Artykuł metodologiczny

Zawał mięśnia sercowego przez przezskórne wprowadzenie cewki embolizacyjnej w modelu trzody chlewnej

2.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63172

⸱

4 listopada 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III

* These authors contributed equally

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

Modele zwierzęce zawału mięśnia sercowego (MI), które naśladują naturalny proces choroby u ludzi, są kluczowe dla zrozumienia mechanizmów patofizjologicznych i testowania bezpieczeństwa i skuteczności nowych terapii. W tym miejscu opisujemy model trzody chlewnej MI utworzony przez zastosowanie przezskórnej cewki embolizującej.

Streszczenie

Zawał mięśnia sercowego (MI) jest główną przyczyną śmiertelności na całym świecie. Pomimo stosowania metod leczenia opartego na dowodach, w tym rewaskularyzacji naczyń wieńcowych i leków sercowo-naczyniowych, u znacznego odsetka pacjentów po zawale mięśnia sercowego rozwija się patologiczny przebudowę lewej komory serca i postępująca niewydolność serca. Dlatego opracowano nowe opcje terapeutyczne, takie jak m.in. terapie komórkowe i genowe, w celu naprawy i regeneracji uszkodzonego mięśnia sercowego. W tym kontekście, zwierzęce modele zawału mięśnia sercowego mają kluczowe znaczenie w badaniu bezpieczeństwa i skuteczności tych eksperymentalnych terapii przed translacją kliniczną. Duże modele zwierzęce, takie jak świnie, są preferowane w stosunku do mniejszych ze względu na duże podobieństwo świń i ludzkich serc pod względem anatomii tętnic wieńcowych, kinetyki serca i procesu gojenia po zawale mięśnia sercowego. W tym miejscu naszym celem było opisanie modelu MI w świni poprzez stałe rozmieszczenie cewki. Krótko mówiąc, obejmuje przezskórną selektywną kaniulację tętnicy wieńcowej przez wsteczny dostęp do kości udowej. Po koronarografii cewka jest umieszczana w gałęzi docelowej pod kontrolą fluoroskopową. Ostatecznie całkowita okluzja jest potwierdzana przez powtórną koronarografię. Takie podejście jest wykonalne, wysoce powtarzalne i naśladuje patogenezę ludzkiego nierewaskularyzowanego zawału serca, unikając tradycyjnej operacji na otwartej klatce piersiowej i późniejszego pooperacyjnego stanu zapalnego. W zależności od czasu obserwacji, technika jest odpowiednia dla modeli ostrego, podostrego lub przewlekłego zawału mięśnia sercowego.

Wprowadzenie

Zawał mięśnia sercowego (MI) jest najczęstszą przyczyną śmiertelności, zachorowalności i niepełnosprawności na całym świecie1. Pomimo obecnych postępów terapeutycznych, u znacznego odsetka pacjentów po zawale mięśnia sercowego dochodzi do niekorzystnej przebudowy komór i postępującej niewydolności serca, co skutkuje złym rokowaniem z powodu dysfunkcji komór i nagłej śmierci2,3,4. Nowe opcje terapeutyczne w zakresie naprawy i/lub regeneracji uszkodzonego mięśnia sercowego są zatem badane, a translacyjne modele zwierzęce MI mają kluczowe znaczenie w testowaniu ich bezpieczeństwa i skuteczności. Chociaż do badań sercowo-naczyniowych wykorzystano kilka modeli, w tym szczury5,6, myszy7,8, dogs9 i sheep10, świnie są jednym z najlepszych wyborów do modelowania badań niedokrwienia serca ze względu na ich wysokie podobieństwo do ludzi pod względem wielkości serca, anatomii tętnicy wieńcowej, kinetyki serca, fizjologii, metabolizmu i proces leczenia po zawłaszczeniu mięśnia sercowego11,12,13,14,15.

