Artykuł metodologiczny

Utrzymanie laboratoryjnych kultur Gryllus bimaculatus, wszechstronnego modelu prostoskrzydłego do hodowli owadów i fizjologii bezkręgowców

DOI:

10.3791/63277

⸱

8 czerwca 2022

 ,  , 
1Department of Entomology, University of Wisconsin-Madison, 2Global Health Institute, University of Wisconsin-Madison

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł przedstawia podstawowe metody standaryzacji ważnych czynników, takich jak gęstość, dostępność paszy, źródło nawodnienia i kontrola środowiska dla długoterminowej hodowli laboratoryjnych jadalnego świerszcza, Gryllus bimaculatus.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gryllus bimaculatus (De Geer) to świerszcz o dużych ciałach, rozpowszechniony w całej Afryce i południowej Eurazji, gdzie często jest dziko zbierany jako pokarm dla ludzi. Poza rodzimym zasięgiem hodowla G. bimaculatus jest możliwa ze względu na plastyczność diety, szybki cykl rozrodczy, brak wymogu diapauzy, tolerancję na hodowlę w dużym zagęszczeniu i odporność na patogeny. Tak więc G. bimaculatus może być wszechstronnym modelem do badań nad fizjologią, zachowaniem, embriologią lub genetyką owadów.

Parametry kulturowe, takie jak gęstość obsady, refugia w klatce, fotoperiod, temperatura, wilgotność względna i dieta, wszystkie wpływają na wzrost, zachowanie i ekspresję genów świerszczy i powinny być ustandaryzowane. W rozwijającej się literaturze na temat hodowli owadów przeznaczonych do spożycia przez ludzi, świerszcze te są często wykorzystywane do oceny potencjalnych domieszek paszowych pochodzących z resztek pożniwnych, produktów ubocznych przetwórstwa spożywczego i innych tanich strumieni odpadów.

Aby wesprzeć trwające eksperymenty oceniające wydajność wzrostu G. bimaculatus i jakość odżywczą w odpowiedzi na zmienne substraty paszowe, opracowano obszerny zestaw standardowych protokołów hodowli, utrzymania, obsługi, pomiarów i eutanazji w laboratorium, który jest prezentowany tutaj. Standardowa w branży pasza dla świerszczy okazała się odpowiednia pod względem odżywczym i funkcjonalnie odpowiednia do długoterminowego utrzymania stad hodowlanych świerszczy, a także do stosowania jako eksperymentalna pasza kontrolna. Hodowla tych świerszczy w gęstości 0,005 świerszczy/cm3 w klatkach polietylenowych o pojemności 29,3 l z ekranem w średniej temperaturze 27 °C w fotoperiodzie 12 jasnych (L)/12 ciemnych (D), z wilgotnym włóknem kokosowym służącym zarówno jako źródło nawodnienia, jak i podłoże do składania jaj, z powodzeniem utrzymała zdrowe świerszcze przez okres 2 lat. Stosując te metody, świerszcze w kontrolowanym eksperymencie uzyskały średnią masę 0,724 g 0,190 g podczas zbioru, przy 89% przeżywalności i 68,2% dojrzałości płciowej między zarybieniem (22 dni) a zbiorem (65 dni).

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jak to jest typowe dla kultowego owada, muszki owocowej Drosophila melanogaster, wykorzystanie owadów jako laboratoryjnych organizmów modelowych zapewnia wyraźne korzyści dla badań z zakresu genetyki, toksykologii i fizjologii1. Niewielki rozmiar owadów zmniejsza przestrzeń potrzebną na kultury oraz ilość wymaganej paszy i materiałów eksploatacyjnych. Wiele owadów rozmnaża się szybko, co czyni je wyjątkowo przystosowanymi do tworzenia wyspecjalizowanych linii genetycznych i badań wymagających oceny wielu kolejnych pokoleń.

Wiele badań skupia się na holometabolicznych owadach, takich jak Drosophila, które wykazują całkowitą metamorfozę i przepoczwarzanie. Dostępne są jednak inne modele, w tym Gryllus bimaculatus (De Geer), świerszcz polowy z dwiema plamkami. G. bimaculatus jest owadem paurometabolicznym, który przechodzi od 7 do 11 nimfalnych stadium rozwoju, zanim osiągnie dojrzałość płciową2. Ten świerszcz wykazuje szeroki zakres zachowań związanych z doborem płciowym, w tym stridulację, pokazy terytorialne i ochronę partnera3. Niedojrzałe świerszcze różnią się od larw holometabolicznych gatunków owadów tym, że podobnie jak wiele młodych osobników paurometabolicznych, są w stanie zregenerować utracone i uszkodzone kończyny podczas ekdyzyzy4. Dodatkowo w pełni zsekwencjonowany genom G. bimaculatus został opublikowany w 20215. Te cechy sprawiają, że świerszcze te są atrakcyjne jako cel badań podstawowych.

