Artykuł metodologiczny

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych

DOI:

10.3791/63222

⸱

13 stycznia 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Section of Plastic Surgery, The University of Michigan Health System, 2Department of Biomedical Engineering, The University of Michigan, Ann Arbor

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt dostarcza innowacyjnej metody rozwoju biologicznego interfejsu nerwów obwodowych, zwanego Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Ten konstrukt chirurgiczny może wzmacniać sygnały odprowadzające motoryczne nerwu obwodowego, aby ułatwić dokładne wykrywanie intencji motorycznej i potencjalną kontrolę urządzeń egzoszkieletowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Robotyczne egzoszkielety zyskały ostatnio uznanie w dziedzinie medycyny rehabilitacyjnej jako obiecująca metoda przywracania funkcjonalności dla osób z osłabieniem kończyn. Jednak ich zastosowanie pozostaje w dużej mierze ograniczone do instytucji badawczych, często działających jako środek wspomagający statyczne kończyny, ponieważ metody wykrywania motorycznego pozostają zawodne. Interfejsy nerwów obwodowych pojawiły się jako potencjalne rozwiązanie tego niedociągnięcia; Jednak ze względu na ich z natury małe amplitudy, sygnały te mogą być trudne do odróżnienia od szumu tła, co obniża ich ogólną dokładność wykrywania silnika. Ponieważ obecne interfejsy opierają się na materiałach abiotycznych, nieodłączny rozkład materiału może z czasem nastąpić wraz z reakcją tkanki ciała obcego, co dodatkowo wpływa na ich dokładność. Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) został zaprojektowany w celu przezwyciężenia tych zauważonych powikłań. Składający się z odcinka wolnego przeszczepu mięśniowego przymocowanego obwodowo do nienaruszonego nerwu obwodowego, konstrukt regeneruje się i z czasem zostaje ponownie unerwiony przez zawarty w nim nerw. U szczurów konstrukt ten wykazał zdolność do wzmacniania motorycznych eferentnych potencjałów czynnościowych nerwu obwodowego do 100 razy w stosunku do normalnej wartości poprzez generowanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAP). To wzmocnienie sygnału ułatwia bardzo dokładne wykrywanie intencji motorycznych, potencjalnie umożliwiając niezawodne wykorzystanie urządzeń egzoszkieletowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W samych Stanach Zjednoczonych około 130 milionów ludzi cierpi na zaburzenia nerwowo-mięśniowo-szkieletowe, co skutkuje ponad 800 miliardami dolarów rocznego wpływu ekonomicznego1,2. Ta grupa zaburzeń jest zazwyczaj wtórna do patologii w obrębie układu nerwowego, w złączu nerwowo-mięśniowym lub w samym mięśniu3. Pomimo różnorodności patologicznych pochodzeń, większość z nich ma pewien stopień słabości kończyn1,3. Niestety, ta słabość jest często trwała, biorąc pod uwagę ograniczenia w regeneracji tkanki nerwowej i mięśniowej, zwłaszcza w przypadku ciężkiego urazu4,5,6.

Algorytmy leczenia osłabienia kończyn klasycznie skupiały się na środkach rehabilitacyjnych i wspomagających, często polegając na wykorzystaniu możliwości pozostałych nienaruszonych kończyn (laski, wózki inwalidzkie itp.)7. Ta strategia jest jednak niewystarczająca dla tych, których słabość nie ogranicza się do jednej kończyny. Dzięki najnowszym innowacjom w technologiach robotycznych opracowano zaawansowane egzoszkielety, które przywracają funkcjonalność kończyn osobom żyjącym z osłabieniem kończyn8,9,10,11,12,13. Te robotyczne egzoszkielety są często zasilanymi, ubieralnymi urządzeniami, które mogą pomagać w inicjowaniu i kończeniu ruchu lub utrzymywaniu pozycji kończyn, zapewniając różną siłę, którą można indywidualnie dostosować do użytkownika8,9,10,11,12,13. Urządzenia te są klasyfikowane jako pasywne lub aktywne w zależności od tego, w jaki sposób zapewniają użytkownikowi pomoc motoryczną: urządzenia aktywne zawierają siłowniki elektryczne, które zwiększają moc użytkownika, podczas gdy urządzenia pasywne przechowują energię z ruchów użytkownika, aby w razie potrzeby oddać ją z powrotem do użytkownika14. Ponieważ aktywne urządzenia mają zdolność zwiększania możliwości energetycznych użytkownika, urządzenia te są znacznie częściej wykorzystywane w przypadku słabości kończyn[14].