W tym kontekście, dostępnych jest wiele różnych metod otwartej chirurgii i przezskórnych do opracowania modeli trzody chlewnej z zawałem mięśnia sercowego. Podejście z otwartą klatką piersiową obejmuje zabieg torakotomii lewej lewej bocznej i jest przydatne do wykonywania chirurgicznego podwiązania tętnic wieńcowych16,17, kriouraz mięśnia sercowego, kauteryzacja12 oraz umieszczenie w tętnicy wieńcowej hydraulicznego okluzu18 lub ameroid constrictor19, między innymi. Chirurgiczna okluzja naczyń wieńcowych jest szeroko stosowana do testowania nowych opcji terapeutycznych, takich jak inżynieria tkankowa serca i terapia komórkowa, ponieważ umożliwia szeroki dostęp i wizualną ocenę serca; jednakże, w przeciwieństwie do ludzkiego zawału serca, może powodować zrosty chirurgiczne, sąsiednie blizny i pooperacyjne stany zapalne17. Kriouraz mięśnia sercowego i kauteryzacja są technikami łatwymi do odtworzenia, ale nie odtwarzają patofizjologicznej progresji MI obserwowanej u ludzi12. Z drugiej strony opracowano kilka technik przezskórnych w celu uzyskania tymczasowego lub trwałego zablokowania naczyń wieńcowych. Obejmują one przezwieńcową lub wewnątrzwieńcową ablację etanolem20,21, okluzję za pomocą angioplastyki balonowej22, lub dostarczanie materiałów trombogennych, takich jak kulki żelu agarozowego23, mieszaniny fibrynogenu9, lub embolizacja cewki17,24. Podczas gdy angioplastyka balonowa lepiej nadaje się do badań nad niedokrwieniem / reperfuzją, zastosowanie cewki wieńcowej jest jednym z najlepszych wyborów do modelowania nierewaskularyzowanego zawału serca. To przezskórne podejście jest wykonalne, konsekwentnie powtarzalne i pozwala uniknąć operacji na otwartej klatce piersiowej. Pozwala to na precyzyjną kontrolę lokalizacji zawału i skutkuje patofizjologią podobną do tej u człowieka po niereperfuzji zawału serca. Co więcej, embolizacja cewki nadaje się do modelowania ostrego, podostrego lub przewlekłego zawału mięśnia sercowego; przewlekła zastoinowa niewydolność serca; lub choroba zastawkowa17.

Niniejszy protokół ma na celu opisanie sposobu rozwoju modelu trzody chlewnej MI poprzez stałe wdrożenie cewki. Krótko mówiąc, obejmuje przezskórną selektywną kaniulację tętnicy wieńcowej przez wsteczny dostęp do kości udowej. Po koronarografii cewka jest umieszczana w tętnicy docelowej pod kontrolą fluoroskopową. Ostatecznie całkowita okluzja jest potwierdzana przez powtórną koronarografię.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Etyczny Jednostki Doświadczalnej na Zwierzętach Niemieckiego Instytutu Badań nad Zdrowiem Trias i Pujol (IGTP) oraz Władze Rządowe (Generalitat de Catalunya; Kod: 10558 i 11208) i przestrzega wszystkich wytycznych dotyczących wykorzystywania zwierząt w badaniach i nauczaniu, zgodnie z definicją zawartą w Przewodniku po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych25.

1. Przygotowanie zwierząt przed zabiegiem

  1. Używaj krzyżówek Landrace X Large White (30-35 kg) obu płci.
  2. Przechowywać zwierzęta na czczo przez 12 godzin przed zabiegiem.