Świerszcze polne dwuplamiste są powszechnie hodowane na pokarm dla ludzi i paszę dla zwierząt. Skala tych operacji jest często znacznie większa niż w przypadku badań laboratoryjnych6,7. Pomimo różnicy w skali, wyzwania, przed którymi stoją naukowcy, w dużym stopniu pokrywają się z tymi, z którymi borykają się komercyjni hodowcy świerszczy. Rozważania te zbiegają się w kontekście badań laboratoryjnych mających na celu poprawę produkcji jadalnych owadów. Ponieważ branża jadalnych owadów wciąż ewoluuje i rośnie, optymalizacja nakładów paszowych i niezliczonych innych aspektów produkcji jest głównym celem8. Badania laboratoryjne wykazujące zmierzoną poprawę wydajności chowu, przeżywalności lub czasu pokolenia u tych świerszczy mogą potencjalnie pomóc w długoterminowym zwiększeniu rentowności hodowli świerszczy.

Standaryzowane protokoły hodowlane umożliwiają bliższe porównanie badań nad optymalizacją chowu. Do tej pory opublikowano kilka szczegółowych protokołów hodowli G. bimaculatus w laboratorium. Idealny protokół odzwierciedlałby warunki występujące w rzeczywistych operacjach hodowli świerszczy, przy jednoczesnym utrzymaniu ściśle kontrolowanych warunków niezbędnych do dokładnego pomiaru zmian w wydajności wzrostu wynikających z eksperymentalnych zabiegów i podkreślenia strategii ograniczania ryzyka. Metody opisane w tym artykule zostały opracowane w oparciu o opublikowane protokoły, techniki i aparaturę używaną do hodowli różnych gatunków świerszczy w szerokim zakresie laboratoryjnych i komercyjnych skali produkcyjnych2,9,10,11,12. Metody te są również oparte na kilku nierecenzowanych źródłach, w tym niepublikowanych biuletynach technicznych i osobistej komunikacji z komercyjnymi hodowcami krykieta w Ameryce Północnej. Protokół ten został opracowany z zamiarem ułatwienia tworzenia laboratoryjnych kultur G. bimaculatus specjalnie do wykorzystania w badaniach związanych z hodowlą owadów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie podłoża do składania jaj

UWAGA: Włókno kokosowe jest idealnym podłożem do składania jaj dla G. bimaculatus. Aby zapoznać się ze szczegółowymi metodami oddzielania włókna kokosowego od prasowanej cegły kokosowej oraz uwagą na temat bezpieczeństwa układu oddechowego, patrz Materiały uzupełniające krok 1.1.