Aby określić intencje motoryczne w tej populacji, nowoczesne egzoszkielety często polegają na algorytmach rozpoznawania wzorców generowanych z elektromiografii (EMG) dystalnych mięśni kończyn8,15,16,17 lub elektroencefalografii powierzchniowej (sEEG) mózgu18,19,20. Pomimo obietnicy tych metod wykrywania, obie opcje mają znaczące ograniczenia, które uniemożliwiają powszechne wykorzystanie tych urządzeń. Ponieważ sEEG wykrywa sygnały na poziomie mikrowoltów przezczaszkowo18,19,20, krytyka często skupia się na niemożności odróżnienia tych sygnałów od szumu tła21. Gdy szum tła jest podobny do pożądanego sygnału nagrywania, powoduje to niski stosunek sygnału do szumu (SNR), co skutkuje niedokładnym wykrywaniem i klasyfikacją silnika22,23. Dokładne wykrywanie sygnału dodatkowo opiera się na stabilnym kontakcie ze skórą głowy o niskiej impedancji21, na który znaczący wpływ może mieć obecność szorstkich/grubych włosów, aktywność użytkownika, a nawet pocenie się22,24. Natomiast sygnały EMG mają o kilka wielkości większe amplitudę, co ułatwia większą dokładność wykrywania sygnału motorycznego15,18,25. Ma to jednak swoją cenę, ponieważ pobliskie mięśnie mogą zanieczyścić sygnał, zmniejszając stopnie swobody, które mogą być kontrolowane przez urządzenie16,17,25 i niezdolność do wykrycia głębokich ruchów mięśni25,26,27,28. Co najważniejsze, EMG nie może być stosowane jako metoda kontrolna, gdy występuje znaczne uszkodzenie mięśni i całkowity brak tissue29.

Aby przyspieszyć rozwój robotycznych egzoszkieletów, wymagane jest konsekwentne i dokładne wykrywanie intencji motorycznych zamierzonego użytkownika. Interfejsy, które wykorzystują obwodowy układ nerwowy, pojawiły się jako obiecująca technika interfejsu, biorąc pod uwagę ich stosunkowo prosty dostęp i funkcjonalną selektywność. Obecne metody łączenia nerwów obwodowych mogą być inwazyjne lub nieinwazyjne i zazwyczaj należą do jednej z trzech kategorii: elektrody pozanerwowe30,31,32,33, elektrody wewnątrzpęczkowe34,35,36 i elektrody penetrujące37,38,39,40. Ponieważ sygnały nerwów obwodowych są na ogół na poziomie mikrowoltów, może być trudno odróżnić te sygnały od szumu tła o podobnej amplitudzie41,42, co zmniejsza ogólne możliwości wykrywania motorycznego interfejsu. Te niskie proporcje sygnału do szumu (SNR) często pogarszają się z czasem, wtórnie do pogorszenia impedancji elektrody43 powstałe w wyniku degradacji urządzenia39,43, lub lokalnej reakcji ciała obcego powodującej bliznę wokół urządzenia i/lub miejscowej degeneracji aksonów37,44. Chociaż niedociągnięcia te można na ogół usunąć poprzez reoperację i wszczepienie nowego interfejsu nerwów obwodowych, nie jest to realne rozwiązanie długoterminowe, ponieważ reakcje związane z ciałem obcym nadal by występowały.

Aby uniknąć tych lokalnych reakcji tkankowych wynikających z interakcji nerwów obwodowych z interfejsami abiotycznymi, konieczne jest połączenie zawierające komponent biologiczny. Aby zaradzić temu brakowi, opracowano Regeneracyjny Interfejs Nerwów Obwodowych (RPNI) w celu integracji przeciętych nerwów obwodowych w pozostałych kończynach osób po amputacjach za pomocą urządzeń protetycznych45,46,47,48. Wytwarzanie RPNI polega na chirurgicznym wszczepieniu przeciętego nerwu obwodowego do segmentu autologicznego wolnego przeszczepu mięśniowego, przy czym z czasem następuje rewaskularyzacja, regeneracja i reinerwienie. Poprzez generowanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni na poziomie miliwoltów (CMAP), RPNI jest w stanie wzmocnić sygnał poziomu mikrowoltów w zawartym w nim nerwie o kilka wielkości, ułatwiając dokładne wykrycie intencji motorycznej45,48,49. W ciągu ostatniej dekady nastąpił znaczny rozwój RPNI, z godnym uwagi sukcesem we wzmacnianiu i przekazywaniu odprowadzających sygnałów nerwów ruchowych zarówno w próbach animal50,51, jak i human47, ułatwiając sterowanie urządzeniami protezowymi o wysokiej dokładności z wieloma stopniami swobody.

