Artykuł metodologiczny

Urządzenia na bazie szkła do generowania kropli i emulsji

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63376

⸱

5 kwietnia 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Physics, Augusta University, 2Department of Condensed Matter Physics, University of Barcelona, 3Agrobío S.L., 4ICREA - Institució Catalana de Recerca i Estudis Avançats, 5Institute of Complex Systems (UBICS), University of Barcelona

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj przedstawiono protokół produkcji urządzeń mikroprzepływowych na bazie szkła, używanych do generowania wysoce monodyspersyjnych emulsji o kontrolowanej wielkości kropli.

Streszczenie

W tym manuskrypcie opisane są trzy różne protokoły krok po kroku do generowania wysoce monodyspersyjnych kropli emulsyjnych przy użyciu mikrofluidyki na bazie szkła. Pierwsze urządzenie zbudowane jest do generowania prostych kropli napędzanych grawitacją. Drugie urządzenie przeznaczone jest do generowania kropli emulsji w schemacie współpłynącym. Trzecie urządzenie jest rozszerzeniem urządzenia współprzepływającego z dodatkiem trzeciej cieczy, która działa jak uziemienie elektryczne, umożliwiając tworzenie naelektryzowanych kropli, które następnie rozładowują. W tej konfiguracji dwie z trzech cieczy mają znaczną przewodność elektryczną. Trzecia ciecz pośredniczy między tymi dwoma i jest dielektrykiem. Różnica napięcia przyłożona między dwiema cieczami przewodzącymi tworzy pole elektryczne, które łączy się z naprężeniami hydrodynamicznymi współpłynących cieczy, wpływając na proces tworzenia strumieni i kropli. Dodanie pola elektrycznego zapewnia drogę do generowania mniejszych kropel niż w prostych urządzeniach współprzepływowych oraz do generowania cząstek i włókien o szerokim zakresie rozmiarów.

Wprowadzenie

Kontrolowane generowanie kropli w skali mikronowej i nanoskali o wąskim rozkładzie wielkości jest trudnym zadaniem. Krople te są interesujące dla inżynierii miękkich materiałów o wielu zastosowaniach w nauce i technologii1,2,3,4,5,6.

Najczęstszymi urządzeniami do produkcji kropli są mieszalniki7 i emulgatory ultradźwiękowe8. Metody te są proste i tanie, ale zazwyczaj powodują krople polidyspersyjne o szerokim zakresie rozmiarów. W związku z tym do produkcji próbek monodyspersyjnych wymagane są dodatkowe etapy. Urządzenia mikroprzepływowe mogą być zaprojektowane w różny sposób, aby zapewnić skuteczny sposób tworzenia się kropli. Dodatkowo, zwykle niskie natężenia przepływu (tj. niska liczba Reynoldsa) pozwalają na doskonałą kontrolę nad przepływem płynu.

Podczas gdy urządzenia mikroprzepływowe są zwykle wykonywane przy użyciu technik litograficznych z poli(dimetylo)siloksanem (PDMS), ten manuskrypt skupia się na urządzeniach kapilarnych na bazie szkła. Urządzenia PDMS są zwykle wybierane ze względu na ich zdolność do projektowania złożonych wzorców kanałów oraz ze względu na ich skalowalność. Wręcz przeciwnie, urządzenia szklane są sztywne i mają większą odporność na rozpuszczalniki niż ich odpowiedniki PDMS. Dodatkowo szkło może być modyfikowane w celu zmiany jego zwilżalności, co pozwala kontrolować wytwarzanie złożonych emulsji. Możliwość niezależnego traktowania ścianek dyszy i kanału umożliwia tworzenie kropel w kontrolowany i powtarzalny sposób, zapewniając jednocześnie stabilność powstałych emulsji, gdyby krople zetknęły się ze ściankami9; W przeciwnym razie krople mogą się łączyć i gromadzić na ścianie. Kolejną różnicą między tymi dwoma typami urządzeń jest to, że w urządzeniach szklanych przepływ jest trójwymiarowy, podczas gdy w konwencjonalnych urządzeniach PDMS jest płaski. Fakt ten minimalizuje kontakt kroplowy ze ściankami kanału, dzięki czemu wpływ linii styku może zostać pominięty10, chroniąc w ten sposób stabilność wielu kropli emulsji.

figure-introduction-1
Rysunek 1: Różne konfiguracje urządzeń mikroprzepływowych. Szkice (A) skrzyżowania T, (B) urządzenia współprzepływowego i (C) urządzenia skupiającego przepływ. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Używane są trzy główne geometrie, a mianowicie T-junction11, flow focusing12,13, oraz coflow14. W geometrii skrzyżowania T faza rozproszona zawarta w kanale prostopadłym przecina kanał główny, w którym znajduje się faza ciągła. Naprężenie ścinające wywierane przez fazę ciągłą powoduje pęknięcie napływającej zdyspergowanej cieczy, powodując krople. Generowane krople są ograniczone w mniejszym rozmiarze przez wymiary głównego kanału11. W geometrii skupiającej przepływ dwa płyny są przetłaczane przez mały otwór, który znajduje się przed rurką wtryskową. Rezultatem jest powstanie strumienia, który jest znacznie mniejszy niż rurka iniekcyjna12,13. Wreszcie, geometria coflow ma konfigurację charakteryzującą się współosiowym przepływem dwóch niemieszających się płynów14. Ogólnie rzecz biorąc, kapanie i natryskiwanie można zaobserwować w zależności od warunków pracy. Reżim kapania zachodzi przy niskich natężeniach przepływu, a powstałe kropelki są bardzo monodyspersyjne i mają średnicę proporcjonalną do rozmiaru końcówki. Wadą jest niska częstotliwość produkcji. Reżim natryskiwania występuje przy wyższych natężeniach przepływu w porównaniu z reżimem kapania. W tym przypadku średnica kropli jest wprost proporcjonalna do średnicy strumienia, która w odpowiednich warunkach może być znacznie mniejsza niż średnica końcówki.

