Artykuł metodologiczny

Narzędzia do obróbki powierzchniowej krzemowych płaskich mikroelektrod wewnątrzkorowych

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63500

⸱

8 czerwca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 2Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 3Department of Bioengineering, The University of Texas at Dallas

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje narzędzia do obsługi mikroelektrod wewnętrznych z krzemu podczas zabiegów modyfikacji powierzchni poprzez osadzanie gazu i reakcje roztworu wodnego. Szczegółowo wyjaśniono montaż komponentów używanych do obsługi urządzeń podczas całej procedury.

Streszczenie

Mikroelektrody wewnątrzkorowe mają duży potencjał terapeutyczny. Stoją one jednak przed wyzwaniem znacznego obniżenia wydajności po skromnym czasie trwania implantacji. Istotnym czynnikiem przyczyniającym się do obserwowanego spadku jest uszkodzenie tkanki nerwowej proksymalnie implantu i późniejsza reakcja neurozapalna. Wysiłki mające na celu wydłużenie żywotności urządzenia obejmują modyfikacje chemiczne lub nakładanie powłok na powierzchnię urządzenia w celu poprawy odpowiedzi tkanek. Opracowywanie takich metod obróbki powierzchni jest zwykle zakończone przy użyciu niefunkcjonalnych "atrap" sond, które nie mają komponentów elektrycznych wymaganych do zamierzonego zastosowania. Translacja na funkcjonalne urządzenia wymaga dodatkowego rozważenia, biorąc pod uwagę kruchość wewnątrzkorowych układów mikroelektrod. Narzędzia manipulacyjne znacznie ułatwiają obróbkę powierzchni zmontowanych urządzeń, szczególnie w przypadku modyfikacji, które wymagają długiego czasu procedury. Opisane tutaj narzędzia manipulacyjne są używane do obróbki powierzchni poprzez osadzanie w fazie gazowej i ekspozycję na roztwór wodny. Charakterystykę powłoki wykonuje się za pomocą elipsometrii i rentgenowskiej spektroskopii fotoelektronów. Porównanie zapisów spektroskopii impedancji elektrycznej przed i po procedurze powlekania na funkcjonalnych urządzeniach potwierdziło integralność urządzenia po modyfikacji. Opisane narzędzia można łatwo dostosować do alternatywnych urządzeń elektrodowych i metod leczenia, które zachowują kompatybilność chemiczną.

Wprowadzenie

Urządzenia neuroprotetyczne mają na celu przywrócenie upośledzonych lub nieobecnych zdolności sensorycznych i motorycznych w szerokim zakresie populacji pacjentów, w tym u pacjentów z uszkodzeniem rdzenia kręgowego, stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS), porażeniem mózgowym i amputacjami1,2,3. Mikroelektrody wewnątrzkorowe (IME) mogą ustanowić szlak komunikacyjny między neuronami korowymi a urządzeniami używanymi do sterowania neuroprotezami. Niewątpliwą zaletą mikroelektrod wewnątrzkorowych jest ich zdolność do rejestrowania sygnałów neuronowych w wysokiej rozdzielczości przestrzennej i czasowej, co jest preferowane do późniejszego przetwarzania sygnałów i kontroli interfejsów mózg-komputer4,5. Niestety, wydajność mikroelektrod wewnątrzkorowych drastycznie spada w ciągu kilku miesięcy do roku po implantacji2,6,7,8. Utrata jakości i stabilności sygnału negatywnie wpływa na zastosowanie technologii.

Znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do obserwowanego spadku wydajności jest biotyczna odpowiedź na uszkodzenia tkanek związane z implantacją i przewlekłe zapalenie nerwów9,10,11. Implantacja IME powoduje uszkodzenie tkanki mózgowej, powodując uwolnienie cząsteczek sygnałowych, które inicjują kaskady reakcyjnych procesów obrony komórkowej. Przewlekłe łączenie zaostrza reakcję ciała obcego, prowadząc do utrzymującego się zapalenia nerwów, które uszkadza tkankę proksymalną do urządzenia; Często rozpoznawane jako objawy zapalenia nerwów, bliznowacenia i miejscowej neurodegeneracji przyczyniające się do pogorszenia jakości zapisu sygnału12,13,14,15. Składająca się z gęstego konglomeratu astrocytów z porwanym aktywowanym mikroglejem i makrofagami, blizna otaczająca elektrodę tworzy niekorzystne środowisko lokalne ze zmniejszonym transportem materiału i miejscową akumulacją czynników zapalnych16,15,16,17,18.