Osoby z osłabionymi kończynami, ale nienaruszonymi nerwami obwodowymi, podobnie skorzystałyby z wysokiej dokładności wykrywania intencji motorycznych za pomocą interfejsów nerwów obwodowych w celu kontrolowania urządzeń egzoszkieletu. Ponieważ RPNI został opracowany do integracji z przeciętymi nerwami obwodowymi, np. u osób po amputacjach, konieczne były modyfikacje chirurgiczne. Opierając się na doświadczeniach z RPNI, opracowano Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Składa się z podobnego segmentu wolnego przeszczepu mięśniowego jak w RPNI, zamiast tego jest przymocowany obwodowo do nienaruszonego nerwu obwodowego (Rysunek 1). Z biegiem czasu regeneruje się i zostaje unerwiony poprzez boczne kiełkowanie aksonów, wzmacniając i tłumacząc te odprowadzające sygnały nerwu ruchowego na sygnały EMG, które są o kilka rzędów wielkości większe52. Ponieważ MC-RPNI jest pochodzenia biologicznego, pozwala uniknąć nieuniknionej reakcji ciała obcego, która występuje w przypadku obecnie używanych interfejsów nerwów obwodowych52. Co więcej, MC-RPNI nadaje zdolność do jednoczesnego kontrolowania wielu stopni swobody, ponieważ można je umieścić na dystalnie wypreparowanych nerwach poszczególnym mięśniom bez znaczącego przesłuchu, jak to zostało wcześniej zademonstrowane w RPNIs49. Wreszcie, MC-RPNI może działać niezależnie od dystalnej funkcji mięśnia, ponieważ jest umieszczony na nerwie proksymalnym. Biorąc pod uwagę jego zalety w porównaniu z obecnymi interfejsami nerwów obwodowych, MC-RPNI jest bardzo obiecujący, jeśli chodzi o zapewnienie bezpiecznej, dokładnej i niezawodnej metody kontroli egzoszkieletu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury i eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu ds. Opieki i Wykorzystywania Zwierząt Uniwersytetu Michigan (IACUC). Samce i samice szczurów Fischer F344 i Lewis (~200-300 g) w wieku 3-6 miesięcy są najczęściej wykorzystywane w eksperymentach, ale teoretycznie można wykorzystać dowolny szczep. W przypadku wykorzystywania szczurów dawców zamiast autologicznych przeszczepów mięśni, szczury dawcy muszą być izogeniczne do szczepu doświadczalnego. Szczury mają swobodny dostęp do pożywienia i wody zarówno przed, jak i po operacji. Po ocenie końcowego punktu końcowego eutanazja jest wykonywana w głębokim znieczuleniu z dosercowym wstrzyknięciem chlorku potasu, a następnie wtórną metodą obustronnej odmy opłucnowej.

1. Eksperymentalne przygotowanie szczura

  1. Znieczulić szczura doświadczalnego, używając roztworu 5% izofluranu w tlenie w tempie 0,8-1,0 l/min w komorze indukcyjnej. Po uzyskaniu odpowiedniego znieczulenia i potwierdzeniu braku odruchu rogówkowego, umieść szczura na stożku nosowym rebreathera z izofluranem obniżonym do 1,75%-2,25% w celu utrzymania znieczulenia.
  2. Wstrzyknąć roztwór 0,02-0,03 ml karprofenu (50 mg/ml) w 0,2 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej za pomocą igły 27 G w płaszczyźnie podskórnej między łopatkami w celu znieczulenia około- i pooperacyjnego.
  3. Nałóż sterylną maść do oczu na oba oczy, aby zapobiec owrzodzeniom rogówki podczas znieczulenia.
  4. Za pomocą elektrycznej maszynki do golenia ogol boczną część obustronnych kończyn dolnych, rozciągającą się od stawu biodrowego, przez udo i do grzbietowej powierzchni łapy.
  5. Wysterylizuj miejsce operowane, najpierw przecierając je wacikiem nasączonym alkoholem, a następnie nakładając roztwór jodu powidonu, kończąc na końcowym oczyszczeniu nowym wacikiem nasączonym alkoholem w celu usunięcia pozostałego roztworu jodu powidonu. Powtórz ten naprzemienny proces oczyszczania trzy razy, aby zachować sterylność.
    UWAGA: Może to być dermatologicznie drażniące; Upewnij się, że większość roztworu została usunięta.

