Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

8.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63257

⸱

19 stycznia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Union Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Streszczenie

Ostra choroba mięśnia sercowego jest powszechną chorobą sercowo-naczyniową o wysokiej śmiertelności. Uszkodzenie reperfuzyjne mięśnia sercowego może przeciwdziałać korzystnym skutkom rozpływu serca i wywołać wtórne uszkodzenie mięśnia sercowego. Prosty i powtarzalny model zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego jest dobrym narzędziem dla badaczy. W tym miejscu opisano konfigurowalną metodę tworzenia modelu zawału mięśnia sercowego (MI) i MIRI poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) za pomocą mikromanipulacji. Dokładne i powtarzalne pozycjonowanie ligatury LAD pomaga uzyskać spójne wyniki w przypadku uszkodzenia serca. Zmiany w segmencie ST mogą pomóc w określeniu dokładności modelu. Poziom troponiny sercowej T w surowicy (cTnT) służy do oceny uszkodzenia mięśnia sercowego, ultrasonografia serca jest wykorzystywana do oceny skurczowej funkcji mięśnia sercowego, a barwienie chlorkiem Evansa-Niebieskiego / trifenylotetrazolu służy do pomiaru wielkości zawału. Ogólnie rzecz biorąc, protokół ten skraca czas trwania zabiegu, zapewnia kontrolowany rozmiar zawału i poprawia przeżywalność myszy.

Wprowadzenie

Ostry zawał mięśnia sercowego (AMI) jest powszechną chorobą sercowo-naczyniową na całym świecie i niesie ze sobą wysoką śmiertelność1. Postęp technologiczny sprawia, że wczesna i skuteczna rewaskularyzacja jest dostępna dla pacjentów z zawałem serca. Po tych zabiegach u niektórych pacjentów może wystąpić uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego (MIRI)2. Dlatego bardzo ważne jest zrozumienie mechanizmów działania i sposobów łagodzenia MI/MIRI. Myszy są szeroko stosowane jako modele ze względu na ich niski koszt, szybki czas rozmnażania i łatwość dokonywania zmian genetycznych3. Uczeni opracowali różne metody modelowania MIRI i MI w animal4,5,6,7,8,9. Strategia ta sprzyja badaniom naukowym, ale stosowane różne kryteria i metody komplikują interpretację wyników przez zespoły badawcze.

U myszy MI został wywołany przez isoproterenol10, cryoinjury11,12, lub kauteryzacja13. Mięśnie sercowe mogą być łatwo wywołane przez izoproterenol, ale proces patofizjologiczny różni się od tego w klinicznym zawale mięśnia sercowego. Wskaźnik zawału serca wywołany kriourazami ma słabą konsystencję, wywołuje nadmierne uszkodzenie mięśnia sercowego wokół lewej przedniej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) i może łatwo wywołać arytmię. Zawału mięśnia sercowego wywołanego kauteryzacją znacznie różni się od naturalnego procesu zawału mięśnia sercowego, a reakcja zapalna w obszarze pieczenia jest bardziej intensywna; Ponadto podejście chirurgiczne ma trudności techniczne. Co więcej, istnieje kilka laboratoriów14 rozwijających model MI u świnek miniaturowych przy użyciu metody blokowania balonów lub embolizacji lub zakrzepicy za pomocą techniki interwencyjnej. Wszystkie te metody mogą powodować bezpośrednie zamknięcie tętnic wieńcowych, ale konieczność stosowania aparatów do koronarografii, a przede wszystkim zbyt cienkich mysich tętnic wieńcowych sprawia, że operacje te są niepraktyczne. W przypadku MIRI różnice między różnymi modelami były dość niewielkie, np. korzystanie z respiratorów /mikromanipulacja lub nie5,6.

