Artykuł metodologiczny

Oszczędna technika obrazowania przepływu kapilarnego przez trójwymiarowe polimerowe proszki drukarskie

DOI:

10.3791/63494

⸱

4 października 2022

 ,  ,  ,  , 
1Materials and Metallurgical Engineering Department, South Dakota School of Mines & Technology, 2HP Labs, HP Inc, 3Chemical and Biological Engineering Department, South Dakota School of Mines & Technology, 4School of Chemical, Biological, and Environmental Engineering, Oregon State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Proponowana technika zapewni nowatorskie, wydajne, oszczędne i nieinwazyjne podejście do obrazowania przepływu płynów przez upakowane złoże proszkowe, co zapewni wysoką rozdzielczość przestrzenną i czasową.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwój nowatorskich technik obrazowania transportu molekularnego i koloidalnego, w tym nanocząstek, jest obszarem aktywnych badań w badaniach mikroprzepływowych i milifluidycznych. Wraz z pojawieniem się druku trójwymiarowego (3D) pojawiła się nowa dziedzina materiałów, zwiększając tym samym zapotrzebowanie na nowatorskie polimery. W szczególności proszki polimerowe, o średnich rozmiarach cząstek rzędu mikrona, cieszą się rosnącym zainteresowaniem ze strony środowisk akademickich i przemysłowych. Kontrolowanie przestrajania materiału w mezoskopowych i mikroskopijnych skalach długości stwarza możliwości opracowywania innowacyjnych materiałów, takich jak materiały gradientowe. W ostatnim czasie rośnie zapotrzebowanie na proszki polimerowe o rozmiarach mikronów, ponieważ rozwijają się wyraźne zastosowania tego materiału. Druk trójwymiarowy zapewnia proces o wysokiej przepustowości z bezpośrednim połączeniem z nowymi zastosowaniami, napędzając badania nad interakcjami fizykochemicznymi i transportowymi w mezoskali. Protokół omówiony w tym artykule zapewnia nieinwazyjną technikę obrazowania przepływu płynów w upakowanych złożach proszku, zapewniając wysoką rozdzielczość czasową i przestrzenną przy jednoczesnym wykorzystaniu technologii mobilnej, która jest łatwo dostępna z urządzeń mobilnych, takich jak smartfony. Dzięki wykorzystaniu zwykłego urządzenia mobilnego wyeliminowano koszty obrazowania, które normalnie byłyby związane z mikroskopem optycznym, co skutkuje oszczędnym podejściem naukowym. Proponowany protokół z powodzeniem scharakteryzował różnorodne kombinacje płynów i proszków, tworząc platformę diagnostyczną do szybkiego obrazowania i identyfikacji optymalnej kombinacji płynu i proszku.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Natryskiwanie spoiwa na bazie atramentu do mediów proszkowych stanowi ważną technologię w produkcji addytywnej (druk 3D). Proces natryskiwania spoiwa rozpoczyna się od osadzenia płynów funkcjonalnych w mediach proszkowych za pomocą skanującego procesu druku atramentowego. W szczególności atramentowa głowica drukująca przesuwa się po powierzchni proszku, osadzając płynny środek wiążący na powierzchni proszku, a tym samym tworząc stałą część w sposób warstwa po warstwie1. Technologie natryskiwania spoiwa na bazie atramentów zazwyczaj obejmują piasek, proszki metali i proszki polimerowe. Jednak, aby rozszerzyć przestrzeń materiałów w natryskiwaniu spoiwa, wymagane jest podstawowe podejście do badania interakcji płyn-proszek i proszek-proszek, trybologii, gęstości upakowania proszku i agregacji cząstek. W szczególności w przypadku interakcji płyn-proszek istnieje krytyczna potrzeba możliwości obrazowania przepływu płynu przez złoża proszku w czasie rzeczywistym. Zapowiada się, że będzie to potężne narzędzie dla badaczy, które można wykorzystać jako technikę charakterystyki i potencjalnie jako metodę przesiewową dla różnych kombinacji płynów i proszków2,3,4, a także bardziej złożone systemy, takie jak systemy druku 3D z betonu, które wykorzystują metody oparte na złożu cząstek.