Alternatywa dla tych hydrodynamicznych podejść polega na dodatkowym wykorzystaniu sił elektrycznych. Elektrospray jest dobrze znaną i szeroko stosowaną techniką generowania kropel. Opiera się na zasadzie, że ciecz o skończonej przewodności elektrycznej odkształca się w obecności silnego pola elektrycznego. Ciecz ostatecznie przyjmie stożkowy kształt wynikający z równowagi między naprężeniami elektrycznymi i napięciem powierzchniowym15. Proces rozpoczyna się od pola elektrycznego indukującego prąd elektryczny w cieczy, który powoduje gromadzenie się ładunków na powierzchni. Obecność pola elektrycznego powoduje oddziaływanie siły elektrycznej na te ładunki, która ciągnie ciecz wzdłuż, wydłużając menisk w kierunku pola. W różnych warunkach łąkotka może albo zrzucać naładowane krople, albo może emitować jeden lub kilka strumieni, które następnie rozpadają się na krople15. Chociaż te elektrycznie wspomagane metody mikroprzepływowe w naturalny sposób pozwalają na generowanie małych kropli, cierpią one z powodu braku działania w stanie ustalonym, co pogarsza monodyspersję emulsji. Powstałe w ten sposób naładowane krople mają tendencję do rozładowywania się na ściankach ograniczających i/lub w dowolnym miejscu urządzenia, gdzie potencjał elektryczny jest niższy niż narzucone napięcie zewnętrzne. W ten sposób naelektryzowany menisk staje się niestabilny, ostatecznie emitując krople w chaotyczny sposób i powodując ich niekontrolowaną produkcję i utratę monodyspersyjności.

W elektroprzepływie, naprężenia elektryczne i hydrodynamiczne są sprzężone w urządzeniu mikroprzepływowym współprzepływowym16 podobnym do tego używanego do generowania podwójnych emulsji12. Dwie główne cechy pozwalają na pomyślne osiągnięcie reżimu emisji w stanie ustalonym: (i) faza zdyspersyjna jest wyrzucana do innej współpłynącej lepkiej cieczy oraz (ii) zastosowanie ciekłej przeciwelektrody lub masy. Udowodniono, że płynna ciecz zewnętrzna zmienia właściwości geometryczne procesu emisji kropli17. Ciekła przeciwelektroda umożliwia rozładowanie i ekstrakcję powstałych kropli, zapewniając wytwarzanie kropli w stanie ustalonym. Ponadto, wykorzystując równowagę sił elektrycznych i hydrodynamicznych, wynikowe rozmiary kropli mogą potencjalnie różnić się w szerszym zakresie niż rozmiary, które można pokryć za pomocą którejkolwiek z wcześniej wymienionych technik.

Ten szczegółowy protokół wideo ma na celu pomóc początkującym praktykom w użyciu i wytwarzaniu mikrofluidyki na bazie szkła.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wykonywanie prostych dropów