Tutaj prosta i niezawodna metoda, która może wywołać MI i model MIRI, zaadaptowana z wcześniej opublikowanych metod4,5,6,7,8,9,15, jest opisany. Metoda ta może symulować procesy patofizjologiczne poprzez bezpośrednią blokadę LAD poprzez ligację. Co więcej, odciążając podwiązanie, model ten może również symulować uszkodzenie reperfuzyjne. W tym protokole do wizualizacji LAD używany jest mikroskop preparacyjny. Wtedy badacz może łatwo zidentyfikować LAD. Następnie dokładne podwiązanie LAD prowadzi do powtarzalnej i przewidywalnej niedrożności krwi i niedokrwienia komór. Co więcej, zmiany w elektrokardiografii (EKG) mogą być wykorzystane do potwierdzenia niedokrwienia i reperfuzji oprócz zmian koloru LAD obserwowanych pod mikroskopem. Strategia ta prowadzi do krótszego czasu trwania zabiegu, mniejszego ryzyka powikłań chirurgicznych i mniejszej liczby potrzebnych myszy eksperymentalnych. Opisano również metody testu troponiny-T, ultrasonografii serca i barwienia chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC). Ogólnie rzecz biorąc, protokół ten jest przydatny do badań nad mechanizmem MI/MIR, a także do odkrywania leków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Nauki i Technologii Huazhong (Wuhan, Chiny).

UWAGA: Jako modele wykorzystano samce myszy C57BL/6J (8-10 tygodni). Myszy mają swobodny dostęp do pożywienia i wody oraz są hodowane w warunkach wolnych od określonych patogenów. W pomieszczeniu utrzymywana jest kontrolowana temperatura (22 °C ± 2 °C) i wilgotność (45%-65%). Myszy są poddawane 12-godzinnemu cyklowi światła/ciemności w Zakładzie Opieki nad Zwierzętami w Tongji Medical School (Wuhan, Chiny) zgodnie z wytycznymi ustanowionymi przez tę instytucję. Należy używać sterylnych narzędzi mikrosurgicalnych i materiałów chirurgicznych. Przez cały czas trwania procedury wymagane jest stosowanie rękawiczek chirurgicznych i masek. Schemat przepływu eksperymentu przedstawiono na Rysunku 1A.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przez cały czas trwania procedury chirurgicznej należy używać prostokątnego stołu operacyjnego (OT) z uprzednio podgrzaną podkładką grzewczą (37 °C) (Rysunek 1B). Przed rozpoczęciem procedury należy zdezynfekować stół światłem ultrafioletowym oraz 70% alkoholem.
  2. Dokładnie zważ wszystkie myszy, aby obliczyć dawkę niezbędnych leków anestetycznych. Następnie znieczul myszy ketaminą (80 mg/kg) i ksylazyną (10 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie doszpikowe. Upewnij się, że osiągnięto odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając brak odruchu cofania po uciśnięciu palca u nogi oraz brak odruchu mrugania.
  3. Umieść mysz na stole operacyjnym w pozycji na plecach, kładąc gazę pod głową, aby uniknąć przegrzania oczu. Nałóż maść okulistyczną do oczu, aby zapobiec ich wysychaniu.
  4. Ogol sierść na lewej części przedsercowej klatki piersiowej za pomocą maszynki elektrycznej. Na wstępnie ogoloną klatkę piersiową nanieś krem do depilacji i masuj równomiernie sterylnym patyczkiem bawełnianym przez ok. 1 min. Nadmiar luźnej sierści usuń za pomocą gazy.
  5. Użyj jodyny (powidon-jodu), a następnie 70% alkoholu, aby oczyścić ten obszar. Przykryj klatkę piersiową gazą.
  6. Użyj nici chirurgicznej 4-0 pod górnymi siekaczami i przymocuj ją do punktu kotwiczenia (blisko krawędzi stołu operacyjnego nad nosem), aby utrzymać pysk lekko otwarty i ułatwić kaniulację.
  7. Odciągnij ogon, aby ciało było wyprostowane, a następnie przymocuj ogon do stołu operacyjnego za pomocą taśmy. Przymocuj cztery kończyny i zaciśnij je w pozostałych punktach kotwiczenia. Ważne jest, aby nie nadmiernie rozciągać kończyn przednich, gdyż może to doprowadzić do upośledzenia funkcji oddechowych.
  8. Użyj zakrzywionej pęsety i kleszczyków, aby otworzyć szczękę i unieść język. Użyj iluminatora, aby wyraźnie zwizualizować gardło i głośnię.
  9. Wprowadź ostrożnie kaniulę 22-G za pomocą stępionej i skróconej igły do tchawicy przez pysk, ok. 1 cm w dół gardła. Jedną ręką trzymaj język, przesuwając go lekko w górę tępą pęsetą, a jednocześnie drugą ręką ostrożnie wprowadź rurkę do tchawicy. Należy uważać, aby nie wprowadzić rurki do przełyku.
  10. Ostrożnie wyjmij igłę. Przed podłączeniem do respiratora sprawdź poprawność intubacji, zanurzając rurkę w wodzie w celu sprawdzenia, czy tworzą się pęcherzyki powietrza.
  11. Podłącz rurkę endotrachealną do respiratora ustawionego na 120/min, z objętością oddechową dostosowaną do 250 µL.
    UWAGA: Ustawienia respiratora są dostosowywane do masy ciała (zazwyczaj większa masa ciała wymaga większej objętości oddechowej).
  12. Potwierdź prawidłowość intubacji, sprawdzając obustronne, symetryczne rozszerzanie klatki piersiowej. Następnie przymocuj połączenie do stołu operacyjnego taśmą, aby zapobiec wypadnięciu rurki.
  13. Umieść elektrody EKG na łapach i podłącz je do rejestratora EKG. Monitoruj elektrofizjologię serca przez cały czas trwania procedury.