  1. Umyj ręce wodą z mydłem.
  2. Wytaruj czysty pojemnik na wadze i zważ masę suchego włókna kokosowego w przybliżeniu wielkości ludzkiej pięści.
  3. Umieść włókno kokosowe w zamykanym, czystym pojemniku, który może pomieścić rozprężanie do 6 razy większej niż oryginalna objętość.
  4. Czystymi rękami delikatnie rozbij grudki włókna kokosowego z kawałka wyjętego z większego bloku.
  5. Za pomocą cylindra z podziałką o pojemności 50 ml zmierz odpowiednią objętość wody dejonizowanej (DI), aby uzyskać stosunek wagowy 5:1 pięciu części wody na jedną część suchego włókna kokosowego.
  6. Powoli dodawaj odmierzoną wodę DI, równomiernie nawadniając wszystkie cząsteczki włókna kokosowego. Ręcznie maceruj grudki, aby zapewnić równomierne nawilżenie.
  7. Ponownie staruj pojemnik, w którym wcześniej ważono włókno kokosowe.
  8. Odważyć 75 g zwilżonego włókna kokosowego.
  9. Przenieś 75 g zwilżonego włókna kokosowego na szalkę Petriego o wymiarach 100 mm x 15 mm za pomocą czystej plastikowej łyżki, aby upewnić się, że włókno kokosowe jest równomiernie rozprowadzone na dnie naczynia i że nie ma grudek.
  10. Oznacz bok szalki Petriego taśmą laboratoryjną etykietą oznaczającą kolonię urodzeniową i datę pobrania komórek jajowych.
  11. Odmierz dodatkowe 45 ml wody DI w cylindrze z podziałką.
  12. Dodaj wodę równomiernie na powierzchnię upakowanego włókna kokosowego na szalce Petriego, aby zapewnić równomierne nawodnienie. Upewnij się, że włókno kokosowe jest nasycone do tego stopnia, że woda gromadzi się około 1/4 po bokach pojemnika.
  13. Po zapakowaniu szalki Petriego zamknąć pozostałe zwilżone włókno kokosowe w hermetycznym naczyniu do przechowywania w temperaturze -20 °C.
    UWAGA: Zgodnie z metodami opisanymi w tym artykule, osobniki G. bimaculatus osiągają dojrzałość płciową średnio po 58 dniach od złożenia jaj.
  14. Zbieranie jaj
    1. Uwodniony substrat do składania jaj należy umieścić w klatkach zawierających pożądane stada rodzicielskie świerszczy jak najdalej od paszy, ze względu na możliwość mechanicznego przenoszenia granulek paszy przez świerszcze na podłoże do składania jaj.
    2. Udokumentuj datę i godzinę.
      UWAGA: Znormalizowana gęstość robocza dla reprodukcyjnych kolonii świerszczy hodowanych tymi metodami wynosi n = 150 dorosłych osobników. Przy tym zagęszczeniu, 24-godzinne okno składania jaj da od 800 do 1,500 jaj, w zależności od wieku kolonii, wcześniejszego wysiłku związanego z składaniem jaj i stosunku płci w klatce rodzicielskiej.
    3. Umieść mały pojemnik na śmieci do sterylizacji w autoklawie na powierzchni roboczej, aby uwzględnić ryzyko związane z przenoszeniem i czyszczeniem bogatych w jaja substratów do składania jaj.
    4. Umieść czystą, pustą plastikową klatkę o pojemności 29,3 l na ławce obok pojemnika na śmieci, aby służyła jako klatka odbiorcza dla bogatego w jaja podłoża do składania jaj.
    5. Umieść klatkę o pojemności 29,3 l zawierającą rodzicielskie zapasy świerszczy i podłoże do składania jaj po przeciwnej stronie pojemnika na śmieci niż pusta klatka.
    6. Po 24 godzinach usuń podłoże do składania jaj z macierzystej klatki do świerszczy i umieść je nad autoklawowalnym zbiornikiem na odpady.
    7. Sprawdź, czy górna część podłoża do składania jaj nie ma żadnych cząstek wiórów lub paszy, które świerszcze mogły kopnąć na powierzchnię włókna kokosowego.
      UWAGA: Każda substancja, która nie jest masą jajeczną lub włóknem kokosowym, może powodować tworzenie się pleśni na podłożu podczas inkubacji.
    8. Usuń zanieczyszczenia z włókna kokosowego do naczynia na odpady za pomocą czystej czerpaki lub plastikowej łyżki.
    9. Umieść plastikową łyżkę w pojemniku na odpady.
    10. Oczyszczone podłoże do składania jaj należy umieścić w czystej klatce o pojemności 29,3 l.
    11. Umieścić klatkę w inkubatorze ustawionym na 27 °C przy 60% wilgotności względnej na 12 h D/12 h L fotoperiodu.
    12. Umieść klatkę zawierającą stado hodowlane w pierwotnym miejscu i usuń wszystkie przedmioty z powierzchni roboczej.
    13. Umieść pojemnik na odpady w zamrażarce przeznaczonej do przechowywania przedmiotów potencjalnie skażonych jajami świerszczy.
    14. Zdezynfekuj powierzchnię roboczą 10% roztworem wybielacza i pozostaw na 60 sekund.
    15. Wytrzyj powierzchnię roboczą do sucha czystym ręcznikiem papierowym. Otwórz zamrażarkę i wyrzuć ręcznik papierowy do pojemnika na odpady.
  15. Zamgławianie i monitorowanie substratów jaj codziennie
    UWAGA: Aby zapoznać się z metodami stosowanymi do kalibracji objętości mgły dostarczanej przez butelkę z rozpylaczem, patrz Krok 1.2 Materiały uzupełniające.
    1. Umieść butelkę z rozpylaczem na podłożu do składania jaj tak, aby wyrażona woda była równomiernie rozprowadzona na powierzchni podłoża.
