Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Urządzenia na bazie szkła do generowania kropli i emulsji

3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63376

⸱

5 kwietnia 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Physics, Augusta University, 2Department of Condensed Matter Physics, University of Barcelona, 3Agrobío S.L., 4ICREA - Institució Catalana de Recerca i Estudis Avançats, 5Institute of Complex Systems (UBICS), University of Barcelona

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj przedstawiono protokół produkcji urządzeń mikroprzepływowych na bazie szkła, używanych do generowania wysoce monodyspersyjnych emulsji o kontrolowanej wielkości kropli.

Streszczenie

W tym manuskrypcie opisane są trzy różne protokoły krok po kroku do generowania wysoce monodyspersyjnych kropli emulsyjnych przy użyciu mikrofluidyki na bazie szkła. Pierwsze urządzenie zbudowane jest do generowania prostych kropli napędzanych grawitacją. Drugie urządzenie przeznaczone jest do generowania kropli emulsji w schemacie współpłynącym. Trzecie urządzenie jest rozszerzeniem urządzenia współprzepływającego z dodatkiem trzeciej cieczy, która działa jak uziemienie elektryczne, umożliwiając tworzenie naelektryzowanych kropli, które następnie rozładowują. W tej konfiguracji dwie z trzech cieczy mają znaczną przewodność elektryczną. Trzecia ciecz pośredniczy między tymi dwoma i jest dielektrykiem. Różnica napięcia przyłożona między dwiema cieczami przewodzącymi tworzy pole elektryczne, które łączy się z naprężeniami hydrodynamicznymi współpłynących cieczy, wpływając na proces tworzenia strumieni i kropli. Dodanie pola elektrycznego zapewnia drogę do generowania mniejszych kropel niż w prostych urządzeniach współprzepływowych oraz do generowania cząstek i włókien o szerokim zakresie rozmiarów.

Wprowadzenie

Kontrolowane generowanie kropli w skali mikro i nanometrów z wąskim rozkładem wielkości jest trudnym zadaniem. Krople te są istotne dla inżynierii materiałów miękkich, znajdujących wiele zastosowań w nauce i technice1,2,3,4,5,6.

Najpowszechniejszymi urządzeniami do wysokowydajnej produkcji kropel są mieszalniki7 oraz emulsyfikatory ultradźwiękowe8. Metody te są proste i tanie, jednak zazwyczaj prowadzą do powstania kropel polidyspersyjnych o szerokim zakresie rozmiarów. W związku z tym, w celu otrzymania próbek monodyspersyjnych, wymagane są dodatkowe etapy. Urządzenia mikrofluidyczne mogą być projektowane w różny sposób, aby zapewnić efektywny sposób formowania kropel. Ponadto zazwyczaj niskie natężenia przepływu (tj. niska liczba Reynoldsa) pozwalają na doskonałą kontrolę nad przepływem cieczy.

Podczas gdy urządzenia mikrofluidyczne są powszechnie wytwarzane za pomocą technik litograficznych z polidimetylosiloksanu (PDMS), niniejsza praca koncentruje się na kapilarnych urządzeniach szklanych. Urządzenia z PDMS są zazwyczaj wybierane ze względu na możliwość projektowania złożonych wzorów kanałów oraz ich skalowalność. Urządzenia szklane są natomiast sztywne i wykazują większą odporność na rozpuszczalniki niż ich odpowiedniki z PDMS. Dodatkowo szkło można modyfikować w celu zmiany jego zwilżalności, co pozwala na kontrolowanie generowania złożonych emulsji. Możliwość niezależnego traktowania dyszy oraz ścianek kanału umożliwia tworzenie kropli w sposób kontrolowany i powtarzalny, zapewniając jednocześnie stabilność otrzymanych emulsji w przypadku kontaktu kropli ze ściankami9; w przeciwnym razie krople mogą koalescować i gromadzić się przy ściance. Inną różnicą między tymi dwoma typami urządzeń jest to, że w urządzeniach szklanych przepływ jest trójwymiarowy, podczas gdy w konwencjonalnych urządzeniach z PDMS jest on płaski. Fakt ten minimalizuje kontakt kropli ze ściankami kanału, dzięki czemu wpływ linii kontaktu można pominąć10, co chroni stabilność wielu kropli emulsji.

Schemat dynamiki przepływu cieczy: interakcje cieczy wewnętrznych/zewnętrznych, przepływ wielofazowy, mechanika płynów.
Rysunek 1: Różne konfiguracje urządzeń mikroprzepływowych. Schematy (A) złącza w kształcie litery T, (B) urządzenia do współpływu oraz (C) urządzenia do ogniskowania przepływu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Stosuje się trzy główne geometrie: połączenie w kształcie litery T (T-junction)11, ogniskowanie przepływu (flow focusing)12,13 oraz współprąd (coflow)14. W geometrii T-junction faza rozproszona znajdująca się w kanale przecina się prostopadle z kanałem głównym, w którym znajduje się faza ciągła. Naprężenie ścinające wywierane przez fazę ciągłą rozrywa dopływającą ciecz rozproszoną, co prowadzi do powstania kropli. Minimalny rozmiar generowanych kropli jest ograniczony wymiarami kanału głównego11. W geometrii ogniskowania przepływu dwie ciecze są tłoczone przez mały otwór znajdujący się przed rurką wtryskową. Wynikiem jest utworzenie struga, który jest znacznie mniejszy od rurki wtryskowej12,13. Wreszcie geometria współprądu charakteryzuje się konfiguracją opartą na współosiowym przepływie dwóch niemieszalnych cieczy14. Ogólnie, w zależności od warunków pracy, można zaobserwować reżim kroplowania (dripping) oraz reżim strugania (jetting). Reżim kroplowania występuje przy niskich natężeniach przepływu; powstające krople są bardzo monodyspersyjne i mają średnicę proporcjonalną do rozmiaru końcówki. Wadą jest niska częstotliwość produkcji. Reżim strugania występuje przy wyższych natężeniach przepływu w porównaniu do reżimu kroplowania. W tym przypadku średnica kropli jest bezpośrednio proporcjonalna do średnicy struga, która w odpowiednich warunkach może być znacznie mniejsza od średnicy końcówki.