Rozwój nowatorskich technik obrazowania transportu molekularnego i koloidalnego, w tym nanocząstek, jest aktywnym obszarem badań w badaniach mikroprzepływowych i milifluidowych. Sondowanie oddziaływań międzycząsteczkowych za pomocą technik obrazowania może być trudne, ponieważ wykonano niewiele pracy w celu zbadania tego typu oddziaływań w warunkach nienasyconego i niestabilnego przepływu płynu. Wiele badań, które są opisywane w literaturze, koncentrowało się na nasyconych, wstępnie zwilżonych, porowatych mediach, takich jak szklane koraliki5,6,7,8,9,10,11,12 i soils13,14,15,16,17,18. Ta technika zapewnia nieinwazyjne podejście, co skutkuje wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną2,3,4,19. Co więcej, opracowana technika zapewnia nowatorską metodę charakterystyki i ilościowego określania transportu cząstek w skali nano i mikronowej w różnych porowatych ośrodkach, koncentrując się na proszkach polimerowych.

Proponowana technika wykorzystuje urządzenie mobilne do rejestrowania nienasyconego, niestabilnego transportu płynów przez porowate media polimerowe o wymiarach cząstek, które są reprezentatywne dla proszków używanych w systemach druku 3D, które wykorzystują technologie fuzji fluidycznej w łożu proszkowym. Technika ta jest korzystna, ponieważ komory przepływowe są opłacalne, wielokrotnego użytku, małe i łatwe w obsłudze, co ilustruje dominujące aspekty oszczędnej nauki. Możliwość wdrożenia tych prostych eksperymentów do badania terenowego jest bardzo prosta, eliminując komplikacje, koszty i czas, które są wymagane w mikroskopii optycznej. Biorąc pod uwagę łatwość tworzenia konfiguracji, dostęp do szybkich wyników i minimalną liczbę wymagań dotyczących próbek, technika ta jest optymalną platformą do diagnostycznych badań przesiewowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie mikroprzepływowej komory przepływowej

UWAGA: Do tego protokołu zostanie wykorzystana komercyjna komórka przepływowa mikroprzepływowa. Dzięki zastosowaniu komercyjnego produktu, który jest przeznaczony do przenikania światła z mikroskopu optycznego, wszelkie wyzwania związane z oświetleniem mediów w jasnym polu zostaną zminimalizowane.

  1. Rozpocznij przygotowanie mikroprzepływowej komory przepływowej, przykrywając wylot parafilmem, aby uszczelnić jeden koniec kanału, tak aby pusta komora przepływowa mogła być wypełniona proszkiem polimerowym. Przed rozpoczęciem eksperymentu upewnij się, że kanał mikroprzepływowy jest czysty i suchy.
    1. Przyklej linijkę z papieru metrycznego bezpośrednio pod kanałem przepływowym.
    2. Zważyć mikroprzepływową komórkę przepływową z dołączonym parafilmem i linijką. Masa celi przepływowej to masa niewypełnionej komory przepływowej (mu).

2. Pakowanie proszku do kanału

  1. Podczas pakowania proszku należy użyć plastikowej pipety do przeniesienia proszku. Należy pamiętać, że cząstki mogą przylegać do zewnętrznej strony końcówki pipety, co jest wynikiem tryboładowania.
    1. Wprowadzając proszek do kanału, postukaj w kuwetę przepływową co najmniej pięć razy, aby zagęścić proszek. Kontynuuj pakowanie, aż proszek dotrze do początku otwarcia kanału przepływowego.
      UWAGA: Stukanie zagęszcza proszek w kanale w celu zapewnienia powtarzalnego narzędzia diagnostycznego. W przypadku niektórych zastosowań wysiłek ten może polegać na wyższym, niższym lub równoważnym poziomie zagęszczenia proszku niż zagęszczenie obserwowane w aplikacji będącej przedmiotem zainteresowania. Jeśli występują problemy z odtwarzalnością gwintowania lub z proszkiem do pakowania w aplikacji, rozważ wykonanie ASTM D7481-1820.
    2. Usunąć proszek znajdujący się na zewnętrznej powierzchni komory przepływowej chusteczką nasączoną alkoholem.
      UWAGA: Niektóre rodzaje cząstek mogą być hydrofobowe, więc woda może nie usuwać ich dobrze.
  2. Po zapakowaniu proszków należy wizualnie sprawdzić komorę przepływową pod kątem luźno upakowanego proszku. Jeśli proszek w komorze przepływowej wydaje się być luźno upakowany (Rysunek 1), dotknij komory przepływowej jeszcze pięć razy. Jeśli opakowanie proszku wydaje się spójne i zwarte, zważyć kuwetę przepływową, aby zmierzyć masę proszku polimerowego (mp - mu; patrz równanie 1).
    1. Obliczyć gęstość upakowania luzem (ρ), używając różnicy między masą nieopakowanej (m u) a masą wypełnionej kuwety przepływowej (mp) i dzieląc ją przez objętość kuwety przepływowej. Objętość komory przepływowej jest wtedy znana [długość (l): 50 mm, szerokość (szer.): 5 mm, głębokość kanału (wys.): 0,8 mm].
      figure-protocol-1 Eq 1
    2. Upewnij się, że gęstość upakowania mieści się w typowym zakresie od 0,45 g/ml do 0,55 g/ml dla proszków polimerowych2,3,4,21. Pozostaw komory przepływowe w dygestoriach do czasu zakończenia kroków 3 i 4.
      UWAGA: Cząstki o średnicy mniejszej niż 10 μm mogą przenikać do płuc i potencjalnie przedostawać się do krwiobiegu, co może powodować problemy zdrowotne związane z układem oddechowym i sercowo-naczyniowym. Proszki polimerowe, które zostały użyte w tym eksperymencie, mają średnicę cząstek około 50 μm. Dlatego wdychanie cząstek ma mniejszy potencjał powodowania problemów zdrowotnych, ale mniejsze cząstki są obecne nawet w wąskich rozkładach wielkości cząstek. Aby zapewnić jak najbezpieczniejsze środowisko, przygotowanie komór przepływowych powinno odbywać się w dygestorium.

