Sztuczne światło w nocy (ALAN) ma szerokie efekty biologiczne. W tym artykule opisano system manipulowania ALAN wewnątrz budek lęgowych podczas monitorowania zachowania, składający się ze świateł LED sprzężonych z baterią, timerem i kamerą wideo na podczerwień z funkcją audio. Naukowcy mogą wykorzystać ten system do zbadania wielu nierozstrzygniętych kwestii dotyczących wpływu ALAN na organizmy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Eksperymentalne podejście do badania wpływu sztucznego światła w nocy na zwierzęta żyjące na wolności: wdrożenie, wyniki i kierunki przyszłych badań
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zwierzęta ewoluowały z naturalnymi wzorcami światła i ciemności. Jednak sztuczne światło jest coraz częściej wprowadzane do środowiska przez ludzką infrastrukturę i działalność rekreacyjną. Sztuczne światło w nocy (ALAN) może mieć szeroki wpływ na zachowanie, fizjologię i kondycję zwierząt, co może przełożyć się na szersze skutki dla populacji i społeczności. Zrozumienie wpływu ALAN na zwierzęta żyjące na wolnym wybiegu nie jest trywialne ze względu na wyzwania, takie jak pomiar poziomu światła napotykanego przez organizmy mobilne i oddzielenie skutków ALAN od skutków innych antropogenicznych czynników zakłócających. W tym miejscu opisujemy podejście, które pozwala nam wyizolować wpływ ekspozycji na sztuczne światło na poszczególne zwierzęta poprzez eksperymentalne manipulowanie poziomem światła wewnątrz budek lęgowych. W tym celu można zastosować system składający się ze świateł z diodami elektroluminescencyjnymi (LED) przyklejonymi do płytki i podłączonymi do systemu baterii i timera. Konfiguracja umożliwia wystawienie osobników znajdujących się w budkach lęgowych na różną intensywność i czas trwania ALAN przy jednoczesnym uzyskaniu nagrań wideo, które zawierają również dźwięk. System został wykorzystany w badaniach nad wolno żyjącymi sikorami bogatki (Parus major) i modraszkami (Cyanistes caeruleus) w celu uzyskania wglądu w to, jak ALAN wpływa na wzorce snu i aktywności u dorosłych oraz fizjologię i dynamikę telomerów u rozwijających się piskląt. System ten, a raczej jego adaptacja, może zostać wykorzystany do udzielenia odpowiedzi na wiele innych intrygujących pytań badawczych, takich jak to, w jaki sposób ALAN oddziałuje z innymi czynnikami zakłócającymi i wpływa na równowagę bioenergetyczną. Co więcej, podobne systemy mogą być instalowane w budkach lęgowych, gniazdach lub norach różnych gatunków lub w ich pobliżu, aby manipulować poziomami ALAN, oceniać reakcje biologiczne i pracować nad budowaniem perspektywy międzygatunkowej. Zwłaszcza w połączeniu z innymi zaawansowanymi podejściami do monitorowania zachowania i przemieszczania się zwierząt wolno żyjących, podejście to może przynieść ciągły wkład w nasze zrozumienie biologicznych implikacji ALAN.
Wprowadzenie
Zwierzęta ewoluowały zgodnie z naturalnymi wzorcami światła i ciemności, które definiują dzień i noc. W ten sposób rytmy okołodobowe w układach hormonalnych koordynują wzorce odpoczynku i aktywności oraz pozwalają zwierzętom maksymalizować sprawność1,2,3. Na przykład rytm okołodobowy hormonów glikokortykosteroidowych, ze szczytem na początku codziennej aktywności, przygotowuje kręgowce do odpowiedniego zachowania w okresie 24 godzin poprzez wpływ na metabolizm glukozy i reagowanie na stresory środowiskowe4. Podobnie, hormon szyszynki melatonina, który jest uwalniany w odpowiedzi na ciemność, jest integralnie zaangażowany w zarządzanie wzorcami rytmu okołodobowego, a także ma właściwości przeciwutleniające5,6. Na porywanie wielu aspektów rytmiczności okołodobowej, takich jak uwalnianie melatoniny, wpływa fotorecepcja poziomów światła w otoczeniu. Tak więc wprowadzenie sztucznego światła do środowiska w celu wspierania działalności człowieka, rekreacji i infrastruktury może mieć daleko idący wpływ na zachowanie, fizjologię i kondycję zwierząt żyjących na wolności7,8. Rzeczywiście, udokumentowano różnorodne skutki ekspozycji na sztuczne światło w nocy (ALAN)9,10, a ALAN został wyróżniony jako priorytet dla badań nad globalnymi zmianami w XXI wieku<sup class="xref">10.
