Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nasilenie niedokrwienia mięśnia sercowego po narażeniu na cząstki stałe w modelu zwierzęcym miażdżycy

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63184

⸱

10 grudnia 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1China Academy of Chinese Medical Sciences

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje złożony model zwierzęcy z narażeniem na cząstki stałe (PM), które nasilają niedokrwienie mięśnia sercowego z miażdżycą.

Streszczenie

Problemy zdrowotne spowodowane zanieczyszczeniem powietrza (zwłaszcza zanieczyszczeniem cząstkami stałymi) cieszą się coraz większą uwagą, zwłaszcza wśród pacjentów z chorobami układu krążenia, co pogarsza skomplikowane zaburzenia i powoduje złe rokowania. Prosty model narażenia na niedokrwienie mięśnia sercowego (MI) lub cząstki stałe (PM) nie nadaje się do takich badań chorób o wielu przyczynach. W tym artykule opisano metodę konstruowania złożonego modelu łączącego ekspozycję na PM, miażdżycę i niedokrwienie mięśnia sercowego. Myszy ApoE−/− karmiono dietą wysokotłuszczową przez 16 tygodni w celu rozwoju miażdżycy, przeprowadzono wkraplanie tchawicy standardowej zawiesiny PM w celu symulacji narażenia płuc na PM, a lewą przednią zstępującą tętnicę wieńcową podwiązano tydzień po ostatniej ekspozycji. Wkraplanie PM do tchawicy może symulować ostre narażenie płuc, jednocześnie znacznie obniżając koszty eksperymentu; Klasyczne podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej z nieinwazyjną intubacją tchawicy i nowym pomocniczym urządzeniem rozszerzającym może zapewnić zwierzęciu przeżywalność i zmniejszyć trudność operacji. Ten model zwierzęcy może w rozsądny sposób symulować patologiczne zmiany zawału mięśnia sercowego u pacjenta nasilone przez zanieczyszczenie powietrza i stanowić odniesienie do budowy modeli zwierzęcych związanych z badaniami dotyczącymi chorób o wielu przyczynach.

Wprowadzenie

Zanieczyszczenie powietrza wiąże się z wysoką śmiertelnością z jakiejkolwiek przyczyny i przyczynia się do znacznego obciążenia chorobami bardziej niż suma zanieczyszczenia wody, zanieczyszczenia gleby i narażenia zawodowego1. Raport WHO ujawnił, że zanieczyszczenie powietrza na zewnątrz spowodowało 4,2 miliona przedwczesnych zgonów zarówno w miastach, jak i na obszarach wiejskich na całym świecie w 2016 roku2. 91% ludzi na całym świecie mieszka w miejscach, w których jakość powietrza przekracza limity określone w wytycznych WHO2. Co więcej, drobny pył zawieszony (PM) (≤2,5 μm średnicy, PM2,5) jest uznawany za największe zagrożenie zanieczyszczenia powietrza dla globalnego zdrowia publicznego3, szczególnie dla ludzi mieszkających w miastach krajów o niskich i średnich dochodach.

Niekorzystny wpływ zanieczyszczenia powietrza na choroby sercowo-naczyniowe zasługuje na większą uwagę. Wcześniejsze badania wykazały, że PM prowadzi do zwiększonego ryzyka chorób sercowo-naczyniowych (CVD)4. Narażenie na wysokie stężenia ultradrobnych cząstek przez kilka godzin może prowadzić do zwiększonej śmiertelności z powodu zawału mięśnia sercowego. W przypadku osób z przebytym zawałem mięśnia sercowego narażenie na ultradrobne cząstki może znacznie zwiększyć ryzyko nawrotu5. Ponadto powszechnie przyjmuje się, że narażenie na PM przyspiesza postęp miażdżycy6.

