Artykuł metodologiczny

Narzędzia do obróbki powierzchniowej krzemowych płaskich mikroelektrod wewnątrzkorowych

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63500

⸱

8 czerwca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 2Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 3Department of Bioengineering, The University of Texas at Dallas

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje narzędzia do obsługi mikroelektrod wewnętrznych z krzemu podczas zabiegów modyfikacji powierzchni poprzez osadzanie gazu i reakcje roztworu wodnego. Szczegółowo wyjaśniono montaż komponentów używanych do obsługi urządzeń podczas całej procedury.

Streszczenie

Mikroelektrody wewnątrzkorowe mają duży potencjał terapeutyczny. Stoją one jednak przed wyzwaniem znacznego obniżenia wydajności po skromnym czasie trwania implantacji. Istotnym czynnikiem przyczyniającym się do obserwowanego spadku jest uszkodzenie tkanki nerwowej proksymalnie implantu i późniejsza reakcja neurozapalna. Wysiłki mające na celu wydłużenie żywotności urządzenia obejmują modyfikacje chemiczne lub nakładanie powłok na powierzchnię urządzenia w celu poprawy odpowiedzi tkanek. Opracowywanie takich metod obróbki powierzchni jest zwykle zakończone przy użyciu niefunkcjonalnych "atrap" sond, które nie mają komponentów elektrycznych wymaganych do zamierzonego zastosowania. Translacja na funkcjonalne urządzenia wymaga dodatkowego rozważenia, biorąc pod uwagę kruchość wewnątrzkorowych układów mikroelektrod. Narzędzia manipulacyjne znacznie ułatwiają obróbkę powierzchni zmontowanych urządzeń, szczególnie w przypadku modyfikacji, które wymagają długiego czasu procedury. Opisane tutaj narzędzia manipulacyjne są używane do obróbki powierzchni poprzez osadzanie w fazie gazowej i ekspozycję na roztwór wodny. Charakterystykę powłoki wykonuje się za pomocą elipsometrii i rentgenowskiej spektroskopii fotoelektronów. Porównanie zapisów spektroskopii impedancji elektrycznej przed i po procedurze powlekania na funkcjonalnych urządzeniach potwierdziło integralność urządzenia po modyfikacji. Opisane narzędzia można łatwo dostosować do alternatywnych urządzeń elektrodowych i metod leczenia, które zachowują kompatybilność chemiczną.

Wprowadzenie

Urządzenia neuroprotetyczne mają na celu przywrócenie upośledzonych lub utraconych zdolności sensorycznych i motorycznych u szerokiej grupy pacjentów, w tym u osób z urazami rdzenia kręgowego, stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS), mózgowym porażeniem dzieci lub po amputacjach1,2,3. Wewnątrzkorowe mikroelektrody (IMEs) mogą ustanowić drogę komunikacji pomiędzy neuronami kory mózgowej a urządzeniami służącymi do sterowania neuroprotezami. Wyraźną zaletą mikroelektrod wewnątrzkorowych jest ich zdolność do rejestrowania sygnałów neuronalnych z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową, co jest pożądane w późniejszym przetwarzaniu sygnałów i sterowaniu interfejsami mózg-komputer4,5. Niestety wydajność mikroelektrod wewnątrzkorowych drastycznie spada w ciągu od kilku miesięcy do roku po implantacji2,6,7,8. Utrata jakości i stabilności sygnału negatywnie wpływa na zastosowanie tej technologii.

Istotnym czynnikiem przyczyniającym się do obserwowanego spadku wydajności jest odpowiedź biotyczna na uszkodzenia tkanek związane z implantacją oraz chroniczny stan zapalny układu nerwowego9,10,11. Implantacja IMEs powoduje uszkodzenie tkanki mózgowej, co prowadzi do uwalniania cząsteczek sygnałowych inicjujących kaskady reakcyjnych procesów obronnych komórek. Przewlekłe sprzężenie potęguje odpowiedź na ciało obce, prowadząc do utrzymującego się stanu zapalnego neuronów, który uszkadza tkankę w bezpośrednim sąsiedztwie urządzenia; objawia się to często poprzez bliznowacenie oraz lokalną neurodegenerację, co przyczynia się do pogorszenia jakości rejestrowanego sygnału12,13,14,15. Blizna otaczająca elektrodę, składająca się z gęstego konglomeratu astrocytów z włączonymi aktywowanymi mikroglejami i makrofagami, tworzy niekorzystne środowisko lokalne z ograniczonym transportem materiałów i lokalną akumulacją czynników zapalnych16,15,16,17,18.