2. Przygotowanie przeszczepu mięśniowego

  1. Umieść szczura na poduszce grzewczej pod mikroskopem chirurgicznym z wybraną wewnątrzustną sondą temperatury ciała do monitorowania temperatury ciała. Utrzymuj izofluran na poziomie 1,75%-2,25% i tlen na poziomie 0,8-1,0 l/min.
  2. Wykonaj podłużne nacięcie wzdłuż przedniej części pożądanej tylnej kończyny dawcy, rozciągając się od tuż nad kostką do tuż poniżej kolana za pomocą skalpela #15.
  3. Przeprowadź sekcję przez leżącą pod spodem tkankę podskórną za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki, aby odsłonić leżące pod spodem mięśnie i dystalne ścięgna tuż proksymalnie stawu skokowego. Piszczel przednia (TA) jest największym i najbardziej wysuniętym do przodu mięśniem; mięsień prostownik palca długiego (EDL) znajduje się głęboko i z tyłu tego mięśnia. Odizoluj mięsień EDL i jego dystalne ścięgno od otaczających mięśni.
  4. Upewnij się, że izoluje się prawidłowe ścięgno, wkładając oba zęby kleszczy lub nożyczek tęczówki pod dystalne ścięgno tuż proksymalnie do stawu skokowego. Wywieraj nacisk w górę na ścięgno, otwierając kleszcze lub nożyczki do tęczówki. Ruch ten powinien spowodować jednoczesne wyprostowanie wszystkich palców u nóg jednocześnie. Jeśli dojdzie do izolowanego zgięcia grzbietowego kostki, wywinięcia kostki lub zgięcia grzbietowego pojedynczego palca, oznacza to, że wyizolowano niewłaściwe ścięgno.
  5. Wykonaj dystalną tenotomię mięśnia EDL na poziomie kostki za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki i wypreparuj mięsień z otaczających tkanek działających proksymalnie w kierunku jego ścięgna.
  6. Po uwidocznieniu ścięgna bliższego należy wykonać proksymalną tenotomię za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki, aby uwolnić przeszczep
    7. .
  7. Przytnij oba ścięgniste końce przeszczepu mięśniowego i przytnij na żądaną długość ostrymi nożyczkami do tęczówki.
    UWAGA: Przeszczepy o wymiarach 8-13 mm zostały wykorzystane z powodzeniem; Jednak najczęściej stosowana długość to 10 mm.
  8. Po jednej stronie przeszczepu mięśniowego wykonaj podłużne nacięcie na całej przyciętej długości, aby ułatwić umieszczenie nerwu w przeszczepie mięśniowym i zapewnić kontakt nerwu z endomysium.
  9. Przygotowany przeszczep mięśniowy należy umieścić w gazie nasączonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu tkanek.
  10. Zamknij skórę nad miejscem dawczym za pomocą szwu chromowego 4-0 w sposób biegowy.

3. Wspólna izolacja i przygotowanie nerwu strzałkowego

  1. Zaznacz nacięcie chirurgiczne, które będzie rozciągać się od linii ~5 mm od wcięcia kulszowego, rozciągając się do nieco poniżej stawu kolanowego. Upewnij się, że to oznaczenie jest dolne i odchylone od kości udowej, którą można dotknąć poniżej.
  2. Naciąć skórę i tkanki podskórne wzdłuż zaznaczonej linii nacięcia ostrzem #15. Ostrożnie naciąć powięź mięśnia dwugłowego uda, uważając, aby nie rozciągać się na całą głębokość mięśnia, ponieważ nerw kulszowy leży tuż poniżej.
  3. Używając małych nożyczek o końcówkach lub hemostatu, ostrożnie przeprowadź sekcję mięśnia dwugłowego uda.
    UWAGA: Nerw kulszowy przemieszcza się w tej przestrzeni pod bicepsem, zorientowany mniej więcej w tym samym kierunku, co nacięcie zaznaczone na skórze. Istnieją trzy godne uwagi gałęzie nerwu kulszowego: łydkowa (najbardziej tylna i najmniejsza z nerwów), piszczelowa (zazwyczaj najbardziej przednia, ale ten nerw zawsze nurkuje głęboko do stawu kolanowego) i wspólna strzałkowa (zwykle zlokalizowana między piszczelową a krzyżową, zawsze przemieszcza się powyżej stawu kolanowego).
  4. Zidentyfikuj wspólny nerw strzałkowy (CP) i ostrożnie odizoluj go od otaczających nerwów za pomocą mikrokleszczy i mikronożyczek. Usuń otaczającą tkankę łączną ze środkowych 2 cm nerwu. Należy uważać, aby w tym procesie nie zmiażdżyć nerwu CP kleszczami, ponieważ zmiażdżenie może zmienić wyniki punktu końcowego.
  5. Nad najbardziej centralną częścią uwolnionego nerwu CP wykonaj okno epineuralne, usuwając 25% epineurium wzdłuż długości nerwu, która odpowiada pożądanej długości przeszczepu mięśniowego.
  6. Aby to zrobić, przytrzymaj proksymalne epineurium za pomocą mikrokleszczyków, naciąć epineurium bezpośrednio pod nim nożyczkami do mikropreparowania i usuń ~ 25% epineurium przemieszczającego się dystalnie wzdłuż nerwu. Uważaj, aby usunąć ten segment w jednym kawałku, ponieważ wielokrotne próby mogą spowodować nieregularne usuwanie odcinka naseniznowego, zwiększając ryzyko uszkodzenia nerwów.
    UWAGA: Tkanka nerwowa leżąca pod epineurium będzie miała teksturę przypominającą maź; Zauważenie tej jakości nerwu zapewnia, że prawidłowa płaszczyzna tkanki została usunięta.

