Artykuł metodologiczny

Ustanowienie mysiego modelu ciężkiego ostrego zapalenia trzustki przy użyciu wstecznego wstrzyknięcia taurocholanu sodu do przewodu żółciowo-trzustkowego

DOI:

10.3791/63129

⸱

1 kwietnia 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Gastroenterology, the First Affiliated Hospital of Soochow University, 2MOE Engineering Center of Hematological Disease, Soochow University, 3Cyrus Tang Hematology Center, Soochow University, 4National Clinical Research Center for Hematologic Diseases, the First Affiliated Hospital of Soochow University, 5MOH Key Lab of Thrombosis and Hemostasis, Jiangsu Institute of Hematology, The First Affiliated Hospital of Soochow University, 6Collaborative Innovation Center of Hematology, Soochow University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysi model ciężkiego ostrego zapalenia trzustki jest opisany tutaj. Przedstawiona tutaj procedura jest bardzo szybka, prosta i dostępna, co potencjalnie pozwala na badanie mechanizmów molekularnych i różnych interwencji terapeutycznych w ostrym zapaleniu trzustki w wygodny sposób.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Częstość występowania ostrego zapalenia trzustki (AP), szczególnie ciężkiego ostrego zapalenia trzustki (SAP), wzrasta z roku na rok w młodszych grupach wiekowych. W obecnej praktyce klinicznej brakuje jednak skutecznych metod leczenia. Dzięki łatwej dostępności szczepów transgenicznych i nokautowych oraz ich niewielkim rozmiarom, które pozwalają na minimalne dawki leków wymagane do oceny in vivo, do badań nad AP preferowany jest dobrze ugruntowany model eksperymentalny na myszach. Co więcej, SAP indukowany przez taurocholan sodu (TC) jest obecnie jednym z najczęściej stosowanych i najlepiej scharakteryzowanych modeli. Model ten został przebadany pod kątem nowych terapii i możliwych zdarzeń molekularnych podczas procesu OZT. Tutaj prezentujemy generację modelu myszy AP z wykorzystaniem taurocholanu sodu i prostej domowej roboty mikrostrzykawki. Ponadto zapewniamy również metodologię późniejszych badań histologicznych i serologicznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostre zapalenie trzustki (AP) to ostre zapalenie trzustki charakteryzujące się niedrożnością głównego przewodu trzustkowego z późniejszym rozdęciem przewodu i autotrawieniem trzustki przez nieprawidłowo aktywowane enzymy. Jego objawy kliniczne obejmują miejscowe lub ogólnoustrojowe zapalenie brzucha i zwiększenie stężenia amylazy w surowicy1,2. Zgodnie z klasyfikacją ciężkości3, AP może występować w łagodnych, umiarkowanych i ciężkich formach, a wśród nich ciężkie ostre zapalenie trzustki (SAP) jest najbardziej niepokojącym stanem ze względu na wysoki wskaźnik śmiertelności wynoszący ponad 30%4. W Stanach Zjednoczonych AP jest jedną z najczęstszych przyczyn hospitalizacji, dotykając ponad 200 000 pacjentów5. Co więcej, AP, zwłaszcza SAP, rośnie z roku na rok i dotyka młodszych grup wiekowych6. Jednak w obecnej praktyce klinicznej brakuje skutecznych opcji leczenia6,7. Dlatego konieczne jest zbadanie mechanizmów molekularnych związanych z AP, co ułatwi poprawę leczenia.

Dobrze znane eksperymentalne modele zwierzęce są niezbędne do badania mechanizmów związanych z AP i oceny skuteczności różnych metod leczenia. Dzięki łatwej dostępności szczepów transgenicznych i nokautowych oraz ich niewielkim rozmiarom, co minimalizuje dawki leków wymagane do oceny in vivo, myszy są preferowane do badań nad AP. W związku z tym opracowano kilka modeli AP w myszach8,9.