2. Sedacja, znieczulenie i analgezja

  1. Uspokoić zwierzę za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia ketaminy (3 mg/kg), midazolamu (0,3 mg/kg) i deksmedetomidyny (0,03 mg/kg). Odczekaj około 10-15 minut.
  2. Po uspokojeniu świni należy ją przewietrzyć mieszaniną tlenu (90-100%) i izofluranu (1-2%) oraz maską na twarz, aby zapewnić optymalne uspokojenie.
  3. Umieść maść weterynaryjną na oczach świni, aby zapobiec wysuszeniu.
    UWAGA: Powtarzaj co 20 minut.
  4. Umieścić dożylnie (IV) cewnik 20 G w bocznej żyle ucha. Podawać propofol (1-2 mg/kg) w celu wywołania znieczulenia.
  5. Gdy świnia nie ma odruchu połykania, zaintubuj zwierzę za pomocą rurki dotchawiczej (rozmiar 6,5-7,0 dla 30-35 kg).
    UWAGA: Dostosuj rozmiar rurki dotchawiczej do wielkości świni. Intubację należy przeprowadzić szybko, aby zapobiec głębszej płaszczyźnie znieczulenia i przedłużającemu się bezdechowi.
  6. Podawać dożylnie buprenorfinę (0,01 mg/kg) w celu znieczulenia śródoperacyjnego. Do znieczulenia pooperacyjnego należy stosować system transdermalny z fentanylem (100 μg/h).
    UWAGA: Plaster z fentanylem nakłada się na skórę pachwinową i jest aktywny przez 72 godziny w celu ograniczenia bólu pooperacyjnego. Jego działanie farmakologiczne nie zaczyna się od razu po porodzie, dlatego należy go zastosować przed rozpoczęciem zabiegu.
  7. Wykonać wentylację jednostki worka z maską oddechową (20 napompowań/min) podczas transportu świni do pomieszczenia radiologii interwencyjnej naczyń krwionośnych (VIR).
  8. Podłącz rurkę dotchawiczą do aparatu anestezjologicznego wyposażonego w czujnik dróg oddechowych i zapis kapnograficzny.
  9. Rozpocznij mechaniczną wentylację nadciśnieniową od FiO2 0,50, używając objętości oddechowej 10 ml/kg i częstotliwości 16-20 oddechów/min. Utrzymuj znieczulenie izofluranem (1-3%).
    UWAGA: Aby potwierdzić prawidłową płaszczyznę znieczulenia chirurgicznego, zwierzę nie powinno oddychać spontanicznie ani mieć odruchów świetlnych rogówki lub źrenic.

3. Monitorowanie hemodynamiczne i przygotowanie obszaru operacyjnego

  1. Ułóż zwierzę na stole operacyjnym w pozycji leżącej na plecach i przymocuj kończyny do stołu za pomocą taśmy lub bandaża.
  2. Umieść sondy elektrokardiogramu (EKG) podskórnie w kończynach zwierzęcia w celu zarejestrowania zmian w segmencie ST, załamkach T i tętnie podczas procedury eksperymentalnej.
  3. Umieść pulsoksymetr na języku lub kąciku wargi zwierzęcia i nieinwazyjny mankiet uciskowy na kończynie przedniej.
  4. Zmierz temperaturę w odbycie/przełyku za pomocą sondy.
  5. Oczyść prawy obszar kości udowej mydłem chirurgicznym, a następnie naprzemiennie antyseptycznym roztworem jodu powidonu i alkoholem 3 razy w sterylnych warunkach.
  6. Upewnij się, że chirurg wykonuje chirurgiczne mycie rąk i nosi sterylny fartuch oraz sterylne rękawice.
  7. Przykryj zwierzę sterylnym obłożeniem chirurgicznym.
  8. Przygotuj i przepłucz heparynizowanym roztworem soli fizjologicznej igłę, osłonkę naczyniową 6F, drut z końcówką J o średnicy 0,035 cala, cewnik prowadzący 6F JR4 o długości 90 cm, prowadnik o długości 0,014 cala i długości 200 cm, mikrocewnik o długości 150 cm / średnicy wewnętrznej 0,017 cala oraz zestaw kolektora iniekcyjnego ze środkiem kontrastowym.