Alternatywą dla tych podejść hydrodynamicznych jest dodatkowe wykorzystanie sił elektrycznych. Elektrospray jest dobrze znaną i powszechnie stosowaną techniką generowania kropel. Opiera się ona na zasadzie, że ciecz o skończonej przewodności elektrycznej ulegnie deformacji w obecności silnego pola elektrycznego. Ciecz ostatecznie przyjmie kształt stożka, co wynika z równowagi między naprężeniami elektrycznymi a napięciem powierzchniowym15. Proces rozpoczyna się od indukowania przez pole elektryczne prądu w cieczy, co powoduje gromadzenie się ładunków na powierzchni. Obecność pola elektrycznego wywołuje siłę elektryczną działającą na te ładunki, która wlecze ciecz za sobą, wydłużając menisk w kierunku pola. W zależności od warunków, menisk może albo odrywać naładowane krople, albo emitować jeden lub kilka strumieni, które następnie rozpadają się na krople15. Choć te wspomagane elektrycznie metody mikroprzepływowe naturalnie pozwalają na generowanie małych kropel, cierpią one z powodu braku pracy w stanie stacjonarnym, co pogarsza monodyspersyjność emulsji. Powstałe naładowane krople mają tendencję do rozładowywania się na ściankach ograniczających i/lub w dowolnym miejscu urządzenia, gdzie potencjał elektryczny jest niższy niż przyłożone napięcie zewnętrzne. W konsekwencji naelektryzowany menisk staje się niestabilny, emitując ostatecznie krople w sposób chaotyczny, co prowadzi do ich niekontrolowanej produkcji i utraty monodyspersyjności.

W metodzie electro-coflow naprężenia elektryczne i hydrodynamiczne są sprzężone w mikrofluidycznym urządzeniu do współprzepływu16, podobnym do tego, które stosuje się do generowania podwójnych emulsji12. Dwie główne cechy pozwalają metodzie electro-coflow skutecznie osiągnąć reżim stacjonarnej emisji: (i) faza rozproszona jest wtryskiwana do innej, współprzepływającej lepkej cieczy oraz (ii) zastosowanie ciekłej przeciwelektrody lub uziemienia. Wykazano, że obecność przepływającej cieczy zewnętrznej zmienia właściwości geometryczne procesu emisji kropli17. Ciekła przeciwelektroda umożliwia rozładowanie i ekstrakcję powstałych kropli, zapewniając ich stacjonarną generację. Ponadto, dzięki wykorzystaniu równowagi sił elektrycznych i hydrodynamicznych, rozmiary powstałych kropli mogą potencjalnie zmieniać się w szerszym zakresie niż w przypadku jakiejkolwiek z wcześniej wspomnianych technik.

Niniejszy szczegółowy protokół wideo ma na celu pomóc nowym praktykom w stosowaniu i wytwarzaniu mikroprzepływów opartych na szkle.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowywanie prostych kropli