Dla badań medycznych kluczowe jest wybranie odpowiedniego modelu zwierzęcego. Proste modele zwierzęce miażdżycy7, modele zwierzęce niedokrwienia mięśnia sercowego8 i modele zwierzęce ekspozycji PM9 już istnieją. Mysz ApoE−/− (znokautowana apolipoproteina E) jest tradycyjnym modelem myszy stosowanym w badaniach nad miażdżycą. Zdolność do usuwania lipoprotein osocza u myszy ApoE−/− jest poważnie upośledzona. Żywienie dietą wysokotłuszczową spowodowałoby ciężką miażdżycę, przypominającą zależność od diety w miażdżycowej chorobie serca obserwowaną u ludzi7. Podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) jest klasyczną metodą wywoływania zdarzenia niedokrwiennego8,10. Napar z tchawicy był używany w wielu badaniach i wyróżnia się na tle modeli ekspozycji11,12 ze względu na lepszą symulację i niższy koszt.

Jednak modele zwierzęce pojedynczej choroby mają znaczące ograniczenia w badaniach naukowych. Niedokrwienie mięśnia sercowego wywołane jedynie przez podwiązanie LAD nie jest symulowane w rzeczywistej sytuacji. W stanie naturalnym niedokrwienie mięśnia sercowego jest zwykle spowodowane pęknięciem blaszki miażdżycowej i zablokowaniem tętnic wieńcowych13. Pacjenci z kardiomiopatią niedokrwienną zwykle mają podstawowe zmiany miażdżycowe13. W organizmie występują również nieprawidłowy metabolizm lipidów i reakcje zapalne14. Dlatego niedokrwienie spowodowane czynnikami fizycznymi lub w warunkach naturalnych ma różne objawy patologiczne. Istniejące badania wykazały, że zawał i stan zapalny w modelach niedokrwienia mięśnia sercowego z miażdżycą jest bardziej dotkliwy15,16. Narażenie na PM może dodatkowo nasilać miażdżycę i niedokrwienie mięśnia sercowego poprzez wywoływanie stanu zapalnego i stresu oksydacyjnego1. W stanie naturalnym zwykle współistnieją trzy czynniki, więc rzeczywistą sytuację można lepiej zasymulować za pomocą modelu złożonego.

Ten protokół opisuje opracowanie zwierzęcego modelu niedokrwienia mięśnia sercowego (MI) łączącego miażdżycę (AS) i ostrą ekspozycję na PM. Myszy ApoE−/− były karmione dietą wysokotłuszczową w celu wywołania miażdżycy. Narażenie płuc na PM było imitowane przez kapanie zawiesiny PM przez tchawicę. Podwiązanie LAD u myszy stosowano w celu wywołania niedokrwienia mięśnia sercowego. Metody te połączono i zoptymalizowano, aby lepiej symulować stan chorobowy i poprawić wskaźnik przeżywalności zwierząt. Nie jest potrzebna żadna jednostka naświetlająca ani aparat do znieczulenia gazowego, dzięki czemu eksperyment jest łatwy do przeprowadzenia. Model ten może być wykorzystany do badania wpływu narażenia na PM w zanieczyszczeniu powietrza na miażdżycę i kardiomiopatię niedokrwienną oraz prowadzenia badań nad nowymi lekami opracowanymi do leczenia chorób z tak złożonymi czynnikami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj działania związane ze zwierzętami zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Chińskiej Materia Medica, Chińskiej Akademii Chińskich Nauk Medycznych. Do badania wykorzystano samce myszy ApoE−/− (tło C57BL/6) w wieku 6-8 tygodni.