Pracując na szczurzym modelu łagodnego zapalenia trzustki wywołanego przez dożylne podanie caeruleiny10, Niederau et al. opracowali model myszy SAP z martwicą komórek groniastych wywołaną przy użyciu tego samego leku i tej samej drogi iniekcji11. Chociaż model ten ma kilka zalet, w tym nieinwazyjność, szybką indukcję, szeroką odtwarzalność i możliwość zastosowania, główną wadą jest to, że w większości przypadków rozwija się tylko łagodna postać AP, co ogranicza jego znaczenie kliniczne. Alkohol jest uważany za jeden z głównych czynników etiologicznych OZT; jednak Foitzik i wsp. stwierdzili, że powoduje uszkodzenie trzustki tylko w połączeniu z innymi czynnikami, takimi jak hiperstymulacja zewnątrzwydzielnicza12. Co więcej, mimo że modele AP wywołane alkoholem zostały opracowane różnymi drogami podawania i zgłaszano dawki leków13,14,15, ich główną wadą jest trudność w ich odtworzeniu. Dootrzewnowe podawanie L-argininy może również indukować AP u myszy16; Jednak jego niskie znaczenie kliniczne utrudnia jego stosowanie. Taurocholan, sól żółciowa, została po raz pierwszy zaproponowana przez Creutzfelda i in. w 1965 roku w celu wywołania stanu przypominającego ludzką AP poprzez infuzję przewodu trzustkowego17. Chociaż istnieją kontrowersje dotyczące jego klinicznego znaczenia w patofizjologii18,19, zapalenie trzustki wywołane taurocholanem pozostaje nieodzownym modelem dla SAP.

Ponieważ ten model jest prosty do zrealizowania i skuteczny również u myszy, jest obecnie jednym z najczęściej używanych modeli AP do badań in vivo na małych zwierzętach. Perides i wsp. wykorzystali taurocholan sodu (TC) do indukcji SAP u myszy20, dostarczając informacji pozwalających zrozumieć jego patologię. W połączeniu z technikami modyfikacji genetycznej, model ten pozwolił nam potwierdzić kilka konkretnych genów zaangażowanych w AP. Na przykład Bicozo i wsp. wykazali, że nokaut genu CD38 chroni przed modelem zapalenia trzustki w infuzji TC i przypisali te mechanizmy zmianom w wewnątrzkomórkowej sygnalizacji Ca2 + < klasa sup = "xref">21. Fanczal i wsp. zbadali fizjologiczne implikacje ekspresji TRPM2 w błonie plazmatycznej komórek groniastych i przewodowych trzustki myszy i wykazali zmniejszone nasilenie indukowanego przez TC SAP u myszy z nokautem TRPM222. Co więcej, model ten zapewnia również prosty i skuteczny sposób testowania wielu nowych leków in vivo. Na przykład metoda ta umożliwiła walidację efektów terapeutycznych kofeiny23, kwasu dehydrocholowego24 oraz różnych przeciwutleniaczy i antykoagulantów25,26. Dowody te wskazują na wszechstronność modelu SAP indukowanego przez TC. Chociaż Wittel i in. opisali podobny model myszy27, brak szczegółów na temat procedur wdrożeniowych może skutkować niemożnością odtworzenia wyników. W tym artykule skupimy się na metodach wykorzystujących prostą mikrostrzykawkę domowej roboty i zbadamy SAP indukowany przez TC, dostarczając w ten sposób możliwych wskazówek nie tylko do dalszych badań nad patogenezą i leczeniem OZW, ale także do doskonale adaptowalnej metody eksperymentalnej dla wielu innych substancji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Uniwersytetu Soochow. Wszystkie zabiegi chirurgiczne wykonywane były w pełnej narkozy. Zgodnie z wcześniejszą literaturą, nie stosowano leków przeciwbólowych, aby uniknąć ingerencji w naturalny przebieg choroby28,29. Zgodę na brak analgezji wydała również Komisja Etyki Zwierząt Uniwersytetu Soochow.

1. Przygotowanie

  1. Pościć mysz C57BL/6 typu dzikiego 8-12 h przed zabiegiem.
  2. Przygotować 5% (w/v) roztwór TC (93 mM) rozcieńczony w 0,9% chlorku sodu. Przefiltrować roztwór przez filtr 0,22 μm.
  3. Autoklawuj narzędzia i materiały chirurgiczne, w tym kleszcze, nożyczki, uchwyt ostrza, uchwyt igły, klips hemostatyczny, zaciski naczyniowe i sterylne serwety, używając sterylizatora ciśnieniowego w temperaturze 121 °C przez 30 minut.
  4. Przygotuj domową mikrostrzykawkę. W tym celu należy ręcznie zainstalować jednorazową końcówkę insuliny i przedłużoną plastikową końcówkę pipety na płaskiej strzykawce mikrolitrowej o pojemności 25 μl. Sterylizować przez napromienianie.