2. Torakotomia

  1. Usuń gazę z klatki piersiowej. Ponownie zdezynfekuj obszary nacięcia 70% alkoholem, stosując trzy cykle przecierania. Następnie przykryj mysz sterylną chustą chirurgiczną z otworem nad polem operacyjnym, aby ograniczyć zanieczyszczenie miejsca zabiegu.
  2. Za pomocą sterylnego skalpela wykonaj skośne nacięcie skóry (0,8-1,0 cm) wzdłuż lewej linii środkowoobojczykowej.
  3. Przeprowadź rozdzielanie tępe tkanek podskórnych, aby odsłonić znajdujące się pod nimi żebra. Zachowaj ostrożność, aby nie uszkodzić naczyń, żeber i płuc. Krwawienie tamuj za pomocą sterylnych aplikatorów bawełnianych.
  4. Zidentyfikuj i wykonaj nacięcie o długości około 6-8 mm w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Następnie przeprowadź rozdzielanie tępe tkanek w przestrzeni międzyżebrowej, aby otworzyć jamę klatki piersiowej. Zachowaj ostrożność, aby nie uszkodzić tętnicy piersiowej wewnętrznej.
  5. Użyj pęsety, aby rozszerzyć przestrzeń międzyżebrową. Wprowadź wstępnie wysterylizowane, wykonane samodzielnie rozieraki (Rysunek 1C) do klatki piersiowej i odciągnij je, aby rozszerzyć nacięcie do szerokości ~6 mm. Przymocuj rozieraki do stołu operacyjnego za pomocą gumek recepturek.
  6. Ostrożnie usuń otaczające tkanki, aby w pełni odsłonić serce. Delikatnie odsuń osierdzie za pomocą pęsety zakrzywionej, nie uszkadzając serca. W ten sposób uzyskano wyraźny widok na serce.

3. Ligacja LAD

UWAGA: LAD przejawia się jako cienka czerwona linia biegnąca prostopadle od okolicy wierzchołka w dół przez lewą komorę. LAD ma jaskrawoczerwony kolor, dlatego należy uważać, aby nie pomylić go z żyłą. Zazwyczaj miejsce podwiązania znajduje się ok. 1-2 mm poniżej lewego uszka. Ta pozycja podwiązania spowoduje niedokrwienie około 40%-50% lewej komory. Wyższa pozycja stworzy obszerniejszą strefę zawału. Bardziej dystalne miejsce stworzy mniejszą strefę zawału.