Wiele badań opisało reakcję mózgu na wewnątrzkorowe mikroelektrody lub podejścia mające na celu złagodzenie tej odpowiedzi7. Badania i prace rozwojowe nad poprawą odpowiedzi tkankowej obejmowały szereg strategii, w tym modyfikacje ogólnej struktury, topologii powierzchni, materiałów oraz stosowanie powłok. Działania te mają na celu zminimalizowanie uszkodzeń powstałych podczas implantacji, wprowadzenie korzystniejszego interfejsu między urządzeniem a komórkami sąsiadującymi lub zmniejszenie naprężeń tkankowych po implantacji urządzeń7. Metody ukierunkowane specjalnie na chroniczną odpowiedź biologiczną doprowadziły do opracowania kilku powłok bioaktywnych, których celem jest stabilizacja miejsca implantacji i chemiczne wspomaganie kondycji komórek. Przykłady obejmują polimery przewodzące, takie jak poli(etylenodioksytiofen) (PEDOT)19,20, nanorurki węglowe21, hydrożele22 oraz dodawanie cząsteczek bioaktywnych i leków w celu oddziaływania na konkretne procesy komórkowe23,24,25. Nasza grupa badawcza w szczególności badała wiele mechanizmów mających na celu redukcję odpowiedzi zapalnej na implantowane mikroelektrody, w tym między innymi: minimalizację urazu związanego z implantacją urządzenia26, minimalizację niedopasowania sztywności między urządzeniem a tkanką27,28,29,30,31,32,33, optymalizację procedur sterylizacji34,35, redukcję stresu oksydacyjnego/uszkodzeń28,36,37,38,39,40,41,42, badanie alternatywnych materiałów elektrodowych43 oraz naśladowanie nanoarchitektury naturalnej macierzy zewnątrzkomórkowej44,45,46. Obecnie zainteresowaniem jest opracowanie biomimetycznych powłok powierzchniowych, aby bezpośrednio złagodzić odpowiedź neurozapalną na interfejsie mikroelektroda-tkanka39.

Modyfikacja interfejsu oferuje unikalną korzyść w postaci bezpośredniego celowania w ranę oraz w tkankę proksymalną, niezbędną do rejestracji sygnałów. Obróbka powierzchniowa, która wspomaga gojenie bez nasilania odpowiedzi immunologicznej, może przedłużyć czas wysokiej jakości rejestracji i usunąć ograniczenia w realizacji potencjału terapeutycznego i badawczego mikroelektrod wewnątrzkorowych. Przedstawiona praca szczegółowo opisuje metody nakładania powłok powierzchniowych na macierze mikroelektrod, które wymagają wydłużonego czasu reakcji, przy jednoczesnym uwzględnieniu delikatności tych urządzeń. Przedstawiona technika ma na celu udostępnienie metod modyfikacji powierzchni dla funkcjonalnych urządzeń, których nie można manipulować podczas aplikacji powłoki. Zaprezentowano narzędzia do obsługi niefunkcjonalnych sond pozornych oraz funkcjonalnych planarnych krzemowych macierzy mikroelektrod.

Przedstawione podejście do modyfikacji powierzchni elektrody umożliwia bezpieczne zawieszenie niefunkcjonalnych sond kontrolnych lub funkcjonalnych płaskich macierzy elektrod krzemowych w celu osadzania z fazy gazowej oraz reakcji z roztworami wodnymi. Do obsługi tych delikatnych urządzeń wykorzystuje się kilka elementów wydrukowanych w technologii 3D (Rysunek 1 oraz Rysunek 2). Przedstawiono przykład procedury wykorzystującej zarówno etapy w fazie gazowej, jak i w roztworze do modyfikacji powierzchni powłoką przeciwutleniającą, obejmującej immobilizację porfiryny Mn(III)tetrakis (kwasu 4-benzoesowego) (MnTBAP). MnTBAP jest syntetyczną metalloporfiryną o właściwościach przeciwutleniających z udowodnionym działaniem modulującym stany zapalne47,48. Przedstawiony przykład na funkcjonalnych płaskich macierzach elektrod krzemowych potwierdza aktualizację wcześniej opisanego protokołu dla urządzeń niefunkcjonalnych40. Adaptacja techniki osadzania z fazy gazowej od Muniefa i wsp.. potwierdza zgodność protokołu z funkcjonalnymi elektrodami49. Osadzanie z fazy gazowej jest wykorzystywane do funkcjonalizacji powierzchni grupami aminowymi w przygotowaniu do reakcji w środowisku wodnym z wykorzystaniem chemii sieciowania karbodiimidowego w celu immobilizacji aktywnego MnTBAP. Opracowana tutaj metodologia obsługi stanowi platformę, którą można modyfikować w celu zastosowania innych powłok i podobnych urządzeń.

Protokół przedstawia podejście z wykorzystaniem niefunkcjonalnych sond pozornych, składających się z krzemowego trzpienia i wydrukowanej w technologii 3D zakładki o wymiarach zbliżonych do funkcjonalnych krzemowych płaskich macierzy elektrod. Obudowa złącza urządzenia jest traktowana w niniejszej instrukcji analogicznie do wydrukowanej w technologii 3D zakładki niefunkcjonalnej sondy pozornej.

