzmacniacza& Innowacja201L
Generator przebiegów arbitralnychRIGOLDG1032Z 30 MHz, 2 kanały, 200 MS / s, rozdzielczość 14 bitów, 8 Mpts
BupiwakainaPfizer655317Marcaine, 0,5%
Miedź / poliimid / miedźPyraluxAP8535R18 i mikro; m gruba górna i dolna miedź, 75 i mikro; m grube poliimidowe
urządzenie rejestrujące EMGNatusNicolet VikingQuest
EPOXY MARINELoctite
Isoflurane, USPButler Schein Animal Health1040603ISOTHESIA
Meloxicamcovetrus5mg/ml
Elektrody igłoweTechnomed USA Inc.TE/B50600- 001
PDMS (zestaw elastomerów silikonowych)DOWSYLGARD™ 184
ProtoLaser U4LPKFU4
Puralube Vet Maść Sterylny smar do oczuPuralube83592
Generator przebiegówAgilent TechnologiesAgilent 33250A

Bibliografia

  1. Scholz, T., et al. Peripheral nerve injuries: an international survey of current treatments and future perspectives. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (6), 339-344 (2009).
  2. Ayyaswamy, B., et al. Quality of life after amputation in patients with advanced complex regional pain syndrome: a systematic review. EFORT Open Reviews. 4 (9), 533-540 (2019).
  3. Kim, D. H., et al. Management and outcomes in 353 surgically treated sciatic nerve lesions. Journal of Neurosurgery. 101 (1), 8-17 (2004).
  4. Mackinnon, S. E. Donor distal, recipient proximal and other personal perspectives on nerve transfers. Hand Clinics. 32 (2), 141-151 (2016).
  5. Safa, B., Buncke, G. Autograft substitutes: conduits and processed nerve allografts. Hand Clinics. 32 (2), 127-140 (2016).
  6. Barber, B., et al. Intraoperative Brief Electrical Stimulation of the Spinal Accessory Nerve (BEST SPIN) for prevention of shoulder dysfunction after oncologic neck dissection: a double-blinded, randomized controlled trial. Journal of Otolaryngology - Head & Neck Surgery. 47 (1), 7(2018).
  7. Power, H. A., et al. Postsurgical electrical stimulation enhances recovery following surgery for severe cubital tunnel syndrome: a double-blind randomized controlled trial. Neurosurgery. 86 (6), 769-777 (2020).
  8. Gordon, T., et al. Brief post-surgical electrical stimulation accelerates axon regeneration and muscle reinnervation without affecting the functional measures in carpal tunnel syndrome patients. Experimental Neurology. 223 (1), 192-202 (2010).
  9. Wong, J. N., et al. Electrical stimulation enhances sensory recovery: a randomized controlled trial. Annals of Neurology. 77 (6), 996-1006 (2015).
  10. Nix, W. A., Hopf, H. C. Electrical stimulation of regenerating nerve and its effect on motor recovery. Brain Research. 272 (1), 21-25 (1983).
  11. Al-Majed, A. A., et al. Brief electrical stimulation promotes the speed and accuracy of motor axonal regeneration. Journal of Neuroscience. 20 (7), 2602-2608 (2000).
  12. Witzel, C., et al. Electrical nerve stimulation enhances perilesional branching after nerve grafting but fails to increase regeneration speed in a murine model. Journal of Reconstructive Microsurgery. 32 (6), 491-497 (2016).
  13. Witzel, C., Rohde, C., Brushart, T. M. Pathway sampling by regenerating peripheral axons. Journal of Comparative Neurology. 485 (3), 183-190 (2005).
  14. Brushart, T. M., et al. Electrical stimulation promotes motoneuron regeneration without increasing its speed or conditioning the neuron. Journal of Neuroscience. 22 (15), 6631-6638 (2002).
  15. Franz, C. K., Rutishauser, U., Rafuse, V. F. Intrinsic neuronal properties control selective targeting of regenerating motoneurons. Brain. 131, Pt 6 1492-1505 (2008).
  16. Park, S. I., et al. stretchable, fully implantable miniaturized optoelectronic systems for wireless optogenetics. Nature Biotechnology. 33 (12), 1280-1286 (2015).
  17. Koo, J., et al. Wirelessly controlled, bioresorbable drug delivery device with active valves that exploit electrochemically triggered crevice corrosion. Science Advances. 6 (35), (2020).
  18. Koo, J., et al. Wireless bioresorbable electronic system enables sustained nonpharmacological neuroregenerative therapy. Nature Medicine. 24 (12), 1830-1836 (2018).
  19. Choi, Y. S., et al. Stretchable, dynamic covalent polymers for soft, long-lived bioresorbable electronic stimulators designed to facilitate neuromuscular regeneration. Nature Communications. 11 (1), 5990(2020).
  20. Hingne, P. M., Sluka, K. A. Differences in waveform characteristics have no effect on the antihyperalgesia produced by transcutaneous electrical nerve stimulation (TENS) in rats with joint inflammation. Journal of Pain. 8, 251-255 (2007).
  21. Guo, H., et al. Advanced materials in wireless, implantable electrical stimulators that offer rapid rates of bioresorption for peripheral axon regeneration. Advanced Functional Materials. 31 (29), 2102724(2021).
  22. Zuo, K. J., et al. Electrical stimulation to enhance peripheral nerve regeneration: Update in molecular investigations and clinical translation. Experimental Neurology. 332, 113397(2020).