  1. Użyj mikroskopu stereotypowego i skieruj skupione, odpowiednie światło w celu wizualizacji LAD. Delikatnie naciśnij miejsce poniżej wybranego punktu ligacji, aby tymczasowo poszerzyć LAD (≤5 s na raz). W ten sposób ponownie zidentyfikuj LAD.
  2. Używając igły stożkowej (3/8, 2,5 x 5), przeprowadź pod LAD pod mikroskopem stereotypowym jedwabną nitkę do ligacji 8-0. Zachowaj ostrożność co do głębokości wprowadzenia igły: nie może być ona zbyt głęboka, aby nie przebić lewej komory, ani zbyt płytka, aby uniknąć uszkodzenia LAD.
  3. Zwiąż nitkę luźnym podwójnym węzłem. Średnica pętli powinna wynosić około 2-3 mm.
  4. Wsuń fragment rurki PE-10 o długości 2-3 mm do pętli równolegle do tętnicy.
  5. Delikatnie zaciśnij pętlę ligacyjną, aż obejmie ona tętnicę i rurkę. Następnie zabezpiecz pętlę węzłem ślizgowym. Należy uważać, aby nie uszkodzić ściany mięśnia sercowego zbyt dużym naciskiem podczas zaciskania.
    UWAGA: W grupie operacji pozorowanej (sham) nie wykonuje się ligacji.
  6. Potwierdź zatrzymanie przepływu krwi w LAD: po ligacji przednia ściana LV powinna przybrać bledszy kolor. Ponadto znaczne uniesienie odcinka ST w ciągu kilku uderzeń serca również wskazuje na niedrożność16. Jeśli wymagana jest stała ligacja (np. w przypadku MI), usuń rurkę PE-10 i zwiąż LAD bezpośrednio węzłem. Kontynuuj pozostałą część procedury zgodnie z punktem 4.3 poniżej.
  7. Usuń retraktory z nacięcia. Następnie tymczasowo zamknij ranę za pomocą klamry typu bulldog. Czas trwania niedokrwienia zależy od projektu eksperymentalnego. Upewnij się, że mysz nadal jest podłączona do respiratora.

4. Reperfusja

  1. Po zakończeniu okresu niedokrwienia należy zdjąć zacisk typu bulldog i ponownie wprowadzić rozwieracze, aby otworzyć nacięcie i odsłonić serce (szczególnie miejsce podwiązania).
  2. Rozwiązać węzeł poślizgowy i usunąć rurkę PE-10. Przywrócenie przepływu krwi w tym kroku należy potwierdzić, obserwując powrót koloru do różowo-czerwonego w ciągu 20 s. Jednocześnie należy uważnie monitorować EKG: potencjalny zanik uniesienia odcinka ST również sugeruje reperfuzję.
  3. Pozostawić ligaturę 8-0 in situ do późniejszego barwienia błękitem Evansa oraz TTC. W innych przypadkach szew należy usunąć na tym etapie.
  4. Usunąć rozwieracze i zamknąć nacięcie, zszywając trzecie i czwarte żebro szwem nylonowym 4-0. Należy uważać, aby nie uszkodzić płuca. Powietrze, które mogło zostać uwięzione w jamie klatki piersiowej, należy wypchnąć, delikatnie uciskając klatkę piersiową podczas wiązania węzłów szwu.
  5. Zamknąć warstwy mięśniowe szwami ciągłymi. Zamknąć skórę szwem nylonowym 4-0; dopuszczalne są zarówno szwy ciągłe, jak i przerywane.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Uważnie obserwuj mysz pod kątem oznak wybudzenia z narkozy, np. ruchów ogona lub wibryss. Po tym czasie mysz zazwyczaj powraca do normalnego rytmu oddychania z częstością około 150 bpm. Usuń rurkę intubacyjną z dróg oddechowych myszy, wyciągając ją powoli.
  2. Monitoruj mysz przez kolejne 3-5 min, aby upewnić się, że nie występują trudności z oddychaniem.
  3. Podaj 100 µL buprenorfiny (0.1 mg/mL, s.c.) po tym, jak mysz zacznie oddychać. Przez następne 24 h podawaj dodatkową dawkę co 4-6 h. W celu dodatkowego uśmierzenia bólu zapewnij ibuprofen w wodzie pitnej w postaci roztworu o stężeniu 0.2 mg/mL przez 2 dni przed i ≤7 dni po operacji.
  4. Utrzymuj myszy w cieple i zmniejsz ryzyko śmiertelności, stosując koce termoizolacyjne, ponieważ myszy są podatne na hipotermię po znieczuleniu.