Pomiar wpływu ALAN na zwierzęta żyjące na wolnym wybiegu stanowi nietrywialne wyzwanie z wielu powodów. Po pierwsze, zwierzęta poruszające się w otoczeniu nieustannie doświadczają różnych poziomów światła. W jaki sposób można zatem określić ilościowo poziom światła, na które narażone są poszczególne zwierzęta? Nawet jeśli poziom światła na terytorium zwierzęcia można określić ilościowo, zwierzę może stosować strategie unikania, które wpływają na wzorce ekspozycji, wymagając w ten sposób jednoczesnego śledzenia lokalizacji zwierzęcia i poziomu światła. Rzeczywiście, w większości badań terenowych średnia i zmienność poziomów ekspozycji na światło są nieznane11. Po drugie, narażenie na ALAN jest często skorelowane z narażeniem na inne czynniki zakłóceń antropogenicznych, takie jak zanieczyszczenie hałasem, narażenie chemiczne i degradacja siedlisk. Na przykład zwierzęta zamieszkujące siedliska wzdłuż obrzeży dróg będą narażone na światło latarni ulicznych, hałas z ruchu kołowego oraz zanieczyszczenie powietrza spowodowane emisjami samochodowymi. Jak zatem skutecznie odizolować efekty ALAN od skutków zmiennych zakłócających? Rygorystyczne eksperymenty terenowe, które umożliwiają dokładne pomiary zarówno poziomów ekspozycji na światło, jak i zmiennych reakcji, są niezbędne do oceny dotkliwości biologicznych skutków ALAN oraz do opracowania skutecznych strategii łagodzących11.
Ten artykuł opisuje eksperymentalne podejście, które, choć nie jest pozbawione ograniczeń (patrz sekcja dyskusji), pomaga złagodzić, jeśli nie wyeliminować trudności zidentyfikowane powyżej. Podejście to polega na eksperymentalnym manipulowaniu poziomami ALAN w budkach lęgowych wolno żyjącego, dziennego gatunku ptaka, sikory bogatki (Parus major), przy użyciu systemu diod elektroluminescencyjnych (LED) i kamery na podczerwień (IR) zainstalowanej w budkach lęgowych. Konfiguracja umożliwia jednoczesne pozyskiwanie nagrań wideo, w tym audio, co pozwala badaczom ocenić wpływ na zachowania i wokalizacje. Sikory bogatki wykorzystują budki lęgowe do rozmnażania i śpią w budkach lęgowych od listopada do marca. Samice śpią również w budkach lęgowych w sezonie lęgowym12. System był również wykorzystywany, choć w mniejszym stopniu, do badania wpływu ALAN na sikory błękitne (Cyanistes caeruleus). Pierwsza trudność, polegająca na poznaniu poziomów światła, z jakimi spotyka się zwierzę, jest złagodzona w tym, że biorąc pod uwagę, że osobnik jest chętny do wejścia do budki lęgowej (lub już w niej przebywa w przypadku piskląt nieruchomych), poziom światła może być precyzyjnie określony przez badacza. Druga trudność, związana z korelacjami ze zmiennymi zakłócającymi, może być kontrolowana poprzez użycie budek lęgowych w podobnych środowiskach i/lub pomiar poziomów zmiennych zakłócających w pobliżu budek lęgowych. Ponadto, w przypadku ptaków gniazdujących w dziuplach, przyjęcie podejścia eksperymentalnego jest potężne, ponieważ budki lęgowe lub naturalne dziuple mogą chronić pisklęta i dorosłe osobniki przed ALAN13, co może wyjaśniać, dlaczego niektóre badania korelacyjne wykazują niewielki wpływ ALAN (lub hałasu antropogenicznego)14, podczas gdy badania eksperymentalne częściej wykazują wyraźne efekty (patrz poniżej). Co więcej, można przyjąć eksperymentalny projekt z powtarzanymi pomiarami, w którym osobniki służą jako ich własna kontrola, co dodatkowo zwiększa moc statystyczną i prawdopodobieństwo wykrycia znaczących skutków biologicznych. Poniższe sekcje: (1) wyjaśniają szczegóły projektowania i wdrażania systemu, (2) podsumowują ważne wyniki, które do tej pory uzyskano przy użyciu systemu, oraz (3) proponują przyszłe kierunki badań, które można kontynuować, zarówno u sikor, jak i u innych zwierząt.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie zastosowania tego systemu w doświadczeniach na zwierzętach zostały zatwierdzone przez komisję etyczną Uniwersytetu w Antwerpii i przeprowadzone zgodnie z prawem belgijskim oraz flandryjskim. Metodologia była zgodna z wytycznymi ASAB/ABS dotyczącymi wykorzystania zwierząt w badaniach behawioralnych. Belgijski Królewski Instytut Nauk Przyrodniczych (Koninklijk Belgisch Instituut voor Natuurwetenschappen; KBIN) zapewnił licencje dla wszystkich badaczy i personelu.