4. Produkcja konstrukcji MC-RPNI

  1. Usuń przeszczep mięśniowy z gazy nasączonej solą fizjologiczną i umieść go pod centralną częścią nerwu CP, w której powstało okno epineuryczne. Obróć nerw o 180 ° tak, aby odcinek okna opłuczynowego stykał się z nienaruszonym mięśniem i nie leżał u podstaw ewentualnej linii szwu.
  2. Korzystanie z 8-0 szew nylonowy, zszyj epineurium nerwu CP zarówno proksymalnie, jak i dystalnie do przeszczepu mięśniowego w rowku utworzonym w kroku 2.8 za pomocą prostych szwów przerywanych w celu przymocowania epineurium do endomysium.
    UWAGA: Umieść te szwy, upewniając się, że mięsień ma normalną długość spoczynkową. Zbyt duże rozciąganie lub ściskanie mięśnia może później wpłynąć na regenerację i zdolności sygnalizacyjne.
  3. Owiń obwodowo krawędzie przeszczepu mięśniowego otaczającego teraz zabezpieczony nerw i zszyj na miejscu, używając prostego przerwanego 8-0 ściegi nylonowe (~4-6 w zależności od długości).
  4. Po osiągnięciu hemostazy zamknij powięź mięśnia dwugłowego uda nad konstruktem za pomocą szwu chromowego 5-0 w stylu biegowym.
  5. Zamknij wierzchnią skórę w sposób biegowy za pomocą szwu chromowego 4-0.
  6. Oczyść obszar operacyjny wacikiem nasączonym alkoholem i nałóż maść z antybiotykiem.
  7. Przerwać wziewne znieczulenie i umieścić szczura w czystej klatce odizolowanej od współwięźniów i pozostawić do odzyskania wraz z jedzeniem i wodą ad lib.
  8. Gdy szczur odpowiednio dojdzie do siebie, umieść go z powrotem z kolegami z klatki w czystej klatce.
    UWAGA: Konstrukty te wymagają dojrzewania trwającego co najmniej trzy miesiące, aby wytworzyć odpowiednie wzmocnienie sygnału nerwowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chirurgiczne wykonanie MC-RPNI jest uważane za niepowodzenie okołooperacyjne, jeśli szczury nie przeżyją wyjścia ze znieczulenia chirurgicznego lub rozwiną infekcję w ciągu tygodnia od operacji. Poprzednie badania wykazały, że 3-miesięczny okres dojrzewania zaowocuje niezawodnym wzmocnieniem sygnału z tego konstruktu42,45,48,49. W tym czasie lub później może dojść do chirurgicznego odsłonięcia ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MC-RPNI to nowatorski konstrukt, który pozwala na amplifikację nienaruszonych, odprowadzających potencjałów czynnościowych obwodowego nerwu ruchowego w celu dokładnego sterowania egzoszkieletem. W szczególności MC-RPNI przynosi szczególne korzyści osobom z osłabieniem kończyn spowodowanym poważną chorobą mięśni i/lub brakiem mięśni, w przypadku których nie można zarejestrować sygnałów EMG. Zmniejszenie i tak już upośledzonej funkcji mięśni byłoby katastrofalne w tej populacji; jednak MC-RPNI ma zdolność do zapewnienia te...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Janie Moon za jej fachowe zarządzanie laboratorium i pomoc techniczną oraz Charlesowi Hwangowi za jego ekspertyzę w zakresie obrazowania. Eksperymenty opisane w tym artykule zostały częściowo sfinansowane z grantów Fundacji Chirurgii Plastycznej dla SS (3135146.4), a także dla Narodowego Instytutu Zdrowia Dziecka i Rozwoju Człowieka pod numerem nagrody 1F32HD100286-01 dla SS oraz Narodowego Instytutu Zapalenia Stawów i Chorób Układu Mięśniowo-Szkieletowego i Skóry Narodowych Instytutów Zdrowia pod numerem nagrody P30 AR069620.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#15 SkalpelAspen Surgical, IncRef 371115Ostrza chirurgiczne ze stali węglowej z żeberkiem (#15)