6. Walidacja po procedurze

  1. Test troponiny T
    1. Pobrać próbki krwi z splotów zaocznych i wyizolować surowice poprzez wirowanie (3,000 × g, 10 min, temperatura pokojowa).
    2. Rozcieńczyć 20 µL surowicy do 100 µL roztworem soli fizjologicznej do testu troponiny T. Pozostałą część próbek przechowywać w temperaturze -80 °C.
    3. Wykryć troponinę T (cTnT) przy użyciu komercyjnego zestawu zgodnie z instrukcjami producenta.
  2. Echokardiografia
    UWAGA: Echokardiografia jest stosowana do oceny funkcji serca i nieprawidłowości kurczliwości ścian w różnych etapach przed i po operacji zgodnie z planem eksperymentalnym17,18. Pomiarom podlegają różne parametry, takie jak grubość ściany komory, objętość komory, średnica jamy komory, frakcja wyrzutowa oraz frakcja skrócenia w osi krótkiej.
    1. Zanestetyzować myszy ketaminą (80 mg/kg) i ksylazyną (10 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie domięśniowe.
    2. Ogolić klatkę piersiową golarką elektryczną. Użyć kremu do usuwania owłosienia i wmasować go równomiernie. Nadmiar luźnego futra usunąć gazą.
    3. Umieścić mysz na stole operacyjnym (OT) i unieruchomić cztery kończyny za pomocą taśmy klejącej.
    4. Umieścić głowicę ultradźwiękową (30 MHz) w przednim regionie serca pod kątem ~ 30° do mostka. W tym widoku głowica jest ustawiona wzdłuż długiej osi serca. Ustawić aparat w trybie B; można wówczas wyraźnie zidentyfikować lewą komorę, lewy przedsionek, zastawkę mitralną i aortę wstępującą. Użyć rejestracji wideo w celu uzyskania danych do późniejszej analizy.
    5. Obracając przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, uzyskać obraz w osi krótkiej w przekroju przymostkowym na poziomie mięśni brodawkowatych, aby wyraźnie uwidocznić komory lewą i prawą. Następnie użyć trybu B oraz trybu M do oceny funkcji i morfometrii serca.
    6. Obliczyć końcową średnicę rozkurczową (Dd), końcową średnicę skurczową (Ds) lewej komory oraz grubość przegrody międzykomorowej, wskazując odpowiednią lokalizację na obrazach USG.
      UWAGA: Urządzenie automatycznie obliczy końcową objętość rozkurczową lewej komory (LVEDV) oraz końcową objętość skurczową (LVESV). Urządzenie obliczy również wartości dla frakcji skrócenia (FS) i frakcji wyrzutowej (EF) przy użyciu wzorów FS = (Dd-Ds)/Dd × 100% oraz EF= (LVEDV-LVESV)/LVEDV × 100%. Wybrać pięć kolejnych cykli pracy serca i obliczyć ich wartości średnie.
  3. Pomiar wielkości zawału mięśnia sercowego
    UWAGA: Barwienie błękitem Evansa/TTC jest stosowane do pomiaru wielkości zawału, ponieważ pozwala na ocenę żywotności tkanki19. Zaleca się barwienie w ciągu 72 h od reperfuzji, ponieważ blizna ulega obkurczeniu. Krok ten wykonuje się po uśmierceniu zwierzęcia za pomocą 200 mg/kg pentobarbitalu sodowego podanego w drodze wstrzyknięcia domięśniowego.
    1. Ponownie odsłonić serce, postępując zgodnie z procedurami z kroków 2.2-2.5. Następnie, po pożądanym czasie reperfuzji, ponownie podwiązać tętnicę LAD w pierwotnym miejscu, zweryfikowanym przez szew wspomniany w kroku 4.3.
    2. Zakaniulować aortę, a następnie przepłukać serce 0,3 mL 1% roztworu błękitu Evansa. Mięsień sercowy w regionie nieischemicznym zabarwi się na niebiesko. Po perfuzji szybko usunąć serce, przecinając aortę nożyczkami.
    3. Następnie przemyć serce roztworem KCl (30 mM), aby zatrzymać akcję serca. Po usunięciu otaczającej tkanki tłuszczowej przechowywać w temperaturze -20 °C przez ≥4 h.
    4. Przeciąć serce w kierunku poprzecznym na pięć plastrów o grubości 1 mm za pomocą ostrego skalpela. Zważyć plastry, a następnie inkubować je z 2% TTC przez 40 min w temperaturze 37 °C.
      UWAGA: Po inkubacji obszary zawału są odgraniczone jako białe, podczas gdy tkanki żywotne w obszarach bez zawału pozostają czerwone.
    5. Utrwalić plastry w 4% formaldehydzie przez noc.
      UWAGA: Działanie to zwiększy kontrast między obszarem zawału a obszarem bez zawału. Spowoduje również obkurczenie plastrów.
    6. Wykonać zdjęcia plastrów aparatem cyfrowym. Następnie, za pomocą oprogramowania graficznego, obliczyć obszar zagrożony (AAR), obszar zawału oraz strefę nieischemiczną.
      UWAGA: Po podwójnym barwieniu błękitem Evansa/TTC obszar niebieski jest obszarem „normalnym”. Pozostałe obszary (w tym biały i czerwony) to obszary „zagrożone ischemicmią”: obszar biały to obszar zawału mięśnia sercowego (IA), a obszar czerwony to obszar ischemiczny (ale niezawalony). Uwzględniając niespójność wielkości plastrów serca, wyniki są korygowane względem wagi.