Wiele badań opisało reakcję mózgu na mikroelektrody wewnątrzkorowe lub metody łagodzenia reakcji7. Badania i rozwój mające na celu poprawę odpowiedzi tkanek obejmowały szereg strategii, w tym modyfikacje ogólnej struktury, topologii powierzchni, materiałów i nakładania powłok. Wysiłki te mają na celu zminimalizowanie uszkodzeń odniesionych w wyniku implantacji, wprowadzenie korzystniejszego interfejsu między urządzeniem a komórkami proksymalnymi lub zmniejszenie obciążenia tkanki po wszczepieniu urządzeń7. Metody ukierunkowane na przewlekłą odpowiedź biologiczną doprowadziły do powstania kilku bioaktywnych powłok, które mają na celu stabilizację miejsca implantacji i chemiczne wspomaganie zdrowia komórek. Przykłady obejmują polimery przewodzące, takie jak poli(dioksytiofen etylenu) (PEDOT)19,20, nanorurki węglowe21, hydrożele22, oraz dodawanie bioaktywnych cząsteczek i leków ukierunkowanych na określone procesy komórkowe23,24,25. Nasza grupa badawcza, w szczególności, zbadała wiele mechanizmów sprzyjających zmniejszeniu odpowiedzi zapalnej na wszczepione mikroelektrody, w tym między innymi minimalizację urazów związanych z implantacją urządzenia26, minimalizując niezgodność sztywności urządzenia/tkanki27,28,29,30,31,32,33, optymalizacja procedur sterylizacji34,35, redukcja stresu/uszkodzenia oksydacyjne28,36,37,38,39,40,41,42, badając alternatywne materiały elektrodowe43 i naśladując nano-architekturę naturalnej macierzy zewnątrzkomórkowej44,45,46. Ostatnim zainteresowaniem cieszy się opracowanie biomimetycznych powłok powierzchniowych w celu złagodzenia odpowiedzi neurozapalnej bezpośrednio na granicy tkanek mikroelektrody39.

Modyfikacja interfejsu oferuje unikalną korzyść bezpośredniego celowania w ranę i bliższą tkankę niezbędną do rejestracji sygnału. Obróbka powierzchniowa, która wspomaga gojenie bez zaostrzania odpowiedzi immunologicznej, może korzystnie wpłynąć na jakość zapisów przez cały okres użytkowania i usunąć ograniczenia w realizacji potencjału terapeutycznego i badawczego mikroelektrod wewnątrzkorowych. W przedstawionej pracy szczegółowo opisano metody stosowania obróbki powierzchni układów mikroelektrod, które wymagają wydłużonego czasu reakcji przy jednoczesnym uwzględnieniu kruchości urządzeń. Przedstawiona technika ma na celu udostępnienie metod modyfikacji powierzchni wyrobom funkcjonalnym, w przypadku których nie można obsługiwać urządzenia przez cały czas trwania zabiegu. Przedstawiono narzędzia do obsługi niefunkcjonalnych atrap sond i funkcjonalnych krzemowych płaskich układów mikroelektrod.

Przedstawione podejście do modyfikacji powierzchni elektrody pozwala na bezpieczne zawieszenie niefunkcjonalnych atrap sond lub funkcjonalnych krzemowych płaskich układów elektrod do osadzania w fazie gazowej i reakcji z roztworami wodnymi. Kilka wydrukowanych w 3D elementów jest używanych do obsługi tych delikatnych urządzeń ( Rysunek 1 i Rysunek 2). Podano przykład procedury, która wykorzystuje zarówno etapy fazy gazowej, jak i roztworu do modyfikacji powierzchni za pomocą powłoki antyoksydacyjnej polegającej na unieruchomieniu porfiryny Mn(III)tetrakis (kwas 4-benzoesowy) (MnTBAP). MnTBAP to syntetyczna metaloporfiryna o właściwościach przeciwutleniających o udowodnionym pośrednictwie w zapaleniu47,48. Podany przykład dotyczący funkcjonalnych krzemowych układów elektrod planarnych weryfikuje aktualizację wcześniej zgłoszonego protokołu dla niedziałających urządzeń40. Adaptacja techniki osadzania w fazie gazowej przez Munief et al. potwierdza kompatybilność protokołu z funkcjonalnymi elektrodami49. Osadzanie w fazie gazowej jest wykorzystywane do funkcjonalizacji powierzchni aminy w ramach przygotowań do reakcji wodnej z udziałem chemii sieciującej karbodiamid w celu unieruchomienia aktywnego MnTBAP. Opracowana tutaj metodologia obsługi jest dostarczana jako platforma, którą można modyfikować w celu dostosowania do innych powłok i podobnych urządzeń.