1. Tworzenie układu eksperymentalnego
- Należy pozyskać szerokopasmowe diody LED do stworzenia ALAN. Można wykorzystać diody LED z czołówki LED. Użyj pojedynczej diody lub kilku (np. 4) szerokopasmowych diod LED, aby uzyskać bardziej rozproszone oświetlenie (Rysunek 1).
UWAGA: Jako modyfikację można zastosować diody LED o różnych właściwościach widmowych (np. czerwone w porównaniu do niebieskich), ale należałoby je pozyskać z innego źródła (patrz materiały uzupełniające Grunst et al. 201915 w celu zapoznania się z właściwościami widmowymi diod LED stosowanych w poprzednich badaniach z wykorzystaniem tego systemu). - Zaprojektuj system do montażu diod LED wraz z kamerą IR, aby umożliwić monitorowanie behawioralne. Badacze mogą osiągnąć ten cel na kilka sposobów.
- Opcja 1. Wprowadź pojedynczą szerokopasmową diodę LED do skrzynki gniazdowej osobno, w plastikowej rurce obok kamery IR zamocowanej za pomocą kleju na plastikowej lub metalowej płytce, która pasuje do wnętrza skrzynki gniazdowej (Rysunek 1A, B).
- Opcja 2. Zamontuj kamerę IR w centralnej pozycji na plastikowej lub metalowej płytce, a następnie zamontuj diody LED w stałych pozycjach na płytce wokół kamery IR (Rys. 1C).
- Zaprojektuj sposób podłączenia systemu do źródła zasilania (baterii) i czasownika.
- Użyj noża lub wiertarki, aby wyciąć w boku skrzynki gniazdowej rowki, przez które mogą przechodzić złącza przewodów w celu podłączenia systemu do akumulatora Fe (12 V; 120 Wh) i wykonanego samodzielnie czasownika (12 V).
- Zaprojektuj ciemnozieloną drewnianą obudowę odpowiadającą skrzynce gniazdowej pod względem kolorystyki, długości i szerokości (np. skrzynki gniazdowe użyte w poprzednich badaniach miały wymiary: 120 mm x 155 mm x 250 mm), z jedną stroną otwieraną na zawiasie, aby pomieścić baterię, rejestrator wideo oraz system czasownika dla diod LED (Rysunek 2; Rysunek uzupełniający 1 oraz Rysunek uzupełniający 2).
- Zaprojektuj sposób regulacji natężenia ALAN.
- Pozyskaj rezystor (wartość zależna od napięcia baterii i oświetlenia) i podłącz go szeregowo z diodami LED.
- Zaprojektuj skrzynki „pozorne” o tych samych wymiarach co obudowy zawierające czasownik i baterię, aby wykorzystać je do przyzwyczajania ptaków do systemu (tj. tak jak na Rysunku 2A, ale bez wewnętrznej elektroniki).
UWAGA: W sekcji 2 i sekcji 3 opisano krok po kroku metody stosowane do badania wpływu ALAN na badany organizm.
Rysunek 1: Dwa systemy składające się z kamer IR i lampy/lamp LED używane do manipulowania poziomami ALAN wewnątrz budek lęgowych. (A) Widok z góry na budkę lęgową z płytą utrzymującą starszy system na miejscu. (B) Starszy system z jedną szerokopasmową diodą LED do manipulowania ALAN oraz centralną kamerą z 10 diodami IR (c) Nowszy system z 4 szerokopasmowymi diodami LED oraz centralną kamerą IR z 4 diodami IR. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 2: Samodzielnie wykonana jednostka z baterią i timerem służąca do manipulacji ALAN oraz rejestracji wideo zachowań. (A) Jednostka jest zamknięta w drewnianym pudełku zamontowanym na górze budki lęgowej. (B) Widok elektroniki wewnątrz jednostki. Z wnętrza budki lęgowej do drewnianej obudowy prowadzą złącza, które łączą elektronikę z kamerą IR oraz diodami LED o szerokim spektrum. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
2. Planowanie eksperymentu oraz dostosowanie intensywności i czasu ekspozycji na ALAN
- Ustal pożądane natężenie światła, na które będą wystawione zwierzęta.
- Hojnie rozważ, jakie eksperymentalne natężenie światła zastosować, aby uzyskać istotne wyniki odpowiadające na pytanie badawcze. Zazwyczaj będzie to oznaczać wybór natężenia światła istotnego ekologicznie, z którym zwierzęta żyjące na wolności mogą się spotkać (wytyczne znajdują się w Tabeli 1).