      Oznaczenia:
      A1-A5 dla powierzchni strefy zawału / powierzchni plastra serca;
      B1-B5 dla powierzchni strefy bez zawału / powierzchni plastra serca;
      W1-W5 dla wagi plastra serca.

      Następnie:
      Całkowita waga zawalonego mięśnia sercowego: W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5;
      Całkowita waga niezawalonego mięśnia sercowego: W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4+ W5 × B5;
      Całkowita waga AAR = (W1 + W2 +W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5)

      Ostatecznie:
      Powierzchnię ischemii mięśnia sercowego oblicza się jako procent AAR w lewej komorze:
      Wzór na średnią ważoną, pokazane równanie; metoda obliczeniowa, analiza statystyczna, zastosowanie edukacyjne.
      Powierzchnię zawału mięśnia sercowego oblicza się jako procent IA w AAR:
      Równanie obliczania średniej ważonej; wzór algebraiczny; ilustracja koncepcji edukacyjnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Schemat eksperymentalny przedstawiono na Rysunku 1A. Badacz może zaplanować punkty czasowe zgodnie z projektem eksperymentalnym po rozpoczęciu badania. Czas trwania ligacji LAD zależy od celu badania. W przypadku MI można pominąć etap reperfuzji. Echo serca może być wykonywane na różnych etapach badania, ponieważ jest to metoda nieinwazyjna, natomiast barwienie Evans-Blue/TTC może być przeprowadzone wyłącznie po uśmierceniu myszy. W badaniach koncentrujących się na włóknieniu i przebudowie k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W ostatnich latach tworzenie modeli MI i MIRI w badaniach klinicznych i naukowych szybko się rozwinęło20,21. Jednak nadal istnieją pewne pytania, takie jak mechanizmy działania i sposoby łagodzenia MI/MIRI, które muszą zostać rozwiązane. W tym miejscu opisano zmodyfikowany protokół ustanawiania mysiego modelu MI i MIRI. Należy dokładnie rozważyć kilka kluczowych punktów.