4. Dostęp naczyniowy

  1. Nakłuć prawą tętnicę udową przezskórnie z nakłuciem pod kontrolą USG. Zlokalizuj rozwidlenie między tętnicą udową powierzchowną a tętnicą udową głęboką.
  2. Umieść przetwornik 2-3 cm proksymalnie do rozwidlenia, we wspólnej tętnicy udowej i wyrównaj środek przetwornika ze wspólną tętnicą udową.
  3. Umieść igłę na środku głowicy i nakłuj tętnicę pod kątem około 45°. Następnie włóż osłonkę naczyniową 6F przy użyciu zmodyfikowanej techniki Seldingera26.
    UWAGA: W przypadku znacznego skurczu lub krwiaka, skrzyżowanie do przeciwległej tętnicy udowej.
  4. Przepłukać cewniki heparynizowanym roztworem soli fizjologicznej. (5000 j.m. heparyny niefrakcjonowanej/1000 ml 0,9% NaCL).
  5. Heparynę podawać przez osłonkę (300 j.m./kg).

5. Koronarografia

  1. Włóż drut z końcówką J do cewnika prowadzącego JR4 i przesuń drut przez osłonę do aorty wstępującej, a następnie umieść cewnik na powierzchni zastawki.
  2. Odłączyć przewód i podłączyć cewnik do systemu kolektora iniekcyjnego. Wyczyść cały system.
  3. Pod wpływem fluoroskopii włóż cewnik do lewej głównej tętnicy wieńcowej i wstrzyknij 10 ml jodowego środka kontrastowego, aby uwidocznić lewy układ wieńcowy (Rysunek 1A, C).
    UWAGA: Ważne jest, aby upewnić się, że przebieg ciśnienia tętniczego nie jest tłumiony przed wstrzyknięciem, aby uniknąć ryzyka rozwarstwienia naczyń wieńcowych.
  4. Wykonaj angiogramy w dwóch ortogonalnych widokach: lewy przedni skośny 40° i prawy przedni skośny 30°.
  5. Przesuń prowadnik o średnicy 0,014 cala wstępnie zmontowany na mikrocewniku do środkowej lewej przedniej zstępującej (LAD) lub dystalnej lewej tętnicy wieńcowej obwodowej (LCX) pod kontrolą fluoroskopową.

6. Implantacja cewki

  1. Pod kontrolą fluoroskopową przesuń mikrocewnik przez drut do żądanego miejsca, w którym należy umieścić implant cewki. W przypadku okluzji LAD umieść cewkę dystalnie do pierwszej gałęzi ukośnej, a w przypadku LCX umieść cewkę dystalnie do pierwszej gałęzi brzeżnej.
    UWAGA: Podejścia proksymalne (przed pierwszą przekątną lub pierwszymi odgałęzieniami brzeżnymi) mają bardzo niskie wskaźniki przeżycia.
  2. Usuń przewód i wybierz cewkę.
    UWAGA: Ważne jest, aby wybrać optymalny rozmiar i długość cewki. Mała lub krótka cewka może nie ustawiać się dobrze w świetle naczynia i wiąże się z bardzo wysokim ryzykiem dystalnej migracji z powodu wstrzyknięć kontrastowych lub spontanicznych, co skutkuje mniejszym rozmiarem zawału. Duża lub długa cewka może wypadać bliżej naczynia i powodować większy zawał niż pożądany. Wybór odpowiedniej cewki jest szczególnie ważny, jeśli używane są cewki niewykrywalne, ponieważ nie można ich usunąć. Optymalna wielkość to 1-2 mm większy niż prześwit naczynia, które ma być zatorowe, a długość w zakresie 20-60 mm jest zwykle odpowiednia dla świń o wadze 30-40 kg.
  3. Dostarczyć cewkę za pomocą mikrocewnika i powoli wstrzyknąć 5 ml jodowego środka kontrastowego pod fluoroskopią, aby uwidocznić prawidłowe położenie cewki.
  4. Wyjmij mikrocewnik z wnętrza cewnika prowadzącego i umieść go w bocznym odgałęzieniu, aby wykonać zastrzyki kontrolne i zapewnić dostęp do tętnicy w przypadku konieczności wszczepienia drugiej cewki.
  5. Poczekaj, aż cewka zakrzepnie i zatka tętnicę.
    UWAGA: Gdy tętnica jest niedrożna, można zaobserwować zmiany w elektrokardiogramie. Innym sposobem sprawdzenia całkowitej niedrożności tętnic jest wykonywanie powolnych wstrzyknięć jodowego kontrastu co 10 minut (Rysunek 1B, D). Jeśli tętnica nie zzamyka się w ciągu 20-30 minut, może być wymagany kolejny implant spiralny.