Ogniwo obciążnikowe cienkowarstwowe 2-N (S100)Urządzenia do pomiaru odkształceń, IncSMD100-0002Mierzy siłę generowaną przez przyczepiony mięsień
4-0 Szew chromowyEthiconSKU# 1654GP-3 Igła do odwróconego cięcia
5-0 Szew chromowyEthicon SKU# 687GP-3 Igła do odwróconego cięcia
8-0 Szew monofilamentowyAROSurgicalT06A08N14-13poliamidowy szew monofilamentowy na gwintowanej igle stożkowej
Szczury eksperymentalneEnvigoF344-NH-sdFischer F344 szczepu -
lustrzane wykończenieFine Science Tools11413-11Kleszczyki z cienką końcówką i lustrzanym wykończeniem, idealne do pracy z delikatnymi strukturami, takimi jak nerwy
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40znieczulenia wziewnego
Red Rockn/aSpecjalnie zaprojektowany przyrząd do pomiaru siły, który pozwala na unieruchomienie kończyny tylnej, aby umożliwić dokładny zapis siły mięśniowej
Oprogramowanie MATLABMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUOblicza siłę czynną dla każdego zarejestrowanego śladu siły na podstawie siły biernej i całkowitej pomiary
System Nicolet Viasys EMG EPNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGPrzenośny system rejestracji sygnałów EMG i nerwowych zdolny do jednoczesnego 2-kanałowego nagrywania z nerwów i/lub mięśni
Tlenowegazy kriogeniczneUN1072Standardowe kanistry tlenowe klasy medycznej
Chlorek potasuAPP Pharmaceuticals63323-965-20Forma do wstrzykiwań, 2 mEq / ml
Povidone Jod USPMediChoice65517-0009-110% roztwór do stosowania miejscowego, można użyć jednej butelki do wielu przygotowań chirurgicznych
Puralube Vet maść okulistycznaDechra17033-211-38Maść chroniąca rogówkę do stosowania podczas zabiegu
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Forma do wstrzykiwań, 50 mg / ml
Mikroskop stereoskopowyLeicaModel M60Użytkownik może dostosować powiększenie do swoich preferencji
Instrumenty chirurgiczneNarzędzia do naukiRóżniużytkownicy mogą wybierać instrumenty zgodnie z osobistymi preferencjami lub z tego, co jest obecnie dostępne w ich laboratorium
Maść z potrójnym antybiotykiemMediChoice39892-0830-2Maść dostarczana jest w sterylnych, jednorazowych opakowaniach
Nożyczki sprężynowe Vannas - krawędź tnąca 2 mmFine Science Tools15000-04Zakrzywione nożyczki do mikropreparacji używane do wykonywania okna nausznego
VaporStick 3SurgivetV7015Wieża anestezjologiczna z miejscem na butlę z izofluoranem i tlenem
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Chusteczki nasączone alkoholem; Użyj nowej chusteczki do każdego przygotowania
Szczury to cienkie kleszcze Przyrząd do pomiaru siły