Pierwszym kluczowym punktem jest intubacja dotchawicza. Niektóre ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82070317, 81700390 do Jibin Lin, 8210021880 do Bingjie Lv i 82000428 do Boyuan Wang) oraz National Key R&D Program of China (2017YFA0208000 do Shaolin He).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% roztwór chlorku soduKelun Industry Group, Chiny-4
% roztwór utrwalający paraformaldehydServicebio, ChinyG1101-4-0
jedwabny szewProdukty medyczne Shanghai Pudong Jinhuan, ChinyC412-8-0
szewShanghai Pudong Jinhuan Medical Products, ChinyH801-Buprenorfina
IsoReag, ChinyIR-11190-Aparat
Canon, JaponiaEOS 80D-Krem
do depilacjiVeet,
Troponin T hs STATRoche, Niemcy-Elektrochemiczny
immunoanalizator luminescencjiRoche, NiemcyElecsys 2010-Evans
niebieskiSigma, AmerykaE2129-
Nożyczki do oczuShanghai Medical Instruments, ChinyJC2303-Kleszcze
hemostatyczneShanghai Medical Instruments, ChinyJ31020-Systemy
obrazowania in vivo o wysokiej częstotliwościVisualsonics, KanadaVevo2100-Ibuprofen
PerFeMiKer, ChinyCLS-12921-Cewnik
dożylnyIntrocan, Niemcy4254090B-Ketamina
Sigma-Aldrich, Ameryka  K2753-Alkohol
medycznyHuichang, Chiny-Uchwyty
mikroigłoweShanghai Medical Instruments, ChinyWA2040-Nożyce
mikroskopoweShanghai Medical Instruments, ChinyWA1040-Kleszcze
mikrochirurgiczneShanghai Medical Instruments, ChinyWA3020-Elektrokardiograf
myszyTechman, ChinyBL-420F-Uchwyty
igiełShanghai Medical Instruments, ChinyJC3202-sala
operacyjnaChico, ChinyRurka ZK-HJPT-PE-10
Huamei, Chiny-Pentobarbital
Merck, Ameryka
1030001-Respirator dla gryzoniShanghai Alcott Biotech, ChinyALC-V8S-P-
Mikroskop stereoskopowyAomei Industry, ChinySZM0745-STL3-T3-Chirurgiczna
termostatyczna poduszka grzewczaGlobalebio, ChinyGE0-20W-Chlorek
trifenylotetrazoluServicebio, ChinyG1017-Xylazine
Huamaike Biochemicals and Life Science Research Prouducts, Chiny323004-
Francuski-Elecsys

Bibliografia

  1. Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
  2. Ibanez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. Journal of the American College of Cardiology. 65 (14), 1454-1471 (2015).
  3. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).
  4. Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3896(2012).
  5. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e51329(2014).
  6. Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).
  7. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (94), e52206(2014).
  8. Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (122), e55353(2017).
  9. Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59591(2019).
  10. Li, X., et al. Cardioprotective effects of Puerarin-V on isoproterenol-induced myocardial infarction mice is associated with regulation of PPAR-Y/NF-Kappa B pathway. Molecules. 23 (12), 3322(2018).
  11. Vanden Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).
  12. Wang, D., et al. A cryoinjury model to study myocardial infarction in the mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (151), e59958(2019).
  13. Brooks, W. W., Garibaldi, B. A., Conrad, C. H. Myocardial injury in the mouse induced by transthoracic cauterization. Laboratory Animal Science. 48 (4), 374-378 (1998).
  14. Tao, B., et al. Preclinical modeling and multimodality imaging of chronic myocardial infarction in minipigs induced by novel interventional embolization technique. EJNMMI Research. 6 (1), 59(2016).
  15. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  16. Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54814(2016).
  17. Gnyawali, S. C., et al. High-frequency high-resolution echocardiography: First evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (41), e1781(2010).
  18. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (42), e2100(2010).
  19. Shibata, R., et al. Adiponectin protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through AMPK- and COX-2-dependent mechanisms. Nature Medicine. 11 (10), 1096-1103 (2005).
  20. Anderson, J. L., Morrow, D. A. Acute myocardial infarction. New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).
  21. Frank, A., et al. Myocardial ischemia reperfusion injury: From basic science to clinical bedside. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 16 (3), 123-132 (2012).
  22. Mares, R. G., et al. Studying the innate immune response to myocardial infarction in a highly efficient experimental animal model. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 573-585 (2021).
  23. Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57bl/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  24. Zhang, R., Hess, D. T., Reynolds, J. D., Stamler, J. S. Hemoglobin S-nitrosylation plays an essential role in cardioprotection. Journal of Clinical Investigation. 126 (12), 4654-4658 (2016).
  25. Sorop, O., et al. Experimental animal models of coronary microvascular dysfunction. Cardiovascular Research. 116 (4), 756-770 (2020).
  26. Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: A novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
  27. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
  28. Kato, R., Foex, P. Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: An update for anesthesiologists. Canadian Journal of Anaesthesia. 49 (8), 777-791 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ligacja LADmodel serca myszyultradźwięki sercabarwienie błękitem Evansabarwienie TTCtroponina T sercaechokardiografiamonitorowanie EKG
Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.