Schemat równowagi statycznej przedstawiający komponenty mechaniczne ze strzałkami wskazującymi punkty naprężeń.
Rycina 1: Wydrukowane w technologii 3D elementy do manipulowania urządzeniami funkcjonalnymi podczas osadzania w fazie gazowej w deskryptorze próżniowym. (A) Podstawa struktury zawiera uchwyty na kwadratowe próbki krzemu o wymiarach 1 cm x 1 cm (górna strzałka) oraz otwory do mocowania do płyty deskryptora (dolna strzałka). (B) Płyta służy do stabilizacji zawieszenia urządzeń. W dalszej części tekstu każdy element na tej rycinie będzie określany jako element 1A lub 1B. Skala = 1 cm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Projekt CAD wydrukowanych w 3D niestandardowych uchwytów; schemat części oznaczonych literami A-E dla układu analitycznego.
Rysunek 2: Wydrukowane w 3D elementy do obsługi funkcjonalnych urządzeń w celu przeprowadzenia reakcji powierzchniowej w roztworze wodnym. (A) Element prowadzący, który należy przykleić do pokrywy płytki hodowlanej. (B) Elementy laboratoryjne służące do stabilizacji części (C) i (D) podczas montażu. Części (C) i (D) wspólnie zabezpieczają zawieszenie urządzeń w celu ich umieszczenia w płytce z dołkami, a element (E) dodatkowo mocuje części (C) i (D) do pokrywy płytki z dołkami. W dalszej części tekstu poszczególne elementy na każdym panelu tego rysunku będą określane numerami części odpowiadającymi numerowi panelu tego rysunku. Pasek skali = 1 cm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie pliki kodów do druku 3D znajdują się w Uzupełniających Plikach Kodów 1-16. Analiza przedstawiona w Reprezentatywnych wynikach została opisana z użyciem komercyjnie nabytych planarnych matryc elektrod krzemowych (patrz Tabela Materiałów).

1. Przygotowanie zestawu do osadzania w fazie gazowej w deskrypcie próżniowym

UWAGA: Złożony aparat do manipulacji i mocowania urządzeń podczas osadzania w fazie gazowej przedstawiono na Rysunku 3. Kroki 1.1-1.8 opisują procedurę niezbędną do umieszczenia urządzeń w aparacie do osadzania (Rysunek 4A).

Grzebień do elektroforezy, integralny element zestawu do elektroforezy żelowej, wspomagający proces rozdziału DNA.
Rysunek 3: Montaż wydrukowanych w technologii 3D elementów służących do obsługi urządzeń funkcjonalnych podczas osadzania w fazie gazowej. Na zdjęciu przedstawiono zestaw bez próbek przeznaczonych do powlekania. Do połączenia elementów 1A i 2B użyto śrub i nakrętek motylkowych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat zestawu do elektroforezy; tacka do odlewania żelu, rozmieszczenie grzebienia pokazujące proces rozdzielania białek.
Rysunek 4: Obraz montażu i rozmieszczenia próbek do powlekania. Schemat ten opisuje postępowanie z funkcjonalnymi urządzeniami podczas osadzania w fazie gazowej zabezpieczonych w deskrykatorze próżniowym. (A) Dwustronna taśma poliimidowa umieszczona na elemencie 1A i taśma piankowa umieszczona na 1B. (B) Urządzenia przymocowane do taśmy. (C) Śruby i nakrętki motylkowe służą do mocowania elementów 1B do 1A, a cały zestaw jest przytwierdzony do tacy deskrykatora za pomocą opasek zaciskowych (czerwone strzałki). (D) Próbki w postaci kwadratów krzemowych o wymiarach 1 cm x 1 cm są umieszczane w odpowiednich uchwytach. (E) Aluminiowa tacka wagowa i manometr są umieszczone w deskrykatorze w pokazanej orientacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. W celu przygotowania obróbki powierzchniowej należy przygotować próbki materiału podłoża urządzeń w kształcie kwadratów o wymiarach 1 cm x 1 cm.
    1. W przypadku próbek krzemowych (wybranych dla niniejszego protokołu) należy pociąć wafelek krzemowy na kwadraty 1 cm x 1 cm za pomocą maszyny do dicingu wafli (patrz Tabela materiałów).
  2. Należy wydrukować lub przygotować elementy 1A (Rycina 1A, Plik kodujący uzupełniający 1, Plik kodujący uzupełniający 2) oraz 1B (Rycina 1B, Plik kodujący uzupełniający 3, Plik kodujący uzupełniający 4).
  3. Do elementu 1A należy przykleić dwustronną taśmę polimidową, a do elementu 1B przymocować pasek pianki o grubości 1/8" z jednostronnym klejem.
  4. Opakowanie złącza urządzenia należy przykleić do taśmy na elemencie 1A.
    UWAGA: Optymalna orientacja złącza na taśmie powinna sprawić, że trzon będzie zawieszony nad krawędzią, jak pokazano na Rycini 4B.
  5. Należy połączyć element 1A i element 1B (Rycina 4C). Należy wyrównać otwory i zabezpieczyć je za pomocą śrub ze stali nierdzewnej oraz nakrętek motylkowych (patrz Tabela materiałów).
  6. Za pomocą opasek zaciskowych należy przymocować cały zespół do tacy desykatora próżniowego, wykorzystując otwory w dolnej części elementu 1A, jak pokazano na Rycini 4C.
  7. Jeśli dotyczy, należy umieścić kwadratowe próbki materiału w szczelinach na dole ramy (Rycina 4D). W tym przypadku jako przykład zastosowano pocięte próbki wafla krzemowego o wymiarach 1 cm x 1 cm.
    UWAGA: Dokładny materiał musi odpowiadać podłożu traktowanego urządzenia, co będzie zależeć od rodzaju urządzenia.
  8. Proces osadzania w fazie gazowej należy przeprowadzić, umieszczając roztwór w odpowiednim naczyniu wewnątrz desykatora próżniowego, naprzeciwko i w jednej linii z zamocowanym zespołem.
    UWAGA: Jako przykład zastosowano tutaj aluminiowe naczynia wagowe jako naczynia do osadzania (3-aminopropyl)trietoksysilanu (APTES).
    1. Wewnątrz desykatora należy umieścić manometr próżniowy (patrz Tabela materiałów), aby zapisać dokładne ciśnienie. Port pokrywy desykatora należy ustawić w pobliżu zamocowanego zespołu i w jednej linii z roztworem (Rycina 4E).
      UWAGA: Dalsze szczegóły dotyczące tej metody osadzania w fazie gazowej opisano w wcześniej opublikowanej literaturze 49.

