Artykuł metodologiczny

Izolacja i charakterystyka nienaruszonego fikobilisomu u cyjanobakterii

DOI:

10.3791/63272

⸱

10 listopada 2021

 , 
1Department of Life Science, National Taiwan University, 2Institute of Plant Biology, National Taiwan University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół szczegółowo opisuje izolację fikobilisomów z cyjanobakterii poprzez wirowanie przez nieciągły gradient gęstości sacharozy. Frakcje nienaruszonych fikobilisomów potwierdza widmo emisji fluorescencji 77K i analiza SDS-PAGE. Otrzymane frakcje fikobilisomów nadają się do barwienia ujemnego TEM i analizy spektrometrii mas.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

U cyjanobakterii, fikobilisom jest istotnym kompleksem białkowym anteny, który zbiera światło i przekazuje energię do fotosystemu I i II dla fotochemii. Badanie struktury i składu fikobilisomów cieszy się dużym zainteresowaniem naukowców, ponieważ ujawnia ewolucję i dywergencję fotosyntezy u sinic. Protokół ten zapewnia szczegółową i zoptymalizowaną metodę skutecznego rozbijania komórek sinic niskim kosztem za pomocą ubijaka do koralików. Nienaruszony fikobilisom można następnie wyizolować z ekstraktu komórkowego za pomocą ultrawirowania w gradionym gradiencie sacharozy. Metoda ta okazała się odpowiednia zarówno dla modelowych, jak i niemodelowych cyjanobakterii o różnych typach komórek. Przedstawiono również procedurę krok po kroku w celu potwierdzenia integralności i właściwości fikobiliprotein za pomocą spektroskopii fluorescencyjnej 77K i SDS-PAGE barwionego siarczanem i Coomassie Blue. Wyizolowany fikobilisom może być również poddany dalszym analizom strukturalnym i składowym. Ogólnie rzecz biorąc, protokół ten stanowi pomocny przewodnik początkowy, który pozwala naukowcom niezaznajomionym z sinicami szybko wyizolować i scharakteryzować nienaruszone fikobilisomy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fikobilisom (PBS) to ogromny, rozpuszczalny w wodzie kompleks pigmentowo-białkowy, który przyłącza się do cytoplazmatycznej strony fotosystemów w błonach tylakoidów cyjanobakterii1. PBS składa się głównie z kolorowych fikobiliprotein i bezbarwnych białek łącznikowych1,2. Fikobiliproteiny można podzielić na cztery główne grupy: fikoerytryna, fikoerytrocyjanina, fikocyjanina i allofikocyjanina3. Cztery główne grupy absorbują różne długości fal energii świetlnej w zakresie 490-650 nm, które chlorofile absorbują nieefektywnie3. PBS może służyć jako antena zbierająca światło do zbierania energii świetlnej i dostarczania jej do Photosystem II i I4.

Struktura i skład PBS różnią się w zależności od gatunku. Łącznie zidentyfikowano trzy kształty fikobilisomu (hemidiscodialny, w kształcie pęczka i w kształcie pręcika) u różnych gatunków sinic5. Nawet u tego samego gatunku skład PBS zmienia się w odpowiedzi na środowisko, takie jak jakość światła i zubożenie składników odżywczych6,7,8,9,10,11. W związku z tym eksperymentalna procedura izolowania PBS od cyjanobakterii odegrała zasadniczą rolę w badaniu PBS12. Na przestrzeni kilkudziesięciu lat wiele różnych protokołów wyizolowało PBS i przeanalizowało jego strukturę, skład i funkcję6,7,8,12,13,14,15,16,17. Szeroka gama metod izolacji PBS rzeczywiście zapewnia elastyczność w izolowaniu kompleksu u różnych gatunków za pomocą różnych odczynników i instrumentów. Sprawia to jednak również, że wybór odpowiedniego protokołu jest trudniejszy dla naukowców niezaznajomionych z cyjanobakteriami i PBS. Dlatego w niniejszej pracy opracowano uogólniony i prosty protokół dla osób zainteresowanych rozpoczęciem izolacji PBS od cyjanobakterii.