  1. Do wykonania prostych kropli użyj szklanej podstawy wykonanej ze szkiełkiem mikroskopowym (76,2 mm x 25,4 mm) do budowy urządzenia. Pozwala to na łatwy transport i wizualizację płynów przez szkło.
  2. Użyj okrągłej szklanej kapilary do końcówki. W tym protokole należy używać okrągłych kapilar o średnicy 1 mm (łatwo dostępnych w szerokiej gamie rozmiarów).
    1. Aby wykonać końcówkę o pożądanej średnicy, należy pociągnąć kapilarnę za pomocą maszyny do ciągnięcia mikropipet, aż do uzyskania dwóch połówek kapilar z bardzo małą końcówką (~ 1 μm).
    2. Za pomocą mikrokuźni przyciąć końcówkę do żądanej średnicy (2-80 μm). W przypadku większych średnic (> 80 μm) należy użyć płytki ceramicznej, jeśli mikrokuźnia nie docina tych rozmiarów.
      UWAGA: W zależności od pożądanego płynu, szkło będzie musiało zostać poddane obróbce, aby płyn nie wspinał się po zewnętrznej stronie końcówki.
  3. W przypadku płynów na bazie wody należy sprawić, aby zewnętrzna strona końcówki była hydrofobowa. W przypadku płynów na bazie oleju, gdy zewnętrzna strona końcówki styka się z wodą, należy sprawić, aby zewnętrzna strona końcówki była hydrofilowa. Patrz krok 2.3, aby zapoznać się z obróbką szkła.
  4. Za pomocą igły strzykawkowej (20 G) należy ułatwić wprowadzenie płynu do naczynia włosowatego. Wytnij otwór - o wielkości zewnętrznej średnicy kapilary - u podstawy igły za pomocą żyletki lub skalpela.
  5. Opłucz igłę wodą, aby usunąć kurz i włókna z cięcia. Wysuszyć je na powietrzu.
  6. Aby zmontować, przyklej okrągłą kapilę do szkiełka mikroskopowego za pomocą szybkoschnącej żywicy epoksydowej. Umieść końcówkę kapilary 1-2 cm poza końcem szkiełka mikroskopowego. Użyj tylko odrobiny żywicy epoksydowej na środku kapilary. W ten sposób nie będzie kolidować z polem widzenia ani z igłą strzykawki.
    1. Przykleić igłę strzykawki w taki sposób, aby koniec naczynia włosowatego znajdował się na środku igły. Najpierw umieść niewielką ilość prawie stwardniałej żywicy epoksydowej wokół krawędzi na dnie igły. Umieść igłę tak, aby koniec kapilary znajdował się pośrodku jej podstawy.
    2. Po kilku minutach nałóż drugą warstwę świeżej żywicy epoksydowej, zakrywając podstawę igły, omijając otwór. Na koniec przykryj otwór prawie utwardzoną żywicą epoksydową, aby zapobiec przedostawaniu się żywicy epoksydowej do wnętrza igieł. Postępuj zgodnie z wytycznymi producenta żywicy epoksydowej dotyczącymi czasu utwardzania i utwardzania.
  7. Podłącz kawałek rurki (ID x OD 0.86 mm x 1.32 mm) do igły. Wyczyść rurkę przed jej podłączeniem. Ręcznie przepłukać wodę dejonizowaną za pomocą strzykawki, aby usunąć wszelkie pozostałości powstałe podczas cięcia rurki.
    UWAGA: Materiał rurki powinien być kompatybilny z cieczą używaną w eksperymentach. Rurka powinna być wystarczająco długa, aby można było połączyć urządzenie z systemem pompowania.
  8. W celu przetestowania urządzenia przepompuj wodę dejonizowaną przez igłę i obserwuj, czy nie ma wycieków. Użyj strzykawki i odpowiadającej jej igły, aby ręcznie przepompować wodę. W przypadku stwierdzenia wycieku dokładnie wysusz urządzenie. Nałóż żywicę epoksydową i odczekaj co najmniej 1 godzinę przed ponownym testem.
  9. Aby generować krople, za pomocą zacisku umieść urządzenie w pozycji pionowej, tak aby końcówka była skierowana w dół, jak w baterii kuchennej. Użyj pompy strzykawkowej lub zestawu sterowanego ciśnieniem, aby wpompować płyn do urządzenia.
  10. Zbieraj krople, umieszczając końcówkę w zlewce lub fiolce z płynem z odpowiednią ilością środka powierzchniowo czynnego. Na przykład w przypadku oleju silikonowego 10cSt jako cieczy wewnętrznej należy użyć fazy ciągłej 16 mM dodecylosiarczanu sodu (SDS) w wodzie.
    1. W przypadku kropli oleju w wodzie, w celu zwiększenia stabilności kropli, przed przygotowaniem emulsji dodaj warstwę lepkiego oleju na kąpiel zbiorczą. W przypadku kropel wody w oleju użyj niejonowego środka powierzchniowo czynnego w oleju, aby ustabilizować krople.

figure-protocol-1
Rysunek 2: Rzeźbiona igła. Igła z otworem wyciętym w podstawie, aby pasowała do okrągłej kapilary. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-2
Rysunek 3: Urządzenie do generowania prostych kropli. Schemat urządzenia do generowania prostych kropli. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-3
Rysunek 4: Zbieranie prostych kropli. (A) Szkic jak zbierać krople do zlewki. (B) Widok z góry zlewki, w której zebrano krople oleju silikonowego 10cSt w 16 mM SDS w roztworze wodnym, wyprodukowanym za pomocą końcówki 580 μm. Wielkość kropli wynosi (3,29 ± 0,08) mm. (C) Widok z góry zlewki, w której zebrano krople oleju silikonowego 10cSt w 16 mM SDS w roztworze wodnym, wyprodukowanym z końcówką 86 μm. Wielkość kropli wynosi (1,75 ± 0,04) mm Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Tworzenie kropli emulsyjnych za pomocą schematu współprzepływu

UWAGA: Urządzenie jest zbudowane podobnie do urządzenia opisanego w kroku 1.