    2. Wykonać liczbę uruchomień pompy obliczoną w kroku 1.2 Materiały uzupełniające dla każdego podłoża do składania jaj dziennie przez 11 kolejnych dni.
    3. Codziennie sprawdzaj każde podłoże do składania jaj, monitorując rozwój pleśni nitkowatej na powierzchni włókna kokosowego.
    4. Jeśli zaobserwuje się rozwój grzybów, użyj czystej łyżki lub czerpaka, aby usunąć plamy pleśni powierzchniowej.
    5. Narzędzie i usunięte włókno kokosowe należy wyrzucić do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie, przechowywanego w zamrażarce obiektu.
      UWAGA: Nie jest jasne, czy pleśń negatywnie wpływa na rozwój krykieta.
    6. W 11 dniu po złożeniu jaj zacznij uważnie przyglądać się podłożemu dla młodych świerszczy.
      UWAGA: W temperaturze 27 °C jaja G. bimaculatus potrzebują 11-13 dni na wyklucie.
  16. Ustawianie klatek porodowych
    1. Wybierz dwie nieużywane komercyjne płaskie kartony na jajka o wymiarach 30,8 cm x 30,8 cm (12 cali x 12 cali). Za pomocą noża uniwersalnego lub mocnych nożyc pokrój je na sześć oddzielnych pasków o szerokości 10,1 cm (4") o jednakowej wielkości. Zetrzyj przycięte krawędzie rękami, aby usunąć zwisające cząstki tektury.
    2. Umieść sześć pojedynczych kawałków kartonu o wymiarach 10.1 cm x 30.8 cm (4 cale x 12 cali) pionowo na dnie klatki, tak aby dłuższa oś kartonu obejmowała węższą oś poziomą klatki o pojemności 29.3 l. Umieść siódmy kawałek kartonu płasko na górze sześciu pionowych kawałków.
    3. Wybierz trzy kawałki szorstkiego brązowego ręcznika papierowego o wymiarach około 25 cm x 25 cm. Złóż każdy na pół. Umieść dwa tak, aby zakrywały górną część bliższej strony struktury kartonu. Umieść jeden nad stosem kartonów po dystalnej stronie.
    4. W 11 dniu po złożeniu jaj przenieś podłoże do składania jaj do bliższego prawego rogu klatki.
  17. W trosce o wczesne stadium rozwoju
    UWAGA: W 14 dniu po złożeniu jaj wykluje się większość żywotnych jaj, a nimfy świerszczy we wczesnym stadium będą wymagały paszy i wody. Młode świerszcze nie są w stanie przełamać napięcia powierzchniowego kropelek wody i mogą utonąć, jeśli woda zgromadzi się w ich otoczeniu. Są jednak również wrażliwe na wysuszenie. Zapewnienie stałej wilgotności względnej na poziomie około 60% na tym etapie rozwoju jest ważne dla zapewnienia przetrwania.
    1. W przypadku zaobserwowania włazu należy spryskać ręczniki papierowe umieszczone na wierzchu kartonów w kroku 1.4.3, aż zostaną zwilżone, ale nie będą aktywnie rozlewać wody.
    2. Dokładnie przetrzyj obie strony pokrywki szalki Petriego o średnicy 100 mm 70% etanolem i pozostaw do wyschnięcia. Używaj go jako pojemnika, w którym będzie dostarczana pasza dla świerszczy.
      UWAGA: Świerszcze w pierwszym stadium wymagają mniejszych cząstek paszy niż świerszcze na kolejnych etapach rozwoju. Ta drobniejsza pasza powinna być podawana świerszczom przez pierwsze 20 dni po wschodach.
    3. Wsyp 50 g paszy do 60-watowego blendera na jedną porcję i miel z prędkością 10 000 obr./min przez 1 min.
    4. Odmierz 1 g karmy i wstrząśnij nią na pokrywie szalki Petriego w klatce. Używając czystej końcówki łyżki lub czerpaka, rozprowadź karmę tak równomiernie, jak to możliwe na dnie naczynia.
    5. Wymieniaj paszę co 2 dni. Użyj końca łyżki, aby wyszczotkować świerszcze z naczynia na karmę przed jego wyjęciem. Wyrzuć starą paszę do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie.
    6. Monitoruj rozwój pleśni na paszy. Jeśli pasza zacznie wydawać się biała lub zielonkawa, wyrzuć szalkę Petriego i natychmiast nakarm.
    7. Po 14 dniach od złożenia jaj użyj pędzla o długości 2,54 cm (1 cal), aby usunąć świerszcze przylegające do podłoża z włókna kokosowego, szczotkując wszystkie świerszcze z powierzchni włókna kokosowego i boków szalki Petriego do klatki.
    8. Usunięty substrat do składania jaj należy umieścić w pojemniku na odpady do sterylizacji w autoklawie i przechowywać w zamrażarce do czasu autoklawowania.
    9. Zastąp podłoże natalne świeżym naczyniem z włókna kokosowego w celu nawodnienia, przygotowanym zgodnie z krokami 1.1.5-1.1.9.
    10. Użyj butelki do mycia wody DI, aby dodać wodę, aż powierzchnia włókna kokosowego będzie błyszczeć, ale nie będzie się gromadzić.
      UWAGA: Gęstość świerszczy silnie wpływa na wydajność wzrostu u G. bimaculatus13. Utrzymywanie stada hodowlanego w nadmiernym zagęszczeniu grozi wprowadzeniem niepożądanych efektów epigenetycznych wywołanych stłoczeniem do eksperymentów, w których wykorzystuje się ich potomstwo9. Świerszcze muszą być "przerzedzone" z dużych gęstości, które wyłaniają się z substratów do składania jaj i rozprowadzone do gęstości zgodnych z normą 0,005 świerszczy/cm3 przestrzeni.