Metody izolowania PBS od poprzednich publikacji są tutaj podsumowane. Ponieważ PBS jest rozpuszczalnym w wodzie kompleksem białkowym i łatwo ulega dysocjacji, do stabilizacji PBS podczas ekstrakcji wymagany jest bufor fosforanowy o wysokiej sile jonowej18. W przeszłości opublikowano kilka artykułów naukowych opisujących metody izolacji PBS z cyjanobakterii. Większość metod wymaga wysokiego stężenia buforu fosforanowego8,14,15,18,19. Jednak procedury mechanicznego rozrywania komórek różnią się, np. ekstrakcja wspomagana kulkami szklanymi, sonikacja20 i French press6,8,14. Różne fikobiliproteiny można otrzymać przez wytrącanie siarczanem amonu20 i oczyszczanie przez HPLC21 lub kolumnę chromatograficzną22. Z drugiej strony, nienaruszony PBS można łatwo wyizolować za pomocą ultrawirowania w gradimencie gęstości sacharozy6,8,15.

W tym protokole, jeden model cyjanobakterii i jeden niemodelowy cyjanobakteria zostały użyte jako materiały do izolacji PBS. Są to odpowiednio modelowy jednokomórkowy tolerujący glukozę Synechocystis sp. PCC 6803 (zwany dalej Syn6803) i niemodelowy nitkowaty Leptolyngbya sp. JSC-1 (zwany dalej JSC-1), odpowiednio7,23,24. Protokół rozpoczyna się od rozerwania jednokomórkowych i nitkowatych cyjanobakterii w buforze fosforanowym o wysokiej sile jonowej. Po lizie supernatanty zbiera się przez odwirowanie, a następnie poddaje działaniu niejonowego detergentu (Triton X-100) w celu rozpuszczenia rozpuszczalnych w wodzie białek z błon tylakoidów. Całkowite białka rozpuszczalne w wodzie są nakładane na nieciągły gradient gęstości sacharozy w celu frakcjonowania PBS. Nieciągły gradient sacharozy w tym protokole składa się z czterech roztworów sacharozy i dzieli nienaruszony PBS na najniższe frakcje warstwy sacharozy25. Integralność PBS można analizować za pomocą SDS-PAGE, barwienia i spektroskopii fluorescencji 77K6,7,8,26. Ta metoda jest odpowiednia dla naukowców, którzy dążą do wyizolowania nienaruszonego PBS z cyjanobakterii i zbadania jego właściwości spektralnych, strukturalnych i składowych.

Istnieje kilka zalet tego protokołu. (1) Ta metoda jest znormalizowana i może być stosowana do izolowania nienaruszonego PBS zarówno od jednokomórkowych, jak i nitkowatych sinic. Większość artykułów opisuje metodę, która została zastosowana w jednym z typów sinic4,7,8,12,13,14,16,18. (2) Ta metoda jest wykonywana w temperaturze pokojowej, ponieważ PBS dysocjuje w niskiej temperaturze19,27. (3) Ta metoda opisuje użycie ubijaka do koralików do rozbijania komórek; dlatego jest tańszy i bezpieczniejszy niż wysokociśnieniowa prasa francuska i możliwe uszkodzenie słuchu przez sonikator innymi metodami8,13,14,20. (4) Metoda ta izoluje nienaruszony PBS za pomocą ultrawirowania w gradionym przepływie sacharozy. W ten sposób nienaruszony PBS o różnych rozmiarach i częściowo zdysocjowany PBS można oddzielić na podstawie stężenia sacharozy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Synechocystis sp. PCC 6803, modelowy szczep tolerujący glukozę, został uzyskany od Dr. Chu, Hsiu-An w Academia Sinica, Tajwan. Leptolyngbya sp. JSC-1, niemodelowy nitkowaty, został uzyskany od dr Donalda A. Bryanta z Pennsylvania State University w USA.