  1. Zbuduj urządzenie na szklanej podstawie wykonanej ze szkiełkiem mikroskopowym (76,2 mm x 25,4 mm). Pozwala to na łatwy transport i wizualizację płynów przez szkło.
  2. Użyć kapilary o przekroju kwadratowym (kapilara kwadratowa) dla cieczy zewnętrznej (faza ciągła emulsji) o długości około 5 cm. W tym protokole należy używać okrągłych kapilar o średnicy 1 mm (łatwo dostępnych w szerokiej gamie rozmiarów).
  3. W przypadku obróbki szkła, w zależności od wybranej cieczy wewnętrznej (faza zdyspergowana), należy sprawić, aby wewnętrzna strona kwadratowej kapilary była hydrofobowa lub hydrofilowa. Zabieg pomoże uniknąć utknięcia kropli w szklance i zakłócenia tworzenia nowych kropli.
    1. Aby szkło było hydrofobowe, należy oczyścić naczynia włosowate, wkładając je do fiolki z acetonem w kąpieli ultradźwiękowej na 10-15 minut. Przepłukać je acetonem lub etanolem (nigdy wodą). Wysuszyć je.
    2. Przygotować czystą i suchą (suchą kość) fiolkę zawierającą 10 ml toluenu (lub heksanu) + 20 μl roztworu trimetoksy(oktylo)silanu. Trzymaj naczynia włosowate w roztworze przez 2 godziny. Przepłukać naczynia włosowate tym samym rozpuszczalnikiem, który jest używany do sporządzania roztworu.
    3. Ponownie spłucz acetonem. Wysuszyć powietrzem. Piecz je w piekarniku przez 30 minut w temperaturze około 70 °C.
      UWAGA: Ten proces jest trudny do wdrożenia w przypadku końcówek urządzenia bez ich złamania.
    4. Aby potraktować końcówki urządzenia, zanurz je na kilka sekund w roztworze toluenu i trimetoksy(oktylo)silanu. Usuń nadmiar roztworu. Pozostawić do wyschnięcia na powietrzu.
    5. W celu nadania szkłu hydrofilowości należy powtórzyć te same kroki (2.3.1-2.3.4), co w przypadku hydrofobowym, ale z roztworem 10 ml acetonu + 20 μl 2-[metoksy(polietylenoksy)6-9 propylo] trimetoksysilanu.
  4. Użyj okrągłej szklanej kapilary do końcówki. Dopasuj zewnętrzną średnicę kapilary do wewnętrznego rozmiaru kwadratowej kapilary. Dzięki temu obie kapilary są wyrównane współosiowo. Upewnij się, że długość okrągłej kapilary jest o kilka centymetrów dłuższa niż kwadratowa kapilara.
  5. W zależności od zdyspergowanej cieczy, potraktuj szkło, aby płyn nie wspinał się po zewnętrznej stronie końcówki.
  6. Zmontuj poprzez przyklejenie kwadratowej kapilary do szkiełka mikroskopowego za pomocą szybkoschnącej żywicy epoksydowej. Umieść końcówkę kapilary 1-2 cm poza końcem szkiełka mikroskopowego (patrz Rysunek 6A).
  7. Użyj odrobiny żywicy epoksydowej na środku kapilary, aby nie przeszkadzała w polu widzenia ani w igle strzykawki. Poczekaj, aż całkowicie się utwardzi . Należy pamiętać, że nawet w przypadku szybkoschnącej żywicy epoksydowej producent zaleca 24 godziny na całkowite utwardzenie materiału.
  8. Wprowadź okrągłą kapilarnę do kwadratowej tak, aby koniec pozostał kilka centymetrów poza końcem kwadratowej kapilary.
  9. Umieść drugi koniec (na zewnątrz szkiełka mikroskopowego) wewnątrz kwadratowej kapilary w odległości, która w przybliżeniu pokrywa się z końcem kwadratowej kapilary (patrz Rysunek 6B).
  10. Przyklej kapilatę za pomocą odrobiny żywicy epoksydowej w połowie odległości między końcem kapilary a początkiem kwadratowej. Poczekaj, aż całkowicie się utwardzi .
  11. Dokonaj następujących modyfikacji w dwóch igłach wymaganych do wprowadzenia płynu.
  12. Aby umieścić kapilarnę w podstawie igły, wytnij otwór w podstawie okrągłej nasadki, który jest wielkości zewnętrznej średnicy kapilary (patrz Rysunek 2). Aby dopasować drugą igłę do końca kwadratowej kapilary, wytnij okrągłe i kwadratowe otwory u podstawy igły, aby pomieścić staw.
  13. Upewnij się, że oba otwory są wyrównane tak, aby okrągłe i kwadratowe naczynia włosowate mogły być dopasowane do igły. Opłucz igły wodą, aby usunąć kurz i włókna z cięcia. Wysuszyć je na powietrzu. Przyklej igły i postępuj zgodnie z protokołem opisanym już w 1.5.2 (patrz Rysunek 6C).
  14. Podłącz rurkę (sprawdź średnicę i kompatybilny materiał) do każdej z igieł. Po ich przecięciu opłucz rurki, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia i włókna. Ręcznie użyj strzykawki i igły, aby pompować wodę. Przetestuj urządzenie pod kątem wycieków zgodnie z poniższym opisem.
    1. Zamknij jedną z igieł, zginając kawałek rurki i używając spinacza do segregatora, aby skutecznie zamknąć ją przed przepływem płynu. Przepompuj wodę dejonizowaną przez drugą igłę. Jeśli nie zaobserwuje się żadnych wycieków, przepompować przez drugą igłę.
    2. Jeśli zostanie znaleziony wyciek, dokładnie wysusz urządzenie, nałóż żywicę epoksydową i odczekaj co najmniej 1 godzinę przed ponownym testem.
  15. Do generowania kropli, jak opisano w kroku 1.8, użyj jednego z dwóch sposobów napędzania cieczy: ustalając ich natężenie przepływu za pomocą pomp strzykawkowych lub ustalając ich ciśnienie za pomocą kanistrów pod ciśnieniem.

figure-protocol-4
Rysunek 5: Efekty zabiegu hydrofobowego. (A) i (C) Kapilara bez płynu w środku. Czerwona linia oznacza koniec kapilary. (B) Nieleczona kapilara. Ciecz zwilża kapilarę, gdy wzniosła się ponad czerwoną linię. (D) Naczynia włosowate poddane działaniu wody. W tym przypadku woda nie zwilża kapilary. Ciecz pozostaje poniżej czerwonej linii. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-5
Rysunek 6: Urządzenie współprzepływowe. (A) Umieść kwadratową kapilarnę na szkiełku mikroskopowym. (B) Umieść okrągłą kapilarnę wewnątrz kwadratowej. (C) Kompletny wyrób z igłami strzykawkowymi. (D) Fotografia kompletnego urządzenia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Wykonanie urządzenia do elektro-przepływu