1. Przygotowanie eksperymentalne

  1. Przygotować środki znieczulające tribromoetanolem (15 mg/ml): rozpuścić 0,75 g tribromoetanolu w 1 ml alkoholu tert-amylowego (patrz tabela materiałów). Po całkowitym rozpuszczeniu rozcieńczyć go do 50 ml sterylnym roztworem soli fizjologicznej. Przechowywać roztwór w temperaturze 4 °C w sterylnym pojemniku i unikać ekspozycji na światło.
    UWAGA: W tym protokole zastosowano tribromoetanol ze względu na optymalny czas rekonwalescencji po znieczuleniu i przeżywalność zwierząt. Postępuj zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etycznej ds. zwierząt przy wyborze schematu znieczulenia.
  2. Przygotować zawiesinę cząstek stałych: odmierzyć 5 mg DPM (cząstek stałych Diesla, patrz tabela materiałów) w probówkach wirówkowych o pojemności 10 ml. Dodaj 5 ml soli fizjologicznej i odwróć probówkę do góry dnem, aby dobrze wymieszać. Użyj folii parafinowej do uszczelnienia tuby, a następnie włóż ją do myjki ultradźwiękowej na 2-3 godziny (40 KHz, 80 W) w celu łamania ultradźwiękowego.
    UWAGA: Zawiesina powinna być jednorodna i wolna od aglomeratów cząstek. Przed użyciem dobrze wstrząsnąć.

2. Indukcja miażdżycy u myszy

  1. Karm myszy dietą wysokotłuszczową (żółtko jaja w proszku 10%, smalec 10%, sterol 1%, pasza pielęgnacyjna 79%, patrz tabela materiałów) przez 12 tygodni.
  2. Aby oszacować postęp miażdżycy, wybierz losowo 2-3 myszy i sprawdź, czy w łuku aorty znajduje się blaszka miażdżycowa za pomocą obrazowania ultrasonograficznego lub bezpośredniej obserwacji anatomicznej17.
    UWAGA: Do obserwacji anatomicznej zwierzęta zostały wybrane poprzez losowe pobieranie próbek i poddane eutanazji po znieczuleniu. Następnie otwarto ich klatkę piersiową i bezpośrednio uwidoczniono naczynia krwionośne. Obserwacja anatomiczna jest zwykle bardziej wiarygodna, ponieważ obrazowanie ultrasonograficzne może nie wykryć wszystkich blaszek miażdżycowych.
  3. Po uznaniu, że miażdżyca się uformowała, przygotuj myszy do następnego kroku.

3. Intubacja ustno-tchawicza i ostre narażenie na cząstki stałe

UWAGA: PM będzie narażony raz w tygodniu przez 4 tygodnie po 12 tygodniach wysokotłuszczowego karmienia i ciągłym podawaniu diety wysokotłuszczowej.

  1. Przygotuj deskę do rozwarstwiania (patrz Tabela Materiałów) z gumką zabezpieczającą 1,5 cm od górnej krawędzi. Zamocuj deskę do preparowania pod kątem 60° od płaszczyzny stołu.
  2. Znieczulić mysz za pomocą znieczulenia tribromoetanolowego przez wstrzyknięcie dootrzewnowe (0,1 ml na każde 10 g masy ciała). Po 2-3 minutach obróć myszkę, aby sprawdzić, czy występuje odruch prostowania. Wykonaj uszczypnięcie palca u nogi, aby potwierdzić sedację. Kropla sterylnego smaru na oczy.
  3. Zdezynfekuj deskę do sekcji chusteczkami nasączonymi alkoholem.
  4. Umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej na desce i zaczep górne siekacze o gumkę.
  5. Użyj małego reflektora LED (patrz tabela materiałów) z elastyczną rurą. Skoncentruj światło na tchawicy, która znajduje się mniej więcej w środku linii pachowej.
  6. Włóż mały sterylny bawełniany wacik do ust myszy, a następnie zwiń wacik, aby wystawić język.
  7. Przytrzymaj język i delikatnie pociągnij go do góry, aby jama ustna, gardło i tchawica były w tym samym kierunku wzdłużnym. Głośni, która jest wejściem do tchawicy, zostanie pokazana jako jasny punkt, który otwiera się i zamyka z każdym oddechem.
  8. Delikatnie trzymaj język za zębami. Włóż kaniulę (22 G) do tchawicy myszy, kierując się na głośnię, wyciągając rdzeń igły po wprowadzeniu kaniuli do tchawicy.
  9. Użyj pistoletu do pipet z niewielką ilością zwykłej soli fizjologicznej, aby sprawdzić, czy probówka jest prawidłowo zanurzona w piasku. Jeśli rurka znajduje się we właściwej pozycji, kolumna cieczy w pistolecie do pipet będzie podskakiwać przy każdym oddechu.
  10. Wrzuć 50 μl zawiesiny DPM (przygotowanej w kroku 1.2) do probówki za pomocą pistoletu do pipetowania. Zawiesina będzie naturalnie wdychana do płuc myszy podczas oddychania.
    UWAGA: Aby zapewnić płynne oddychanie, lepiej jest podać myszy dwa razy większe zawieszenie DPM (jednorazowo 25 μl), w odstępie 10 sekund.
  11. Usunąć igłę zamieszkującą zwierzę po ekspozycji na PM. Poczekaj, aż mysz pozostanie na poduszkach grzewczych, aż odzyska przytomność (10-20 min), a następnie umieść ją z powrotem w klatce domowej.