1. Hodowla komórkowa i zbiór

  1. Zaszczepić komórki Syn6803 lub JSC-1 za pomocą metalowej pętli inokulacyjnej do stożkowej kolby o pojemności 100 ml zawierającej 50 ml B-HEPES medium28. Hodować komórki w temperaturze 30 °C poniżej 50 μmol fotonów m-2 s-1 (dioda LED światła białego) w 1% (v/v) CO2 z ciągłym mieszaniem mieszadłem magnetycznym (120 obr./min), aż hodowla osiągnie średnią fazę wzrostu wykładniczego (OD750 = 0,6-0,8).
    UWAGA: Zebrać kulturę komórkową, gdy gęstość optyczna kultury przy 750 nm (OD750) osiągnie 0,6-0,8, przenosząc ją do nowej kolby. Gęstość optyczna była rutynowo stosowana do szacowania gęstości komórek drobnoustrojów w kulturach płynnych29. Długości fal od 720 do 750 nm były używane w różnych badaniach do pomiaru wzrostu sinic30,31,32. W tym protokole używany jest OD750, ponieważ JSC-1 może wytwarzać pigmenty, które pochłaniają światło dalekiej czerwieni7. Alternatywnie, stężenie chlorofilu wykorzystano również do pomiaru wzrostu sinic33.
  2. Przenieść kulturę komórkową (OD750 ~ 0,8) do kolby stożkowej o pojemności 1 l i rozcieńczyć ją do OD750 = 0,2 w 500 ml pożywki B-HEPES. Hoduj kulturę do późnej fazy wzrostu wykładniczego (OD750 = 0,8-1,0) w tym samym stanie, o którym mowa powyżej (krok 1.1), a następnie zbierz kulturę przez odwirowanie.
  3. Odwirować kulturę przy 10 000 x g przez 20 minut w temperaturze pokojowej i całkowicie wyrzucić supernatant.
    UWAGA: Granulki komórek można przechowywać w temperaturze -80 °C do 6 miesięcy.

2. Liza komórek

  1. Zawiesić granulki komórkowe i przemyć dwukrotnie 0,75 M buforem fosforanowym K, pH 7,
    UWAGA: Aby uzyskać 0,75 M buforu K-fosforanu o pH 7, należy przygotować oddzielnie 1,5 MK2HPO4 i 1,5 M KH2PO4. Wymieszaj 615 ml 1,5 M K2HPO4 i 385 ml 1,5 M KH2PO4, aby uzyskać 1,5 M buforu K-fosforanu o pH 7. Wystarczy rozcieńczyć go taką samą ilością ddH2O, aby uzyskać 0,75 M buforu fosforanu K o pH 7.
  2. Osadzać komórki w probówkach wirówkowych o pojemności 50 ml przez odwirowanie przy 10 000 x g przez 20 minut w temperaturze pokojowej. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki za pomocą 0,75 M buforu fosforanu K. Zmierzyć mokrą masę osadu za pomocą wagi elektronicznej i ponownie zawiesić 1 g mokrej masy osadu w 5 ml buforu.
    UWAGA: Mokra masa osadu została zmierzona poprzez odjęcie masy pustej probówki wirówkowej od masy probówki wirówkowej zawierającej osad komórkowy.
  3. Dodać 1 ml zawiesiny komórek i 0,4-0,6 g szklanych kulek o średnicy 0,1 mm (patrz Tabela Materiałów) do fiolki z zakrętką o pojemności 2 ml.
  4. Rozbijaj komórki na 30 s za pomocą ubijaka do koralików (patrz Tabela materiałów). Pozostaw rurki do ostygnięcia w łaźni wodnej o temperaturze pokojowej przez 2 minuty i powtórz cykl przerywania 5 razy.
  5. Po lizie odwirować fiolki przy 500 x g przez 10 s w temperaturze pokojowej. Zebrać sklarowany osad za pomocą pipety do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml. Przemyć kulki 0,5 ml 0,75 M buforu fosforanu K jeden raz, a następnie przenieść do tej samej probówki wirówkowej.
  6. Dodać Triton X-100 (2% w/v, stężenie końcowe) do zawiesiny komórek zlizowanych i inkubować na wytrząsarce (40 obr./min) w temperaturze pokojowej, aż roztwór stanie się jednorodny (~20 min).
  7. Odwirować probówki o masie 17 210 g przez 20 minut w celu usunięcia nienaruszonych komórek i dużych resztek komórek. Przechowywać supernatant bez górnej warstwy miceli Triton w temperaturze pokojowej do 1 godz.
    UWAGA: Supernatant składa się z dwóch oddzielnych warstw. Górna hydrofobowa warstwa Triton X zawiera białka wiążące chlorofil i hydrofobowe fikobilisomy w kształcie pręcików6. Dolna warstwa wodna zawiera rozpuszczalny w wodzie PBS.