  1. Do budowy urządzenia mikroprzepływowego wykorzystano szklaną podstawę wykonaną ze szkiełek mikroskopowych (76,2 mm x 25,4 mm). Ze względu na ich długość, zbyt długą, aby zmieścić się na jednym standardowym szkiełku mikroskopowym, należy użyć 1 1/2 lub dwóch szkiełek mikroskopowych.
    1. Wytnij dwa małe kawałki szkiełka (około 1 cm), aby utrzymać slajdy razem, jak pokazano na Rysunek 7A. Użyj żywicy epoksydowej do przyklejenia szkła. Poczekaj, aż się utwardzi .
  2. Wyrównaj dwie kapilary współosiowo. Aby uniknąć dodatkowych kosztów wyrównania dwóch okrągłych naczyń włosowatych o różnych średnicach, użyj kwadratowej kapilary z wewnętrzną stroną dopasowaną do zewnętrznej średnicy okrągłej kapilary. Do eksperymentów z elektroprzepływem należy użyć kapilary bocznej 2 mm.
    UWAGA: Kapilara boczna o średnicy 2 mm sprawia, że eksperymenty z elektroprzepływem działają lepiej, ponieważ odległość końcówka-grunt jest mniejsza (lub podobna) niż odległość między końcówką a ścianką kwadratowej kapilary. W przypadku korzystania z kapilary bocznej o średnicy 1 mm ścianka kapilary znajduje się bliżej podłoża i ciecz często ma tendencję do odprowadzania się tam, co prowadzi do niepowtarzalnych wyników.
    1. Użyj rysika diamentowego lub innego dostępnego narzędzia, aby przyciąć kwadratową kapilarnę na długość około 4 cm. Opłucz ją wodą, aby usunąć wszelkie cząsteczki szkła. Pozostawić do wyschnięcia na powietrzu. Spraw, aby był hydrofobowy, jeśli faza zdyspergowana jest cieczą na bazie wody, w przeciwnym razie hydrofilowa.
    2. Pociągnij okrągłą kapilę za pomocą maszyny do ciągnięcia pipet, aż uzyskasz dwie połówki kapilar z małą końcówką.
    3. Za pomocą mikrokuźni przyciąć końcówkę jednej z połówek kapilar do żądanej średnicy (20-80 μm). W przypadku większych średnic można użyć płytki ceramicznej. W przypadku emulsji wodnych w oleju spraw, aby zewnętrzna strona końcówki była hydrofobowa.
    4. Użyj drugiej połowy kapilary jako kapilary kolektora. Aby to zrobić, odetnij wyciągniętą końcówkę, aby odzyskać oryginalne płaskie końce.
    5. Przytnij dwie okrągłe naczynka tak, aby miały około 4-5 cm długości (niech będą krótsze niż szkiełko). Wyczyść je, aby usunąć wszelkie pozostałości powstałe podczas procesu cięcia. Przepłucz je wodą dejonizowaną za pomocą strzykawki. Wysuszyć je na powietrzu.
    6. Przyklej kwadratową kapilarnę do szkiełek (patrz Rysunek 7B). Nie wyśrodkuj go względem slajdów; Połączenie slajdów nie powinno znajdować się w obszarze view. Nałóż odrobinę (aby zapobiec rozprzestrzenianiu się) prawie utwardzonej żywicy epoksydowej na końce.
    7. Umieść końcówkę i kapilary kolektora wewnątrz kwadratowej kapilary. Umieść oba końce - końcówkę i jeden koniec kolektora - na tym samym suwaku, aby uniknąć połączenia między szkiełkami (patrz Rysunek 7C). Odległość między końcówką a kolektorem wynosi około 2 mm. Użyj mikroskopu, aby zmierzyć tę odległość.
      UWAGA: Ta odległość będzie zależeć od techniki używanej do pompowania cieczy. Ostatecznym celem jest zachowanie odległości około 1 mm między końcówką a przeciwelektrodą cieczową.
    8. Gdy naczynia włosowate znajdą się w odpowiedniej odległości, przyklej je do szkiełka za pomocą odrobiny żywicy epoksydowej. Uważaj, aby nie pokryć interesującego Cię obszaru żywicą epoksydową, ponieważ utrudniłoby to wizualizację w mikroskopie.
  3. Aby wykonać połączenia z otwartymi końcami naczyń włosowatych, umieść igły zakrywające te końce. Wymagane są cztery igły na urządzenie.