4. Podwiązanie tętnic wieńcowych

UWAGA: Operacja modelowania niedokrwienia mięśnia sercowego (podwiązanie tętnicy wieńcowej) jest wykonywana w 16 tygodniu.

  1. Przygotuj narzędzia chirurgiczne. Po autoklawowaniu przechowuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w szczelnie zamkniętym pudełku na narzędzia. Namocz je w 75% alkoholu na 20-30 minut przed zabiegiem.
  2. Zbuduj platformę chirurgiczną. Aby uzyskać odpowiednie nachylenie platformy, należy użyć pokrywy naczynia do hodowli komórkowych (150 mm x 25 mm). Złóż jedwab 0-0 (10-15 cm długości) na pół i przymocuj końce nici do górnej części pochyłej platformy za pomocą taśmy, aby utworzyć pętlę do zawieszania.
  3. Znieczulić myszy zgodnie z procedurą opisaną w kroku 3.2.
    UWAGA: Należy zachować 1-tygodniowy odstęp między każdym podaniem tribromoetanolu.
  4. Zdezynfekuj platformę chusteczkami nasączonymi alkoholem.
  5. Umieść mysz w pozycji leżącej na platformie intubacyjnej i zaczep górne siekacze o pętlę zawieszenia opisaną w kroku 4.2. Zaklej taśmą ogon, kończyny i wąsy.
  6. Przed zabiegiem usuń włosy z lewej klatki piersiowej i części sąsiedniej prawej klatki piersiowej za pomocą kremu do depilacji.
  7. Przeprowadzić intubację jamy ustnej i tchawicy u myszy zgodnie z procedurą opisaną w krokach 3.4-3.8.
  8. Połącz igłę do umieszczania zwierząt domowych z respiratorem dla zwierząt (patrz Tabela materiałów). Ustawienie wentylatora: częstość oddechów - 120 razy / min; stosunek inhalacji/oddechu - 1:1,1; objętość oddechowa - 1,7 ml.
  9. Przetrzyj skórę jodoforem i alkoholem w celu dezynfekcji.
  10. Odsłoń serce. Wykonaj nacięcie skóry na 0,5-1 cm nożyczkami okulistycznymi i napnij mięśnie (mięsień piersiowy powierzchowny i mięsień zębaty przedni), aby odsłonić żebra. Zacisnąć żebro pęsetą okulistyczną (z haczykami), a następnie wykonać małe nacięcie w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej (patrz tabela materiałów). Zrób okno operacyjne za pomocą domowych narzędzi do otwierania skrzyni.
    UWAGA: Nacięcie skóry znajduje się w około jednej trzeciej wyrostka mieczykowatego i linii pachowej.
  11. Rozerwij błony osierdziowe. Następnie można podwiązać LAD, wykonując kroki 4.11-4.14.
    UWAGA: Jeśli płaty płucne zasłaniają widok, wepchnij go za serce za pomocą małego sterylnego bawełnianego wacika.
  12. Najpierw zlokalizuj LAD.
  13. Przytrzymaj sterylny jedwabny szew 6-0 za pomocą igły za pomocą mikronaczyniowych kleszczy hemostatycznych (patrz Tabela materiałów). Przełóż jedwab przez mięsień sercowy o szerokości 2 mm w obszarze, w którym znajduje się tętnica wieńcowa.
    UWAGA: Nie próbuj podwiązywać tylko LAD, ponieważ może to spowodować duży krwotok śródoperacyjny.
  14. Umieść krótki kawałek sterylnego jedwabiu 5-0 między ligaturą a tkankami mięśnia sercowego, aby zapobiec pęknięciu tkanki.
  15. Mocno zawiąż LAD i mały pęczek mięśnia sercowego wokół niego. Podwiązanie uważa się za udane, gdy przednia ściana lewej komory (LV) blednie; Uniesienie odcinka ST można obserwować jednocześnie, jeśli podłączony jest aparat do elektrokardiogramu.
  16. Delikatnie wyciśnij powietrze z klatki piersiowej. Zszyj sekwencyjnie mięśnie międzyżebrowe i skórę sterylnym jedwabiem 5-0.
    UWAGA: Aby wycisnąć powietrze z klatki piersiowej, zamknij klatkę piersiową w momencie rozszerzania się płuc i użyj palca wskazującego i środkowego, aby delikatnie ścisnąć klatkę piersiową pośrodku i pozwolić powietrzu uciec spoza ostatniego szwu. Strzykawki mogą być również używane do usuwania gazów z klatki piersiowej.
    UWAGA: Zalecany jest prosty szew przerywany, ponieważ myszy mogą gryźć jedwab, gdy nie śpią.