Protokół ilustruje podejście przy użyciu niefunkcjonalnych atrap sond składających się z silikonowego trzonka i wydrukowanej w 3D zakładki o podobnych wymiarach do funkcjonalnych krzemowych matryc elektrod płaskich. Opakowanie złącza urządzenia jest uważane za analogiczne do wydrukowanej w 3D zakładki niedziałającej atrapy sondy w dostarczonej instrukcji.

figure-introduction-1
Rysunek 1: Wydrukowane w 3D elementy do obsługi funkcjonalnych urządzeń podczas osadzania fazy gazowej w eksykatorze próżniowym. (A) Podstawa konstrukcji zawiera uchwyty na próbki krzemowe o wymiarach 1 cm x 1 cm kwadraty (górna strzałka) oraz otwory do mocowania do płyty eksykatora (strzałka na dole). (B) Tabliczka służy do zabezpieczania zawieszenia urządzeń. Od tego momentu każdy element na tym rysunku będzie określany jako element 1A lub 1B. Podziałka = 1 cm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-introduction-2
Rysunek 2: Wydrukowane w 3D elementy do obsługi funkcjonalnych urządzeń do reakcji powierzchniowej zachodzącej w roztworze wodnym. (A) Element prowadzący do przyklejenia do pokrywy płytki hodowlanej. (B) Elementy stołowe używane do stabilizacji elementów (C) i (D) podczas montażu. (C) i (D) razem zabezpieczają zawieszenie urządzeń przeznaczonych do umieszczenia w płytce studzienki, a (E) dodatkowo mocują części (C) i (D) do pokrywy płytki studzienki. Od tego momentu poszczególne elementy w każdym panelu tej figury będą określane jako numery elementów odpowiadające numerowi panelu tej figury. Podziałka = 1 cm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie pliki kodowania do druku 3D znajdują się w Dodatkowych Plikach Kodowania 1-16. Analiza przedstawiona w reprezentatywnych wynikach została opisana przy użyciu komercyjnie pozyskanych funkcjonalnych krzemowych matryc elektrod planarnych (patrz tabela materiałów).

1. Zestaw manipulacyjny do osadzania w fazie gazowej w eksykatorze próżniowym

UWAGA: Zmontowane urządzenie do obsługi i przytrzymywania urządzeń podczas osadzania w fazie gazowej jest pokazane w Rysunek 3. Kroki 1.1-1.8 opisują procedurę wymaganą do umieszczenia urządzeń w aparacie do osadzania (Rysunek 4A).

figure-protocol-1
Rysunek 3: Montaż elementów wydrukowanych w 3D do obsługi funkcjonalnych urządzeń podczas osadzania w fazie gazowej. Na zdjęciu montaż bez próbek do powlekania. i nakrętki motylkowe służą do łączenia ze sobą elementów 1A i 2B. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-2
Rysunek 4: Obraz przedstawiający montaż i rozmieszczenie próbek do powlekania. Schemat ten opisuje postępowanie z funkcjonalnymi urządzeniami podczas osadzania w fazie gazowej zabezpieczonymi w eksykatorze próżniowym. (A) Dwustronna taśma poliamidowa umieszczona na elemencie 1A i taśma piankowa umieszczona na 1B. (B) Urządzenia przymocowane do taśmy. (C) i nakrętki motylkowe służą do mocowania elementów od 1B do 1A, a zespół jest przymocowany do tacy eksykatora za pomocą opasek zaciskowych (czerwone strzałki). (D) Próbki kwadratu silikonowego o wymiarach 1 cm x 1 cm umieszcza się w odpowiednich uchwytach. (E) Aluminiową miskę wagową i manometr umieszcza się w eksykatorze w pokazanej orientacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Do obróbki powierzchni należy pobrać próbki materiału podłoża urządzeń o wymiarach kwadratowych 1 cm x 1 cm.
    1. W przypadku próbek krzemu (wybranych do tego protokołu) pokrój płytkę krzemową na kwadraty o wymiarach 1 cm x 1 cm za pomocą maszyny do krojenia wafli w kostkę (patrz tabela materiałów).
  2. Wydrukuj lub zdobądź elementy 1A (Rysunek 1A, Dodatkowy plik kodowania 1, Dodatkowy plik kodowania 2) i 1B (Rysunek 1B, Dodatkowy plik kodowania 3, Dodatkowy plik kodowania 4).
  3. Przymocuj dwustronną taśmę poliamidową do elementu 1A i przymocuj pasek pianki o grubości 1/8" z jednostronnym klejem do elementu 1B.
  4. Przyklej opakowanie złącza urządzenia do taśmy na elemencie 1A.
    UWAGA: Idealna orientacja łącznika na taśmie spowoduje, że trzpień będzie zawieszony nad krawędzią, jak pokazano na Rysunek 4B.
  5. Zabezpiecz razem element 1A i element 1B (Rysunek 4C). Dopasuj otwory i zabezpiecz za pomocą i nakrętek motylkowych ze stali nierdzewnej (patrz Tabela materiałów).
  6. Za pomocą opasek zaciskowych przymocuj zespół do tacki eksykatora próżniowego, korzystając z otworów w dolnej części elementu 1A, jak pokazano na Rysunek 4C.
  7. W razie potrzeby umieść kwadratowe próbki materiału w szczelinach u dołu ramy (Rysunek 4D). Tutaj jako przykład użyto kwadratowych próbek wafli krzemowych pokrojonych w kostkę o wymiarach 1 cm x 1 cm.
    UWAGA: Dokładny materiał będzie musiał pasować do podłoża obrabianego urządzenia, które będzie się różnić w zależności od urządzenia.
  8. Zakończyć osadzanie w fazie gazowej, umieszczając roztwór w odpowiednim pojemniku w eksykatorze próżniowym naprzeciwko i w jednej linii z zabezpieczonym zespołem.
    UWAGA: Aluminiowe szalki wagowe były używane jako pojemniki do osadzania (3-aminopropylo)trietoksysilanu (APTES), jako przykład tutaj.
    1. Umieść wakuometr (patrz Tabela materiałów) w eksykatorze, aby zarejestrować dokładne ciśnienie. Umieść port pokrywy eksykatora w pobliżu zabezpieczonego zespołu i w jednej linii z roztworem (Rysunek 4E).
      UWAGA: Więcej szczegółów dotyczących tej metody osadzania w fazie gazowej opisano we wcześniej opublikowanym Reference49.