  1. Do wytwarzania prostych kropel należy zbudować urządzenie, wykorzystując jako podstawę szkiełko mikroskopowe (76,2 mm x 25,4 mm). Umożliwia to łatwy transport oraz wizualizację cieczy przez szkło.
  2. Jako końcówkę należy zastosować okrągłą kapilarę szklaną. W niniejszym protokole użyto kapilar okrągłych o średnicy 1 mm (dostępne w szerokim zakresie rozmiarów).
    1. Aby przygotować końcówkę o pożądanej średnicy, należy wyciągnąć kapilarę za pomocą wyciągarki do mikropipet, aż do uzyskania dwóch półkapilar z bardzo cienką końcówką (~ 1 µm).
    2. Użyj mikrokuźni, aby odciąć końcówkę do pożądanej średnicy (2-80 µm). W przypadku większych średnic (> 80 µm) należy użyć płytki ceramicznej, jeśli mikrokuźnia nie obsługuje takich rozmiarów.
      UWAGA: W zależności od rodzaju zastosowanej cieczy szkło może wymagać odpowiedniej obróbki, aby ciecz nie podnosiła się wzdłuż zewnętrznej strony końcówki.
  3. W przypadku cieczy na bazie wody należy nadać zewnętrznej stronie końcówki właściwości hydrofobowe. W przypadku cieczy na bazie oleju, gdy zewnętrzna strona końcówki styka się z wodą, należy nadać jej właściwości hydrofilowe. Obróbkę szkła opisano w kroku 2.3.
  4. Aby ułatwić wprowadzanie cieczy do kapilary, należy użyć igły strzykawki (20 G). Za pomocą żyletki lub skalpela należy wyciąć w podstawie igły otwór o rozmiarze odpowiadającym średnicy zewnętrznej kapilary.
  5. Opłucz igłę wodą, aby usunąć kurz i włókna powstałe podczas cięcia. Pozostaw do wyschnięcia na powietrzu.
  6. Aby złożyć urządzenie, przyklej okrągłą kapilarę do szkiełka mikroskopowego za pomocą szybko schnącej żywicy epoksydowej. Umieść końcówkę kapilary 1-2 cm poza krawędzią szkiełka. Na środek kapilary nałóż niewielką ilość żywicy, aby nie zasłaniała ona pola widzenia ani igły strzykawki.
    1. Przyklej igłę strzykawki w taki sposób, aby koniec kapilary znajdował się w centrum igły. Najpierw nałóż niewielką ilość prawie utwardzonej żywicy wokół krawędzi u podstawy igły. Umieść igłę tak, aby koniec kapilary znajdował się w centrum jej podstawy.
    2. Po kilku minutach nałóż drugą warstwę świeżej żywicy, pokrywając podstawę igły z pominięciem otworu. Na koniec wypełnij otwór prawie utwardzoną żywicą, aby zapobiec jej wpłynięciu do wnętrza igły. Czasy utwardzania i sieciowania powinny być zgodne z wytycznymi producenta żywicy.
  7. Do igły przyłącz fragment rurki (średnica wewnętrzna x zewnętrzna 0,86 mm x 1,32 mm). Przed przyłączeniem oczyść rurkę. Przepłucz ją ręcznie wodą dejonizowaną za pomocą strzykawki, aby usunąć wszelkie pozostałości powstałe podczas cięcia rurki.
    UWAGA: Materiał rurki powinien być kompatybilny z cieczą używaną w eksperymentach. Rurka powinna być wystarczająco długa, aby umożliwić połączenie urządzenia z systemem pompowym.
  8. W celu przetestowania urządzenia przepompuj wodę dejonizowaną przez igłę i sprawdź, czy nie występują przecieki. Do ręcznego pompowania wody użyj strzykawki z odpowiednią igłą. W przypadku wykrycia przecieku dokładnie osusz urządzenie. Nałóż żywicę epoksydową i odczekaj co najmniej 1 h przed kolejnym testem.
  9. Aby generować krople, przymocuj urządzenie zaciskiem w pozycji pionowej, tak aby końcówka była skierowana w dół (podobnie jak w kranie kuchennym). Do pompowania cieczy do urządzenia użyj pompy strzykawkowej lub układu sterowanego ciśnieniem.
  10. Zbieraj krople, umieszczając końcówkę w zlewce lub fiolce z cieczą zawierającą odpowiednią ilość surfaktanta. Na przykład dla oleju silikonowego 10 cSt jako cieczy wewnętrznej zastosuj fazę ciągłą z 16 mM dodecylosiarczanu sodu (SDS) w wodzie.
    1. W przypadku kropli olejowych w wodzie, aby zwiększyć ich stabilność, przed przygotowaniem emulsji dodaj warstwę lepkiego oleju na wierzch kąpieli zbierającej. W przypadku kropli wodnych w oleju zastosuj niejonowy surfaktant w oleju w celu stabilizacji kropli.

Igła strzykawki z żółtym kapturkiem używana w eksperymentach laboratoryjnych do ekstrakcji płynów.
Rycina 2: Wyżłobiona igła. Igła z otworem wyżłobionym w podstawie, aby pasowała do okrągłej kapilary. Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat układu mikroprzepływowego; przepływ cieczy przez igłę na szkiełku mikroskopowym; kierunek od wlotu do wylotu.
Rysunek 3: Urządzenie do generowania prostych kropli. Schemat urządzenia do generowania prostych kropli. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Eksperyment chromatograficzny, układ kapilarny, obserwacja interfejsu cieczy; schemat, wyniki mikroskopowe.
Rysunek 4: Zbieranie prostych kropli. (A) Schemat sposobu zbierania kropli w zlewce. (B) Widok z góry zlewki, w której zbierano krople oleju silikonowego 10cSt w roztworze 16 mM SDS w wodzie, wytworzone za pomocą końcówki 580 µm. Rozmiar kropli wynosi (3,29 ± 0,08) mm. (C) Widok z góry zlewki, w której zbierano krople oleju silikonowego 10cSt w roztworze 16 mM SDS w wodzie, wytworzone za pomocą końcówki 86 µm. Rozmiar kropli wynosi (1,75 ± 0,04) mm Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

2. Przygotowanie kropli emulsji z wykorzystaniem schematu współprzepływu

UWAGA: Urządzenie jest zbudowane analogicznie do urządzenia opisanego w kroku 1.