    1. Użyj żyletki lub skalpela, aby przeciąć podstawę igieł tak, aby pasowały do naczyń włosowatych. Wykonaj okrągły otwór u podstawy igły, aby dopasować igłę na końcu okrągłych naczyń włosowatych.
    2. Aby dopasować go do końca kwadratowej kapilary, wykonaj okrągłe i kwadratowe otwory u podstawy igły, aby pomieścić to połączenie. Upewnij się, że oba otwory są wyrównane tak, aby okrągłe i kwadratowe naczynka mogły być dopasowane do igły.
    3. Opłucz igły wodą, aby usunąć kurz i włókna z cięcia. Wysuszyć je na powietrzu.
  4. Przyklej igły. Postępuj zgodnie z instrukcjami opisanymi w punkcie 1.5.2. Poczekaj, aż żywica epoksydowa utwardzi się przez noc przed przetestowaniem urządzenia pod kątem wycieków.
  5. Aby przetestować urządzenie pod kątem wycieków, wykonaj czynności opisane poniżej.
    1. Zamknij dwie igły za pomocą wygiętego kawałka rurki przytrzymywanego przez spinacz do segregatora. Przepompuj wodę dejonizowaną przez jedną z igieł i użyj ostatniej jako wyjścia. Użyj strzykawki i odpowiadającej jej igły, aby ręcznie wpompować wodę do urządzenia.
    2. Jeśli nie zaobserwuje się żadnych wycieków, przepompuj przez następną igłę. Powtarzaj proces, aż woda przejdzie przez wszystkie cztery igły. W przypadku stwierdzenia wycieku dokładnie wysusz urządzenie, nałóż żywicę epoksydową i odczekaj co najmniej 1 godzinę przed ponownym testem.
  6. Napełnij urządzenie zgodnie z poniższym opisem i usuń pęcherzyki powietrza, ponieważ mogą one powodować niepożądane oscylacje w układzie. Aby usunąć pęcherzyki, użyj dwóch strzykawek wypełnionych do połowy wodą dejonizowaną. Wypchnij i wyciągnij strzykawki, aby skierować powietrze uwięzione wewnątrz igieł i naczyń włosowatych na zewnątrz urządzenia.
    1. Przygotuj strzykawki z płynami, które zostaną użyte w eksperymencie. Usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza ze strzykawek w sposób opisany powyżej. Podłącz kawałek rurki do igły strzykawki i napełnij ją płynem, usuwając całe powietrze.
    2. Aby podłączyć rurkę do urządzenia, wyjmij rurkę używaną do testowania z jednej z igieł urządzenia i pompuj wodę za pomocą jednej z podłączonych strzykawek wodnych, tak aby z igły kapała woda.
    3. W tym samym czasie spraw, aby rurka ociekała żądanym płynem. Ponieważ oba końce kapią, po podłączeniu nie jest wprowadzane powietrze. Powtórz ten proces z pozostałymi dwiema strzykawkami, tak aby jedyną wolną igłą w urządzeniu było wyjście.
  7. Podłączyć wewnętrzną strzykawkę z cieczą (faza rozproszona) do igły 1, zewnętrzną ciecz (faza ciągła) do igły 2, a płyn zbierający (przeciwelektrodę) do igły 4. Igła 3 to wyjście (patrz Rysunek 8).
  8. Podłącz zasilacz do igieł podających płyny wewnętrzne i kolektor (igły 1 i 4 w Rysunek 8), aby ustawić różnicę potencjałów między końcówką a płynem kolektora.
    UWAGA: Ponieważ igła jest metalowa i w kontakcie z tymi przewodzącymi cieczami, działają one jak druty cieczowe, ustawiając różnicę potencjałów między końcówką a meniskiem kolektora. Dla wymienionych wymiarów urządzenia różnica potencjałów będzie mieścić się w zakresie od 0 do 2,5 kV.
  9. Pompuj płyny na jeden z dwóch możliwych sposobów, w zależności od wyposażenia laboratorium: użyj wysokociśnieniowych pomp strzykawkowych, które ustalą natężenie przepływu płynów lub użyj kanistrów ciśnieniowych, które ustalą ciśnienie płynów.
  10. Po wybraniu jednej z tych metod ustal zewnętrzne i wewnętrzne natężenie przepływu na żądane wartości i dostosuj natężenie przepływu (lub ciśnienie) kolektora cieczy, aby utrzymać stałą odległość, L, (patrz Rysunek 9).