5. Odzyskiwanie

  1. Usuń wszystkie plamy krwi po operacji, w przeciwnym razie mysz zostanie zaatakowana przez innych.
  2. Umieść mysz na poduszce grzewczej w bocznej pozycji leżącej. Stale monitoruj objawy myszy przez 5-20 minut, aż wyzdrowieją ze znieczulenia. Czas monitorowania zależy od stanu organizmu.
    UWAGA: Myszy łatwiej oddychają w bocznej pozycji leżącej.
  3. Po odzyskaniu odruchu prostowania przenieś myszy do czystych klatek regeneracyjnych na poduszce grzewczej z jedzeniem i butelką z wodą. Kontynuuj monitorowanie przez 15-30 minut, aby zapewnić przeżycie myszy. Trzymaj mysz z dala od innych, zanim będzie mogła poruszać się całkowicie autonomicznie.
  4. Aby zapobiec zakażeniu rany, penicylinę sodową należy wstrzykiwać domięśniowo zgodnie z pożądaną dawką (1 000 000-1 50 000 U/kg). Aby uzyskać szczegółowe informacje, zapoznaj się z etykietą leku w celu konwersji dawkowania.
  5. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej. Monitoruj przez następne 24 godziny przed pobraniem próbki. Podawaj leki przeciwbólowe do długotrwałych eksperymentów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Myszy zostały uśpione 24 h po podwiązaniu tętnicy wieńcowej, a krew pobrano po wprowadzeniu w stan znieczulenia. Myszy znieczulono tribromoetanolem (zgodnie z krokiem 3.2), a próbkę krwi pobrano z zatoki zaocznej. Wyjęto serce, a stopień niedokrwienia oceniono za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylo-tetrazoliu (TTC) (Rycina 1). Tkanki prawidłowe barwią się na czerwono w wyniku reakcji TTC z dehydrogenazą bursztynianową, natomiast tkanki niedokrwione pozostają blade z p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ustanowienie złożonego modelu zwierzęcego różni się nieco od pojedynczego modelu MI. Utrzymanie wysokiego wskaźnika przeżycia jest wyzwaniem przy opracowywaniu modelu złożonego. Nasilenie miażdżycy u myszy ApoE−/− stanie się poważniejsze wraz z wydłużeniem czasu karmienia o wysokiej zawartości tłuszczu7, a osłabienie myszy prowadzi do zwiększonej śmiertelności. Dlatego konieczne jest ciągłe monitorowanie stanu myszy podczas eksperymentu i dostosowywanie czasu indukcji miażdżycy do potrz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych, które mogliby zadeklarować.