2. Znieczulenie i przygotowanie przedoperacyjne

  1. Waż od 6 do 8 tygodni samce myszy typu dzikiego C57BL/6 (około 21-23 g). Wywołać znieczulenie ogólne przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 1% pentobarbitalu roztworu sodu w dawce 50 mg/kg.
  2. Zamocuj mysz w pozycji leżącej na płaskiej płycie z pianki anirowanej za pomocą taśmy.
  3. Przygotuj obszar operacyjny każdego zwierzęcia, usuwając jego sierść kremem do depilacji od poziomu wyrostka mieczykowatego w dół do linii łączącej obustronny przedni górny kręgosłup biodrowy, z lewą i prawą stroną równoległą do przedniej linii pachowej.
  4. Przygotuj sterylne pole operacyjne ze szczególnym uwzględnieniem pola operacyjnego, składającego się z obszaru przygotowanego na zwierzęciu i przodu chirurga.
    1. Zdezynfekuj blat.
    2. Oczyść miejsce nacięcia, wielokrotnie nakładając roztwór do peelingu chirurgicznego. Przetrzyj skórę dwa do trzech razy 0,5% jodoforem i pozostaw do wyschnięcia na 1-2 minuty za każdym razem.
    3. Przykryj mysz sterylnymi zasłonami.

3. Zabieg chirurgiczny

UWAGA: Rysunek 1 przedstawia anatomię i morfologię trzustki myszy przed i po wstecznym wstrzyknięciu TC do przewodu żółciowo-trzustkowego za pomocą mikroiniekcji.

  1. Wykonaj około 2 do 3 cm środkowego nacięcia brzucha.
  2. Zlokalizuj dwunastnicę od lewej do prawej wzdłuż żołądka. Delikatnie wyciągnij dwunastnicę i na lewą stronę za pomocą kleszczy chirurgicznych i wacika nasączonego środkiem dezynfekującym, aby odsłonić trzustkę, przewód żółciowo-trzustkowy i brodawkę dwunastnicy. Uważaj, aby nie uszkodzić ściany jelita ani powiązanych naczyń.
  3. Użyj 8-0 szwy przechodzą przez połączenie między dwunastnicą a trzustką wokół brodawki i pociągają je na lewą stronę ciała myszy, aby zamocować dwunastnicę.
  4. Delikatnie odciągnij skórę i dolną krawędź wątroby na bok. Zacisnąć wspólny przewód wątrobowy, uważając, aby nie zacisnąć żyły wrotnej lub trzustki. Zacisnąć proksymalny przewód żółciowo-trzustkowy.
  5. Przebić mikrowstrzykiwacz do dystalnego przewodu żółciowo-trzustkowego wstecz. Zamocuj końcówkę igły w pobliżu brodawki dwunastnicy za pomocą zacisku. Wlać 10 μl 5% TC do przewodu trzustkowego w ilości 5 μl/min.
  6. Utrzymuj przewód żółciowo-trzustkowy zamknięty przez 5 minut, aby uzyskać stabilny nacisk. Następnie wyciągnij mikrowtryskiwacz i zdejmij zaciski.
  7. Przywróć dwunastnicę do pierwotnej pozycji anatomicznej i sprawdź krwawienie.
  8. Zamknij ranę szwami 6-0 i zdezynfekuj 0,5% jodoforem.

4. Rekonwalescencja i postępowanie pooperacyjne

  1. Odzyskaj zwierzęta ze znieczulenia na podkładce termicznej o temperaturze 37 °C. Nie należy wysyłać operowanych zwierząt do tymczasowej sali pooperacyjnej, dopóki wszystkie zwierzęta się nie obudzą.
  2. Podawać 0,8 ml 0,9% soli fizjologicznej podskórnie i powoli w celu uzupełnienia płynów.
  3. Monitorować zwierzęta po operacji pod kątem ich ogólnego stanu i objawów infekcji lub choroby.