3. Przygotowanie rozpuszczalnika

  1. Przygotować 75% wagowy roztwór etanolu w wodzie. Zauważ, że w pozostałej części tego manuskryptu rozpuszczalnik będzie określany jako płyn.
    UWAGA: Upewnij się, że zlewka użyta do przygotowania roztworu jest wolna od jakichkolwiek środków powierzchniowo czynnych, ponieważ środki powierzchniowo czynne wpłyną na wyniki.

4. Przygotowanie stołu z białym światłem

  1. Aby zapobiec zalaniu detektora (kamery) zbyt dużą ilością światła, przykryj stół oświetleniowy nieprzezroczystym materiałem, takim jak wydrukowana w 3D osłona z czarnego włókna kwasu polimlekowego (PLA) (rysunek uzupełniający 1). Upewnij się, że materiał ma otwór wielkości mikrokanalika (5 mm x 55 mm), aby światło mogło oświetlić proszek.
    UWAGA: Zbyt dużo światła oznacza, że ekran lub monitor kamery będzie wyglądał na biały, a mikrokanał nie będzie widoczny. W związku z tym detektor nie będzie w stanie ustawić ostrości obiektywu na mikrokanale.
  2. Aby upewnić się, że aparat w urządzeniu mobilnym może uchwycić kontrast między mokrym i suchym proszkiem, użyj stołu świetlnego o niskim lub średnim natężeniu światła.
    UWAGA: Wysokie natężenie światła wynosi 100%. Pozostałe dwa ustawienia są zależne od wysokiego natężenia światła; Ustawienie dla niskiego natężenia światła wynosi ~30%, a średniego natężenia światła wynosi ~65%.
  3. Ustaw kamerę w urządzeniu mobilnym bezpośrednio nad stołem podświetlanym. Upewnij się, że kamera jest ustawiona prostopadle do górnej krawędzi stołu podświetleń (Rysunek 2).
  4. Ustaw kamerę w urządzeniu mobilnym w taki sposób, aby długa oś urządzenia mobilnego była wyrównana z najdłuższą osią komórki przepływowej.

5. Rozpoczęcie eksperymentu

  1. Umieść kuwetę przepływową na stole podświetlanym i ustaw ostrość kamery na urządzeniu mobilnym na kanale przepływu.
    UWAGA: Aby uzyskać optymalne wyniki, ciemniejsza przestrzeń nagrywania (zmniejszone oświetlenie górne) zazwyczaj zapewnia lepszą rozdzielczość obrazu. Jeśli ciemna przestrzeń nie jest dostępna, zminimalizowanie zmian w oświetleniu górnym (włączanie, wyłączanie lub przyciemnianie świateł) podczas nagrywania powinno poprawić sygnały graficzne i zminimalizować niepożądane szumy w eksperymencie.
  2. Po ustawieniu ostrości aparatu na urządzeniu mobilnym wybierz przycisk nagrywania. Dodać 125 μl płynu do otwartego wlotu mikrokanalika za pomocą pipety.
  3. Rejestruj przepływ przez 2 minuty lub do momentu, gdy cały proszek zostanie widocznie zwilżony.