- Dostosuj diody LED do pożądanego natężenia światła (np. 1-3 lux, jak stosowano w poprzednich badaniach; Tabela 1 i Tabela 2).
- Przed umieszczeniem w terenie, w celu kalibracji natężenia światła, zamocuj system na budce lęgowej przeniesionej do laboratorium. Podłącz diody LED do źródła zasilania, zgodnie z opisem poniżej (rozdział 3 protokołu).
- Dostosuj światło emitowane przez diody LED do pożądanej wartości (lux), umieszczając luksometr na wysokości ptaka wewnątrz budki (~8 cm od dna) i jednocześnie regulując rezystor połączony szeregowo z diodami LED.
UWAGA: Możliwe jest uzyskanie bardzo niskich natężeń światła (np. poziomy łuny wiejskiej; 0,01 lux).
- Określ ramy czasowe ekspozycji zwierząt na ALAN.
- Ustal długość i pory ekspozycji w ciągu nocy. Na przykład można wystawić zwierzęta na ALAN przez całą noc, tylko przez jej część lub pozostawić okres ciemności w środku nocy, aby zmniejszyć stopień zaburzeń.
- W przypadkach, gdy zwierzę musi wejść do budki (lub na określony obszar), aby zostać poddanym działaniu ALAN, rozważ również, czy światło powinno zostać włączone przed, czy po prawdopodobnym czasie wejścia.
- Ustaw programator czasowy do kontrolowania okresu naświetlania w nocy.
- Ustaw programator czasowy podłączony do diod LED o szerokim spektrum tak, aby światło włączało się i wyłączało w określonych przedziałach (np. włączenie co najmniej 2 h przed zachodem słońca; wyłączenie 2 h po wschodzie słońca).
UWAGA: Kamera IR umożliwia jednoczesne rejestrowanie zachowania zwierzęcia przez cały czas trwania ekspozycji na światło i będzie działać tak długo, jak długo pozostanie podłączona do naładowanej baterii.
- Ustaw programator czasowy podłączony do diod LED o szerokim spektrum tak, aby światło włączało się i wyłączało w określonych przedziałach (np. włączenie co najmniej 2 h przed zachodem słońca; wyłączenie 2 h po wschodzie słońca).
- Wybierz odpowiedni schemat badawczy dla założonych pytań badawczych.
UWAGA: Dla niektórych pytań najskuteczniejszą opcją będzie schemat badawczy z powtarzanymi pomiarami (np. Jak ekspozycja na ALAN wpływa na zachowania podczas snu?). W innych przypadkach konieczne będą sparowane grupy kontrolna i eksperymentalna (np. Jak ekspozycja na ALAN wpływa na utratę telomerów u rozwijających się piskląt?).
| Poziom źródła/ekspozycji | Natężenie (lux) |
| Pełne nasłonecznienie | 103000 |
| Pełnia księżyca | 0.05–1 |
| Miejska łuna nieba | 0.2–0.5 |
| Ekspozycja wolno żyjących kosów* | 0.2 (0.07–2.2) |
| Poprzednie badania eksperymentalne z wykorzystaniem systemu | 1–3 |
| uliczne lampy LED | ~10 |
| Lampy uliczne sodowe niskociśnieniowe | ~10 |
| Sodowa lampa wysokociśnieniowa | ~10 |
| Oświetlenie fluorescencyjne | 300 |
| Halek metalu | 400–2000 |
Tabela 1: Charakterystyczne natężenia światła w środowisku3,9, poziomy ekspozycji ptaków żyjących na wolności41, oraz natężenia stosowane w poprzednich badaniach z wykorzystaniem tego systemu (referencje w Tabeli 2).
3. Realizacja ekspozycji na ALAN
- Habituuj zwierzęta do zestawu eksperymentalnego.
- Jeśli jest to możliwe w kontekście eksperymentu, habituuj zwierzęta do zestawu, umieszczając atrapy pudełek na górze budek lęgowych co najmniej 1 dzień przed eksperymentem, aby zminimalizować efekt awersji do nowości.
- Przeprowadź przegląd osobników ogniskowych.
- Oznacz zwierzęta w badanej populacji pasywnymi transponderami zintegrowanymi (PIT), aby umożliwić identyfikację wewnątrz budek lęgowych bez niepokojenia ptaków.
- W eksperymentach badających wpływ ALAN na zachowanie podczas snu, odwiedź budki lęgowe w noc poprzedzającą eksperyment i przeskanuj je za pomocą czytnika radioidentyfikacji (RFID), aby ustalić, które ptaki w nich nocują.