  1. Zbuduj urządzenie na szklanej podstawie wykonanej z okładki mikroskopowej (76,2 mm x 25,4 mm). Umożliwia to łatwy transport oraz wizualizację cieczy przez szkło.
  2. Do cieczy zewnętrznej (ciągłej fazy emulsji) użyj kapilary o przekroju kwadratowym (kapilara kwadratowa) o długości około 5 cm. W tym protokole zastosuj kapilary okrągłe o średnicy 1 mm (dostępne w szerokim zakresie rozmiarów).
  3. W celu modyfikacji powierzchni szkła, w zależności od wybranej cieczy wewnętrznej (fazy rozproszonej), nadaj wewnętrznej stronie kapilary kwadratowej właściwości hydrofobowe lub hydrofilowe. Obróbka ta pomoże uniknąć przywierania kropel do szkła i zakłócania formowania się nowych kropel.
    1. Aby uczynić szkło hydrofobowym, oczyść kapilary, umieszczając je w fiolce z acetonem w kąpieli ultradźwiękowej przez 10-15 min. Przepłucz je acetonem lub etanolem (nigdy wodą). Osusz je.
    2. Przygotuj czystą i całkowicie suchą fiolkę zawierającą 10 mL toluenu (lub heksanu) + 20 µL roztworu trimetoksy(octyl)silanu. Pozostaw kapilary w roztworze przez 2 h. Przepłucz kapilary tym samym rozpuszczalnikiem, który zastosowano w roztworze.
    3. Ponownie przepłucz acetonem. Osusz powietrzem. Wypal je w piekarniku przez 30 min w temperaturze około 70 °C.
      UWAGA: Ten proces jest trudny do przeprowadzenia dla końcówek urządzenia bez ich uszkodzenia.
    4. Aby obrobić końcówki urządzenia, zanurz je w roztworze toluenu i trimetoksy(octyl)silanu na kilka sekund. Usuń nadmiar roztworu. Pozostaw do wyschnięcia na powietrzu.
    5. Aby uczynić szkło hydrofilowym, powtórz te same kroki (2.3.1-2.3.4), co w przypadku hydrofobowym, ale z zastosowaniem roztworu 10 mL acetonu + 20 µL 2-[metoksy(polyetylenooksy)6-9propyl] trimetoksysilanu.
  4. Jako końcówkę zastosuj okrągłą kapilarę szklaną. Dopasuj średnicę zewnętrzną kapilary do rozmiaru wewnętrznego kapilary kwadratowej. Zapewni to współosiowe ustawienie obu kapilar. Upewnij się, że kapilara okrągła jest o kilka centymetrów dłuższa od kapilary kwadratowej.
  5. W zależności od cieczy rozproszonej obrób upowierzchnienie szkła tak, aby ciecz nie wznosiła się wzdłuż zewnętrznej strony końcówki.
  6. Zmontuj całość, przyklejając kapilarę kwadratową do okładki mikroskopowej za pomocą szybkoutwardzającej żywicy epoksydowej. Umieść końcówkę kapilary 1-2 cm poza końcem okładki mikroskopowej (patrz Rycina 6A).
  7. Użyj niewielkiej ilości epoksydu w centrum kapilary, aby nie zakłócała ona pola widzenia ani nie kolidowała z igłą strzykawki. Odczekaj do całkowitego utwardzenia. Należy pamiętać, że nawet w przypadku szybkoutwardzających żywic epoksydowych producent zaleca 24 h do pełnego utwardzenia materiału.
  8. Wprowadź kapilarę okrągłą do kwadratowej w taki sposób, aby jej koniec znajdował się kilka centymetrów poza końcem kapilary kwadratowej.
  9. Umieść drugi koniec (poza okładką mikroskopową) wewnątrz kapilary kwadratowej w odległości, która mniej więcej pokrywa się z końcem kapilary kwadratowej (patrz Rycina 6B).
  10. Przyklej kapilarę za pomocą niewielkiej ilości epoksydu w połowie odległości między końcem kapilary a początkiem kapilary kwadratowej. Odczekaj do całkowitego utwardzenia.
  11. Wprowadź następujące modyfikacje w dwóch igłach wymaganych do wprowadzenia cieczy.
  12. Aby pomieścić kapilarę w podstawie igły, wytnij w podstawie okrągłej nasadki otwór o rozmiarze średnicy zewnętrznej kapilary (patrz Rycina 2). Aby dopasować drugą igłę do końca kapilary kwadratowej, wytnij w podstawie igły otwory okrągłe i kwadratowe, aby pomieścić złącze.
  13. Upewnij się, że oba otwory są wyrównane, tak aby kapilary okrągłe i kwadratowe mogły zostać osadzone wewnątrz igły. Przepłucz igły wodą, aby usunąć kurz i włókna powstałe podczas cięcia. Osusz je na powietrzu. Przyklej igły i postępuj zgodnie z protokołem opisanym w punkcie 1.5.2 (patrz Rycina 6C).
  14. Podłącz przewody (sprawdź średnicę i kompatybilność materiału) do każdej z igieł. Przepłucz przewody po przecięciu, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia i włókna. Ręcznie, za pomocą strzykawki i igły, przepompuj wodę. Przetestuj urządzenie pod kątem wycieków zgodnie z poniższym opisem.
    1. Zamknij jedną z igieł, zginając fragment przewodu i używając żabki do papieru, aby skutecznie zablokować przepływ cieczy. Przepompuj wodę dejonizowaną przez drugą igłę. Jeśli nie zaobserwowano wycieków, przepompuj przez drugą igłę.
    2. W przypadku stwierdzenia wycieku, dokładnie osusz urządzenie, nałóż epoksyd i odczekaj co najmniej 1 h przed ponownym testowaniem.
  15. Do generowania kropel, jak opisano w kroku 1.8, zastosuj jeden z dwóch sposobów sterowania cieczami: ustalenie ich szybkości przepływu za pomocą pomp strzykawkowych lub ustalenie ich ciśnienia za pomocą zbiorników ciśnieniowych.

Proces pomiaru kąta zwilżania, schemat, kropla cieczy na powierzchni, analiza równowagi statycznej.
Rysunek 5: Efekty hydrofobowej obróbki. (A) i (C) Kapilara bez cieczy wewnątrz. Czerwona linia wskazuje koniec kapilary. (B) Kapilara niepoddana obróbce. Ciecz zwilża kapilarę, ponieważ podniosła się powyżej czerwonej linii. (D) Kapilara poddana obróbce z wodą. W tym przypadku woda nie zwilża kapilary. Ciecz pozostaje poniżej czerwonej linii. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat układu mikroprzepływowego z kapilarami kwadratowymi/okrągłymi dla wypływu fazy rozproszonej i ciągłej.
Rycina 6: Urządzenie do współprzepływu. (A) Umieszczenie kapilary kwadratowej na szkiełku przedmiotowym. (B) Umieszczenie kapilary okrągłej wewnątrz kapilary kwadratowej. (C) Kompletne urządzenie z igłami strzykawkowymi. (D) Zdjęcie kompletnego urządzenia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Wykonanie urządzenia do elektro-coflow