Podziękowania

Ten model został opracowany dzięki wsparciu Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 81673640, 81841001 i 81803814) oraz Głównego Narodowego Programu Nauki i Technologii Chin dla Innowacyjnego Leku (2017ZX09301012002 i 2017ZX09101002001-001-3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2,2,2-TribromoetanolSigma-AldrichT48402
75% alkoholowy środek
Wentylator dla zwierzątShanghai Alcott BiotechALC-V8S
Waciki bawełnianeSterylne
Waciki bawełniane dla niemowlątSterylne, o średnicy około 3 mm
NaczyniehodowlaneCorning430597150 mm x 25 mm
Diesel Particulate MatterNational Institute of Standards Technology1650b
TablicaOkoło 25 x 17 cm. Deskę preparacyjną można zastąpić drewnianą deską tego samego rozmiaru
Dieta wysokotłuszczowa dla myszyRecepta: żółtko jaja w proszku 10%, smalec 10%, sterol 1%, pasza konserwacyjna 79%
Jodoforowy środek
Reflektor5 V, 3 W, z wężami i zaciskami
Kulka z przędzy jedwabnej medycznejShanghai Medical Suture Needle Factory Co., Ltd.-0-0
Taśma medyczna3M1527C-0
Mikronaczyniowe kleszcze hemostatyczneShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka instrumentów chirurgicznychW40350
Uchwyty do igiełShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka instrumentów chirurgicznychJC32010
Sól fizjologiczna
Nożyczki okulistyczneShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka Instrumentów ChirurgicznychY00040
Pęseta okulistyczna, 10cm, zakrzywiona, z haczykamiShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka Instrumentów ChirurgicznychJD1080
Pęseta okulistyczna, 10cm, zakrzywiona, z zębamiShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka Instrumentów ChirurgicznychJD1060
Końcówki do pipetAxygenT-200-Y-R-S0-200 μ L
Pipetaeppendorf3121000074100 uL
Agrafkadługości około 4,5 cm, do wykonywania narzędzi do otwierania klatki piersiowej
Małe zwierzęta I.V. KaniuleBaayen healthcare suzhouBAAN-322025CEWNIK DOŻYLNY 22FG x 25 MM
Igła do szwów z gwintemShanghai Medical Sheture Needle Factory Co., Ltd.-6-0, Nylonowa linia
Igła do szwów z gwintemJinHuan MedicalF5035-0
Strzykawka1 ml
alkoholu
Mikroskop zoom-stereoMshotMZ62
dezynfekujący sekcyjna dezynfekujący LED o tert-amylowego