2. Opieka nad dziećmi od trzeciego do dorosłego

  1. Ustawianie klatek
    UWAGA: Szczegółowe informacje na temat techniki konstruowania pokrywy z ekranem można znaleźć w kroku 1.3.1 Materiały dodatkowe.
    1. Powtórz krok 1.4.1.
    2. Zainstaluj pięć pociętych kawałków kartonu na jajka w dystalnym końcu klatki, tak aby wklęsłości w kształcie jajka były skierowane na zewnątrz. Upewnij się, że krótkie końce znajdują się po bokach klatki, dłuższy bok przylega płasko do dna, a między każdym kawałkiem kartonu jest około 3 cm wolnej przestrzeni.
    3. Umieść ostatni wycięty kawałek kartonu na pionowych kawałkach kartonu, takich jak dach domu, jak pokazano na rysunku uzupełniającym S1.
    4. Wykonaj kroki 1.1.8-1.1.13, aby przygotować podłoża hydratacyjne.
    5. Umieść podłoże nawadniające w proksymalnym prawym rogu klatki do krykieta, jak pokazano na rysunku uzupełniającym S2.
    6. Użyj butelki do mycia, aby dodać 6-10 ml wody DI, aż powierzchnia włókna kokosowego będzie wydawać się mokra i odbijać światło, ale włókno kokosowe nie będzie całkowicie zanurzone.
      UWAGA: Powierzchnia powinna wydawać się lekko wgłębiona, a napięcie powierzchniowe powoduje, że woda podąża za konturami włókna kokosowego.
    7. Odwróć pokrywę szalki Petriego o średnicy 100 mm i umieść ją po bliższej lewej stronie klatki. Dodaj 2-3 g standardowej paszy dla świerszczy, jak pokazano na rysunku uzupełniającym S2.
  2. Modyfikowanie zagęszczenia kolonii
    UWAGA: Wykonaj ten krok po 20 dniach od wyklucia lub gdy świerszcze osiągną średnią masę 0,01 g.
    1. Na powierzchni roboczej umieść duży pojemnik, który pomieści plan piętra trzech klatek o pojemności 29,3 l stojących obok siebie.
      UWAGA: Jest to drugorzędne zabezpieczenie i będzie kontrolować świerszcze, które uciekają podczas przenoszenia z jednej kolonii do drugiej.
    2. Usuń oryginalną kolonię ze stojaka hodowlanego i umieść ją na powierzchni roboczej.
    3. Po prawej stronie oryginalnej kolonii umieść pustą klatkę tego samego rozmiaru.
    4. Po prawej stronie pustego koszyka umieścić klatkę, która została ustawiona zgodnie z krokami 2.1.1-2.1.7.
    5. Sprawdź, czy świerszcze nie przylegają do spodu osłoniętej pokrywy klatki, w której znajdują się świerszcze. Jeśli zostanie zaobserwowany, dotknij górnej części klatki, aby je usunąć.
    6. Otwórz osłoniętą pokrywę klatki, w której znajdują się świerszcze.
    7. Jednym delikatnym, płynnym ruchem przenieś karton "dachowy" i wszystkie świerszcze przylegające do jego konturów do środkowej klatki.
    8. Gdy karton znajdzie się w środkowej klatce, delikatnie potrząśnij kartonem o boki, aby usunąć wszystkie świerszcze.
    9. Sprawdź wzrokowo, czy wszystkie świerszcze zostały uwolnione przed powrotem kawałka kartonu na bliższą stronę klatki, z której pochodzą, aby umożliwić pozostałym świerszczom przyleganie do kartonu.
    10. Powtórzyć kroki 2.2.8-2.2.9 ze wszystkimi kawałkami kartonu w klatce, pracując kolejno od przodu do tyłu oryginalnej klatki, aż wszystkie świerszcze zostaną przeniesione do środkowej klatki.
    11. Delikatnie przechyl środkową klatkę zawierającą świerszcze tak, aby wszystkie zawarte w niej świerszcze były skierowane w stronę dolnego rogu.
    12. Podnieś klatkę zawierającą świerszcze nad klatkę odbiorczą.
    13. Powoli przechyl klatkę dawcy tak, aby świerszcze zaczęły zdobywać się po bokach i mogły w kontrolowany sposób wysunąć się z masy w dolnym rogu, jak pokazano na rysunku uzupełniającym S3.
    14. Jeśli świerszcze poruszają się zbyt szybko, dostosuj kąt, pod jakim trzymana jest środkowa klatka, powodując cofanie się świerszczy.
    15. Gdy klatka jest przechylona, użyj pędzla o długości 2.54 cm (1 cal), aby skierować świerszcze do klatki odbiorcy, licząc każdą z nich, aż całkowita liczba będzie równa 150 osobnikom. Użyj pędzla, aby odstraszyć tych, którzy się zbyt szybko, aby dokładnie policzyć.
    16. Oznacz nowo zaopatrzoną klatkę do krykieta datą, stadem rodzicielskim i liczbą zawartych w niej świerszczy.
    17. Humanitarną eutanazję nadmiaru świerszczy znajdujących się jeszcze na dnie środkowych i oryginalnych pojemników należy umieścić cały pojemnik w zamrażarce w temperaturze -20 °C na co najmniej 30 minut.