  1. Do budowy urządzenia mikrofluidycznego należy użyć podstawy szklanej wykonanej z szkiełek przedmiotowych (76,2 mm x 25,4 mm). Ze względu na ich długość, która przekracza rozmiar pojedynczego standardowego szkiełka, należy użyć 1 ½ lub dwóch szkiełek przedmiotowych.
    1. Odetnij dwa małe kawałki szkiełka (około 1 cm), aby połączyć szkiełka ze sobą, jak pokazano na Rysunku 7A. Do sklejenia szkła użyj żywicy epoksydowej. Odczekaj do czasu jej utwardzenia.
  2. Ustaw dwie kapilary współosiowo. Aby uniknąć dodatkowych kosztów wyrównywania dwóch okrągłych kapilar o różnych średnicach, zastosuj kapilarę kwadratową z wewnętrznym bokiem odpowiadającym średnicy zewnętrznej kapilary okrągłej. W eksperymentach z elektro-coflow użyj kapilary o boku 2 mm.
    UWAGA: Kapilara o boku 2 mm sprawia, że eksperymenty z elektro-coflow przebiegają sprawniej, ponieważ odległość od końcówki do masy jest mniejsza (lub podobna) niż odległość między końcówką a ścianką kapilary kwadratowej. Przy zastosowaniu kapilary o boku 1 mm ścianka kapilary znajduje się bliżej niż masa i ciecz często wykazuje tendencję do rozładowywania się w tym miejscu, co prowadzi do niepowtarzalnych wyników.
    1. Użyj rysika diamentowego lub innego dostępnego narzędzia, aby odciąć kapilarę kwadratową na długość około 4 cm. Przepłucz ją wodą, aby usunąć wszelkie drobinki szkła. Pozostaw do wyschnięcia na powietrzu. Nadaj jej właściwości hydrofobowe, jeśli faza dyspergiowana jest cieczą na bazie wody, w przeciwnym razie hydrofilowe.
    2. Wyciągnij kapilarę okrągłą za pomocą wyciągarki do pipet, aż uzyskasz dwie połówki kapilar z wąską końcówką.
    3. Użyj mikrokuźni, aby przyciąć końcówkę jednej z połówek kapilary do żądanego rozmiaru (20-80 µm). W przypadku większych średnic można użyć płytki ceramicznej. Dla emulsji wody w oleju spraw, aby zewnętrzna strona końcówki była hydrofobowa.
    4. Drugą połówkę kapilary wykorzystaj jako kapilarę zbierającą. W tym celu odetnij wyciągniętą końcówkę, aby przywrócić pierwotne płaskie końce.
    5. Przytnij obie kapilary okrągłe tak, aby miały około 4-5 cm długości (powinny być krótsze od szkiełka). Oczyść je, aby usunąć wszelkie osady powstałe podczas procesu cięcia. Przepłucz je wodą dejonizowaną za pomocą strzykawki. Pozostaw do wyschnięcia na powietrzu.
    6. Przyklej kapilarę kwadratową do szkiełek (patrz Rysunek 7B). Nie centruj jej względem szkiełek; miejsce łączenia szkiełek nie powinno znajdować się w obszarze obserwacji. Nanieś niewielką ilość niemal utwardzonej żywicy epoksydowej na końce (aby zapobiec jej rozlewaniu się).
    7. Umieść kapilarę z końcówką oraz kapilarę zbierającą wewnątrz kapilary kwadratowej. Umieść oba końce – końcówkę i jeden koniec kapilary zbierającej – na tym samym szkiełku, aby uniknąć miejsca łączenia szkiełek (patrz Rysunek 7C). Odległość między końcówką a kapilarą zbierającą wynosi około 2 mm. Użyj mikroskopu, aby zmierzyć tę odległość.
      UWAGA: Odległość ta będzie zależeć od techniki pompowania cieczy. Celem końcowym jest uzyskanie odległości około 1 mm między końcówką a przeciw전elektrodą w cieczy.
    8. Gdy kapilary znajdą się w odpowiedniej odległości, przyklej je do szkiełka za pomocą niewielkiej ilości żywicy epoksydowej. Uważaj, aby nie pokryć żywicą obszaru zainteresowania, ponieważ utrudniłoby to wizualizację pod mikroskopem.
  3. Aby wykonać połączenia z otwartymi końcami kapilar, ustaw igły tak, aby zakrywały te końce. Na jedno urządzenie wymagane są cztery igły.
    1. Użyj żyletki lub skalpela, aby przyciąć podstawy igieł tak, by pasowały do kapilar. Wykonaj okrągły otwór w podstawie igły, aby pasowała do końcówki kapilar okrągłych.
    2. Aby dopasować igłę do końcówki kapilary kwadratowej, wykonaj w podstawie igły otwory okrągłe i kwadratowe, aby umożliwić to połączenie. Upewnij się, że oba otwory są wyrównane, tak aby kapilary okrągłe i kwadratowe mogły zostać osadzone wewnątrz igły.
    3. Przepłucz igły wodą, aby usunąć kurz i włókna powstałe podczas cięcia. Pozostaw do wyschnięcia na powietrzu.
  4. Przyklej igły. Postępuj zgodnie z krokami w punkcie 1.5.2. Pozostaw żywicę epoksydową do utwardzenia przez noc przed przetestowaniem urządzenia pod kątem nieszczelności.
  5. Aby przetestować urządzenie pod kątem nieszczelności, postępuj zgodnie z poniższymi krokami.
    1. Zamknij dwie z igieł, używając zagiętego kawałka rurki utrwalonego klipsem biurowym. Przepompuj wodę dejonizowaną przez jedną z igieł i wykorzystaj ostatnią jako wylot. Użyj strzykawki z odpowiednią igłą, aby ręcznie wpompować wodę do urządzenia.
    2. Jeśli nie stwierdzono wycieków, pompuj przez kolejną igłę. Powtarzaj proces, aż woda przejdzie przez wszystkie cztery igły. W przypadku wykrycia wycieku dokładnie osusz urządzenie, nałóż żywicę epoksydową i odczekaj co najmniej 1 h przed ponownym testowaniem.
  6. Wypełnij urządzenie zgodnie z poniższym opisem i usuń pęcherzyki powietrza, ponieważ mogą one wprowadzać niepożądane oscylacje w systemie. Aby usunąć pęcherzyki, użyj dwóch napełnionych do połowy strzykawek z wodą dejonizowaną. Przesuwaj tłoki strzykawek w przód i w tył, aby wypchnąć powietrze uwięzione w igłach i kapilarach z urządzenia.
    1. Przygotuj strzykawki z cieczami, które zostaną użyte w eksperymencie. Usuń wszelkie pęcherzyki powietrza ze strzykawek w opisany wyżej sposób. Podłącz kawałek rurki do igły strzykawki i napełnij go cieczą, usuwając całe powietrze.
    2. Aby podłączyć rurkę do urządzenia, zdejmij rurkę użytą do testowania z jednej z igieł urządzenia i pompuj wodę za pomocą jednej z podłączonych strzykawek z wodą, tak aby z igły kapała woda.
    3. Jednocześnie spraw, aby z rurki kapała pożądana ciecz. Ponieważ oba końce kapią, po połączeniu nie zostanie wprowadzone powietrze. Powtórz ten proces z dwiema pozostałymi strzykawkami, tak aby jedyną wolną igłą w urządzeniu był wylot.
  7. Podłącz strzykawkę z cieczą wewnętrzną (faza dyspergiowana) do igły 1, cieczą zewnętrzną (faza ciągła) do igły 2, a cieczą zbierającą (przeciwelektroda) do igły 4. Igła 3 stanowi wylot (patrz Rysunek 8).
  8. Podłącz zasilacz do igieł doprowadzających ciecze wewnętrzną i zbierającą (igły 1 i 4 na Rysunku 8), aby ustawić różnicę potencjałów między końcówką a cieczą zbierającą.
    UWAGA: Ponieważ igła jest metaliczna i znajduje się w kontakcie z tymi przewodzącymi cieczami, działają one jak przewodniki cieczowe ustalające różnicę potencjałów między końcówką a meniskiem cieczy zbierającej. Dla wspomnianych wymiarów urządzenia różnica potencjałów będzie wynosić od 0 do 2,5 kV.
  9. Pompuj ciecze w jeden z dwóch możliwych sposobów, w zależności od dostępnego sprzętu laboratoryjnego: użyj pomp strzykawkowych wysokiego ciśnienia, które ustaleją szybkość przepływu cieczy, lub pojemników ciśnieniowych, które ustaleją ciśnienie cieczy.
  10. Po wyborze jednej z tych metod ustaw zewnętrzne i wewnętrzne szybkości przepływu na pożądane wartości i dostosuj szybkość przepływu (lub ciśnienie) cieczy zbierającej, aby utrzymać stałą odległość L (patrz Rysunek 9).