- W eksperymentach przeprowadzanych w sezonie lęgowym, dotyczących wystawiania rozwijających się piskląt na ALAN, systematycznie monitoruj (np. co drugi dzień) budki lęgowe, sprawdzając zawartość gniazd oraz tożsamość osobników dorosłych. Starannie wybierz budki zawierające lęgi o określonych cechach (np. modalna wielkość lęgu, obecność i karmienie przez oboje rodziców) do wykorzystania w eksperymencie.
- Wybierz i przeprowadź eksperyment.
- W przypadku eksperymentów dotyczących zachowania podczas snu, zastosuj schemat z pomiarami powtarzanymi, najpierw rejestrując osobniki śpiące w warunkach ciemności przez co najmniej jedną noc, aby zarejestrować niezakłócony sen w nieobecności ALAN (zabieg kontrolny), zgodnie z krokami 3.3.2-3.3.21.
- W tym celu przed wyjściem w teren upewnij się, że czas w kamerach IR jest zsynchronizowany z czasem lokalnym.
- Włóż kartę SD do gniazda SD w mini rejestratorze DVR znajdującym się obok baterii (Rysunek 2B; Rysunek uzupełniający 2). Sprawdź, czy karta SD jest pusta; jeśli nie, usuń zawarte na niej dane.
- Co najmniej 2 h przed zapadnięciem ciemności zdejmij atrapę pudełka z wierzchu budki lęgowej.
- Otwórz pokrywę budki lęgowej.
- Umieść płytkę z kamerą IR wewnątrz budki lęgowej, kierując obiektyw kamery w dół.
- Wyprowadź złącza elektroniczne z wycięcia w budce lęgowej.
- Zamknij pokrywę budki lęgowej.
- Umieść obudowę zawierającą baterię, rejestrator i timer na górze budki lęgowej.
- Podłącz złącza zasilania baterii. Podłącz czerwone złącze z rejestratora do białego złącza kamery (audio), żółte złącze z rejestratora do żółtego złącza kamery (wideo) oraz czarne złącze z baterii do czerwonego złącza kamery (zasilanie) (Rysunek uzupełniający 1 i Rysunek uzupełniający 2).
- Naciśnij przycisk nagrywania, aby rozpocząć rejestrację z kamery.
UWAGA: Timer nie zostanie ustawiony i/lub zasilanie nie zostanie podłączone do timera sterującego diodami LED, tak aby w noce kontrolne nie powstawało ALAN. - Używając małego ekranu TFT, upewnij się, że nagrywanie się rozpoczęło i że obraz jest poprawny. Port do podłączenia ekranu TFT znajduje się poniżej rejestratora (Rysunek uzupełniający 2).
- Około 1 h po zapadnięciu ciemności wróć do budki lęgowej i sprawdź tożsamość śpiącego wewnątrz ptaka, przesuwając czytnik transponderów RFID wokół dna i ścianek budki i zapisując unikalny numer identyfikacyjny przekazany przez tag PIT.
- Rano, po nagraniu kontrolnym, co najmniej 2 h po wschodzie słońca, wróć do budki lęgowej i odbierz system baterii oraz kamerę IR.
- Ponownie umieść atrapę pudełka na górze budki lęgowej.
- W laboratorium lub biurze naładuj baterię, a następnie wyjmij kartę SD z rejestratora i pobierz dane, aby zebrać informacje o zachowaniu.
UWAGA: Baterie mają żywotność ~30 h w zimnych warunkach, co pozwala na nagrywanie przez całą noc, ale muszą być w pełni naładowane pomiędzy kolejnymi nocami nagrywania. - Po pomyślnym pobraniu danych usuń je z karty SD, a następnie ponownie włóż ją do mini rejestratora DVR.
- W następną noc przeprowadź zabieg ekspozycji na światło (np. 1-3 lux, jak stosowano w poprzednich eksperymentach z wykorzystaniem tego systemu; Tabela 1 i Tabela 2).
- Ustaw system timera na pożądany okres ekspozycji na światło.
- Wykonaj te same kroki (3.3.2-3.3.17) opisane powyżej dla nagrania kontrolnego, ale podłącz również timer do zasilania, a diody LED do timera (Rysunek uzupełniający 1 i Rysunek uzupełniający 2).
- W razie potrzeby powtórz nagranie kontrolne (zachowania podczas snu w warunkach ciemności, tj. w nieobecności ALAN) w trzecią noc.
- W eksperymentach polegających na wystawianiu piskląt na ALAN, użyj lęgów kontrolnych i eksperymentalnych zgodnie z opisem w krokach 3.3.23-3.3.25.
- Umieść atrapy pudełek (pozbawione elektroniki) na budkach lęgowych lęgów kontrolnych i traktuj pisklęta kontrolne oraz eksperymentalne w równy sposób.