figure-protocol-6
Rysunek 7: Jak krok po kroku ustawić kapilary na urządzeniu elektro-przepływowym. (A) Budowa szklanej podstawy dla urządzenia łączącego dwa szkiełka mikroskopowe. Kolorowe części to wycięte kawałki szkła, które po sklejeniu utrzymują razem dwa szkiełka mikroskopowe. (B) Optymalne położenie kwadratowej kapilary na dwóch zmontowanych szkiełkach mikroskopowych. (C) Umiejscowienie okrągłych kapilar dla eksperymentów elektro-koprzepływowych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-7
Rysunek 8: Urządzenie elektro-coflow. (A) Zdjęcie urządzenia elektro-coflow. (B) Szkic urządzenia elektro-coflow. Liczby wskazują wejście dla (1) cieczy wewnętrznej, (2) cieczy zewnętrznej, (3) wyjścia urządzenia i (4) kolektora/uziemienia cieczy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-8
Rysunek 9: Zdjęcie końcówki i przeciwelektrody cieczy podczas eksperymentu z elektroprzepływem. Odległość końcówka-kolektor, L, jest oznaczona. Podziałka odpowiada 100 μm. Powiększenie mikroskopu wynosi 4x. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Procedury czyszczenia

  1. Przechowuj kapilary i szkiełka mikroskopowe w acetonie, aby usunąć cały kurz i olej. Wszelkie cząsteczki oleju lub pył mogą zatkać końcówki o rozmiarze mikronów. Sprawdzaj końcówki pod kątem zatorów po każdym etapie produkcji za pomocą mikroskopu o powiększeniu od 4x do 20x dla rozmiarów końcówek od 10 do 100 μm.
  2. Przed użyciem przepompuj wodę dejonizowaną przez rurkę. Użyj strzykawki i igły i ręcznie pompuj wodę, aby zapobiec przedostawaniu się niepożądanych cząstek z wnętrza rurki do urządzenia i zatykaniu końcówki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym manuskrypcie trzy różne urządzenia zostały zaprojektowane do generowania kropli. Za pomocą urządzenia opisanego w kroku 1 wygenerowaliśmy krople o wielkości (3,29 ± 0,08) mm (Rysunek 4B) oraz (1,75 ± 0,04) mm (Rysunek 4C). Krople emulsji mogą być generowane za pomocą urządzeń coflow i electro-coflow. W przypadku tych ostatnich pokazujemy kapanie odpowiednio w Rysunek 9, podczas gdy tryby stożkowego strumienia i ubijania są pokazane odpowiednio w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół wytwarzania trzech różnych urządzeń na bazie szkła został opisany powyżej. W przypadku urządzenia do generowania prostych kropli, natężenie przepływu i właściwości cieczy są kluczowe dla generowania kropel w sposób kontrolowany. Krople utworzą się na końcówce w reżimie kapania lub na końcu strumienia w reżimie natryskiwania. Przejście od kapania do natryskiwania jest parametryzowane przez bezwymiarową liczbę Webera, We23. Liczba ta reprezentuje stosunek sił napięcia bezwładności i napięci...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni ACS PRF (grant 60302-UR9), Agrobio S.L. (umowa #311325), oraz MCIN/AEI/10.13039/501100011033/FEDER, UE (grant No. PID2021-122369NB-I00).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2-[metoksy(polietylenooksy)6-9propylo]trimetoksysilan.GelestSIM6492.7
Płytka ceramicznaSutterCTS
Glikol etylenowyFisherBP230Można je znaleźć w innych firmach, takich jak Sigma-Aldrich
HexaneSigma- Aldrich34859Dostępne u innych dostawców
ITW Polymers Kleje Devcon 5 minut Klej epoksydowy 25 ml Dev-TubeKleje Ellsworth470740
MicroforgeNarishigeMF 830
Ściągacz do mikropipetSutterP97
Szkiełka mikroskopoweFisher12-544-1Dostępne u innych dostawców
Igła o rozmiarze 20, .0255" ID, .0355" OD, 1/2" LongMcMaster75165A677
SDSSigma-aldrich428015Silikon powierzchniowo czynny
olejClearcoPSF-10cStNumer katalogowy odpowiada olejowi o lepkości 10cSt. W tej firmie można znaleźć oleje o różnej lepkości
Span 80FisherS0060500Gniejonowy środek powierzchniowo czynny
Kapilara szklana kwadratowa 2 mm ID (borokrzemian o długości 300 lub 600 mm)VitroComS 102
Standardowe kapilary szklane, 6 cali, 2 / 1,12 OD/IDŚwiat Instrumenty precyzyjne1B200-6Można je znaleźć w innych firmach, takich jak Sutter lub Vitrocom
PompastrzykawkowaChemyxFUSION 100-XTen model ma dobry stosunek jakości do ceny
Strzykawki (zależy to od kompatybilności z płynami)FisherNumer katalogowy będzie zależał od rozmiaru
Trimethoxy(oktylo)silanSigma- Aldrich376221Dostępne u innych dostawców
Rurki (będzie to zależeć od kompatybilności z płynami)Towary naukoweBB3165-PE/5To odniesienie dotyczy mikrorurek z polietylenu. Rozmiar pasuje do podanego tutaj rozmiaru igły