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Andersson, G. S. The burden of musculoskeletal diseases in the United States : prevalence, societal, and economic cost. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , Rosemont, IL. (1942).
  2. Yelin, E. H., Weinstein, S., King, T. The burden of musculoskeletal diseases in the United States. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 46 (3), 259-260 (2016).
  3. McDonald, C. M. Clinical Approach to the Diagnostic Evaluation of Hereditary and Acquired Neuromuscular Diseases. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 23 (3), 495-563 (2021).
  4. Sass, F. A., et al. Immunology Guides Skeletal Muscle Regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 19 (3), 835(2018).
  5. Bruggeman, K. F., et al. Harnessing stem cells and biomaterials to promote neural repair. British Journal of Pharmacology. 176 (3), 355-368 (2019).
  6. Vijayavenkataraman, S. Nerve guide conduits for peripheral nerve injury repair: A review on design, materials and fabrication methods. Acta Biomaterialia. 106, 54-69 (2020).
  7. O'Dell, M. W., Lin, C. C., Harrison, V. Stroke rehabilitation: strategies to enhance motor recovery. Annual Review of Medicine. 60, 55-68 (2009).
  8. Ambrosini, E., et al. The combined action of a passive exoskeleton and an EMG-controlled neuroprosthesis for upper limb stroke rehabilitation: First results of the RETRAINER project. International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 56-61 (2017).
  9. Veerbeek, J. M., et al. Effects of robot-assisted therapy for the upper limb after stroke. Neurorehabilitation & Neural Repair. 31 (2), 107-121 (2017).
  10. Heo, P., et al. Current hand exoskeleton technologies for rehabilitation and assistive engineering. Journal of Precision Engineering and Manufacturing. 13 (5), 807-824 (2012).
  11. Kwakkel, G., Kollen, B. J., Krebs, H. I. Effects of robot-assisted therapy on upper limb recovery after stroke: A systematic review. Neurorehabilitation & Neural Repair. 22 (2), 111-121 (2007).
  12. Brewer, B. R., McDowell, S. K., Worthen-Chaudhari, L. C. Poststroke Upper Extremity Rehabilitation: A Review of Robotic Systems and Clinical Results. Topics in Stroke Rehabilitation. 14 (6), 22-44 (2007).
  13. Kalita, B., Narayan, J., Dwivedy, S. K. Development of active lower limb robotic-based orthosis and exoskeleton devices: A systematic review. International Journal of Social Robotics. 13, 775-793 (2021).
  14. Bosch, T., et al. The effects of a passive exoskeleton on muscle activity, discomfort and endurance time in forward bending work. Applied Ergonomics. 54, 212-217 (2016).
  15. Secciani, N., et al. A novel application of a surface ElectroMyoGraphy-based control strategy for a hand exoskeleton system: A single-case study. International Journal of Advanced Robotic Systems. 16 (1), 1729881419828197(2019).
  16. Bützer, T., et al. PEXO - A pediatric whole hand exoskeleton for grasping assistance in task-oriented training. IEEE 16th International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 108-114 (2019).
  17. Meeker, C., et al. EMG pattern classification to control a hand orthosis for functional grasp assistance after stroke. IEEE International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 1203-1210 (2017).
  18. Witkowski, M., et al. Enhancing brain-machine interface (BMI) control of a hand exoskeleton using electrooculography (EOG). Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 11 (1), 165(2014).
  19. Cantillo-Negrete, J., et al. Motor imagery-based brain-computer interface coupled to a robotic hand orthosis aimed for neurorehabilitation of stroke patients. Journal of Healthcare Engineering. 2018, 1624637(2018).
  20. Bhagat, N. A., et al. Design and optimization of an EEG-based brain machine interface (BMI) to an upper-limb exoskeleton for stroke survivors. Frontiers in Neuroscience. 10, 122(2016).
  21. Habibzadeh Tonekabony Shad, E., Molinas, M., Ytterdal, T. Impedance and noise of passive and active dry EEG electrodes: A review. IEEE Sensors Journal. 20 (24), 14565-14577 (2020).
  22. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. EEG-based BCI control schemes for lower-limb assistive-robots. Frontiers in Human Neuroscience. 12, 312-312 (2018).
  23. Gwin, J. T., Ferris, D. High-density EEG and independent component analysis mixture models distinguish knee contractions from ankle contractions. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2011, 4195-4198 (2011).
  24. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. Classification of left and right foot kinaesthetic motor imagery using common spatial pattern. Biomedical Physics & Engineering Express. 6 (1), 015008(2019).
  25. Ryser, F., et al. Fully embedded myoelectric control for a wearable robotic hand orthosis. iInternational Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 615-621 (2017).
  26. Reeves, J., Starbuck, C., Nester, C. EMG gait data from indwelling electrodes is attenuated over time and changes independent of any experimental effect. Journal of Electromyography and Kinesiology. 54, 102461(2020).
  27. Huang, J., et al. Control of upper-limb power-assist exoskeleton using a human-robot interface based on motion intention recognition. IEEE Transactions on Automation Science and Engineering. 12 (4), 1257-1270 (2015).