2. Obsługa zestawu do reakcji powierzchniowej za pomocą roztworu wodnego

UWAGA: Komponenty i zmontowane urządzenia do obsługi i przetrzymywania urządzeń podczas osadzania w fazie wodnej i obróbki powierzchni są zilustrowane na rysunkach 5-7. Poniższe kroki szczegółowo opisują procedurę wymaganą do umieszczenia urządzeń w aparacie w celu osadzania i leczenia.

figure-protocol-3
Rysunek 5: Montaż elementów wydrukowanych w 3D do obsługi funkcjonalnych urządzeń do reakcji powierzchniowej zachodzącej w roztworze wodnym. (A) Element prowadzący do przyklejenia do pokrywy płytki hodowlanej. (B) Element stołowy został użyty do stabilizacji elementów (C) i (D) podczas montażu. (C) i (D) razem zabezpieczają zawieszenie urządzeń przeznaczonych do umieszczenia w płycie studzienki. (E) dodatkowo mocuje kawałki (C) i (D) do pokrywy płytki studzienki. Dwustronną taśmę poliimidową umieszczono w dolnej części (C), a taśmę piankową umieszczono w dolnej części (D) (obie w czerwonym pudełku). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-4
Rysunek 6: Pokrywa płytki do hodowli komórkowej zbudowana z 6 prowadnic (element 2A). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-5
Rysunek 7: Sekwencja zabezpieczania i ładowania sond do reakcji roztworu. Kolor części został zmieniony na tym rysunku, aby zapewnić przejrzystość obrazu. Są to te same części, co Rysunek 5 i Rysunek 6. (A) Element 2C umieszcza się w elemencie 2B, a urządzenie jest przymocowane do zaklejonej taśmą części 2C. (B) Element 2D pasuje do elementu 2C, tworząc zespół, który zawiesza trzpień urządzenia. (C) Zespół 2C, 2D i urządzenia jest ostrożnie umieszczany na pokrywie płyty studzienki za pomocą prowadnicy. (D) Element 2E pasuje do górnej części zespołu, aby dodatkowo zabezpieczyć pokrywę. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Skonstruuj pokrywę płytki studzienki, aby zawiesić układ elektrod urządzenia w roztworze (Rysunek 6). Protokół ten opisuje użycie płytki 24-dołkowej.
    1. Wytnij prostokątne otwory 19 mm x 10,5 mm w pokrywie płytki studziennej za pomocą wycinarki laserowej lub ręcznie za pomocą noża do pudełek. Dopasuj liczbę otworów do liczby urządzeń pożądanych do leczenia.
      UWAGA: Dla ułatwienia montażu zaleca się obróbkę sześciu urządzeń na płytkę studzienkową lub co najmniej umieszczenie otworów nad nieprzylegającymi studzienkami (Rysunek 6).
    2. Wydrukuj lub zdobądź odpowiednią liczbę prowadnic (kawałek 2A (Rysunek 2A), Dodatkowy plik kodowania 5, Dodatkowy plik kodowania 6).
    3. Użyj kleju cyjanoakrylowego, aby przymocować prowadnice do pokrywy. Wyrównaj prostokątne otwory w prowadnicach i pokrywach podczas klejenia, aby upewnić się, że prostokątny otwór prowadnicy jest drożny, jak pokazano na Rysunek 6.
  2. Napełnij płytkę studzienki pożądanym roztworem w miejscach, w których będzie przebiegać zabieg. Na przykład, rozwiązanie składa się z EDC i Sulfo-NHS (patrz Tabela materiałów) w buforze MES.
    UWAGA: Objętość roztworu będzie zależeć od wymiarów elektrody. W przypadku układów mikroelektrod typu Michigan (patrz tabela materiałów) z niskoprofilowymi złączami 8,6 mm i długością trzpienia 3 mm istnieje prześwit ~9 mm50. Użycie 2 ml roztworu pozwoli na całkowite zanurzenie trzonka urządzenia, jednocześnie utrzymując pozostałą część urządzenia z dala od roztworu reakcyjnego.
    1. Jeśli do potwierdzenia obróbki powierzchni używane są próbki substratu, należy umieścić kwadratowe próbki materiału w dołku płytki i zanurzyć je w roztworze reakcyjnym.
  3. Bezpiecznie zawieś urządzenia (patrz Tabela materiałów) w płycie studzienki. Sekwencja jest pokazana w Rysunek 7.
    1. Kawałek taśmy 2B (Rysunek 2B, Dodatkowy plik kodowania 7, Dodatkowy plik kodowania 8) do blatu stołowego (Rysunek 7A).