- Zastosuj eksperymentalną ekspozycję na ALAN dla budek eksperymentalnych. W okresie eksperymentalnym zamontuj system LED i kamerę IR wewnątrz budki lęgowej, zgodnie z powyższym opisem, i ustaw timer na sterowanie pożądanym okresem ekspozycji na światło.
- Naładuj baterie. W eksperymentach obejmujących wiele nocy ekspozycji na światło i nagrywania wideo, odbieraj systemy każdego ranka, aby ładować baterie w ciągu dnia, a następnie ponownie instaluj system wieczorem.
- Zbierz dane dotyczące interesujących zmiennych odpowiedzi.
- Jeśli zmienną interesującą jest zachowanie wewnątrz budki lęgowej, kamera IR umożliwi jednoczesne dokumentowanie zachowania (np. zachowania podczas snu; Rysunek 3).
- Zbierz wszelkie inne interesujące dane za pomocą dodatkowych metod monitorowania, z próbkowaniem w różnych punktach czasowych (np. próbki krwi pobierane przed i po ekspozycji na światło15).
Rycina 3: Obraz podczerwieni modraszki wewnątrz budki lęgowej wystawionej na ALAN. (A) Śpiąca i (B) czujna modraszka Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Artykuły badawcze po recenzji, opublikowane z wykorzystaniem tego systemu, zostały podsumowane w Tabeli 2. W przygotowaniu jest kilka innych manuskryptów. Badania te odnoszą się do trzech głównych zestawów pytań badawczych. Po pierwsze, system został wykorzystany do zbadania wpływu ekspozycji na światło na zachowania związanych ze snem oraz poziom aktywności u osobników dorosłych. W tym celu zastosowano eksperymentalny plan pomiarów powtarzanych, w którym ten sam osobnik był najpierw rejestrowany podczas...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ten oparty na budce lęgowej system świateł LED i sparowanej kamery na podczerwień pozwolił naukowcom ocenić szereg intrygujących pytań dotyczących biologicznych skutków ALAN. Co więcej, istnieje wiele innych kierunków badawczych, które można realizować za pomocą systemu. Ponadto rozszerzenie zastosowania systemu na inne gatunki może pomóc w zrozumieniu międzygatunkowych różnic we wrażliwości na ALAN. Poniżej przedstawiono kilka niewyczerpujących możliwości przyszłych badań w nadziei, że niniejszy artykuł pomoże zmotywowa...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.
Podziękowania
Nasz program badawczy dotyczący biologicznego wpływu ALAN na ptaki otrzymał finansowanie od FWO Flanders (dla M.E. i R.P., ID projektu: G.0A36.15N), Uniwersytetu w Antwerpii i Komisji Europejskiej (dla M.L.G, stypendium Marie Skłodowska-Curie ID: 799667). Dziękujemy za intelektualne i techniczne wsparcie członków grupy badawczej Ekologii Behawioralnej i Ekofizjologii na Uniwersytecie w Antwerpii, zwłaszcza Petera Scheysa i Thomasa Raapa.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Szerokie spektrum; 15 mm x 5 mm; Reflektor LED | RANEX; Gilze; Nederlands | 6000.217 | Można również użyć podobnego modelu |
| Bateria | BYD | R1210A-C | Fe-bateria 12 V 120 Wh (bateria litowo-żelazowo-fosforanowa) |
| Ciemnozielona farba | Opcjonalnie. Do kolorowania budek lęgowych/obudów elektronicznych | ||
| Taśma | Do elektroniki | ||
| Domowy system czasowy | Amazon | YP109A 12V | Można również zastosować podobny model |
| Kamera na podczerwień | Koberts-Goods, Melsungen, DE | 205-IR-L | Mini kamera; podobny model można również zastosować |
| Miernik poziomu światła | ISO-Tech ILM; Corby; Wielka Brytania | 1335 | Aby skalibrować natężenie światła |
| Mini rejestrator wideo | DVR Pakatak, Essex, Wielka Brytania | MD-101 | Rejestrator DVR do nadzoru Rejestrator samochodowy Mini SD z 32 GB |
| Pasywny zintegrowany transponder (PIT) tagi | Eccel Technology Ltd, Aylesbury, Wielka Brytania | EM4102 | 125 Kh; Zapewnia unikalny elektroniczny identyfikator |
| Czytnik identyfikacji radiowej (RFID) | Trovan, Aalten, Holandia | GR-250 | Do skanowania znaczników PIT i określania tożsamości ptaków |
| Rezystor | RS Komponenty | Wartość w zależności od napięcia, baterii i oświetlenia | |
| Karta SD | SanDisk | 64 GB lub większa | |
| SongMeter | Wildlife Acoustics; Maynard, MA | opcjonalnie. Zapewnia sposób monitorowania wokalizacji na zewnątrz budek lęgowych | |
| Przenośny monitor testowy TFT Color LED Walmart | Umożliwia sprawdzenie, czy kamera jest włączona i prawidłowe rejestrowanie obrazu | ||
| Drewno | Do budowy budek lęgowych / elektronicznych obudów |
Bibliografia
- Gwinner, E., Brandstätter, R. Complex bird clocks. Philosophical Transactions of the Royal Society of London B. 356 (1415), 1801-1810 (2001).