2. Zespół manipulacyjny do reakcji powierzchniowej via roztwór wodny

UWAGA: Elementy i zmontowana aparatura do manipulacji i mocowania urządzeń podczas osadzania w fazie wodnej oraz obróbki powierzchniowej przedstawione są na rysunkach 5-7. Poniższe kroki szczegółowo opisują procedurę niezbędną do umieszczenia urządzeń w aparaturze w celu osadzania i obróbki.

Schemat komponentów spektroskopowych z uchwytami na kuwety i filtrami dla zestawu do analizy optycznej.
Rysunek 5: Montaż elementów wydrukowanych w technologii 3D do obsługi urządzeń funkcjonalnych dla reakcji powierzchniowej zachodzącej w roztworze wodnym. (A) Element prowadzący, który należy przykleić do pokrywki płytki hodowlanej. (B) Element blatowy służący do stabilizacji elementów (C) i (D) podczas montażu. Elementy (C) i (D) wspólnie zabezpieczają zawieszenie urządzeń w celu umieszczenia ich w płytce wielodołkowej. Element (E) dodatkowo mocuje elementy (C) i (D) do pokrywki płytki wielodołkowej. Dwustronna taśma poliamidowa została umieszczona w dolnej części elementu (C), a taśma piankowa w dolnej części elementu (D) (oba zaznaczone czerwonymi ramkami). Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Układ spektroskopowy na mikropłytce z uchwytami na próbki do analizy optycznej i eksperymentów.
Rycina 6: Pokrywa płytki do hodowli komórkowej wyposażona w 6 prowadnic (część 2A). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Kroki montażu urządzenia mikrofluidycznego, w tym konfiguracja komponentów do testów biologicznych.
Rycina 7: Kolejność mocowania i ładowania sond dla reakcji w roztworze. Kolory części zostały zmienione na tej rycinie w celu zapewnienia przejrzystości obrazu. Są to te same części, co na Rycynie 5 i Rycynie 6. (A) Element 2C zostaje umieszczony w elemencie 2B, a urządzenie zostaje przymocowane do zaklejonej taśmą części elementu 2C. (B) Element 2D pasuje do elementu 2C, tworząc zespół, który podtrzymuje trzpień urządzenia. (C) Zespół złożony z elementów 2C, 2D oraz urządzenia zostaje ostrożnie umieszczony na pokrywie płytki wielodołkowej przy użyciu prowadnika. (D) Element 2E zostaje dopasowany na górze zespołu, aby dodatkowo zabezpieczyć pokrywę. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Wykonaj pokrywkę do płytki wielodobowej, aby zawiesić macierz elektrod urządzenia w roztworze (Rycina 6). Niniejszy protokół opisuje zastosowanie płytki 24-dołkowej.
    1. Wytnij prostokątne otwory o wymiarach 19 mm x 10,5 mm w pokrywce płytki wielodobowej, używając wycinarki laserowej lub ręcznie za pomocą noża introligatorskiego. Liczba otworów powinna odpowiadać liczbie urządzeń przeznaczonych do obróbki.
      UWAGA: Dla ułatwienia montażu zaleca się obróbkę sześciu urządzeń na jednej płytce lub co najmniej rozmieszczenie otworów nad dołkami, które nie sąsiadują ze sobą (Rycina 6).
    2. Wydrukuj lub zdobądź odpowiednią liczbę prowadnic (element 2A (Rycina 2A), Supplementary Coding File 5, Supplementary Coding File 6).
    3. Użyj kleju cyjanoakrylowego, aby przymocować prowadnice do pokrywki. Podczas klejenia wyrównaj prostokątne otwory w prowadnicach i pokrywkach, aby upewnić się, że otwór prostokątny w prowadnicy nie jest zablokowany, jak pokazano na Rycynie 6.
  2. Napełnij płytkę wielodobową pożądanym roztworem w miejscach, w których będzie odbywać się obróbka. Dla celów przykładowych roztwór składa się z EDC i Sulfo-NHS (zob. Tabela materiałów) w buforze MES.
    UWAGA: Objętość roztworu zależy od wymiarów urządzenia elektrodowego. Dla macierzy mikroelektrod typu Michigan (zob. Tabela materiałów) z niskoprofilowymi złączami 8,6 mm i długością trzpienia 3 mm, luz wynosi ~9 mm50. Użycie 2 mL roztworu pozwoli na całkowite zanurzenie trzpienia urządzenia, podczas gdy reszta urządzenia pozostanie poza roztworem reakcyjnym.
    1. Jeśli do potwierdzenia obróbki powierzchni stosowane są próbki podłoża, umieść kwadratowe próbki materiału w dołku płytki i zanurz je w roztworze reakcyjnym.