  28. Rodrigues, C., et al. Comparison of intramuscular and surface electromyography recordings towards the control of wearable robots for incomplete spinal cord injury rehabilitation. 2020 8th IEEE RAS/EMBS International Conference for Biomedical Robotics and Biomechatronics (BioRob). , 564-569 (2020).
  29. Rasool, G., et al. Spatial analysis of multichannel surface EMG in hemiplegic stroke. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering : A Publication of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 25 (10), 1802-1811 (2017).
  30. Stieglitz, T., et al. Non-invasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
  31. Polasek, K. H., et al. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
  32. Kenney, L., et al. An implantable two channel drop foot stimulator: initial clinical results. Artificial Organs. 26 (3), 267-270 (2002).
  33. Ortiz-Catalan, M., et al. Patterned stimulation of peripheral nerves produces natural sensations with regards to location but not quality. IEEE Transactions on Medical Robotics and Bionics. 1 (3), 199-203 (2019).
  34. Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors and Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
  35. Petrini, F. M., et al. Six-month assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 8 (1), 137-154 (2019).
  36. Jung, R., et al. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2017).
  37. Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
  38. Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), (2019).
  39. George, J. A., et al. Long-term performance of Utah slanted electrode arrays and intramuscular electromyographic leads implanted chronically in human arm nerves and muscles. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056042(2020).
  40. Wendelken, S., et al. Restoration of motor control and proprioceptive and cutaneous sensation in humans with prior upper-limb amputation via multiple Utah Slanted Electrode Arrays (USEAs) implanted in residual peripheral arm nerves. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 121(2017).
  41. Yang, Z., et al. Noise characterization, modeling, and reduction for in vivo neural recording. Proceedings of the 23rd Annual Conference on Neural Information Processing Systems (NIPS 09). , 2160-2168 (2009).
  42. Ursu, D. C., et al. In vivo characterization of regenerative peripheral nerve interface function. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 026012(2016).
  43. Lotti, F., et al. Invasive intraneural interfaces: Foreign body reaction issues. Frontiers in Neuroscience. 11, 497-497 (2017).
  44. Stiller, A. M., et al. A meta-analysis of intracortical device stiffness and its correlation with histological outcomes. Micromachines. 9 (9), 443(2018).
  45. Kung, T. A., et al. Regenerative peripheral nerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
  46. Kubiak, C. A., Kemp, S. W. P., Cederna, P. S. Regenerative peripheral nerve interface for management of postamputation neuroma. JAMA Surgery. 153 (7), 681-682 (2018).
  47. Vu, P. P., et al. A regenerative peripheral nerve interface allows real-time control of an artificial hand in upper limb amputees. Science Translational Medicine. 12 (533), (2020).
  48. Svientek, S. R., et al. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60841(2020).
  49. Ursu, D., et al. Adjacent regenerative peripheral nerve interfaces produce phase-antagonist signals during voluntary walking in rats. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 33(2017).
  50. Vu, P. P., et al. Closed-loop continuous hand control via chronic recording of regenerative peripheral nerve interfaces. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 26 (2), 515-526 (2018).
  51. Urbanchek, M. G., et al. Development of a Regenerative Peripheral Nerve Interface for Control of a Neuroprosthetic Limb. BioMed Research International. 2016, 5726730(2016).
  52. Kubiak, C. A., et al. Physiologic signaling and viability of the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) for intact peripheral nerves. Journal of Neural Engineering. 18 (4), (2021).
  53. Rocha, J. A., et al. Diagnostic investigation and multidisciplinary management in motor neuron disease. Journal of Neurology. 252 (12), 1435-1447 (2005).
  54. Haastert, K., et al. Nerve repair by end-to-side nerve coaptation: histologic and morphometric evaluation of axonal origin in a rat sciatic nerve model. Neurosurgery. 66 (3), 567-576 (2010).
  55. Hayashi, A., et al. Collateral sprouting occurs following end-to-side neurorrhaphy. Plastic and Reconstructive Surgery. 114 (1), 129-137 (2004).
  56. Hu, Y., et al. Regenerative peripheral nerve interface free muscle graft mass and function. Muscle & Nerve. 63 (3), 421-429 (2021).
  57. Carr, M. M., et al. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
  58. Sporel-Özakat, R. E., et al. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2), 263-265 (1991).
  59. Lemon, R. N., Mantel, G. W. H., Rea, P. A. Recording and identification of single motor units in the free-to-move primate hand. Experimental Brain Research. 81 (1), (1990).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Muscle Cuff RPNIPeripheral Nerve InterfaceNerve Signal AmplificationCompound Muscle Action PotentialsMotor Intent DetectionExoskeleton ControlMuscle GraftEpineurial WindowElectrophysiologic TestingNeuromuscular Junctions

Powiązane artykuły