    18. Sprawdź klatkę, z której pochodzi, aby upewnić się, że wszystkie świerszcze zostały przeniesione.
    19. Umieść klatki do krykieta na stojakach do uprawy roślin 25 cm poniżej okapów oświetleniowych zawierających świetlówki o pełnym spektrum, ustawionych na zegar zewnętrzny klasy mieszkaniowej, zaprogramowany na utrzymanie 12-godzinnego fotoperiodu L/D. Patrz rysunek uzupełniający S4.
    20. Przenieś wszystkie frassy, naczynia ze zużytym substratem hydratacyjnym i paszą, ręcznik papierowy, wysięk i martwe świerszcze pozostałe w klatce, z której pochodzą, do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie.
    21. O ile odpady nie mają być natychmiast sterylizowane w autoklawie, należy je przechowywać w zamrażarce w temperaturze -20 °C.
    22. Sprawdź podłogę, odzież pracowników, dodatkową klatkę przechowawczą i powierzchnię roboczą pod kątem zbiegłych świerszczy.
    23. Zdezynfekuj powierzchnię roboczą i wtórną klatkę zabezpieczającą 10% roztworem wybielacza, wyrzucając ręczniki papierowe do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie.
  3. Karmienie i pojenie
    1. Otwórz hermetyczny pojemnik do przechowywania paszy i napełnij pusty kubek na próbkę o pojemności 100 ml paszą dla świerszczy. Sięgnij do każdej kolonii i umieść jedną czwartą paszy przechowywanej w kubku do pokrywki szalki Petriego, w której znajduje się pokarm.
    2. Aby podlać świerszcze, przygotuj szalkę Petriego z włókna kokosowego, wykonując czynności 1.1.9-1.1.13.
    3. Zwiększ dawkę paszy proporcjonalną do dawki spożycia, aby zapewnić dostępność paszy ad libitum.
      UWAGA: Popyt na paszę dla krykieta zmienia się w trakcie rozwoju.
  4. Przenoszenie świerszczy do czystych klatek
    1. Przenoś świerszcze do czystych klatek co 2 tygodnie. Powtórzyć układ koszyków z etapów 2.2.1-2.2.4
      UWAGA: Znaczne ilości frassu nagromadzą się we wklęsłościach kartonów na jajka.
    2. Przenieś świerszcze do czystych klatek, wykonując czynności 2.2.5-2.2.23.
    3. Delikatnie manewruj kartonami tak, aby większość frassów wpadła do klatki, z której pochodzą, jednocześnie pozwalając świerszczom przylgnąć do kartonu podczas powtarzania kroków 2.2.7-2.2.10.
    4. Użyj szczotki lub plastikowej łyżki, aby zachęcić świerszcze uwięzione w ramie do przejścia ze środkowej klatki do czystej klatki.
    5. Sprawdź klatkę, z której pochodzi, aby upewnić się, że wszystkie świerszcze zostały przeniesione.
    6. Przenieś wszystkie frassy, naczynia ze zużytym substratem hydratacyjnym i paszą, ręcznik papierowy, wysięk i martwe świerszcze pozostałe w klatce, z której pochodzą, do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie.
    7. O ile odpady nie mają być natychmiast sterylizowane w autoklawie, należy je przechowywać w zamrażarce w temperaturze -20 °C.
    8. Sprawdź podłogę, odzież pracowników, dodatkową klatkę przechowawczą i powierzchnię roboczą pod kątem zbiegłych świerszczy.
    9. Zdezynfekuj powierzchnię roboczą i wtórną klatkę zabezpieczającą 10% roztworem wybielacza, wyrzucając ręczniki papierowe do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie.
  5. Ustawianie klatek eksperymentalnych
    UWAGA: Klatki eksperymentalne to plastikowe pojemniki, w których mieści się mniej świerszczy. Ich konfiguracja jest identyczna jak w przypadku klatek o pojemności 29,3 l, które zawierają zwierzęta hodowlane, ale opierają się na pojemnikach o pojemności 7,1 l wypełnionych mniejszymi naczyniami z wodą, paszą i mają zmniejszoną powierzchnię kartonu z jajami.
    1. Umieść sześć kawałków kartonu o wymiarach 10,1 cm x 15,4 cm (4 cale x 6 cali) w dystalnym końcu każdej klatki doświadczalnej z długimi osiami kartonów rozciągającymi się na szerokość wąskiego wymiaru klatki i krótkimi osiami kartonów skierowanymi w stronę pokrywy i podłogi.
    2. Zapakuj 10 g uwodnionej mieszanki roboczej z włókna kokosowego na szalkę Petriego.
    3. Użyj butelki do mycia zawierającej wodę demineralizowaną, aby dodać około 15 ml wody DI lub do momentu, gdy na powierzchni włókna kokosowego utworzy się menisk.
    4. Odwróć pokrywkę szalki Petriego o wymiarach 60 mm x 15 mm, aby utrzymać paszę.