Bibliografia

  1. Al-Kindi, S. G., Brook, R. D., Biswal, S., Rajagopalan, S. Environmental determinants of cardiovascular disease: lessons learned from air pollution. Nature Reviews: Cardiology. 17 (10), 656-672 (2020).
  2. WHO. Ambient (outdoor) Air Pollution. WHO. , Available from: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/ambient-(outdoor)-air-quality-and-health (2021).
  3. Kim, K. H., Kabir, E., Kabir, S. A review on the human health impact of airborne particulate matter. Environment International. 74, 136-143 (2015).
  4. Rajagopalan, S., Al-Kindi, S. G., Brook, R. D. Air pollution and cardiovascular disease: JACC State-of-the-Art Review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (17), 2054-2070 (2018).
  5. Wolf, K., et al. Associations between short-term exposure to particulate matter and ultrafine particles and myocardial infarction in Augsburg, Germany. International Journal of Hygiene and Environmental Health. 218 (6), 535-542 (2015).
  6. Sun, Q., Hong, X., Wold, L. E. Cardiovascular effects of ambient particulate air pollution exposure. Circulation. 121 (25), 2755-2765 (2010).
  7. Emini Veseli, B., et al. Animal models of atherosclerosis. European Journal of Pharmacology. 816, 3-13 (2017).
  8. Reichert, K., et al. Murine Left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353(2017).
  9. Lei, J., et al. The acute effect of diesel exhaust particles and different fractions exposure on blood coagulation function in mice. International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (8), 4136(2021).
  10. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  11. Pei, Y. H., et al. LncRNA PEAMIR inhibits apoptosis and inflammatory response in PM2.5 exposure aggravated myocardial ischemia/reperfusion injury as a competing endogenous RNA of miR-29b-3p. Nanotoxicology. 14 (5), 638-653 (2020).
  12. Jia, H., et al. PM2.5-induced pulmonary inflammation via activating of the NLRP3/caspase-1 signaling pathway. Environmental Toxicology. 36 (3), 298-307 (2021).
  13. Vogel, B., et al. ST-segment elevation myocardial infarction. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 39(2019).
  14. Libby, P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature. 592 (7855), 524-533 (2021).
  15. Zhou, Z., et al. Excessive neutrophil extracellular trap formation aggravates acute myocardial infarction injury in Apolipoprotein E deficiency mice via the ROS-dependent pathway. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2019, 1209307(2019).
  16. Pluijmert, N. J., Bart, C. I., Bax, W. H., Quax, P. H. A., Atsma, D. E. Effects on cardiac function, remodeling and inflammation following myocardial ischemia-reperfusion injury or unreperfused myocardial infarction in hypercholesterolemic APOE*3-Leiden mice. Scientific Reports. 10 (1), 16601(2020).
  17. Centa, M., Ketelhuth, D. F. J., Malin, S., Gistera, A. Quantification of atherosclerosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (148), e59828(2019).
  18. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Research. 1116 (1), 159-165 (2006).
  19. Mehlem, A., Hagberg, C. E., Muhl, L., Eriksson, U., Falkevall, A. Imaging of neutral lipids by oil red O for analyzing the metabolic status in health and disease. Nature Protocols. 8 (6), 1149-1154 (2013).
  20. Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. Journal of Visualized Experiments. (157), e60844(2020).
  21. Zheng, Z., et al. Exposure to fine airborne particulate matters induces hepatic fibrosis in murine models. Journal of Hepatology. 63 (6), 1397-1404 (2015).
  22. Bai, N., van Eeden, S. F. Systemic and vascular effects of circulating diesel exhaust particulate matter. Inhalation Toxicology. 25 (13), 725-734 (2013).
  23. Furuyama, A., Kanno, S., Kobayashi, T., Hirano, S. Extrapulmonary translocation of intratracheally instilled fine and ultrafine particles via direct and alveolar macrophage-associated routes. Archives of Toxicology. 83 (5), 429-437 (2009).
  24. Brunekreef, B., Holgate, S. T. Air pollution and health. Lancet. 360 (9341), 1233-1242 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model mia d ycymyszy z nokautem genu ApoEdieta wysokot uszczowainstylacja tchawiczapodwi zanie t tnicy wie cowejbarwienie Oil Red Obarwienie TTCtoksykologia uk adu sercowo naczyniowego
Nasilenie niedokrwienia mięśnia sercowego po narażeniu na cząstki stałe w modelu zwierzęcym miażdżycy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.