- Dominoni, D., Helm, B., Lehmann, M., Dowse, H. B., Partecke, J. Clocks for the city: circadian differences between forest and city songbirds. Proceedings of the Royal Society of London B. 280 (1763), 20130593(2013).
- Ouyang, J. Q., Davies, S., Dominoni, D. Hormonally mediated effects of artificial light at night on behavior and fitness: linking endocrine mechanisms with function. Journal of Experimental Biology. 221, (2018).
- Mohawk, J., Pargament, J., Lee, T. Circadian dependence of corticosterone release to light exposure. in the rat. Physiology and Behavior. 92 (5), 800-806 (2007).
- Reiter, R., Tan, D., Osuna, C., Gitto, E. Actions of melatonin in the reduction of oxidative stress: a review. Journal of Biomedical Science. 7 (6), 444-458 (2000).
- Jones, T., Durrant, J., Michaelides, E., Green, M. P. Melatonin: a possible link between the presence of artificial light at night and reductions in biological fitness. Philosophical Transactions of the Royal Society of London B. 370 (1667), 20140122(2020).
- Fonken, L. K., Nelson, R. J. The effects of light at night on circadian clocks and metabolism. Endocrine Reviews. 35 (4), 648-670 (2014).
- Falcón, J., et al. Exposure to artificial light at night and the consequences for flora, fauna, and ecosystems. Frontiers in Neuroscience. 14, 602796(2020).
- Gaston, K. J., Bennie, J., Davies, T. W., Hopkins, J. The ecological impacts of nighttime light pollution: a mechanistic approach. Biological Reviews. 88 (4), 912-927 (2013).
- Davies, T. W., Smyth, T. Why artificial light at night should be a focus for global change research in the 21st century. Global Change Biology. 24 (3), 872-882 (2017).
- Raap, T., Pinxten, R., Eens, M. Rigorous field experiments are essential to understand the genuine severity of light pollution and to identify possible solutions. Global Change Biology. 23 (12), 5024-5026 (2017).
- Raap, T., Sun, J. C., Pinxten, R., Eens, M. Disruptive effects of light pollution on sleep in free-living birds: season and/or light intensity-dependent effects. Behavioral Processes. 144, 13-19 (2017).
- Raap, T., Pinxten, R., Eens, M. Cavities shield birds from effects of artificial light at night on sleep. Journal of Experimental Zoology A. 329 (8-9), 449-456 (2018).
- Casasole, G., et al. Neither artificial light at night, anthropogenic noise nor distance from roads are associated with oxidative status of nestlings in an urban population of songbirds. Comparative Biochemistry and Physiology A. 210, 14-21 (2017).
- Grunst, M. L., Raap, T., Grunst, A. S., Pinxten, R., Eens, M. Artificial light at night does not affect not telomere shortening in a developing free-living songbird: a field experiment. Science of the Total Environment. 662, 266-275 (2019).
- Raap, T., Pinxten, R., Eens, M. Light pollution disrupts sleep in free-living animals. Scientific Reports. 5, 13557(2015).
- Raap, T., Pinxten, R., Eens, M. Artificial light at night disrupts sleep in female great tits (Parus major) during the nestling period, and is followed by a sleep rebound. Environmental Pollution. 215, 125-134 (2016).
- Raap, T., Thys, B., Grunst, A. S., Grunst, M. L., Pinxten, R., Eens, M. Personality and artificial light at night in a semi-urban songbird population: no evidence for personality-dependent sampling bias, avoidance or disruptive effects on sleep behaviour. Environmental Pollution. 243 (2), 1317-1324 (2018).
- Raap, T., et al. Artificial light at night affects body mass but not oxidative status in free-living nestling songbirds: an experimental study. Scientific Reports. 6, 35626(2016).
- Grunst, M. L., et al. Early-life exposure to artificial light at night elevates physiological stress in free-living songbirds. Environmental Pollution. 259, 113895(2020).
- Raap, T., Casasole, G., Pinxten, R., Eens, M. Early life exposure to artificial light at night affect the physiological condition: an experimental study on the ecophysiology of free-living nestling songbirds. Environmental Pollution. 218, 909-914 (2016).
- Raap, T., Pinxten, R., Eens, M. Artificial light at night causes an unexpected increase in oxalate in developing male songbirds. Conservation Physiology. 6 (1), 005(2018).