3. Przygotowanie gradientu sacharozy i izolacja PBS

  1. Przygotować cztery stężenia sacharozy (2,0 M, 1,0 M, 0,75 M i 0,5 M) w 0,75 M buforze fosforanu K przy pH 7,
    UWAGA: Sugeruje się użycie 1,5 M buforu fosforanu K o pH 7 w celu przygotowania gradientu sacharozy, ponieważ dodanie sacharozy rozcieńcza stężenie buforu fosforanu K. Po całkowitym rozpuszczeniu sacharozy dodać ddH2O, aby dostosować stężenie do 0,75 M, pH 7.
  2. Umieścić 2,8 ml 2,0 M buforu sacharozy na dnie 40 ml probówki wirówkowej i nałożyć na trzy warstwy roztworów sacharozy (8 ml 1,0 M; 12 ml 0,75 M i 11 ml 0,5 M na 40 ml probówki wirówkowej), a na koniec PBS zawierający frakcję supernatantu (3,0 ml) (Rysunek 1A).
    UWAGA: Ostrożnie dodaj roztwór sacharozy i pozwól, aby sacharoza bardzo powoli opadała do wnętrza probówki. Trzymaj końcówkę pipety tuż nad powierzchnią roztworu w probówce podczas ładowania roztworu. Warstwy sacharozy można zaobserwować, gdy są one nakładane powoli.
  3. Odwirować powstałe gradienty przy 125 800 x g przez ~16h-20 h w temperaturze 25 °C. UWAGA: Do tego kroku wymagana jest ultrawirówka (patrz Tabela materiałów).
  4. Po ultra-odwirowaniu skondensuj frakcjonowany PBS i fikobiliproteiny między warstwami. Niebieskie pasma w Syn6803 (fioletowe pasma pokazane w JSC-1) zaobserwowano w interfejsach (Rysunek 1D).
  5. Powoli zebrać frakcje pipetą od góry gradientów sacharozy. Usunąć sacharozę poprzez wielokrotne zagęszczanie (3 500 x g przez 20 min) i rozcieńczanie frakcji 0,75 M buforem fosforanu K w membranowych filtrach odśrodkowych (granica masy cząsteczkowej 10 K, patrz tabela materiałów).

4. Pomiar fluorescencji PBS przy 77K

UWAGA: Fluorymetr wyposażony w pojemnik z ciekłym azotem (patrz Tabela Materiałów) służy do pomiaru widm fluorescencji w temperaturze 77K.

  1. Rozcieńczyć zagęszczoną próbkę PBS 0,75 M buforem fosforanu K, aby uzyskać co najmniej 500 μL.
    UWAGA: Stężenia fikocyjaniny w próbkach wynosiły ~4,2 μg mL-1 w oparciu o wzór: (OD615 0,474 x OD652)/5,34 [mg/mL]34.
  2. Dodać 500 μl próbki PBS do przezroczystej szklanej probówki i zamrozić probówkę w ciekłym azocie aż do całkowitego zamrożenia. Przenieś zamrożoną rurkę do przezroczystego pojemnika Dewara (patrz Tabela materiałów) wstępnie napełnionego ciekłym azotem.
    UWAGA: W tym protokole wewnętrzna średnica szklanej rurki wynosi 3 mm. Zastosowano cienkie szklane rurki, aby zminimalizować reabsorpcję emisji o krótkiej długości fali w próbce.
  3. Wybierz długości fal wzbudzenia dla fikoerytryny i fikocyjaniny odpowiednio 550 nm i 580 nm.
    UWAGA: Emisje fluorescencji rejestrowano w zakresie 560-800 nm (dla wzbudzenia 550 nm) lub 600-800 nm (dla wzbudzenia 580 nm).