5. Badania serologiczne i ocena histologiczna

  1. Po 24 godzinach od operacji znieczulij myszy pentobarbitalem sodu, stosując tę samą dawkę i tę samą drogę wstrzyknięcia.
  2. Zbierz całą krew z aorty brzusznej (około 0,8 ml na mysz) i wiruj z prędkością 1500 x g przez 15 minut, aby wyizolować surowicę do dalszych badań.
  3. Zbierz tkanki trzustki.
  4. Otwórz klatkę piersiową, aby pobrać tkanki płucne.
  5. Zmierz wskaźniki funkcji biochemicznych surowicy, w tym amylazę, lipazę, czynność wątroby (aminotransferaza alaninowa (AlAT) i aminotransferaza asparaginianowa (AspAT)) oraz czynność nerek (mocznik i kreatyna), używając dostępnych w handlu zestawów zgodnie z instrukcjami producenta.
  6. Homogenizuj tkanki płuc i trzustki i zmierz poziom mieloperoksydazy (MPO) za pomocą dostępnego w handlu zestawu zgodnie z instrukcjami producenta.
  7. Otworzyć klatkę piersiową i dwukrotnie przelać 20 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), a następnie pobrać trzustkę. Zanurzyć w 4% roztworze paraformaldehydu na 24 godziny. Odwodnić w serii stężeń alkoholu i zatopić w parafinie.
  8. Za pomocą mikrotomu przygotuj skrawki tkanki trzustki o grubości 5 μm.
  9. Wykonaj barwienie H&E w celu oceny histologicznej trzustki.
  10. Oceń wyniki patologiczne zgodnie z kryteriami zaproponowanymi przez Schmidta i wsp.30.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stosując się do powyższych instrukcji, uzyskaliśmy średni czas trwania operacji wynoszący około 40 minut. Myszy były nieco nieaktywne i straciły około 0,5-1,75 g, 0,85-1,85 g i 0,5-4,73 g wagi odpowiednio po 24 godzinach, 48 godzinach i 72 godzinach po operacji (Ryc. 2).

Od momentu zakończenia operacji do 24 godzin po operacji, w miarę rozwoju choroby, myszy stawały się nieaktywne i wykazywały powolne reakcje i działania.

Wskaźniki przeży...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model SAP indukowany przez TC jest doskonałym narzędziem badawczym. Jak wykazano w tym badaniu, model ten jest bardzo łatwy do zrealizowania w ogólnych laboratoriach bez użycia specjalnych urządzeń. W połączeniu z analizą histologiczną i biochemiczną zapewnia oszczędne (niedrogie odczynniki) i oszczędzające czas (24-godzinne okno) podejście do indukcji i oceny AP. Dostosowanie stężenia TC daje również możliwość wytworzenia łagodnego i umiarkowanego AP. Perides i wsp. również zastosowali TC do indukcji SAP u myszy