Schemat procesu przepływu kapilarnego z kapilarami kwadratowymi, końcówkowymi i kolektorskimi; badanie mikroprzepływowe.
Rycina 7: Instrukcja krok po kroku pozycjonowania kapilar w urządzeniu do elektro-coflow. (A) Budowa szklanej podstawy urządzenia poprzez połączenie dwóch szkiełek przedmiotowych. Kolorowe części to docięte kawałki szkła, które po przyklejeniu stabilizują dwa szkiełka przedmiotowe. (B) Optymalne położenie kapilary kwadratowej na dwóch zmontowanych szkiełkach przedmiotowych. (C) Pozycjonowanie kapilar okrągłych do eksperymentów elektro-coflow. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat urządzenia mikroprzepływowego, konfiguracja z wieloma igłami, połączenia kanałów płynowych, układ eksperymentalny.
Rysunek 8: Urządzenie do elektro-coflow. (A) Fotografia urządzenia do elektro-coflow. (B) Schemat urządzenia do elektro-coflow. Numery wskazują wloty dla (1) cieczy wewnętrznej, (2) cieczy zewnętrznej, (3) wylot urządzenia oraz (4) kolektora cieczy/masy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat elektro-metalurgii kapilarnej, układ z ciekłą przeciwelektrodą, kwadratowe ścianki kapilary, zaznaczona końcówka.
Rycina 9: Zdjęcie końcówki i ciekłej przeciwelektrody podczas eksperymentu elektro-coflow. Odległość między końcówką a kolektorem, L, jest zaznaczona. Pasek skali odpowiada 100 µm. Powiększenie mikroskopu wynosi 4x. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