5. Analiza SDS-PAGE PBS

  1. Wymiana buforowa skoncentrowanych próbek PBS w 0,75 M fosforanu K z 50 mM buforu Tris (pH 8,0) w membranowych filtrach odśrodkowych (odcięcie masy cząsteczkowej 3K, patrz tabela materiałów).
  2. Zmieszać 50 μl roztworu PBS z 10 μl 6x buforu ładującego SDS [300 mM Tris pH 6,8, 12% (w/v) dodecylosiarczan sodu, 0,06% (w/v) błękit bromfenolowy, 50% (v/v) glicerol, 6% (v/v) β-merkaptoetanol] (patrz tabela materiałów) w probówce do mikrowirówek i inkubować w temperaturze 95 °C przez 10 minut w bloku grzewczym.
  3. Oddziel próbki białek za pomocą SDS-PAGE (8%-20% (w/v) żel poliakrylamidowy) i kontynuuj barwienie i Coomassie. Szczegółowa procedura została opisana w Reference8.
  4. W przypadku barwienia inkubować żel w 50 mM roztworzeZnSO4 przez 10 minut w temperaturze pokojowej, przemyć żel wodą destylowaną i uwidocznić fluorescencję indukowaną pod wpływem promieniowania UV (312 nm).
  5. W przypadku barwienia Coomassie Blue inkubować żel w buforze barwiącym Coomassie Blue [0,25% (w/v) Coomassie R-250, 10% (v/v) kwasu octowego, 50% (v/v) metanolu, patrz Tabela materiałów] przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Przemyć żel dwukrotnie wodą destylowaną w celu usunięcia pozostałości buforu barwiącego i inkubować żel z buforem odbarwiającym [10% (v/v) kwas octowy, 30% (v/v) metanol] na kołyszącym się wytrząsarce (40 obr./min) w temperaturze pokojowej przez noc. Wizualizuj całkowicie odbarwiony żel za pomocą aparatu cyfrowego lub skanera.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komórki Syn6803 i JSC-1 były hodowane w stożkowych kolbach z ciągłym mieszaniem w pożywce B-HEPES w temperaturze 30 °C, pod białym światłem LED (50 μmol fotonów m-2 s-1) w komorze wzrostu wypełnionej 1% (v/v) CO2. W fazie wzrostu wykładniczego (OD750 = ~0,5) komórki poddano subhodowli na świeże podłoże o końcowej gęstości optycznej OD750 = ~0,2. Po osiągnięciu późnej fazy wzrostu wykładniczego (OD750 = 0,6-0,8) kultury zebrano i odwirowano (10 000 x g ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opisuje prostą i standardową metodę izolowania nienaruszonego PBS w dwóch typach sinic, jednokomórkowym modelu Syn6803 i nitkowatym, niemodelowym JSC-1. Krytycznymi etapami protokołu są homogenizacja komórek i ultrawirowanie na nieciągłym gradiencie gęstości sacharozy. Ogólnie rzecz biorąc, rozerwanie komórek nitkowatych jest bardziej skomplikowane niż w przypadku komórek jednokomórkowych. Zwiększenie ilości materiału wyjściowego (mokrej masy osadu komórkowego) i powtarzanie bicia kulek było pomocne w zwięks...