7. Zakończenie procedury

  1. Po niedrożności tętnicy należy podawać ciągły wlew dożylny lidokainy (50-100 μg/kg/min) przez co najmniej 1 godzinę, aby zapobiec epizodom arytmii.
  2. Wykonaj angiogram, aby upewnić się, że nie ma przepływu dystalnego do okluzji.
  3. Usuń drut, mikrocewnik i cewnik prowadzący.
  4. Zdejmij osłonę i wykonuj ręczną kompresję przez 20 minut.

8. Zabieg pooperacyjny i rekonwalescencja zwierząt

  1. Monitoruj zwierzę, aż w pełni wyzdrowieje, korzystając z EKG, temperatury w odbycie, pulsoksymetrii i kapnografii.
    UWAGA: W przypadku komorowych zaburzeń rytmu serca należy podać bolus lidokainy (1,5-3,5 mg/kg).
  2. Podać tulatromycynę we wstrzyknięciu domięśniowym (2,5 mg/kg) jako profilaktyczną antybiotykoterapię pooperacyjną. W przypadku analgezji pooperacyjnej przed zabiegiem chirurgicznym podaje się transdermalny plaster z fentanylem (krok 2.6).
  3. Wyłącz izofluran i utrzymuj wentylację mechaniczną, aż zwierzę zacznie spontanicznie oddychać.
  4. Kiedy świnia odzyska odruch połykania, usuń rurkę dotchawiczą. UWAGA: Sprawdź, czy zwierzę ma dobre SpO2 (ponad 95%) przed i po ekstubacji.
  5. Przetransportuj zwierzę do indywidualnej klatki. Umieść zwierzę na kocu z gorącą wodą i przykryj je serwetą termiczną, aby uniknąć hipotermii pooperacyjnej.
    UWAGA: Nie zwracaj świni do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
  6. Monitorować zwierzę do momentu, gdy odzyska przytomność na tyle, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.

9. Ocena i monitorowanie bólu pooperacyjnego

  1. Podczas obserwacji pooperacyjnej należy monitorować ogólny stan zwierząt, w tym częstość oddechów, spożycie pokarmu i wody, aktywność i interakcje z innymi osobnikami, wygląd i zabarwienie skóry oraz ewolucję rany pooperacyjnej.
  2. Stosuj protokół codziennego nadzoru zgodnie z następującymi kryteriami punktacji: - Waga:
    0: Normalny
    1: <10% utrata masy ciała
    2: 10-20% utrata masy ciała < BR / > 3:> 20% utrata masy ciała < br / >
    - Stan ciała:
    0: Dobrze: niewydatne kręgi, kości miednicy lub kręgosłupa
    2: Regularny: ślady segmentacji kręgosłupa, wyczuwalne palpacyjnie kości miednicy
    3: Wychudzenie: bardzo wyraźny szkielet, mało lub brak mięsa do przykrycia

    - Zachowanie:
    0: Normalny: Aktywny i interaktywny w Twoim środowisku
    1: Nieznaczny spadek aktywności i mniejsza interaktywność
    2: Nieprawidłowy: wyraźny spadek aktywności, izolowany
    3: Nieprawidłowe: Unieruchomienie lub nadpobudliwość, możliwe samookaleczenie