      UWAGA: Tempo karmienia może się zmieniać przez cały czas trwania badania. Aby zapoznać się z eksperymentalną procedurą randomizacji i obsady świerszcza klatkowego, patrz Materiały uzupełniające krok 1.4.
  6. Terminacja owadów
    1. Gdy świerszcze nie są już potrzebne do hodowli lub użytku doświadczalnego, wykonaj krok 2.2.17.
    2. Gdy świerszcze są martwe, wyjmij klatkę z zamrażarki. Zdejmij pokrywkę i przenieś wszystkie zawarte materiały do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie. Przenieś odpady z powrotem do zamrażarki do momentu sterylizacji w autoklawie.
    3. Zanurz pustą klatkę w 10% roztworze wybielacza i pozostaw na co najmniej 5 minut.
    4. Trzykrotnie wypłucz pustą klatkę zimną wodą z kranu, aby usunąć pozostałości wybielacza, zwracając szczególną uwagę na kanały na dnie pojemnika.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dane pokazujące udany odchów świerszczy od wyklucia do 65 dnia życia zostały zebrane podczas próby żywieniowej we wrześniu 2021 roku. Świerszcze wyhodowano z jaj zgodnie z krokami 1.1.1-2.6.1 tych protokołów, a sześć replikowanych klatek wyposażono w 24 losowe 22-dniowe (trzecie stadium rozwojowe) świerszcze zgodnie z krokiem 2.7 powyżej. Świerszcze były następnie hodowane w warunkach pokojowych; jednak z powodu nieprawidłowego działania centrali wentylacyjnej średnia temperatura w pomieszczeniu wynosiła 25 ± 1 °C przy w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prostota tego podejścia do hodowli świerszczy może przynieść korzyści w wielu obszarach badawczych i stanowi ogólny szablon udanej hodowli świerszczy, który można łatwo dostosować do różnych potrzeb eksperymentalnych. W porównaniu z kilkoma innymi badaniami G. bimaculatus, rozmiar dorosłego osobnika jest mniejszy, a dojrzewanie jest wolniejsze14, co przypisujemy nieoptymalnej temperaturze chowu narzuconej nam przez okoliczności. Opisane powyżej metody były stosowane i udoskonalane przez 2...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Finansowanie tego projektu było możliwe dzięki wewnętrznym grantom University of Wisconsin-Madison. Najszczersze podziękowania dla Kevina Bachhubera z Bachhuber Consulting Inc. za dostęp do jego niepublikowanego przewodnika po komercyjnej hodowli krykieta oraz dla Michaela Bartletta Smitha za pomoc w udoskonalaniu i rozwiązywaniu problemów z tymi metodami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
31-qt (29,3 l) Pojemnik na śmieci z pokrywą zatrzaskowąHOMZ3430CLBLSłuży do trzymania stada hodowlanego
3-poziomowy/12-tacowy stojak na lampy do uprawy Pojemnikna śmieci Fischer Scientific NC1938548
50 galonów (189,27 l) z pokrywąSterilite#14796603Używany jako dodatkowa osłona podczas obchodzenia się ze świerszczami
50 ml polipropylenowy cylinder z podziałkąFischer ScientificS95171
7,5-qt (7,1 l) pojemnik na śmieci z pokrywą z pokrywąHOMZ3410CLBLSłuży do przechowywania zapasów
Accuris 500 g x 0,01 g BalanceWyprodukowane przez Accuris, spółkę zależną Benchmark ScientificW3300-500Zakupione od Dot Scientific za pośrednictwem usługi zakupu systemu University of Wisconsin "ShopUW+"
Ace Premier 1-calowa płaska szczotka do wiórówAce Hardware #1803261
Bel-Art SP Scienceware dejonizowana butelka do mycia wodyFischer Scientific03-421-160 
Jasna aluminiowa osłona okienna PhiferUNSPSC# 11162108Rozmiar oczek 18 x 16 "
Przezroczyste jednorazowe plastikowe kubki na porcje 5,5 uncji z pokrywkamiWal-MartNie dotyczy wody
dejonizowanej
Diablo 4-4/8" x 13 TPI Ultra Fine Finish Bi-metalowy brzeszczot do układanek HomeDepot#313114935
Wypełniacz do jaj Flats-Paper, 12 x 12UlineS-5189
Fisherbrand Petri Szalki z przezroczystą pokrywką 100 x 15mmFischer ScientificFB0875714
Fisherbrand Szalki Petriego z przezroczystą pokrywką 60 x 15mmFischer ScientificFB0875713A
Georgia-Pacific Envision Brązowe ręczniki papieroweHome Depot#205675843
Infinity Tough Guy Wysokowydajny klej topliwy w sztyfcieInfinity BondInfinity IM-Tough-Guy-12
Mazuri Cricket DietLand O' Lakes InternationalSKU#  3002219-105
Stanley TimeIt Twin 2-wylotowy uziemiony mechaniczny 24-godzinny timerWal-MartN/A
Vermont Organics Rekultywacja gleby 11 funtów Coib BlockHome Depot#300679904
wtórnych "