    2. Umieść dwustronną taśmę poliimidową, aby przykryć podstawę elementu 2C (Rysunek 2C, Dodatkowy plik kodowania 9, Dodatkowy plik kodowania 10).
    3. Umieść taśmę piankową 1/8" z jednostronnym klejem, aby przykryć podstawę elementu 2D (Rysunek 2D, Dodatkowy plik kodowania 11, Dodatkowy plik kodowania 12).
    4. Dopasuj kawałek 2C do rowka elementu 2B (Rysunek 7A).
    5. Przyklej opakowanie złącza urządzenia do taśmy, zorientowane tak, aby długość trzpienia urządzenia była zawieszona (Rysunek 7B).
    6. Zabezpiecz urządzenie, wsuwając element 2D (pokazany na pomarańczowo w Rysunek 7) do części 2C. Ten zestaw skutecznie zabezpiecza urządzenie między elementami narzędzia (Rysunek 7B).
    7. Trzymając za krawędzie zespołu, ostrożnie podnieś, aby wyjąć z elementu 2A.
    8. Dopasuj zespół do pokrywy, wyrównując półkola skierowane na zewnątrz na elementach 2C i 2D z odpowiednimi prowadnicami na elemencie 2A (pokazane na zielono w Rysunek 7C).
    9. Bezpieczne umieszczenie zespołu za pomocą elementu wciskającego 2E ( Rysunek 2E) nad prowadnicami (pokazanymi na zielono w Rysunek 7D, Dodatkowy plik kodowania 13, Dodatkowy plik kodowania 14).
    10. W przypadku reakcji, które są korzystne dla ciągłego mieszania roztworu, należy zamieszać płytkę studzienki. Przenieś zmontowaną płytkę studzienkową na stół wibracyjny i pracuj z prędkościami poniżej 100 obr./min.
  4. Jeśli pożądane są wielokrotne reakcje oparte na roztworze lub etapy mycia, ostrożnie przenieś pokrywkę na nową płytkę dołka z pożądanym roztworem (roztworami) rozprowadzonym do odpowiednich studzienek.
    UWAGA: Krok 2.4 jest opcjonalny
    5. .
  5. Wyjmij urządzenia z płytki studzienki.
    1. Przyklej kawałek 2B do blatu.
    2. Zdejmij kawałek 2E z pokrywy.
    3. Ostrożnie zdejmij zespół przytrzymujący urządzenie z płyty studzienki.
    4. Ustaw zespół tak, aby element 2C był skierowany w stronę blatu, a element 2D był skierowany do góry. Trzpień urządzenia musi być równoległy do blatu. Dopasuj element 2C zespołu do elementu 2B, tak jak to zostało wykonane wcześniej (krok 2.3.4) podczas dopasowywania zespołu.
    5. Oddziel element 2D od elementu 2C, ostrożnie je rozsuwając. Lekko docisnąć wypustki elementu 2C do ławki, aby zapewnić stabilność podczas tego zadania.
      UWAGA: Zaczepy 2C są dłuższe niż 2D, aby ułatwić tę obsługę.
    6. Użyj kleszczyków, aby przytrzymać opakowanie złącza urządzenia, aby wyjąć je z taśmy i przenieść urządzenie do żądanego pojemnika do przechowywania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby zademonstrować użycie komponentów do obsługi, zaimplementowano opisaną metodologię, która dostosowuje immobilizację mediatora utleniacza do aktywowanego krzemu. Zastosowanie tej chemii do IME w celu zmniejszenia stresu oksydacyjnego zostało opracowane przez Pottera-Bakera i wsp. i zademonstrowane na niefunkcjonalnych krzemowych atrapach sond40. Ta obróbka powierzchni unieruchamia przeciwutleniacz, MnTBAP, na powierzchni krzemu aktywowanej promieniowaniem UV/ozonem poprzez funkcjonaliz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany protokół został opracowany z myślą o obróbce powierzchniowej krzemowych płaskich układów mikroelektrod. Narzędzia drukowane w 3D są dostosowane do układów mikroelektrod w stylu Michigan z niskoprofilowymi złączami50. Niefunkcjonalne sondy zostały zmontowane poprzez przyklejenie sondy silikonowej do wydrukowanych w 3D zakładek za pomocą biokompatybilnego kleju. Wydrukowane w 3D zakładki zostały zaprojektowane z podobnymi wymiarami do złączy stosowanych w dostępnych na rynku urządzeniach. Pl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Treść nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych, Narodowych Instytutów Zdrowia ani rządu Stanów Zjednoczonych.