    - Wygląd fizyczny:
    0: Normalne: skóra/włosy błyszczące, a oczy jasne
    1: Znika balsamowanie, skóra / włosy bez połysku < br / > 2: Słaba wydzielina skórna/z nosa
    3: Słaba skóra, nieprawidłowa lub zgarbiona postawa < br / >
    - Zaburzenia zachowania:
    0: Brak
    1: Niezdolność do normalnego poruszania się
    2: Nie można dotrzeć do jedzenia/picia, odizolowany od innych zwierząt
    3: Intencja ukrycia się/zapędzenia w kozi róg, nie reaguje na bodźce (umieranie)

    - Objawy kliniczne:
    0: Brak
    1: Hipotermia, gorączka, łagodna niewydolność oddechowa
    2: Zakażenie rany pooperacyjnej, umiarkowana niewydolność oddechowa z krwawą wydzieliną śluzowo-śluzową < /> 3: Niewydolność serca, ciężka niewydolność oddechowa (sinica, otwarte usta)

    Ocena:
    - 1-5: Nadzoruj zwierzęta raz dziennie.
    - 6-12: W razie potrzeby zapewnij terapię wspomagającą.
    - Każde zwierzę z wynikiem 3 w którymkolwiek z powyższych parametrów lub z łącznym wynikiem >12 zostanie poddane eutanazji.

    UWAGA: Zwierzęta powinny być codziennie monitorowane przez personel zajmujący się opieką nad zwierzętami oraz dwa razy w tygodniu przez zespół badawczy i weterynaryjny.
  3. Chociaż nie oczekuje się bólu i stresu po zabiegu, jeśli jakiekolwiek zwierzę wykazuje oznaki bólu, należy zastosować terapię przeciwbólową (tramadol, doustnie, 2-4 mg/kg, codziennie). Jeśli jakiekolwiek zwierzę nie reaguje na leki przeciwbólowe i wykazuje oznaki przewlekłego bólu (bardzo małe prawdopodobieństwo), należy je poddać eutanazji za pomocą przedawkowania środka znieczulającego (tiopental sodu, dożylnie, 200 mg/kg).
  4. Jeśli rana pooperacyjna wykazuje oznaki zakażenia (małe prawdopodobieństwo) pomimo zastosowanej antybiotykoterapii, należy codziennie leczyć ranę i rozpocząć nowy schemat antybiotykowy (siarczan cefquinomu, IM, 2 mg/kg mc., codziennie).

10. Metoda eutanazji

  1. W poprzedniej sedacji i znieczuleniu, jak opisano wcześniej, podać dożylnie przedawkowanie tiopentalu sodu (200 mg/kg).
  2. Potwierdź zatrzymanie krążenia i zgon poprzez monitorowanie parametrów życiowych (elektrokardiogram, ciśnienie krwi, kapnografia).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

MI wskaźniki przeżycia i lokalizacja
Pięćdziesiąt siedem świń poddano implantacji cewki wieńcowej w gałęzi brzeżnej LCX (n = 25; 12 samic i 13 samców) lub w LAD między pierwszą a drugą gałęzią ukośną (n = 32; 16 samic i 16 samców) tętnicy wieńcowej i obserwowano je przez 30 dni. Wskaźnik przeżywalności zwierząt poddanych badaniu na wskaźnik zawału mięśnia sercowego w oddziale brzeżnym LCX wynosił 80% (n = 20). Trzy świnie zmarły w wyniku śmiertelnych powikłań związanych z blokiem przedsionkowo-komoro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Cewka umieszczona w tętnicy wieńcowej zapewnia powtarzalny i spójny przedkliniczny model niereperfuzyjnego zawału serca u świń, który można wykorzystać do opracowania i przetestowania nowych strategii terapeutycznych układu sercowo-naczyniowego.