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hales, K. G., Korey, C. A., Larracuente, A. M., Roberts, D. M. Genetics on the fly: a primer on the Drosophila model system. Genetics. 201 (3), 815-842 (2015).
  2. Merkel, G. The effects of temperature and food quality on the larval development of Gryllus bimaculatus (Orthoptera, Gryllidae). Oecologia. 30 (2), 129-140 (1977).
  3. Bateman, P. W. Mate preference for novel partners in the cricket Gryllus bimaculatus. Ecological Entomology. 23 (4), 473-475 (1998).
  4. Mito, T., Noji, S. The two-spotted cricket Gryllus bimaculatus: An emerging model for developmental and regeneration studies. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, (2008).
  5. Ylla, G., et al. Cricket genomes: the genomes of future food. BioRxiv. , (2020).
  6. Hanboonsong, Y., Jamjanya, T., Durst, P. B. Six-legged livestock: edible insect farming, collecting, and marketing in Thailand. , Available from: http://www.fao.org/docrep/017/i3246e00.htm (2013).
  7. Halloran, A., Roos, N., Hanboonsong, Y. Cricket farming as a livelihood strategy in Thailand. Geographical Journal. 183 (1), 112-124 (2017).
  8. Wade, M., Hoelle, J. A review of edible insect industrialization: scales of production and implications for sustainability. Environmental Research Letters. 15, 123013(2020).
  9. EL-Damanhouri, H. I. H. Studies on the influence of different diets and rearing conditions on the development and growth of the two-spotted cricket Gryllus bimaculatus de Greer. , Available from: https://epub.uni-bayreuth.de/310/1/Diss.pdf (2011).
  10. Ngonga, C. A., Gor, C. O., Okuto, E. A., Ayieko, M. A. Growth performance of Acheta domesticus and Gryllus bimaculatus production reared under improvised cage system for increased returns and food security. Journal of Insects as Food and Feed. 7, 301-310 (2021).
  11. Behrens, W., Hoffmann, K. -H., Kempa, S., Gäßler, S., Merkel-Wallner, G. Effects of diurnal thermoperiods and quickly oscillating temperatures on the development and reproduction of crickets, Gryllus bimaculatus. Oecologia. 59 (2-3), 279-287 (1983).
  12. Collavo, A., et al. Housecricket smallscale farming. Ecological implications of minilivestock. Potential of insects, rodents, frogs and snails. Paoletti, M. G. , Science Publishers. Enfield, N.H., USA. Chapter 27 (2005).
  13. Simmons, L. W. Competition between larvae of the field cricket, Gryllus bimaculatus (Orthoptera: Gryllidae) and its effects on some life-history components of fitness. Journal of Animal Ecology. 56, 1015-1027 (1987).
  14. Sorjonen, J. M., et al. The plant-based by-product diets for the mass-rearing of Acheta domesticus and Gryllus bimaculatus. PLOS ONE. 14 (6), 0218830(2019).
  15. Maciel-Vergara, G., Jensen, A. B., Lecocq, A., Eilenberg, J. Diseases in edible insect rearing systems. Journal of Insects as Food and Feed. 7 (5), 1-18 (2021).
  16. Alexander, R. D. Aggressiveness, territoriality, and sexual behavior in field crickets (Orthoptera: Gryllidae). Behaviour. , 130-223 (1961).
  17. Pet food, fish bait, and animal feed. USDA APHIS. , Available from: https://www.aphis.usda.gov/aphis/ourfocus/planhealth/import-information/permits/plant-pests/sa_animalfeed/ct_petfood_fishbait_animalfeed (2022).
  18. Donoughe, S., Extavour, C. G. Embryonic development of the cricket Gryllus bimaculatus. Developmental Biology. 411 (1), 140-156 (2016).
  19. Dobermann, D., Michaelson, L., Field, L. M. The effect of an initial high-quality feeding regime on the survival of Gryllus bimaculatus (black cricket) on bio-waste. Journal of Insects as Food and Feed. 5 (2), 1-8 (2018).
  20. Lundy, M. E., Parrella, M. P. Crickets are not a free lunch: Protein capture from scalable organic side-streams via high-density populations of Acheta domesticus. PLOS ONE. 10, 0118785(2015).
  21. Mazaya, G., Karseno, K., Yanto, T. Antimicrobial and phytochemical activity of coconut shell extracts. Turkish Journal of Agriculture - Food Science and Technology. 8 (5), 1090-1097 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hodowla wierszczyhodowla laboratoryjnaorganizm modelowypod o e do sk adania jajpasza dla wierszczyprotoko y hodowlanezag szczenie hodowli

Powiązane artykuły