Podziękowania

To badanie było częściowo wspierane przez Merit Review Award IRX002611 (Capadona) oraz Research Career Scientist Award IK6RX003077 (Capadona) od United States (US) Department of Veterans Affairs Rehabilitation Research and Development Service. Ponadto prace te były również częściowo wspierane przez Narodowy Instytut Zdrowia, Narodowy Instytut Zaburzeń Neurologicznych i R01NS110823 Udaru Mózgu (Capadona/Pancrazio) oraz National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (Krebs).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Metomidek 1-[3-(dimetyloamino)propylo]-3-etylokarbodimidowy (EDC)Sigma-Aldrich165344-1GW postaci stałej, przechowywanej w stanie wysuszonym w temperaturze -20 °;
Stożkowe probówki wirówkowe C 15 mlFisher Scientific14-959-70C
18-funtowy solidny nylonowy / opaski zaciskoweCole-ParmerEW-06830-66Długość 4 cale
Kwas 2-(N-Morfolino)etanosulfonowy (MES)Sigma-Aldrich4432-31-9Stały
3-aminopropylotrietoksysilan (APTES)Sigma-Aldrich440140-100MLPłyn, pojemnik z Sure/ Uszczelka
50 ml stożkowe probówki wirówkoweFisher Scientific14-959-49A Folia
aluminiowaFisher Scientific01-213-103
Aluminiowe naczynia wagoweFisher Scientific08-732-102Średnica 66 mm
Eksykator próżniowy Bel-ArtFisher Scientific08-594-15B
Corning Costar Płytki wielodołkowe z powłoką TCMillipore SigmaCLS3527-100EAPłytka 24-dołkowa, polistyrenowy
klej cyjanoakrylowyLocTiteN/A
Mikroskop cyfrowyKeyenceVHX-S750E
Dyskoteka DAD3350 Piła do krojenia w kostkęDiscoDAD3350Służy do cięcia wafla krzemowego na próbki o wymiarach 1 cm x 1 cm
Dwustronna taśma poliimidowaTaśma kaptonowaPPTDE-1/4¼ ” x 36 jardów.
EP21LVMed – dwuskładnikowy związek epoksydowy o niskiej lepkościMasterbondEP21LVMedSpełnia certyfikat USP klasy VI, spełnia normę ISO 10993-5 w zakresie cytotoksyczności
Maszyna laserowa Epilog Fusion Pro 48EpilogN/ALaser CO2
Taśma piankowaXFastenN/A1/8" Gruby
interfejs Gamry 1010E PotencjostatGamry992-00129
Wysoka precyzja 45° zakrzywiona, stożkowa, bardzo cienka pęseta/kleszczykFisher Scientific12-000-131
Taśma laboratoryjnaFisher Scientific15-901-10L
Mn(III)tetrakis (kwas 4-benzoesowy) porfiryna (MnTBAP)EMD Millipore475870-25MGCiało stałe, przechowywane w temperaturze -20 °
Sól sodowa CN-hydroksysulfosbursztynimidu, ≥ 98% (HPLC)Sigma-Aldrich56485-250MGCiało stałe, przechowywane na sucho w temperaturze 4° C
Anoda z siatki niobowej pokryta platynąTechnicN/APlaterowana 125μ ” z jednej strony z platyny, oprawiony w tytan z (1) 1" x 6" Tytanowy pasek wyśrodkowany na jednym 6" wymiar
Krzemowa planarna matryca mikroelektrod, 16-kanałowyNeuroNexusA1x16-3mm-100-177-CM16LPMateriał elektrody to iryd, grubość trzpienia wynosi 15 i mu; m
Wafel krzemowyUniversity Wafer1575Średnica 100 mm, typ p, domieszkowany borem, zorientowany 100, rezystywność 0,01-0,02 Ohm-cm, grubość 525 um, jednostronnie polerowany, najwyższej jakości
elektroda referencyjna srebro/srebro chlorkoweGamry Instruments930-00015
SolidworksN/A
z płaskim Phillips ze stali nierdzewnejMcMaster Carr96877A629#8-32, 1 1/2", w pełni gwintowana
woda dejonizowana typu IChemWorldCW-DI1-20
Drukarka 3D Ultimaker 3Ultimaker  Nie dotyczy
Ultimaker CuraUltimakerNie dotyczyoprogramowania do drukowania 3D
Ultimaker NFC ABS FilamentDynamicism, Inc.16212,85 mm
Ultimaker NFC PLA FilamentDynamicism, Inc.16092,85 mm
Wakuometr WakuometrMeasureman DirectN/Awypełniony gliceryną, 2-1/2" Rozmiar tarczy, ¼ ” NPT, -30" Hg/-100kpa-0
Nakrętki motylkoweEverbilt934917#8-32, ocynkowane