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Technology Commons, College of Life Science, National Taiwan University za wygodne korzystanie z ultrawirówki. Szczepy sinic Synechocystis sp. PCC 6803 i Leptolyngbya sp. JSC-1 zostały podarowane odpowiednio przez dr Chu, Hsiu-An z Academia Sinica na Tajwanie i dr Donalda A. Bryanta z Pennsylvania State University w USA. Praca ta została sfinansowana przez Ministerstwo Nauki i Technologii (Tajwan) (109-2636-B-002-013- i 110-2628-B-002-065-) oraz Ministerstwo Edukacji (Tajwan) Yushan Young Scholar Program (109V1102 i 110V1102).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Koraliki szklane 0,1 mmBioSpec11079101do ekstrakcji PBS
13 ml probówka wirówkowaHitachi13PAultrawirowanie
40 ml probówka wirówkowaHitachi40PAultrawirowanie
Kwas octowyMerck8.1875.2500do barwienia Coomassie Blue
B-HEPES mediumZmodyfikowana pożywka cyjanobakteryjna z pożywki BG-11
Brilliant Blue R-250SigmaB-0149do barwienia Coomassie Blue
Błękit bromofenolowyBufor do ładowania białekWako2-291
Waga elektronicznaRadwagWLC 2/A2/C/2do pomiaru mokrej masy granulek komórkowych
Spektrofotometr fluorescencyjnyHitachiF-7000Spektrofotometr
GlycerolBioShopGly001.500bufor ładujący białko
Wirówka z chłodzeniem o dużej prędkościHitachiCR22Ndo wymiany
Leptolyngbya sp. JSC-1od dr Donalda A. Bryanta z Pennsylvania State University, USA.
Akcesorium do pomiaru niskiej temperaturyHitachi5J0-0112Akcesorium zawiera przezroczysty pojemnik Dewara do spektroskopii fluorescencyjnej 77K.
MetanolMerck1.07018,2511do barwienia Coomassie Blue
MikrowirówkaThermo FisherPico 21do ekstrakcji PBS
Mini-Beadbeater-16BioSpecModel 607do ekstrakcji PBS
Fosforan potasu dwuzasadowyPanReac AppliChem121512.121do ekstrakcji PBS
Fosforan potasu jednozasadowyPanReac AppliChem141509.121do ekstrakcji PBS
Fiolka z nakrętkąBioSpec10832do ekstrakcji PBS
SmartView Pro ImagerMajor ScienceUVCI-2300do wykrywania sygnału barwienia Znic
Dodecylosiarczan soduBufor ładujący białkoZymesetBSD101
SacharozaZymesetBSU101do izolacji
PBSSynechocystis sp. PCC 6803szczep tolerancyjny glukozy od Dr. Chu, Hsiu-An w Academia Sinica, Tajwan
TrisBioShopTRS 011.1bufor ładujący białko
Triton X-100BioShopTRX 506.500do ekstrakcji PBS
Membranowy filtr odśrodkowy Ultra 10 KMilliporeUFC901024do wymiany
buforowejMembranowy filtr odśrodkowy Ultra 3 KMilliporeUFC500324do wymiany
UltrawirówkaHitachiCP80WXultrawirowanie
Spektrofotometr UV/VisAgilentCary 60Spektrofotometr
SiarczanPanReac AppliChem131787.121do barwienia Znic
i beta;-MerkaptoetanolBioBasicMB0338bufor ładujący białko