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jesteśmy wdzięczni za wsparcie z następujących grantów: Grant na badania translacyjne NCRCH [2020WSA01], Grant naukowy KJXW od Komisji Zdrowia Suzhou dla Młodych Uczonych [KJXW2020002], Plan Nauki i Technologii Miasta Suzhou (SKY2021038 i SKJY2021050), grant z Priorytetowego Programu Akademickiego Rozwoju Instytucji Szkolnictwa Wyższego w Jiangsu (PAPD) oraz Plan Badań Podstawowych i Rozwoju Społecznego Prowincji Jiangsu (BE2018659).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,5% jodoforuShanghai Likang Środek dezynfekujący3101024 ml / mysz
0,9% chlorek soduSinopharm Group Co., Ltd.100193180,8 ml / mysz
1% Pentobarbital soduSigmaP37610,2 -0,25 ml / mysz
25 & mu; L płaska końcówka Mikrolitrowa strzykawkaGaoge, SzanghajA124019
4% ParaformaldehydBeyotime, Nantong, ChinyP0099-500ml
5% taurocholan sodu (TC)AladynS100834-5g10 μ Mysz L/SAP
6-0 Sterylny nylonowy mikroszew z gwintowaną igłą (1/2 koła)Cheng-He20093
75% alkoholuSinopharm Group Co., Ltd.100092184 ml / mysz
8-0 Sterylny nylonowy mikroszew z gwintowaną igłą (koło 3/8)Cheng-He19064
Zestaw do oznaczania aktywności ALTEPNK, Anhui, ChinyALT0012
Zestaw do oznaczania amylazyEPNK, Anhui, ChinyAMY0012
Kątowy mały zacisk do buldoga ze szczęką 12 mm (3 cm)Cheng-HeHC-X022
lub Strzępy na ściółkę dla myszyBeijing Vital River Laboratory Animal TechnologyVR03015
Zestaw do oznaczania aktywności ASTEPNK, Anhui, ChinyAST0012
Zestaw do oznaczania azotu mocznikowego (BUN) we krwiEPNK, Anhui, ChinyBUN0011
Mysz C57BL/6Beijing Vital River Laboratory Animal Technology213
Zestaw do oznaczania kreatynyEPNK, Anhui, Chiny
Cecha ostrza mikrotomuBeyotime, Nantong, ChinyE0994
Kleszcze hemostatyczne (9,5 cm, zakrzywione)JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.JC3901
Zestaw do oznaczania lipazyJiancheng, Nanjing, ChinyA054-2-1
MicrotomeLeica biosystem, NiemcyAnalizator biochemiczny RM2245
Mindray, Shenzhen, ChinyBS-420
MPOJiancheng, Nankin, ChinyA044-1-1
Normalna karma dla myszyTroficzna, Nantong, ChinyLAD 1000
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiBeyotime, Nantong, ChinyC0221A
ze szczęką 5 mm (1,5 cm)JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.W40130
Kleszcze proste lub zakrzywione (11,0 cm)Cheng-HeHC-X091A lub HC-X090A
Nożyczki proste (10,0 cm)Cheng-He, Ningbo, ChinyHC-J039102
Thermo ScientificThermo Scientific, USAMultifuge X1R
Wióry osikowe CRE0012 Zestaw testowy Prosty zacisk mikro-buldoga Wirówka