  3. Bezpiecznie zawieś urządzenia (zob. Tabela materiałów) w płytce wielodobowej. Kolejność działań przedstawiono na Rycynie 7.
    1. Przyklej element 2B (Rycina 2B, Supplementary Coding File 7, Supplementary Coding File 8) taśmą do blatu roboczego (Rycina 7A).
    2. Naklej dwustronną taśmę polimidową, aby pokryć podstawę elementu 2C (Rycina 2C, Supplementary Coding File 9, Supplementary Coding File 10).
    3. Naklej 1/8" taśmę piankową z jednostronnym klejem, aby pokryć podstawę elementu 2D (Rycina 2D, Supplementary Coding File 11, Supplementary Coding File 12).
    4. Wsuń element 2C w rowek elementu 2B (Rycina 7A).
    5. Przyklej opakowanie złącza urządzenia do taśmy, orientując je tak, aby długość trzpienia urządzenia była zawieszona (Rycina 7B).
    6. Zabeziecz urządzenie, wsuwając element 2D (pokazany na pomarańczowo na Rycynie 7) w element 2C. Ten zestaw skutecznie unieruchamia urządzenie między elementami narzędzia (Rycina 7B).
    7. Trzymając krawędzie zestawu, ostrożnie go podnieś, aby zdjąć z elementu 2A.
    8. Włóż zestaw do pokrywki, dopasowując półkola skierowane na zewnątrz w elementach 2C i 2D do odpowiadających im prowadnic w elemencie 2A (pokazanych na zielono na Rycynie 7C).
    9. Zabezpiecz położenie zestawu, mocując na wcisk element 2E (Rycina 2E) nad prowadnicami (pokazanymi na zielono na Rycynie 7D, Supplementary Coding File 13, Supplementary Coding File 14).
    10. W przypadku reakcji, które wymagają ciągłego mieszania roztworu, wstrząsaj płytką wielodobową. Przenieś zmontowaną płytkę na stół wstrząsowy i uruchom z prędkością poniżej 100 rpm.
  4. Jeśli wymagane są wielokrotne reakcje w roztworze lub etapy płukania, ostrożnie przenieś pokrywkę do nowej płytki wielodobowej z pożądanym roztworem (roztworami) rozdzielonymi do odpowiednich dołków.
    UWAGA: Krok 2.4 jest opcjonalny.
  5. Wyjmij urządzenia z płytki wielodobowej.
    1. Przyklej element 2B taśmą do blatu roboczego.
    2. Zdejmij element 2E z pokrywki.
    3. Ostrożnie wyjmij zestaw trzymający urządzenie z płytki wielodobowej.
    4. Zorientuj zestaw tak, aby element 2C był skierowany w stronę blatu, a element 2D był skierowany do góry. Trzpienie urządzeń muszą być równoległe do blatu. Wsuń element 2C zestawu w element 2B, tak jak zrobiono to wcześniej (krok 2.3.4) podczas montażu zestawu.
    5. Oddziel element 2D od elementu 2C, ostrożnie je rozdzielając. Wywrzyj lekki nacisk na wypustki elementu 2C w stronę blatu, aby zapewnić stabilność podczas tej czynności.
      UWAGA: Wypustki elementu 2C są dłuższe niż wypustki elementu 2D, aby ułatwić tę operację.
    6. Użyj pęsety, aby chwycić opakowanie złącza urządzenia, zdjąć je z taśmy i przenieść urządzenie do pożądanego pojemnika do przechowywania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W celu zademonstrowania zastosowania komponentów manipulacyjnych, opisana metodologia została wdrożona w celu adaptacji immobilizacji mediatora utleniającego na krzemie aktywowanym. Zastosowanie tej chemii w IME w celu redukcji stresu oksydacyjnego zostało opracowane przez zespół Potter-Baker i in. oraz zaprezentowane na niefunkcjonalnych krzemowych sondach kontrolnych40. Ta obróbka powierzchni immobilizuje przeciwutleniacz, MnTBAP, na powierzchni krzemu aktywowanej UV/ozonem poprzez funk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany protokół został opracowany z myślą o obróbce powierzchniowej krzemowych płaskich układów mikroelektrod. Narzędzia drukowane w 3D są dostosowane do układów mikroelektrod w stylu Michigan z niskoprofilowymi złączami50. Niefunkcjonalne sondy zostały zmontowane poprzez przyklejenie sondy silikonowej do wydrukowanych w 3D zakładek za pomocą biokompatybilnego kleju. Wydrukowane w 3D zakładki zostały zaprojektowane z podobnymi wymiarami do złączy stosowanych w dostępnych na rynku urządzeniach. Pl...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Treść nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych, Narodowych Instytutów Zdrowia ani rządu Stanów Zjednoczonych.