6. Analiza danych

  1. Przenieś plik wideo z urządzenia mobilnego do komputera, aby mieć do niego łatwy dostęp. Należy pamiętać, że filmy trwające dłużej niż 2 minuty mogą w tej chwili nie ładować się w oprogramowaniu, ponieważ rozmiar pliku może być zbyt duży.
  2. Pobierz Tracker, darmowe oprogramowanie ze strony internetowej Physlets22. To oprogramowanie może śledzić pozycję, prędkość i przyspieszenie w następujących plikach wideo: .mov, .avi, .mp4, .flv, .wmv itp. Aby zapoznać się z poniższymi krokami, zapoznaj się z plikiem uzupełniającym.
    UWAGA: W przypadku użytkowników komputerów Mac zainstaluj najnowszą wersję oprogramowania, aby oprogramowanie działało poprawnie. Ponadto użytkownicy komputerów Mac mogą wymagać silnika wideo (Xuggle), animowanych plików GIF (.gif) lub sekwencji obrazów składających się z jednego lub więcej obrazów cyfrowych (.jpg, .png lub wklejonych ze schowka).
  3. Po zainstalowaniu oprogramowania otwórz oprogramowanie Tracker. Z menu Plik wybierz polecenie Otwórz plik, aby załadować przesłany plik wideo z kroku 6.1 na pulpit komputera.
  4. Kliknij ikonę Ustawienia klipu, która wygląda jak taśma filmowa, aby zdefiniować klatkę początkową i rozmiar kroku.
    UWAGA: Umieszczenie kursora myszy na ikonie spowoduje jej identyfikację.
    1. Określ ramkę początkową. Klatka początkowa jest definiowana jako klatka, w której obserwuje się pierwszy kontrast (kontrast między mokrym i suchym proszkiem).
    2. Ustaw rozmiar kroku. Rozmiar kroku odnosi się do rozmiaru kroku ramki, który będzie analizowany przez oprogramowanie. Z wcześniejszych eksperymentów wynika, że optymalna wielkość kroku to 10.
  5. Kliknij narzędzie do kalibracji, ikonę z niebieską linijką, po prawej stronie przycisku Ustawienia klipu. W obszarze Nowy wybierz opcję Calibration Stick (Drążek kalibracyjny).
  6. Aby powiększyć linijkę w filmie, kliknij prawym przyciskiem myszy obszar, który chcesz powiększyć, i wybierz z listy opcję Powiększ. Po odpowiednim powiększeniu nakreśl początek i koniec 1 mm na linijce przyklejonej do mikrokanału, a następnie wpisz 1 mm, aby określić odległość.
  7. Kliknij narzędzie Oś współrzędnych, które jest fioletową ikoną, po prawej stronie narzędzia do kalibracji. Ustaw początek układu współrzędnych dla osi x i y, korzystając z ramki początkowej podczas wykonywania tego kroku.
  8. Aby zdefiniować początkowy punkt analizy, utwórz masę punktową. Kliknij przycisk Utwórz, a następnie wybierz opcję Masa punktu. Użyj Shift + Control, aby zmienić rozmiar prostokąta. Punktem początkowym jest miejsce, w którym łączą się wlot i kanał.
    UWAGA: Prostokąt wskazuje domenę zdefiniowaną przez użytkownika, którą oprogramowanie będzie skanować w celu znalezienia kontrastującego mokrego i suchego proszku. Granica pozwala użytkownikowi zdefiniować obszar, w którym będzie obserwowany punkt początkowy.