4. Procedury czyszczenia

  1. Przechowuj kapilary i szkiełka przedmiotowe w acetonie, aby usunąć cały kurz i tłuszcz. Każda cząsteczka tłuszczu lub pyłu może zapchać końcówki o rozmiarach mikronowych. Po każdym etapie procesu wytwarzania sprawdzaj, czy końcówki nie są zapchane, używając mikroskopu z powiększeniem od 4x do 20x dla końcówek o rozmiarach od 10 do 100 µm.
  2. Przed użyciem przepłucz przewody wodą dejonizowaną. Użyj strzykawki z igłą i ręcznie przepompuj wodę, aby zapobiec przedostaniu się niepożądanych cząsteczek z wnętrza rurki do urządzenia i zapchaniu końcówki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszej pracy zaprojektowano trzy różne urządzenia do generowania kropel. Przy użyciu urządzenia opisanego w kroku 1 wygenerowano krople o rozmiarach (3,29 ± 0,08) mm (Rysunek 4B) oraz (1,75 ± 0,04) mm (Rysunek 4C). Krople emulsji można generować przy użyciu urządzeń do współprzepływu (coflow) oraz elektro-współprzepływu (electro-coflow). W przypadku tego drugiego, na Rysunku 9 przedstawiono kropelkowanie (dripping), natomiast ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Powyżej opisano protokół wytwarzania trzech różnych urządzeń szklanych. W przypadku urządzenia do generowania prostych kropli kluczowe dla kontrolowanego procesu ich tworzenia są szybkość przepływu oraz właściwości cieczy. Krople będą tworzyć się na końcówce w reżimie kapania lub na końcu strumienia w reżimie strumieniowania. Przejście z kapania do strumieniowania jest parametryzowane przez bezwymiarową liczbę Webera, We23. Liczba ta reprezentuje stosunek sił bezwładności do sił napięcia powierzch...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni ACS PRF (grant 60302-UR9), Agrobio S.L. (umowa #311325), oraz MCIN/AEI/10.13039/501100011033/FEDER, UE (grant No. PID2021-122369NB-I00).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2-[metoksy(polietylenooksy)6-9propylo]trimetoksysilan.GelestSIM6492.7
Płytka ceramicznaSutterCTS
Glikol etylenowyFisherBP230Można je znaleźć w innych firmach, takich jak Sigma-Aldrich
HexaneSigma- Aldrich34859Dostępne u innych dostawców
ITW Polymers Kleje Devcon 5 minut Klej epoksydowy 25 ml Dev-TubeKleje Ellsworth470740
MicroforgeNarishigeMF 830
Ściągacz do mikropipetSutterP97
Szkiełka mikroskopoweFisher12-544-1Dostępne u innych dostawców
Igła o rozmiarze 20, .0255" ID, .0355" OD, 1/2" LongMcMaster75165A677
SDSSigma-aldrich428015Silikon powierzchniowo czynny
olejClearcoPSF-10cStNumer katalogowy odpowiada olejowi o lepkości 10cSt. W tej firmie można znaleźć oleje o różnej lepkości
Span 80FisherS0060500Gniejonowy środek powierzchniowo czynny
Kapilara szklana kwadratowa 2 mm ID (borokrzemian o długości 300 lub 600 mm)VitroComS 102
Standardowe kapilary szklane, 6 cali, 2 / 1,12 OD/IDŚwiat Instrumenty precyzyjne1B200-6Można je znaleźć w innych firmach, takich jak Sutter lub Vitrocom
PompastrzykawkowaChemyxFUSION 100-XTen model ma dobry stosunek jakości do ceny
Strzykawki (zależy to od kompatybilności z płynami)FisherNumer katalogowy będzie zależał od rozmiaru
Trimethoxy(oktylo)silanSigma- Aldrich376221Dostępne u innych dostawców
Rurki (będzie to zależeć od kompatybilności z płynami)Towary naukoweBB3165-PE/5To odniesienie dotyczy mikrorurek z polietylenu. Rozmiar pasuje do podanego tutaj rozmiaru igły