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bryant, D. A., Guglielmi, G., de Marsac, N. T., Castets, A. M., Cohen-Bazire, G. The structure of cyanobacterial phycobilisomes: A model. Archives of Microbiology. 123 (2), 113-127 (1979).
  2. Glazer, A. N. Phycobilisomes: Structure and dynamics. Annual Review of Microbiology. 36, 173-198 (1982).
  3. Glazer, A. N. Light harvesting by phycobilisomes. Annual Review of Biophysics and Biophysical Chemistry. 14 (1), 47-77 (1985).
  4. Liu, H., et al. Phycobilisomes supply excitations to both photosystems in a megacomplex in cyanobacteria. Science. 342 (6162), 1104(2013).
  5. Bryant, D. A., Canniffe, D. P. How nature designs light-harvesting antenna systems: Design principles and functional realization in chlorophototrophic prokaryotes. Journal of Physics B: Atomic, Molecular and Optical Physics. 51 (3), 033001(2018).
  6. Hirose, Y., et al. Diverse chromatic acclimation processes regulating phycoerythrocyanin and rod-shaped phycobilisome in cyanobacteria. Molecular Plant. 12 (5), 715-725 (2019).
  7. Gan, F., et al. Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light. Science. 345 (6202), 1312-1317 (2014).
  8. Ho, M. Y., Gan, F., Shen, G., Bryant, D. A. Far-red light photoacclimation (FaRLiP) in Synechococcus sp. PCC 7335. II. Characterization of phycobiliproteins produced during acclimation to far-red light. Photosynthesis Research. 131 (2), 187-202 (2017).
  9. Ho, M. Y., et al. Extensive remodeling of the photosynthetic apparatus alters energy transfer among photosynthetic complexes when cyanobacteria acclimate to far-red light. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1861 (4), 148064(2020).
  10. Sanfilippo, J. E., Garczarek, L., Partensky, F., Kehoe, D. M. Chromatic Acclimation in Cyanobacteria: A diverse and widespread process for optimizing photosynthesis. Annual Review of Microbiology. 73, 407-433 (2019).
  11. Grossman, A. R., Schaefer, M. R., Chiang, G. G., Collier, J. L. The phycobilisome, a light-harvesting complex responsive to environmental conditions. Microbiological Reviews. 57 (3), 725-749 (1993).
  12. Bryant, D. A., Glazer, A. N., Eiserling, F. A. Characterization and structural properties of the major biliproteins of Anabaena sp. Archives of Microbiology. 110 (1), 61-75 (1976).
  13. Soulier, N., Laremore, T. N., Bryant, D. A. Characterization of cyanobacterial allophycocyanins absorbing far-red light. Photosynthesis Research. 145 (3), 189-207 (2020).
  14. Guglielmi, G., Cohen-Bazire, G., Bryant, D. A. The structure of Gloeobacter violaceus and its phycobilisomes. Archives of Microbiology. 129 (3), 181-189 (1981).
  15. Zhang, J., et al. Structure of phycobilisome from the red alga Griffithsia pacifica. Nature. 551 (7678), 57-63 (2017).
  16. Li, Y., et al. Characterization of red-shifted phycobilisomes isolated from the chlorophyll f-containing cyanobacterium Halomicronema hongdechloris. Biochimica et Biophysica Acta. 1857 (1), 107-114 (2016).
  17. Herrera-Salgado, P., Leyva-Castillo, L. E., Rios-Castro, E., Gomez-Lojero, C. Complementary chromatic and far-red photoacclimations in Synechococcus ATCC 29403 (PCC 7335). I: The phycobilisomes, a proteomic approach. Photosynthesis Research. 138 (1), 39-56 (2018).
  18. Yamanaka, G., Glazer, A. N., Williams, R. C. Cyanobacterial phycobilisomes. Characterization of the phycobilisomes of Synechococcus sp. 6301. Journal of Biological Chemistry. 253 (22), 8303-8310 (1978).
  19. Gantt, E., Lipschultz, C. A., Grabowski, J., Zimmerman, B. K. Phycobilisomes from blue-green and red algae: Isolation criteria and dissociation characteristics. Plant Physiology. 63 (4), 615-620 (1979).
  20. Patel, A., Mishra, S., Pawar, R., Ghosh, P. K. Purification and characterization of C-Phycocyanin from cyanobacterial species of marine and freshwater habitat. Protein Expression and Purification. 40 (2), 248-255 (2005).