    1. Kliknij Szukaj dalej kilka razy, aby sprawdzić, czy oprogramowanie analizuje właściwy obszar. Jeśli oprogramowanie działa poprawnie, kliknij Szukaj i poczekaj, aż oprogramowanie zakończy analizę wideo. Jeśli oprogramowanie nie może automatycznie znaleźć pasującej intensywności obrazu od poprzedniej klatki do bieżącej, oprogramowanie zatrzyma się i poczeka, aż użytkownik ponownie zdefiniuje obszar wyszukiwania.
      UWAGA: Aby uzyskać powtarzalność i możliwość porównania różnych wyników eksperymentalnych, należy wybrać najszybszy lub najwolniejszy punkt czoła przepływu płynu (obszar kontrastu między zwilżonym a suchym proszkiem) dla każdej próbki.
    2. Jeśli po prawej stronie ekranu modułu śledzącego zostanie zaobserwowany błąd analizy na danych wykreślonych na żywo, kliknij raz punkt danych w kroku poprzedzającym błędny punkt danych. Na ekranie głównym zmodyfikuj czerwoną prostokątną lokalizację obszaru wyszukiwania, aby przeszukać obszar zainteresowania i powtórz krok 6.8.1.
      UWAGA: Jeśli wystąpi błąd, kliknij prawym przyciskiem myszy niedokładny punkt danych i usuń zaznaczenie punktu do dalszej analizy.
  9. Po zakończeniu analizy skopiuj wyniki i wklej je do arkusza kalkulacyjnego. Wyniki zapisane w arkuszu kalkulacyjnym zawierają dane dotyczące odległości i czasu.
  10. Wykreśl skopiowane dane w arkuszu kalkulacyjnym jako odległość transportu płynu przez złoże proszku w funkcji czasu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W sekcji dotyczącej analizy danych, dane dla obrazów poklatkowych w Rysunek 3 ilustruje 75% wagowy roztwór etanolu przenikający do proszku poliwęglanu (PC). Fluoresceina została dodana do roztworu w celu poprawy jakości obrazu w tej publikacji. Na zdjęciach poklatkowych proces rozdzielczy rozpoczyna się, gdy płyn jest dodawany do wlotu. Czas, t, zaczyna się, gdy tylko płyn zacznie przenikać do kanału. Seria zdjęć pokazuje postęp płynu i fluoresceiny. W PC płyn i fluoresceina są transportowan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dostarczony protokół jest w dużym stopniu zależny od właściwości materiałowych wybranych cząstek. Właściwości materiału wpływające na przepływ obejmują rozkład wielkości cząstek 2,3,4,5,11,21, chropowatość powierzchni cząstek11, właściwości chemiczne na powierzchni cząstek<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
µ-Slide I Lueribidi80191Mikroprzepływowa
zlewkaprzepływowa Southern LabwareBG1000-800Szkło
CALIBRE 301-58 LT Naturalna żywica poliwęglanowaTRINSEO LLCCALIBRETM 301-58 LTNaturalna żywica poliwęglanowa
EtanolSigma Aldrich1.00983Wyciąg rozpuszczalnikowy
KewauneeOkapy wyciągowe Supreme Air LVużywane z 92 FPM przy 18-calowym otworze
iPhone 7 plusAppleCamera
Nieprzezroczysty materiałRysunek CAD znajduje się w pliku uzupełniającym
ORGASOL  2002 ES 6 NAT 3ARKEMAA12135Pipeta do proszków poliamidowych
VWR10754-268Jednorazowa pipeta
transferowaPipetaGlobe Scientific Inc.3301-200Pipeta, która może pomieścić 125 &mikro; L płynnego
polistyrenuAdvanced Laser Materials, LLC.PS200Polistyren do spiekania
TrackerNarzędzie do analizy i modelowania wideo
VariQuest 100 White Light Model 3-3700FOTODYNE&nbsp; 3-3700
Wodajasna Woda destylowana
drukowany 3D biała