Podziękowania

To badanie było częściowo wspierane przez Merit Review Award IRX002611 (Capadona) oraz Research Career Scientist Award IK6RX003077 (Capadona) od United States (US) Department of Veterans Affairs Rehabilitation Research and Development Service. Ponadto prace te były również częściowo wspierane przez Narodowy Instytut Zdrowia, Narodowy Instytut Zaburzeń Neurologicznych i R01NS110823 Udaru Mózgu (Capadona/Pancrazio) oraz National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (Krebs).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Metomidek 1-[3-(dimetyloamino)propylo]-3-etylokarbodimidowy (EDC)Sigma-Aldrich165344-1GW postaci stałej, przechowywanej w stanie wysuszonym w temperaturze -20 °;
Stożkowe probówki wirówkowe C 15 mlFisher Scientific14-959-70C
18-funtowy solidny nylonowy / opaski zaciskoweCole-ParmerEW-06830-66Długość 4 cale
Kwas 2-(N-Morfolino)etanosulfonowy (MES)Sigma-Aldrich4432-31-9Stały
3-aminopropylotrietoksysilan (APTES)Sigma-Aldrich440140-100MLPłyn, pojemnik z Sure/ Uszczelka
50 ml stożkowe probówki wirówkoweFisher Scientific14-959-49A Folia
aluminiowaFisher Scientific01-213-103
Aluminiowe naczynia wagoweFisher Scientific08-732-102Średnica 66 mm
Eksykator próżniowy Bel-ArtFisher Scientific08-594-15B
Corning Costar Płytki wielodołkowe z powłoką TCMillipore SigmaCLS3527-100EAPłytka 24-dołkowa, polistyrenowy
klej cyjanoakrylowyLocTiteN/A
Mikroskop cyfrowyKeyenceVHX-S750E
Dyskoteka DAD3350 Piła do krojenia w kostkęDiscoDAD3350Służy do cięcia wafla krzemowego na próbki o wymiarach 1 cm x 1 cm
Dwustronna taśma poliimidowaTaśma kaptonowaPPTDE-1/4¼ ” x 36 jardów.
EP21LVMed – dwuskładnikowy związek epoksydowy o niskiej lepkościMasterbondEP21LVMedSpełnia certyfikat USP klasy VI, spełnia normę ISO 10993-5 w zakresie cytotoksyczności
Maszyna laserowa Epilog Fusion Pro 48EpilogN/ALaser CO2
Taśma piankowaXFastenN/A1/8" Gruby
interfejs Gamry 1010E PotencjostatGamry992-00129
Wysoka precyzja 45° zakrzywiona, stożkowa, bardzo cienka pęseta/kleszczykFisher Scientific12-000-131
Taśma laboratoryjnaFisher Scientific15-901-10L
Mn(III)tetrakis (kwas 4-benzoesowy) porfiryna (MnTBAP)EMD Millipore475870-25MGCiało stałe, przechowywane w temperaturze -20 °
Sól sodowa CN-hydroksysulfosbursztynimidu, ≥ 98% (HPLC)Sigma-Aldrich56485-250MGCiało stałe, przechowywane na sucho w temperaturze 4° C
Anoda z siatki niobowej pokryta platynąTechnicN/APlaterowana 125μ ” z jednej strony z platyny, oprawiony w tytan z (1) 1" x 6" Tytanowy pasek wyśrodkowany na jednym 6" wymiar
Krzemowa planarna matryca mikroelektrod, 16-kanałowyNeuroNexusA1x16-3mm-100-177-CM16LPMateriał elektrody to iryd, grubość trzpienia wynosi 15 i mu; m
Wafel krzemowyUniversity Wafer1575Średnica 100 mm, typ p, domieszkowany borem, zorientowany 100, rezystywność 0,01-0,02 Ohm-cm, grubość 525 um, jednostronnie polerowany, najwyższej jakości
elektroda referencyjna srebro/srebro chlorkoweGamry Instruments930-00015
SolidworksN/A
z płaskim Phillips ze stali nierdzewnejMcMaster Carr96877A629#8-32, 1 1/2", w pełni gwintowana
woda dejonizowana typu IChemWorldCW-DI1-20
Drukarka 3D Ultimaker 3Ultimaker  Nie dotyczy
Ultimaker CuraUltimakerNie dotyczyoprogramowania do drukowania 3D
Ultimaker NFC ABS FilamentDynamicism, Inc.16212,85 mm
Ultimaker NFC PLA FilamentDynamicism, Inc.16092,85 mm
Wakuometr WakuometrMeasureman DirectN/Awypełniony gliceryną, 2-1/2" Rozmiar tarczy, ¼ ” NPT, -30" Hg/-100kpa-0
Nakrętki motylkoweEverbilt934917#8-32, ocynkowane