Bibliografia

  1. Donoghue, J. Bridging the brain to the world: A perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 398 (10081), 1821-1830 (2017).
  3. Ereifej, E. S., et al. Neural engineering: the process, applications, and its role in the future of medicine. Journal of Neural Engineering. 16 (6), 063002(2019).
  4. Nicolas-Alonso, L. F., Gomez-Gil, J. Brain computer interfaces, a review. Sensors (Basel). 12 (2), 1211-1279 (2012).
  5. Leuthardt, E. C., Schalk, G., Moran, D., Ojemann, J. G. The emerging world of motor neuroprosthetics: a neurosurgical perspective. Neurosurgery. 59 (1), 1-14 (2006).
  6. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. Journal of Neural Engineering. 10 (6), 066014(2013).
  7. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  8. Prasad, A., et al. Comprehensive characterization and failure modes of tungsten microwire arrays in chronic neural implants. Journal of Neural Engineering. 9 (5), 056015(2012).
  9. Hermann, J. K., Capadona, J. R. Understanding the role of innate immunity in the response to intracortical microelectrodes. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 46 (4), 341-367 (2018).
  10. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 35 (28), 8049-8064 (2014).
  11. Sawyer, A. J., et al. The effect of inflammatory cell-derived MCP-1 loss on neuronal survival during chronic neuroinflammation. Biomaterials. 35 (25), 6698-6706 (2014).
  12. Prasad, A., Sanchez, J. C. Quantifying long-term microelectrode array functionality using chronic in vivo impedance testing. Journal of Neural Engineering. 9 (2), 026028(2012).
  13. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D. Y., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nature Biomedical Engineering. 1 (11), 862-877 (2017).
  14. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  15. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  16. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, 622524(2021).
  17. Roitbak, T., Sykova, E. Diffusion barriers evoked in the rat cortex by reactive astrogliosis. Glia. 28 (1), 40-48 (1999).
  18. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  19. Cui, X., Martin, D. C. Electrochemical deposition and characterization of poly(3,4-ethylenedioxythiophene) on neural microelectrode arrays. Sensors and Actuators B: Chemical. 89 (1), 92-102 (2003).
  20. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. Journal of Neural Engineering. 3 (1), 59-70 (2006).
  21. Keefer, E. W., Botterman, B. R., Romero, M. I., Rossi, A. F., Gross, G. W. Carbon nanotube coating improves neuronal recordings. Nature Nanotechnology. 3 (7), 434-439 (2008).
  22. Kim, D. -H., Wiler, J. A., Anderson, D. J., Kipke, D. R., Martin, D. C. Conducting polymers on hydrogel-coated neural electrode provide sensitive neural recordings in auditory cortex. Acta Biomaterialia. 6 (1), 57-62 (2010).
  23. He, W., McConnell, G. C., Bellamkonda, R. V. Nanoscale laminin coating modulates cortical scarring response around implanted silicon microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 3 (4), 316-326 (2006).
  24. Azemi, E., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. The surface immobilization of the neural adhesion molecule L1 on neural probes and its effect on neuronal density and gliosis at the probe/tissue interface. Biomaterials. 32 (3), 681-692 (2011).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 034001(2018).
  27. Bedell, H. W., et al. Understanding the effects of both CD14-meditated innate immunity and device/tissue mechanical mismatch in the neuroinflammatory response to intracortical microelectrodes. Frontiers in Neuroscience. 12, 772(2018).
  28. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  29. Sridharan, A., Nguyen, J. K., Capadona, J. R., Muthuswamy, J. Compliant intracortical implants reduce strains and strain rates in brain tissue in vivo. Journal of Neural Engineering. 12 (3), 036002(2015).
  30. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  31. Harris, J. P., et al. In vivo deployment of mechanically adaptive nanocomposites for intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 8 (4), 046010(2011).
  32. Shoffstall, A. J., et al. Characterization of the neuroinflammatory response to Thiol-ene/Acrylate shape memory polymer coated intracortical microelectrodes. Micromachines. 10, 486(2018).
  33. Simon, D. M., et al. Design and demonstration of an intracortical probe technology with tunable modulus. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 105 (1), 159-168 (2017).
  34. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry. B. 2 (17), 2517-2529 (2014).
  35. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  36. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6 (9), 1-12 (2018).
  37. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34 (29), 7001-7015 (2013).