- Sun, J., Raap, T., Pinxten, R., Eens, M. Artificial light at night affects sleep behaviour differently in two closely related songbird species. Environmental Pollution. 231 (1), 882-889 (2017).
- Ziegler, A. -K., et al. Exposure to artificial light at night alters innate immune response in wild great tit nestlings. Journal of Expimental Biology. 224 (10), (2021).
- Dominoni, D. M., Teo, D., Branston, C. J., Jakhar, A., Albalawi, B. F. A., Feather Evans, N. P. but not plasma, glucocorticoid response to artificial light at night differs between urban and forest blue tit nestlings. Integrative and Comparative Biology. 16 (3), 1111-1121 (2021).
- Levy, K., Wegrzyn, Y., Efronny, R., Barnea, A., Ayali, A. Lifelong exposure to artificial light at night impats stridulation and locomotion activity patterns in the cricket Gryllus bimaculatus. Proceedings of the Royal Society of London B. 288 (1959), 20211626(2021).
- Dominoni, D., Smit, J. A. H., Visser, M. E., Halfwerk, W. Multisensory pollution: artificial light at night and anthropogenic noise have interactive effects on activity patterns of great tits (Parus major). Environmental Pollution. 256, 113314(2020).
- Ouyang, J. Q., de Jong, M., Hau, M., Visser, M. E., van Grunsven, R. H. A., Spoelstra, K. Stressful colours: Corticosterone concentrations in a free-living songbird vary with the spectral composition of experimental illumination. Biology Letters. 11 (8), 20150517(2015).
- Van Dis, N. E., Spoelstra, K., Visser, M. E., Dominoni, D. M. Colour of artificial light at night affects incubation behaviour in the great tit, Parus major. Frontiers in Ecology and Evolution. 9, 697(2021).
- Welbers, A. A. M. H., et al. Artificial light at night reduces daily energy expenditure in breeding great tits (Parus major). Frontiers in Ecology and Evolution. 5, 55(2017).
- Lighton, J. R. B. Measuring metabolic rates: A manual for scientists. , Oxford University Press, Oxford Scholarship Online. (2008).
- Butler, P. J., Green, J. A., Boyd, I. L., Speakman, J. R. Measuring metabolic rate in the field: The pros and cons of the doubly labeled water and heart rate methods. Functional Ecology. 18 (2), 168-183 (2004).
- Elliott, H., Le Vaillant, M., Kato, A., Speakman, J. R., Ropert-Coudert, Y. Accelerometry predicts daily energy expenditure in a bird with high activity levels. Biology Letters. 9, 20120919(2013).
- Pettersen, A. K., White, C. R., Marshall, D. J. Metabolic rate covaries with fitness and pace of the life history in the field. Proceedings of the Royal Society of London B. 283 (1831), 20160323(2016).
- Grunst, A. S., Grunst, M. L., Pinxten, R., Bervoets, L., Eens, M. Sources of individual variation in problem-solving performance in urban great tits (Parus major): Exploring effects of metal pollution, urban disturbance and personality. Science of the Total Environment. 749, 141436(2020).
- Croston, R., Kozlovsky, D. Y., Branch, C. L., Parchman, T. L., Bridge, E. S., Pravosudoy, V. V. Individual variation in spatial memory performance in wild mountain chickadees from different elevations. Animal Behaviour. 111, 225-234 (2016).
- Iserbyt, A., Griffioen, M., Borremans, B., Eens, M., Müller, W. How to quantify animal activity from radio-frequency identification (RFID) recordings. Ecology and Evolution. 8 (20), 10166-10174 (2018).
- Naef-Daenzer, B., Fruh, D., Stalder, M., Wetli, P., Weise, E. Miniaturization (0.2 g) and evaluation of attachment techniques of telemetry transmitters. Journal of Experimental Biology. 208 (21), 4063-4068 (2005).
- Van Hasselt, S. J., Rusche, M., Vyssotski, A. L., Verhulst, S., Rattenborg, N. C., Meerlo, P. Sleep time in European starlings is strongly affected by night length and moon phase. Current Biology. 30 (9), 1664-1671 (2020).
- Eberle, M., Kappeler, P. M. Family insurance: kin selection and cooperative breeding in a solitary primate (Microcebus murinus). Behavioral Ecology Sociobiology. 60 (4), 582-588 (2006).
- Dominoni, D. M., Quetting, M., Partecke, J. Artificial light at night advances avian reproductive physiology. Proceedings of the Royal Society of London B. 280, 20123017(2013).
- De Jong, M., Ouyang, J. Q., van Grunsven, R. H. A., Visser, M. E., Spoelstra, K. Do wild great tits avoid exposure to light at night. Plos ONE. 11 (6), 0157357(2016).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