Bibliografia

  1. Donoghue, J. Bridging the brain to the world: A perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 398 (10081), 1821-1830 (2017).
  3. Ereifej, E. S., et al. Neural engineering: the process, applications, and its role in the future of medicine. Journal of Neural Engineering. 16 (6), 063002(2019).
  4. Nicolas-Alonso, L. F., Gomez-Gil, J. Brain computer interfaces, a review. Sensors (Basel). 12 (2), 1211-1279 (2012).
  5. Leuthardt, E. C., Schalk, G., Moran, D., Ojemann, J. G. The emerging world of motor neuroprosthetics: a neurosurgical perspective. Neurosurgery. 59 (1), 1-14 (2006).
  6. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. Journal of Neural Engineering. 10 (6), 066014(2013).
  7. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  8. Prasad, A., et al. Comprehensive characterization and failure modes of tungsten microwire arrays in chronic neural implants. Journal of Neural Engineering. 9 (5), 056015(2012).
  9. Hermann, J. K., Capadona, J. R. Understanding the role of innate immunity in the response to intracortical microelectrodes. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 46 (4), 341-367 (2018).
  10. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 35 (28), 8049-8064 (2014).
  11. Sawyer, A. J., et al. The effect of inflammatory cell-derived MCP-1 loss on neuronal survival during chronic neuroinflammation. Biomaterials. 35 (25), 6698-6706 (2014).
  12. Prasad, A., Sanchez, J. C. Quantifying long-term microelectrode array functionality using chronic in vivo impedance testing. Journal of Neural Engineering. 9 (2), 026028(2012).
  13. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D. Y., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nature Biomedical Engineering. 1 (11), 862-877 (2017).
  14. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  15. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  16. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, 622524(2021).
  17. Roitbak, T., Sykova, E. Diffusion barriers evoked in the rat cortex by reactive astrogliosis. Glia. 28 (1), 40-48 (1999).
  18. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  19. Cui, X., Martin, D. C. Electrochemical deposition and characterization of poly(3,4-ethylenedioxythiophene) on neural microelectrode arrays. Sensors and Actuators B: Chemical. 89 (1), 92-102 (2003).
  20. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. Journal of Neural Engineering. 3 (1), 59-70 (2006).
  21. Keefer, E. W., Botterman, B. R., Romero, M. I., Rossi, A. F., Gross, G. W. Carbon nanotube coating improves neuronal recordings. Nature Nanotechnology. 3 (7), 434-439 (2008).
  22. Kim, D. -H., Wiler, J. A., Anderson, D. J., Kipke, D. R., Martin, D. C. Conducting polymers on hydrogel-coated neural electrode provide sensitive neural recordings in auditory cortex. Acta Biomaterialia. 6 (1), 57-62 (2010).
  23. He, W., McConnell, G. C., Bellamkonda, R. V. Nanoscale laminin coating modulates cortical scarring response around implanted silicon microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 3 (4), 316-326 (2006).
  24. Azemi, E., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. The surface immobilization of the neural adhesion molecule L1 on neural probes and its effect on neuronal density and gliosis at the probe/tissue interface. Biomaterials. 32 (3), 681-692 (2011).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 034001(2018).
  27. Bedell, H. W., et al. Understanding the effects of both CD14-meditated innate immunity and device/tissue mechanical mismatch in the neuroinflammatory response to intracortical microelectrodes. Frontiers in Neuroscience. 12, 772(2018).
  28. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  29. Sridharan, A., Nguyen, J. K., Capadona, J. R., Muthuswamy, J. Compliant intracortical implants reduce strains and strain rates in brain tissue in vivo. Journal of Neural Engineering. 12 (3), 036002(2015).
  30. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  31. Harris, J. P., et al. In vivo deployment of mechanically adaptive nanocomposites for intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 8 (4), 046010(2011).
  32. Shoffstall, A. J., et al. Characterization of the neuroinflammatory response to Thiol-ene/Acrylate shape memory polymer coated intracortical microelectrodes. Micromachines. 10, 486(2018).
  33. Simon, D. M., et al. Design and demonstration of an intracortical probe technology with tunable modulus. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 105 (1), 159-168 (2017).
  34. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry. B. 2 (17), 2517-2529 (2014).
  35. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  36. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6 (9), 1-12 (2018).
  37. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34 (29), 7001-7015 (2013).