  38. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  39. Potter-Baker, K. A., Capadona, J. R. Reducing the "stress": Antioxidative therapeutic and material approaches may prevent intracortical microelectrode failure. ACS Macro Letters. 4 (3), 275-279 (2015).
  40. Potter-Baker, K. A., et al. Development of superoxide dismutase mimetic surfaces to reduce accumulation of reactive oxygen species for neural interfacing applications. Journal of Materials Chemistry B. 2 (16), 2248-2258 (2014).
  41. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily antioxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  42. Kim, Y., et al. Ventricular delivery of resveratrol improves microelectrode recording performance and reduces oxidative stress. Micromachines. 12, 1446(2021).
  43. Deku, F., et al. Amorphous silicon carbide ultramicroelectrode arrays for neural stimulation and recording. Journal of Neural Engineering. 15 (1), 016007(2018).
  44. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. 28 (12), 1704420(2018).
  45. Kim, Y., et al. Nano-architectural approaches for improved intracortical interface technologies. Frontiers in Neuroscience. 12, 456(2018).
  46. Mahajan, S., et al. Towards standardization of electrophysiology and computational tissue strain in rodent intracortical microelectrode models. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 416(2020).
  47. Suresh, M. V., et al. The protective role of MnTBAP in oxidant-mediated injury and inflammation in a rat model of lung contusion. Surgery. 154 (5), 980-990 (2013).
  48. Liu, D., Shan, Y., Valluru, L., Bao, F. Mn (III) tetrakis (4-benzoic acid) porphyrin scavenges reactive species, reduces oxidative stress, and improves functional recovery after experimental spinal cord injury in rats: comparison with methylprednisolone. BMC Neuroscience. 14 (1), 23(2013).
  49. Munief, W. M., et al. Silane deposition via gas-phase evaporation and high-resolution surface characterization of the ultrathin siloxane coatings. Langmuir. 34 (35), 10217-10229 (2018).
  50. Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).
  51. Staros, J. V., Wright, R. W., Swingle, D. M. Enhancement by N-hydroxysulfosuccinimide of water-soluble carbodiimide-mediated coupling reactions. Analalytical Biochemistry. 156 (1), 220-222 (1986).
  52. Yuan, X., Wolf, N., Mayer, D., Offenhausser, A., Wordenweber, R. Vapor-phase deposition and electronic characterization of 3-Aminopropyltriethoxysilane self-assembled monolayers on silicon dioxide. Langmuir. 35 (25), 8183-8190 (2019).
  53. Montgomery, D. C. Design and Analysis of Experiments. Eighth edition. , John Wiley & Sons, Inc. (2013).
  54. Shoffstall, A. J., Capadona, J. R. Bio-inspired materials and systems for neural interfacing. Current Opinions in Biomedical Engineering. 6, 110-119 (2018).
  55. Skousen, J. L., Tresco, P. A. Neuroprosthetics. Theory and Practice 2nd Edition. , 259-299 (2017).
  56. Michelson, N. J., et al. multi-modal analysis uncovers complex relationship at the brain tissue-implant neural interface: new emphasis on the biological interface. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 033001(2018).
  57. Hofmann, U. G., Capadona, J. R. Editorial: Bridging the gap in neuroelectronic interfaces. Frontiers in Neuroscience. 14, 457(2020).
  58. Usoro, J., Sturgill, B., Musselman, K., Capadona, J. R., Pancrazio, J. J. On the definition of 'chronic' for intracortical microelectrode array applications. Micromachines. 12 (8), 972(2021).
  59. Thompson, C. H., Saxena, A., Heelan, N., Salatino, J., Purcell, E. K. Spatiotemporal patterns of gene expression around implanted silicon electrode arrays. Journal of Neural Engineering. 18 (4), 1741(2021).
  60. Golabchi, A., Woeppel, K. M., Li, X., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. Neuroadhesive protein coating improves the chronic performance of neuroelectronics in mouse brain. Biosensors and Bioelectronics. 155, 112096(2020).
  61. Zheng, X. S., et al. A superoxide scavenging coating for improving tissue response to neural implants. Acta Biomaterialia. 99, 72-83 (2019).
  62. Lee, H. C., et al. Foreign body response to intracortical microelectrodes is not altered with dip-coating of Polyethylene Glycol (PEG). Frontiers in Neuroscience. 11, 513(2017).
  63. Boehler, C., et al. Actively controlled release of Dexamethasone from neural microelectrodes in a chronic in vivo study. Biomaterials. 129, 176-187 (2017).
  64. Hess, A. E., et al. Development of a stimuli-responsive polymer nanocomposite toward biologically optimized, MEMS-based neural probes. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (5), 054009(2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Osadzanie z fazy gazowejekspozycja na roztw r wodnynarz dzia do obs ugi urz dzespektroskopia impedancji elektrycznejspektroskopia fotoelektron w w promieniach Xanaliza elipsometrycznafunkcjonalizacja aminowasieciowanie karbodiimidowe

Powiązane artykuły