W naszych rękach śmiertelność podczas obserwacji była w 19% związana z powikłaniami zawału mięśnia sercowego, głównie w ciągu pierwszych 24 godzin od zabiegu. Wszystkie te zgony są związane z historią naturalną nieperfuzyjnego zawału mięśnia sercowego ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Podziękowania

Wyrażamy naszą wdzięczność Centrum Medycyny Porównawczej i Bioobrazowania Katalonii (CMCiB) oraz personelowi za ich wkład w wykonanie modelu zwierzęcego. Prace te były wspierane przez Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Sociedad Española de Cardiología oraz Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Prace te zostały również sfinansowane z projektów Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] i CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], w ramach Plan Nacional de I+D+I, oraz współfinansowane przez ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr Fadeuilhe otrzymał stypendium od Hiszpańskiego Towarzystwa Kardiologicznego (Madryt, Hiszpania).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Cewnik prowadzący 6-F JR4 0-71"MedtronicLA6JR406F JR4 90 cm Cewnik prowadzący
Adrenalina 1 mg/mlB.BraunNational Code (NC). 602486
Adrenalina Atropina 1 mg/mlB.BraunNC. 635649Atropina
BetadineMylanNC. 694109-1Roztwór jodu powidonu
Bupaq 0,3 mg/mlRichter Pharma AGNC. 578816.6Buprenorfina
Dexdomitor 0,5 mg/mlOrion PharmaNC. 576303.3Deksmedetomidyna
DraxxinZoetisNC. 576313.2Tulathromycyna
EMERALD ProwadnikCordis502-5850,035-calowy drut z końcówką J
Defibrylator zewnętrznyDigiCareCS81XVETRęczny defibrylator
zewnętrznyFendivia 100 i mikro; g/hTakedaNC. 658524.5Plaster transdermalny z fentanylem
Guidewire Igła wprowadzająca 18 G x 7 cmArgonGWI1802Igła wprowadzająca
Heparyna 1%ROVINC. 641647.1Heparyna
Hi-Torque VersaTurn FAbbott1013317J0,014 cala 200 cm Prowadnik
IsoFloZoetis50019100Isoflurane
KetamidorRichter Pharma AG,NC. 580393.7Ketamina
Lidokaina 50 mg / mlB.BraunNC. 645572.2Lidokaina
MD8000vetSprzęt MeditechMD8000vetMonitor wieloparametrowy
MidazolamLaboratorios NormonNC. 624437.1Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7"). Podwójnie zakończony.Stal nierdzewna.6F.16MeritPSI-6F-11-0356F Osłonka naczyniowa
Propovet Multidosis 10 mg / mlZoetisNC. 579742.7Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1ROBoston ScientificM001181370długości 150 cm i średnicy wewnętrznej 0,017 cala Mikrocewnik
RuschelitTeleflex112482Rurka dotchawicza z balonem (#6.5)
SPUR IIAmbu325 012 000Worek na maskę oddechową z wentylacją (AMBU)
Vasofix 20 GB.Braun426909820 G Kaniula
Visipaque 320 mg/ml USB 10 x 200 mLGeneral Electrics1177612Jodowany środek kontrastowy
VortX-18 Diamond 3 mm/3,3 mmCewka do M0013822030 Boston Scientific
WATO EX-35MindrayWATO Aparatanestezjologiczny
EX-35Vet

Bibliografia

  1. Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349(2020).
  2. Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71(2017).
  3. Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
  4. Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
  5. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30(2009).
  6. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464(2011).
  7. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
  8. Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
  9. Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
  10. Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417(2020).
  11. Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117(2019).
  12. Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
  13. Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
  14. Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113(2016).
  15. Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
  16. Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
  17. Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137(2014).
  18. Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984(2000).
  19. Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
  20. Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
  21. Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
  22. Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
  23. Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
  24. Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
  25. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
  26. Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
  27. Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269(2014).
  28. Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Sprostowanie


Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 5/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

Tagi

Angiografia wie cowaprzebudowa lewej komoryzamkni cie t tnicy wie cowejprowadzenie fluoroskopowemodel zwierz cy MIrezonans magnetyczny serca

Powiązane artykuły