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lee, P. J., Papachristou, G. I. New insights into acute pancreatitis. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 16 (8), 479-496 (2019).
  2. Mandalia, A., Wamsteker, E. J., DiMagno, M. J. Recent advances in understanding and managing acute pancreatitis. F1000Research. 7, 959(2018).
  3. Banks, P. A., et al. Classification of acute pancreatitis-2012: revision of the Atlanta classification and definitions by international consensus. Gut. 62 (1), 102-111 (2013).
  4. Munir, F., et al. Advances in immunomodulatory therapy for severe acute pancreatitis. Immunology Letters. 217, 72-76 (2020).
  5. Peery, A. F., et al. Burden of gastrointestinal disease in the United States: 2012 update. Gastroenterology. 143 (5), 1179-1187 (2012).
  6. Hines, O. J., Pandol, S. J. Management of severe acute pancreatitis. BMJ. 367, 6227(2019).
  7. James, T. W., Crockett, S. D. Management of acute pancreatitis in the first 72 hours. Current Opinion in Gastroenterology. 34 (5), 330-335 (2018).
  8. Silva-Vaz, P., et al. Murine models of acute pancreatitis: a critical appraisal of clinical relevance. International Journal of Molecular Sciences. 20 (11), 2794(2019).
  9. Hyun, J. J., Lee, H. S. Experimental models of pancreatitis. Clinical Endoscopy. 47 (3), 212-216 (2014).
  10. Renner, I. G., Wisner, J. R., Rinderknecht, H. Protective effects of exogenous secretin on ceruletide-induced acute pancreatitis in the rat. Journal of Clinical Investigation. 72 (3), 1081-1092 (1983).
  11. Niederau, C., Ferrell, L. D., Grendell, J. H. Caerulein-induced acute necrotizing pancreatitis in mice: protective effects of proglumide, benzotript, and secretin. Gastroenterology. 88 (5), 1192-1204 (1985).
  12. Foitzik, T., et al. Exocrine hyperstimulation but not pancreatic duct obstruction increases the susceptibility to alcohol-related pancreatic injury. Archives in Surgery. 129 (10), 1081-1085 (1994).
  13. Schneider, L., Dieckmann, R., Hackert, T., Gebhard, M. M., Werner, J. Acute alcohol-induced pancreatic injury is similar with intravenous and intragastric routes of alcohol administration. Pancreas. 43 (1), 69-74 (2014).
  14. Huang, W., et al. Fatty acid ethyl ester synthase inhibition ameliorates ethanol-induced Ca2+-dependent mitochondrial dysfunction and acute pancreatitis. Gut. 63 (8), 1313-1324 (2014).
  15. Sun, J., et al. NRF2 mitigates acute alcohol-induced hepatic and pancreatic injury in mice. Food and Chemical Toxicology. 121, 495-503 (2018).
  16. Kui, B., et al. New insights into the methodology of L-arginine-induced acute pancreatitis. PLoS One. 10 (2), 0117588(2015).
  17. Creutzfeldt, W., Schmidt, H., Horbach, I. Studies on the effects of a trypsin inhibitor (Trasylol) on Enzyme activities and morphology in taurocholate and calciphylaxis pancreatitis of the rat (a contribution to the pathogenesis of pancreatitis). Klin Wochenschr. 43, 15-22 (1965).
  18. Liu, Z. H., et al. A simple taurocholate-induced model of severe acute pancreatitis in rats. World Journal of Gastroenterology. 15 (45), 5732-5739 (2009).
  19. Cavdar, F., et al. Controversial issues in biliary pancreatitis: when should we perform MRCP and ERCP. Pancreatology. 14 (5), 411-414 (2014).
  20. Perides, G., van Acker, G. J., Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5 (2), 335-341 (2010).
  21. Orabi, A. I., et al. Cluster of differentiation 38 (CD38) mediates bile acid-induced acinar cell injury and pancreatitis through cyclic ADP-ribose and intracellular calcium release. Journal of Biological Chemistry. 288 (38), 27128-27137 (2013).
  22. Fanczal, J., et al. TRPM2-mediated extracellular Ca(2+) entry promotes acinar cell necrosis in biliary acute pancreatitis. Journal of Physiology. 598 (6), 1253-1270 (2020).
  23. Huang, W., et al. Caffeine protects against experimental acute pancreatitis by inhibition of inositol 1,4,5-trisphosphate receptor-mediated Ca2+ release. Gut. 66 (2), 301-313 (2017).
  24. Zhang, X., et al. Dehydrocholic acid ameliorates sodium taurocholate-induced acute biliary pancreatitis in mice. Biology and Pharmaceutical Bulletin. 43 (6), 985-993 (2020).
  25. Hagiwara, S., et al. Antithrombin III prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Pancreas. 38 (7), 746-751 (2009).
  26. Hagiwara, S., et al. Danaparoid sodium prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Shock. 32 (1), 94-99 (2009).
  27. Wittel, U. A., et al. Taurocholate-induced pancreatitis: a model of severe necrotizing pancreatitis in mice. Pancreas. 36 (2), 9-21 (2008).
  28. Barlass, U., et al. Morphine worsens the severity and prevents pancreatic regeneration in mouse models of acute pancreatitis. Gut. 67 (4), 600-602 (2018).
  29. Wu, D., et al. A systematic review of NSAIDs treatment for acute pancreatitis in animal studies and clinical trials. Clinical Research in Hepatology and Gastroenterology. 44, 100002(2020).
  30. Schmidt, J., et al. A better model of acute pancreatitis for evaluating therapy. Annals in Surgery. 215 (1), 44-56 (1992).
  31. Junyuan, Z., et al. Quercetin protects against intestinal barrier disruption and inflammation in acute necrotizing pancreatitis through TLR4/MyD88/p38MAPK and ERS inhibition. Pancreatology. 18 (7), 742-752 (2018).
  32. Waldron, R. T., et al. The Orai Ca(2+) channel inhibitor CM4620 targets both parenchymal and immune cells to reduce inflammation in experimental acute pancreatitis. Journal of Physiology. 597 (12), 3085-3105 (2019).
  33. Petersen, O. H., Gerasimenko, J. V., Gerasimenko, O. V., Gryshchenko, O., Peng, S. The roles of calcium and ATP in the physiology and pathology of the exocrine pancreas. Physiological Reviews. 101 (4), 1691-1744 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model zapalenia trzustki u myszywstrzykni cie taurocholanu soduocena histologicznabadania serologicznebarwienie H Etkanka trzustkichirurgia zwierz ca

Powiązane artykuły