  23. Zhang, Y., et al. Battery-free, fully implantable optofluidic cuff system for wireless optogenetic and pharmacological neuromodulation of peripheral nerves. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Montgomery, K. L., et al. Wirelessly powered, fully internal optogenetics for brain, spinal and peripheral circuits in mice. Nature Methods. 12 (10), 969-974 (2015).
  25. Seo, D., et al. Wireless recording in the peripheral nervous system with ultrasonic neural dust. Neuron. 91 (3), 529-539 (2016).
  26. Neely, R. M., et al. Recent advances in neural dust: towards a neural interface platform. Current Opinion in Neurobiology. 50, 64-71 (2018).
  27. Mickle, A. D., et al. A wireless closed-loop system for optogenetic peripheral neuromodulation. Nature. 565 (7739), 361-365 (2019).
  28. Khalifa, A., et al. The microbead: a 0.009 mm(3) implantable wireless neural stimulator. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 13 (3), 971-985 (2019).
  29. Jeong, J. W., et al. Wireless optofluidic systems for programmable in vivo pharmacology and optogenetics. Cell. 162 (3), 662-674 (2015).
  30. Yao, G., et al. Effective weight control via an implanted self-powered vagus nerve stimulation device. Nature Communications. 9 (1), 5349(2018).
  31. Repair Brushart, M. Nerve Repair. , Oxford University Press. (2012).
  32. Laskowski, M. B., Sanes, J. R. Topographically selective reinnervation of adult mammalian skeletal muscles. Journal of Neuroscience. 8 (8), 3094-3099 (1988).
  33. Boon, A. J., et al. Sensitivity and specificity of diagnostic ultrasound in the diagnosis of phrenic neuropathy. Neurology. 83 (14), 1264-1270 (2014).
  34. Farr, E., D'Andrea, D., Franz, C. K. Phrenic nerve involvement in neuralgic amyotrophy (Parsonage-Turner syndrome). Sleep Medicine Clinics. 15 (4), 539-543 (2020).
  35. Mandoorah, S., Mead, T. Phrenic Nerve Injury. StatPearls. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2021).
  36. Patel, Z., et al. Diaphragm and phrenic nerve ultrasound in COVID-19 patients and beyond: imaging technique, findings, and clinical applications. Journal of Ultrasound in Medicine. , (2021).
  37. Farr, E., et al. Short of breath for the long haul: diaphragm muscle dysfunction in survivors of severe COVID-19 as determined by neuromuscular ultrasound. medRxiv. , (2020).
  38. Fernandez, C. E., et al. Imaging review of peripheral nerve injuries in patients with COVID-19. Radiology. 298 (3), 117-130 (2021).
  39. Elefteriades, J. A., et al. Long-term follow-up of bilateral pacing of the diaphragm in quadriplegia. New England Journal of Medicine. 326 (21), 1433-1444 (1992).
  40. Elefteriades, J. A., et al. Long-term follow-up of pacing of the conditioned diaphragm in quadriplegia. Pacing and Clinical Electrophysiology: PACE 2002. 25 (6), 897-906 (2002).
  41. Glenn, W. W., et al. Ventilatory support by pacing of the conditioned diaphragm in quadriplegia. New England Journal of Medicine. 310 (18), 1150-1155 (1984).
  42. Garrido-Garcia, H., et al. Treatment of chronic ventilatory failure using a diaphragmatic pacemaker. Spinal Cord. 36 (5), 310-314 (1998).
  43. Romero, F. J., et al. Long-term evaluation of phrenic nerve pacing for respiratory failure due to high cervical spinal cord injury. Spinal Cord. 50 (12), 895-898 (2012).
  44. Vashisht, R., Chowdhury, Y. S. Diaphragmatic Pacing. StatPearls. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2021).
  45. McCallum, G. A., et al. Chronic interfacing with the autonomic nervous system using carbon nanotube (CNT) yarn electrodes. Scientific Reports. 7 (1), 11723(2017).
  46. Zhang, Y., et al. Climbing-inspired twining electrodes using shape memory for peripheral nerve stimulation and recording. Science Advances. 5 (4), 1066(2019).
  47. Sivaji, V., et al. ReStore: A wireless peripheral nerve stimulation system. Journal of Neuroscience Methods. 320, 26-36 (2019).
  48. Tanabe, Y., et al. High-performance wireless powering for peripheral nerve neuromodulation systems. PLoS One. 12 (10), 0186698(2017).
  49. MacEwan, M. R., et al. Therapeutic electrical stimulation of injured peripheral nerve tissue using implantable thin-film wireless nerve stimulators. Journal of Neurosurgery. 130 (2), 486-495 (2019).
  50. Lee, B., et al. An implantable peripheral nerve recording and stimulation system for experiments on freely moving animal subjects. Scientific Reports. 8 (1), 6115(2018).
  51. Deshmukh, A., et al. Fully implantable neural recording and stimulation interfaces: Peripheral nerve interface applications. Journal of Neuroscience Methods. 333, 108562(2020).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Interfejs nerwów obwodowychbezprzewodowa stymulacja nerwówimplant bezbateryjnymodel nerwu kulszowegomodel nerwu przeponowegostymulacja elektrycznazłożone potencjały czynnościowe mięśniregeneracja nerwówindukcyjny przesył energiianaliza elektromiograficzna
Implantacja i sterowanie bezprzewodowymi, bezbateryjnymi systemami do łączenia nerwów obwodowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.