Bibliografia

  1. Basaran, O. A. Small-scale free surface flows with break-up: drop formation and emerging applications. American Institute of Chemical Engineers. 48 (9), 1842-1848 (2004).
  2. Squires, T. M., Quake, S. R. Microfluidics: Fluid physics at the nanoliter scale. Reviews of Modern Physics. 77 (3), 977-1026 (2005).
  3. Stone, H. A., Stroock, A. D., Adjari, A. Engineering Flows in Small Devices: Microfluidics Toward a Lab-on-a-Chip. Annual Review of Fluid Mechanics. 36 (1), 381-411 (2004).
  4. Gunther, A., Jensen, K. F. Multiphase microfluidics: from flow characteristics to chemical and materials synthesis. Lab on a Chip. 6, 1487-1503 (2006).
  5. Barrero, A., Loscertales, I. G. Micro- and Nanoparticles via Capillary Flows. Annual Review of Fluid Mechanics. 39, 89-106 (2007).
  6. Clift, R., Grace, J. R., Weber, M. E. Bubbles, Drops, and Particles. , Dover Pubs. USA. (2005).
  7. Othmer, K. Encyclopedia of Chemical Technology. 4th edition. 9, John Wiley and sons. (1994).
  8. Kentish, S., et al. The use of ultrasonics for nanoemulsion preparation. Innovative Food Science & Emerging Technologies. 9 (2), 170-175 (2008).
  9. Kumar, A., Li, S., Cheng, C. M., Lee, D. Flow-induced phase inversion of emulsions in tapered microchannels. Lab on a Chip. 16 (21), 4173-4180 (2016).
  10. Atencia, J., Beebe, D. J. Controlled microfluidic interfaces. Nature. 437, 648-655 (2005).
  11. Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., Whitesides, G. M. Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junctions scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip. 6 (3), 437-446 (2006).
  12. Utada, A. S., et al. Monodisperse Double Emulsions Generated from a Microcapillary Device. Science. 308 (5721), 537-541 (2005).
  13. Gañan-Calvo, A. M. Generation of Steady Liquid Microthreads and Micron-Sized Monodisperse Sprays in Gas Streams. Physical Review Letters. 80 (2), 285-288 (1998).
  14. Shah, R. K., et al. Designer emulsions using microfluidics. Materials Today. 11 (4), 18-27 (2008).
  15. Taylor, G. I. Disintegration of water drops in an electric field. Proceedings of the Royal Society A, Mathematical, Physical and Engineering Sciences. 280 (1382), (1964).
  16. Gundabala, V. R., Vilanova, N., Fernández-Nieves, A. Current-voltage characteristic of electrospray processes in microfluidics. Physical Review Letters. 105 (15), 154503(2010).
  17. Guerrero, J., Rivero, J., Gundabala, V. R., Perez-Saborid, M., Fernández-Nieves, A. Whipping of electrified liquid jets. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (38), 13763-13767 (2014).
  18. Vilanova, N., Gundabala, V. R., Fernandez-Nieves, A. Drop size control in electro-coflow. Applied Physics Letters. 99 (2), 021910(2011).
  19. Cloupeau, M., Prunet-Foch, B. Electrostatic spraying of liquids: Main functioning modes. Journal of Electrostatics. 25 (2), 165-184 (1990).
  20. Jaworek, A., Krupa, A. Main modes of electrohydrodynamic spraying of liquids. Third International Conference on Multiphase Flow ICMF. , (1998).
  21. Juraschek, R., Röllgen, F. W. Pulsation phenomena during electrospray ionization. International Journal of Mass Spectrometry. 177 (1), 1-15 (1998).
  22. Guerrero, J., et al. Emission modes in electro co-flow. Physics of Fluids. 31 (8), 082009(2019).
  23. Utada, A. S., Fernández-Nieves, A., Stone, H. A., Weitz, D. A. Dripping to jetting transitions in coflowing liquid streams. Physical Review Letters. 99 (9), 094502(2007).
  24. Castro-Hernández, E., Gundabala, V., Fernández-Nieves, A., Gordillo, J. M. Scaling the drop size in coflow experiments. New Journal of Physics. 11, 075021(2009).
  25. Godfray, H. C. J., et al. Food Security: the challenge of feeding 9 billion people. Science. 327 (5967), New York, N.Y. 812-818 (2010).
  26. Labbé, R., Gagnier, D., Kostic, A., Shipp, L. The function of supplemental foods for improved crop establishment of generalist predators Orius insidiosus and Dicyphus hesperus. Scientific Reports. 8 (1), 17790(2018).
  27. Pilkington, L. J., Messelink, G., van Lenteren, J. C., Le Mottee, K. 34;Protected Biological Control" - Biological pest management in the greenhouse industry. Biological Control. 52 (3), 216-220 (2010).
  28. Benson, C. M., Labbe, R. M. Exploring the Role of Supplemental Foods for Improved Greenhouse Biological Control. Annals of the Entomological Society of America. 114 (3), 302-321 (2021).
  29. Temiz, U., Öztürk, E. Encapsulation methods and use in animal nutrition. Selcuk Journal of Agricultural and Food Sciences. 32 (3), 624-631 (2018).
  30. Messelink, G. J., et al. Approaches to conserving natural enemy populations in greenhouse crops: current methods and future prospects. BioControl. 59, 377-393 (2014).
  31. Muñoz-Cárdenas, K., et al. Generalist red velvet mite predator (Balaustium sp.) performs better on a mixed diet. Experimental & Applied Acarology. 62 (1), 19-32 (2014).
  32. van Lenteren, J. C., Bolckmans, K., Köhl, J., Ravensberg, W. J., Urbaneja, A. Biological control using invertebrates and microorganisms: plenty of new opportunities. BioControl. 63, 39-59 (2018).
  33. Urbaneja-Bernat, P., Alonso, M., Tena, A., Bolckmans, K., Urbaneja, A. Sugar as nutritional supplement for the zoophytophagous predator Nesidiocoris tenuis. BioControl. 58 (1), 57-64 (2013).
  34. Vila, E., Cabello, T. Biosystems Engineering Applied to Greenhouse Pest Control. Biosystems Engineering: Biofactories for Food Production in the Century XXI. Guevara-Gonzalez, R., Torres-Pacheco, I. , Springer International Publishing. Switzerland, Cham. (2014).
  35. Riudavets, J., Moerman, E., Vila, E. Implementation of Integrated Pest and Disease Management in Greenhouses: From Research to the Consumer. Integrated Pest and Disease Management in Greenhouse Crops. Plant Pathology in the 21st Century. LodovicaGullino, M., Albajes, R. C., Nicot, P. , Springer International Publishing. Switzerland, Cham. (2020).
  36. Cohen, A. C. Insect diets: Science and technology. Second edition. , Taylor & Francis Group, CRC Press. (2015).
  37. Sullivan, M. T., Stone, H. A. The role of feedback in microfluidic flow-focusing devices. Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical, and Engineering Sciences. 366 (1873), 2131-2143 (2008).
  38. Shang, L., Cheng, Y., Zhao, Y. Emerging droplet microfluidics. Chemical Reviews. 117 (12), 7964-8040 (2017).
  39. Christopher, G. F., Anna, S. L. Microfluidic methods for generating continuous droplet streams. Journal of Physics D: Applied Physics. 40 (19), 319(2007).
  40. Nunes, J. K., Tsai, S. S., Wan, J., Stone, H. A. Dripping and jetting in microfluidic multiphase flows applied to particle and fiber synthesis. Journal of Physics D: Applied Physics. 46 (11), 114002(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Szklana mikrofluidykakrople emulsjigenerowanie kropelurządzenie do współprzepływuprzepływ elektrokinetycznypowierzchnie hydrofobowepompa strzykawkowawyrównywanie kapilarogniskowanie przepływuemulsje monodyspersyjne
Urządzenia na bazie szkła do generowania kropli i emulsji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.