  21. Zolla, L., Bianchetti, M. High-performance liquid chromatography coupled on-line with electrospray ionization mass spectrometry for the simultaneous separation and identification of the Synechocystis PCC 6803 phycobilisome proteins. Journal of Chromatography A. 912 (2), 269-279 (2001).
  22. Soni, B., Kalavadia, B., Trivedi, U., Madamwar, D. Extraction, purification and characterization of phycocyanin from Oscillatoria quadripunctulata-Isolated from the rocky shores of Bet-Dwarka, Gujarat, India. Process Biochemistry. 41 (9), 2017-2023 (2006).
  23. Williams, J. G. K. Methods in Enzymology. , Academic Press. 766-778 (1988).
  24. Brown Igor, I., et al. Polyphasic characterization of a thermotolerant siderophilic filamentous cyanobacterium that produces intracellular iron deposits. Applied and Environmental Microbiology. 76 (19), 6664-6672 (2010).
  25. Wang, L., et al. Isolation, purification and properties of an R-phycocyanin from the phycobilisomes of a marine red macroalga Polysiphonia urceolata. PLoS One. 9 (2), 87833(2014).
  26. Berkelman, T. R., Lagarias, J. C. Visualization of bilin-linked peptides and proteins in polyacrylamide gels. Analytical Biochemistry. 156 (1), 194-201 (1986).
  27. Rigbi, M., Rosinski, J., Siegelman, H. W., Sutherland, J. C. Cyanobacterial phycobilisomes: Selective dissociation monitored by fluorescence and circular dichroism. Proceedings of the National Academy of Sciences. 77 (4), 1961-1965 (1980).
  28. Dubbs, J. M., Bryant, D. A. Molecular cloning and transcriptional analysis of the cpeBA operon of the cyanobacterium Pseudanabaena species PCC 7409. Molecular Microbiology. 5 (12), 3073-3085 (1991).
  29. Stevenson, K., McVey, A. F., Clark, I. B. N., Swain, P. S., Pilizota, T. General calibration of microbial growth in microplate readers. Scientific Reports. 6 (1), 38828(2016).
  30. Zhang, S., Shen, G., Li, Z., Golbeck, J. H., Bryant, D. A. Vipp1 is essential for the biogenesis of Photosystem I but not thylakoid membranes in Synechococcus sp. PCC 7002. Journal Biological Chemistry. 289 (23), 15904-15914 (2014).
  31. Zhang, S., Bryant, D. A. Biochemical validation of the glyoxylate cycle in the cyanobacterium Chlorogloeopsis fritschii Strain PCC 9212. Journal Biological Chemistry. 290 (22), 14019-14030 (2015).
  32. Huang, J. Y., et al. Mutations of cytochrome b559 and Psbj on and near the QC site in photosystem II influence the regulation of short-term light response and photosynthetic growth of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry. 55 (15), 2214-2226 (2016).
  33. Li, Y., Lin, Y., Loughlin, P., Chen, M. Optimization and effects of different culture conditions on growth of Halomicronema hongdechloris - A filamentous cyanobacterium containing chlorophyll f. Frontiers in Plant Science. 5, 67(2014).
  34. Bennett, A., Bogorad, L. Complementary chromatic adaptation in a filamentous blue-green alga. Journal of Cell Biology. 58 (2), 419-435 (1973).
  35. Su, X., Fraenkel, P. G., Bogorad, L. Excitation energy transfer from phycocyanin to chlorophyll in an apcA-defective mutant of Synechocystis sp. PCC 6803. Journal of Biological Chemistry. 267 (32), 22944-22950 (1992).
  36. Arteni, A. A., Ajlani, G., Boekema, E. J. Structural organisation of phycobilisomes from Synechocystis sp. strain PCC6803 and their interaction with the membrane. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1787 (4), 272-279 (2009).
  37. Kondo, K., Ochiai, Y., Katayama, M., Ikeuchi, M. The Membrane-associated CpcG2-phycobilisome in Synechocystis: A new photosystem I antenna. Plant Physiology. 144 (2), 1200-1210 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Phycobilisome IsolationCyanobacteriaSucrose GradientUltracentrifugationBead BeaterPhycobiliproteinsSDS PAGE77K FluorescenceCell LysisProtein Composition

Powiązane artykuły