  38. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  39. Potter-Baker, K. A., Capadona, J. R. Reducing the "stress": Antioxidative therapeutic and material approaches may prevent intracortical microelectrode failure. ACS Macro Letters. 4 (3), 275-279 (2015).
  40. Potter-Baker, K. A., et al. Development of superoxide dismutase mimetic surfaces to reduce accumulation of reactive oxygen species for neural interfacing applications. Journal of Materials Chemistry B. 2 (16), 2248-2258 (2014).
  41. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily antioxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  42. Kim, Y., et al. Ventricular delivery of resveratrol improves microelectrode recording performance and reduces oxidative stress. Micromachines. 12, 1446(2021).
  43. Deku, F., et al. Amorphous silicon carbide ultramicroelectrode arrays for neural stimulation and recording. Journal of Neural Engineering. 15 (1), 016007(2018).
  44. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. 28 (12), 1704420(2018).
  45. Kim, Y., et al. Nano-architectural approaches for improved intracortical interface technologies. Frontiers in Neuroscience. 12, 456(2018).
  46. Mahajan, S., et al. Towards standardization of electrophysiology and computational tissue strain in rodent intracortical microelectrode models. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 416(2020).
  47. Suresh, M. V., et al. The protective role of MnTBAP in oxidant-mediated injury and inflammation in a rat model of lung contusion. Surgery. 154 (5), 980-990 (2013).
  48. Liu, D., Shan, Y., Valluru, L., Bao, F. Mn (III) tetrakis (4-benzoic acid) porphyrin scavenges reactive species, reduces oxidative stress, and improves functional recovery after experimental spinal cord injury in rats: comparison with methylprednisolone. BMC Neuroscience. 14 (1), 23(2013).
  49. Munief, W. M., et al. Silane deposition via gas-phase evaporation and high-resolution surface characterization of the ultrathin siloxane coatings. Langmuir. 34 (35), 10217-10229 (2018).
  50. Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).
  51. Staros, J. V., Wright, R. W., Swingle, D. M. Enhancement by N-hydroxysulfosuccinimide of water-soluble carbodiimide-mediated coupling reactions. Analalytical Biochemistry. 156 (1), 220-222 (1986).
  52. Yuan, X., Wolf, N., Mayer, D., Offenhausser, A., Wordenweber, R. Vapor-phase deposition and electronic characterization of 3-Aminopropyltriethoxysilane self-assembled monolayers on silicon dioxide. Langmuir. 35 (25), 8183-8190 (2019).
  53. Montgomery, D. C. Design and Analysis of Experiments. Eighth edition. , John Wiley & Sons, Inc. (2013).
  54. Shoffstall, A. J., Capadona, J. R. Bio-inspired materials and systems for neural interfacing. Current Opinions in Biomedical Engineering. 6, 110-119 (2018).
  55. Skousen, J. L., Tresco, P. A. Neuroprosthetics. Theory and Practice 2nd Edition. , 259-299 (2017).
  56. Michelson, N. J., et al. multi-modal analysis uncovers complex relationship at the brain tissue-implant neural interface: new emphasis on the biological interface. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 033001(2018).
  57. Hofmann, U. G., Capadona, J. R. Editorial: Bridging the gap in neuroelectronic interfaces. Frontiers in Neuroscience. 14, 457(2020).
  58. Usoro, J., Sturgill, B., Musselman, K., Capadona, J. R., Pancrazio, J. J. On the definition of 'chronic' for intracortical microelectrode array applications. Micromachines. 12 (8), 972(2021).
  59. Thompson, C. H., Saxena, A., Heelan, N., Salatino, J., Purcell, E. K. Spatiotemporal patterns of gene expression around implanted silicon electrode arrays. Journal of Neural Engineering. 18 (4), 1741(2021).
  60. Golabchi, A., Woeppel, K. M., Li, X., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. Neuroadhesive protein coating improves the chronic performance of neuroelectronics in mouse brain. Biosensors and Bioelectronics. 155, 112096(2020).
  61. Zheng, X. S., et al. A superoxide scavenging coating for improving tissue response to neural implants. Acta Biomaterialia. 99, 72-83 (2019).
  62. Lee, H. C., et al. Foreign body response to intracortical microelectrodes is not altered with dip-coating of Polyethylene Glycol (PEG). Frontiers in Neuroscience. 11, 513(2017).
  63. Boehler, C., et al. Actively controlled release of Dexamethasone from neural microelectrodes in a chronic in vivo study. Biomaterials. 129, 176-187 (2017).
  64. Hess, A. E., et al. Development of a stimuli-responsive polymer nanocomposite toward biologically optimized, MEMS-based neural probes. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (5), 054009(2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Osadzanie z fazy gazowejekspozycja na roztw r wodnynarz dzia do obs ugi urz dzespektroskopia impedancji elektrycznejspektroskopia fotoelektron w w promieniach Xanaliza elipsometrycznafunkcjonalizacja aminowasieciowanie karbodiimidowe

Powiązane artykuły