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Redwood, B., Schoffer, F., Garret, B. The 3D Printing Handbook. , 3D HUBS. Amsterdam, NL. (2018).
  2. Chaffins, S., Holden, A., Donovan, K. J., Hinch, G. Three dimensional printing, Patent ID: 20210087418. , Available from: https://uspto.report/patent/app/20210087418 (2021).
  3. Emamjomeh, A., et al. Three dimensional printing, Patent ID: 20210095152. , Available from: https://uspto.report/patent/app/2021009515.2 (2021).
  4. Chaffins, S., Holden, A., Donovan, K. J., Midrez, N., Hinch, G. Three dimensional printing, Patent ID: 20210107216. , Available from: https://uspto.report/patent/app/20210107216#C00011 (2021).
  5. Petosa, A. R., Brennan, S. J., Rajput, F., Tufenkji, N. Transport of two metal oxide nanoparticles in saturated granular porous media: Role of water chemistry and particle coating. Water Research. 46 (4), 1273-1285 (2012).
  6. Giordano, S. Effective medium theory for dispersions of dielectric ellipsoids. Journal of Electrostatics. 58 (1-2), 59-76 (2003).
  7. Toloni, I., Lehmann, F., Ackerer, P. Modeling the effects of water velocity on TiO2 nanoparticles transport in saturated porous media. Journal of Contaminant Hydrology. 171, 42-48 (2014).
  8. Dang-Vu, T., Hupka, J. Characterization of porous materials by capillary rise method. Physicochemical Problems of Mineral Processing. 39, 47-65 (2005).
  9. Huang, W. E., Smith, C. C., Lerner, D. N., Thornton, S. F., Oram, A. Physical modelling of solute transport in porous media: evaluation of an imaging technique using UV excited fluorescent dye. Water Research. 36 (7), 1843-1853 (2002).
  10. Zhao, J., Li, H., Cheng, G., Cai, Y. On predicting the effective elastic properties of polymer nanocomposites by novel numerical implementation of asymptotic homogenization method. Composite Structures. 135, 297-305 (2016).
  11. Seymour, M. B., Chen, G., Su, C., Li, Y. Transport and retention of colloids in porous media: Does shape really matter. Environmental Science and Technology. 47 (15), 8391-8398 (2013).
  12. Ochiai, N., Kraft, E. L., Selker, J. S. Methods for colloid transport visualization in pore networks. Water Resources Research. 42 (12), (2006).
  13. Rottman, J., Sierra-Alvarez, R., Shadman, F. Real-time monitoring of nanoparticle retention in porous media. Environmental Chemistry Letters. 11 (1), 71-76 (2013).
  14. Xing, Y., Chen, X., Chen, X., Zhuang, J. Colloid-mediated transport of pharmaceutical and personal care products through porous media. Scientific Reports. 6 (1), 1-10 (2016).
  15. Dathe, A., et al. Functional models for colloid retention in porous media at the triple line. Environmental Science and Pollution Research. 21 (15), 9067-9080 (2014).
  16. Zhang, T., et al. Investigation of nanoparticle adsorption during transport in porous media. SPE Journal. 20 (4), 667-677 (2015).
  17. Zhang, Q., Karadimitriou, N. K., Hassanizadeh, S. M., Kleingeld, P. J., Imhof, A. Study of colloids transport during two-phase flow using a novel polydimethylsiloxane micro-model. Journal of Colloid and Interface Science. 401, 141-147 (2013).
  18. Environmental Protection Agency. Health and environmental effects of particulate matter (PM). EPA. , Available from: https://www.epa.gov/pm-pollution/health-and-environmental-effects-particulate-matter-pm (2021).
  19. Bridge, J. W., Banwart, S. A., Heathwaite, A. L. Noninvasive quantitative measurement of colloid transport in mesoscale porous media using time lapse fluorescence imaging. Environmental Science & Technology. 40 (19), 5930-5936 (2006).
  20. ASTMInternational. Standard test methods for determining loose and tapped bulk densities of powders using a graduated cylinder. ASTMInternational. , (2018).
  21. Donovan, K. J. Microfluidic investigations of capillary flow and surface phenomena in porous polymeric media for 3D printing. , Oregon State University. (2019).
  22. Brown, D., et al. 34;Try Tracker Online." Tracker Video Analysis and Modeling Tool for Physics Education. , Available from: https://physlets.org/tracker/ (2022).
  23. Janssen, P. H. M., Depaifve, S., Neveu, A., Francqui, F., Dickhoff, B. H. J. Impact of powder properties on the rheological behavior of excipients. Pharmaceutics. 13 (8), 1198(2021).
  24. Boschini, F., Delaval, V., Traina, K., Vandewalle, N., Lumay, G. Linking flowability and granulometry of lactose powders. International Journal of Pharmaceutics. 494 (1), 312-320 (2015).
  25. Yablokova, G., et al. Rheological behavior of β-Ti and NiTi powders produced by atomization for SLM production of open porous orthopedic implants. Powder Technology. 283, 199-209 (2015).
  26. Lumay, G., Fiscina, J., Ludewig, F., Vandewalle, N. Influence of cohesive forces on the macroscopic properties of granular assemblies. AIP Conference Proceedings. 1542, 995(2013).
  27. Lumay, G., et al. Effect of relative air humidity on the flowability of lactose powders. Journal of Drug Delivery Science and Technology. 35, 207-212 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Capillary FlowPolymeric PowdersFrugal ImagingThree Dimensional PrintingMicrofluidic Flow CellFluid Transport ImagingPowder CompactionMobile Device ImagingNanoparticle TransportDiagnostic Platform

Powiązane artykuły