Bibliografia

  1. Basaran, O. A. Small-scale free surface flows with break-up: drop formation and emerging applications. American Institute of Chemical Engineers. 48 (9), 1842-1848 (2004).
  2. Squires, T. M., Quake, S. R. Microfluidics: Fluid physics at the nanoliter scale. Reviews of Modern Physics. 77 (3), 977-1026 (2005).
  3. Stone, H. A., Stroock, A. D., Adjari, A. Engineering Flows in Small Devices: Microfluidics Toward a Lab-on-a-Chip. Annual Review of Fluid Mechanics. 36 (1), 381-411 (2004).
  4. Gunther, A., Jensen, K. F. Multiphase microfluidics: from flow characteristics to chemical and materials synthesis. Lab on a Chip. 6, 1487-1503 (2006).
  5. Barrero, A., Loscertales, I. G. Micro- and Nanoparticles via Capillary Flows. Annual Review of Fluid Mechanics. 39, 89-106 (2007).
  6. Clift, R., Grace, J. R., Weber, M. E. Bubbles, Drops, and Particles. , Dover Pubs. USA. (2005).
  7. Othmer, K. Encyclopedia of Chemical Technology. 4th edition. 9, John Wiley and sons. (1994).
  8. Kentish, S., et al. The use of ultrasonics for nanoemulsion preparation. Innovative Food Science & Emerging Technologies. 9 (2), 170-175 (2008).
  9. Kumar, A., Li, S., Cheng, C. M., Lee, D. Flow-induced phase inversion of emulsions in tapered microchannels. Lab on a Chip. 16 (21), 4173-4180 (2016).
  10. Atencia, J., Beebe, D. J. Controlled microfluidic interfaces. Nature. 437, 648-655 (2005).
  11. Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., Whitesides, G. M. Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junctions scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip. 6 (3), 437-446 (2006).
  12. Utada, A. S., et al. Monodisperse Double Emulsions Generated from a Microcapillary Device. Science. 308 (5721), 537-541 (2005).
  13. Gañan-Calvo, A. M. Generation of Steady Liquid Microthreads and Micron-Sized Monodisperse Sprays in Gas Streams. Physical Review Letters. 80 (2), 285-288 (1998).
  14. Shah, R. K., et al. Designer emulsions using microfluidics. Materials Today. 11 (4), 18-27 (2008).
  15. Taylor, G. I. Disintegration of water drops in an electric field. Proceedings of the Royal Society A, Mathematical, Physical and Engineering Sciences. 280 (1382), (1964).
  16. Gundabala, V. R., Vilanova, N., Fernández-Nieves, A. Current-voltage characteristic of electrospray processes in microfluidics. Physical Review Letters. 105 (15), 154503(2010).
  17. Guerrero, J., Rivero, J., Gundabala, V. R., Perez-Saborid, M., Fernández-Nieves, A. Whipping of electrified liquid jets. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (38), 13763-13767 (2014).
  18. Vilanova, N., Gundabala, V. R., Fernandez-Nieves, A. Drop size control in electro-coflow. Applied Physics Letters. 99 (2), 021910(2011).
  19. Cloupeau, M., Prunet-Foch, B. Electrostatic spraying of liquids: Main functioning modes. Journal of Electrostatics. 25 (2), 165-184 (1990).
  20. Jaworek, A., Krupa, A. Main modes of electrohydrodynamic spraying of liquids. Third International Conference on Multiphase Flow ICMF. , (1998).
  21. Juraschek, R., Röllgen, F. W. Pulsation phenomena during electrospray ionization. International Journal of Mass Spectrometry. 177 (1), 1-15 (1998).
  22. Guerrero, J., et al. Emission modes in electro co-flow. Physics of Fluids. 31 (8), 082009(2019).
  23. Utada, A. S., Fernández-Nieves, A., Stone, H. A., Weitz, D. A. Dripping to jetting transitions in coflowing liquid streams. Physical Review Letters. 99 (9), 094502(2007).
  24. Castro-Hernández, E., Gundabala, V., Fernández-Nieves, A., Gordillo, J. M. Scaling the drop size in coflow experiments. New Journal of Physics. 11, 075021(2009).
  25. Godfray, H. C. J., et al. Food Security: the challenge of feeding 9 billion people. Science. 327 (5967), New York, N.Y. 812-818 (2010).
  26. Labbé, R., Gagnier, D., Kostic, A., Shipp, L. The function of supplemental foods for improved crop establishment of generalist predators Orius insidiosus and Dicyphus hesperus. Scientific Reports. 8 (1), 17790(2018).
  27. Pilkington, L. J., Messelink, G., van Lenteren, J. C., Le Mottee, K. 34;Protected Biological Control" - Biological pest management in the greenhouse industry. Biological Control. 52 (3), 216-220 (2010).
  28. Benson, C. M., Labbe, R. M. Exploring the Role of Supplemental Foods for Improved Greenhouse Biological Control. Annals of the Entomological Society of America. 114 (3), 302-321 (2021).
  29. Temiz, U., Öztürk, E. Encapsulation methods and use in animal nutrition. Selcuk Journal of Agricultural and Food Sciences. 32 (3), 624-631 (2018).
  30. Messelink, G. J., et al. Approaches to conserving natural enemy populations in greenhouse crops: current methods and future prospects. BioControl. 59, 377-393 (2014).
  31. Muñoz-Cárdenas, K., et al. Generalist red velvet mite predator (Balaustium sp.) performs better on a mixed diet. Experimental & Applied Acarology. 62 (1), 19-32 (2014).
  32. van Lenteren, J. C., Bolckmans, K., Köhl, J., Ravensberg, W. J., Urbaneja, A. Biological control using invertebrates and microorganisms: plenty of new opportunities. BioControl. 63, 39-59 (2018).
  33. Urbaneja-Bernat, P., Alonso, M., Tena, A., Bolckmans, K., Urbaneja, A. Sugar as nutritional supplement for the zoophytophagous predator Nesidiocoris tenuis. BioControl. 58 (1), 57-64 (2013).
  34. Vila, E., Cabello, T. Biosystems Engineering Applied to Greenhouse Pest Control. Biosystems Engineering: Biofactories for Food Production in the Century XXI. Guevara-Gonzalez, R., Torres-Pacheco, I. , Springer International Publishing. Switzerland, Cham. (2014).
  35. Riudavets, J., Moerman, E., Vila, E. Implementation of Integrated Pest and Disease Management in Greenhouses: From Research to the Consumer. Integrated Pest and Disease Management in Greenhouse Crops. Plant Pathology in the 21st Century. LodovicaGullino, M., Albajes, R. C., Nicot, P. , Springer International Publishing. Switzerland, Cham. (2020).
  36. Cohen, A. C. Insect diets: Science and technology. Second edition. , Taylor & Francis Group, CRC Press. (2015).
  37. Sullivan, M. T., Stone, H. A. The role of feedback in microfluidic flow-focusing devices. Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical, and Engineering Sciences. 366 (1873), 2131-2143 (2008).
  38. Shang, L., Cheng, Y., Zhao, Y. Emerging droplet microfluidics. Chemical Reviews. 117 (12), 7964-8040 (2017).
  39. Christopher, G. F., Anna, S. L. Microfluidic methods for generating continuous droplet streams. Journal of Physics D: Applied Physics. 40 (19), 319(2007).
  40. Nunes, J. K., Tsai, S. S., Wan, J., Stone, H. A. Dripping and jetting in microfluidic multiphase flows applied to particle and fiber synthesis. Journal of Physics D: Applied Physics. 46 (11), 114002(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Szklana mikrofluidykakrople emulsjigenerowanie kropelurz dzenie do wsp przep ywuprzep yw elektrokinetycznypowierzchnie hydrofobowepompa strzykawkowawyr wnywanie kapilarogniskowanie przep ywuemulsje monodyspersyjne

Powiązane artykuły