Artykuł metodologiczny

Chirurgiczny model niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową u tybetańskich świnek miniaturowych

DOI:

10.3791/63526

⸱

18 lutego 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute, 2Department of Cardiovascular Surgery, the First Affiliated Hospital, Jinan University, 3College of Veterinary Medicine, South China Agricultural University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje krok po kroku procedurę tworzenia modelu miniświni niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową przy użyciu zstępującego zwężenia aorty. Przedstawiono również metody oceny morfologii, histologii i funkcji tego modelu choroby serca.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ponad połowa przypadków niewydolności serca (HF) jest klasyfikowana jako niewydolność serca z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF) na całym świecie. Duże modele zwierzęce są ograniczone do badania podstawowych mechanizmów HFpEF i identyfikowania potencjalnych celów terapeutycznych. Praca ta zawiera szczegółowy opis procedury chirurgicznej zstępującego zwężenia aorty (DAC) u tybetańskich świnek miniaturowych w celu stworzenia dużego modelu zwierzęcego HFpEF. Model ten wykorzystywał precyzyjnie kontrolowane zwężenie aorty zstępującej w celu wywołania przewlekłego przeciążenia ciśnieniowego w lewej komorze. Echokardiografia została wykorzystana do oceny zmian morfologicznych i czynnościowych w sercu. Po 12 tygodniach stresu DAC przegroda komorowa była przerostowa, ale grubość tylnej ściany uległa znacznemu zmniejszeniu, czemu towarzyszyło rozszerzenie lewej komory. Jednak frakcja wyrzutowa lewej komory serca modelowego utrzymywała się na poziomie >50% w okresie 12 tygodni. Ponadto model DAC wykazywał uszkodzenie serca, w tym zwłóknienie, stan zapalny i przerost kardiomiocytów. Poziomy markerów niewydolności serca były znacznie podwyższone w grupie DAC. Ten indukowany przez DAC HFpEF u świnek miniaturowych jest potężnym narzędziem do badania mechanizmów molekularnych tej choroby i do badań przedklinicznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niewydolność serca z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF) stanowi ponad połowę przypadków niewydolności serca i stała się światowym problemem zdrowia publicznego1. Obserwacje kliniczne wykazały kilka krytycznych cech HFpEF: (1) dysfunkcja rozkurczowa komór, której towarzyszy zwiększona sztywność skurczowa, (2) normalna frakcja wyrzutowa w spoczynku z upośledzoną wydajnością wysiłkową oraz (3) przebudowa serca2. Proponowane mechanizmy obejmują rozregulowanie hormonalne, układowe zapalenie mikronaczyniowe, zaburzenia metaboliczne oraz nieprawidłowości w białkach sarkomerycznej i macierzy zewnątrzkomórkowej3. Jednak badania eksperymentalne wykazały, że niewydolność serca ze zmniejszoną frakcją wyrzutową (HFrEF) powoduje te zmiany. W badaniach klinicznych analizowano efekty terapeutyczne inhibitorów receptora angiotensyny i leków stosowanych w leczeniu HFrEF w HFpEF4,5. Potrzebne są jednak unikalne podejścia terapeutyczne w przypadku HFpEF. W porównaniu ze zrozumieniem objawów klinicznych, zmiany w patologii, biochemii i biologii molekularnej HFpEF pozostają słabo zdefiniowane.

Modele zwierzęce HFpEF zostały opracowane w celu zbadania mechanizmów, markerów diagnostycznych i podejść terapeutycznych. Zwierzęta laboratoryjne, w tym świnie, psy, szczury i myszy, mogą rozwijać HFpEF, a różne czynniki ryzyka, w tym nadciśnienie, cukrzyca i starzenie się, zostały wybrane jako czynniki indukcji6,7. Na przykład octan deoksykortykosteronu sam lub w połączeniu z dietą o wysokiej zawartości tłuszczu/cukru indukuje HFpEF u świń8,9. Przeciążenie ciśnieniem komorowym to kolejna technika stosowana do rozwoju HFpEF w dużych i małych modelach zwierzęcych10. Ponadto w ostatnich latach na wszystkich kontynentach przyjęto określone wartości graniczne EF w celu zdefiniowania HFpEF, co widać w wytycznych Europejskiego Towarzystwa Kardiologicznego, Fundacji American College of Cardiology/American Heart Association11, Japońskiego Towarzystwa Krążenia/Japońskiego Towarzystwa Niewydolności Serca12. W związku z tym wiele wcześniej ustalonych modeli może stać się odpowiednich do badań HFpEF, jeśli przyjęte zostaną kryteria kliniczne. Na przykład Youselfi i in. twierdzili, że genetycznie zmodyfikowany szczep myszy, Col4a3-/-, był skutecznym modelem HFpEF. Szczep ten rozwinął typowe objawy sercowe HFpEF, takie jak dysfunkcja rozkurczowa, dysfunkcja mitochondriów i przebudowa serca13. W poprzednim badaniu zastosowano dietę wysokoenergetyczną w celu wywołania przebudowy serca ze średnim zakresem EF u starszych małp14, charakteryzujących się zaburzeniem metabolicznym, zwłóknieniem i zmniejszoną MgATPazą aktomiozyny w mięśniu sercowym. Poprzeczne zwężenie aorty myszy (TAC) jest jednym z najczęściej stosowanych modeli naśladujących kardiomiopatię komorową wywołaną nadciśnieniem. Lewa komora przechodzi od koncentrycznego przerostu ze zwiększonym EF do rozszerzonej przebudowy ze zmniejszoną EF15,16. Fenotypy przejściowe między tymi dwoma typowymi etapami sugerują, że technika zwężenia aorty może być wykorzystana do badania HFpEF.

Cechy patologiczne, sygnalizacja komórkowa i profile mRNA modelu HFpEF świńskiego zostały wcześniej opublikowane17. W tym miejscu przedstawiono protokół krok po kroku w celu ustalenia tego modelu i podejść do oceny fenotypów tego modelu. Procedura jest zilustrowana w Rysunek 1. Krótko mówiąc, plan chirurgiczny został opracowany wspólnie przez głównego badacza, chirurgów, techników laboratoryjnych i personel zajmujący się opieką nad zwierzętami. Świnki przeszły badania zdrowotne, w tym testy biochemiczne i echokardiografię. Po zabiegu chirurgicznym wykonano zabiegi przeciwzapalne i przeciwbólowe. Do oceny fenotypów wykorzystano echokardiografię, badanie histologiczne i biomarkery.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Instytutu Monitorowania Zwierząt Laboratoryjnych w Guangdong (nr zatwierdzenia. IACUC2017009). Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (wyd. 8, 2011, The National Academies, USA). Zwierzęta były trzymane w akredytowanym przez AAALAC obiekcie w Instytucie Monitorowania Zwierząt Laboratoryjnych w Guangdong (nr licencji. SYXK (YUE) 2016-0122, Chiny). Do opracowania modelu HFpEF wykorzystano sześć samców tybetańskich świnek miniaturowych (n = 3 po 3 dla grupy pozorowanej i grupy DAC, o wadze 25-30 kg).

1. Przygotowanie zwierząt i instrumentów

  1. Zaaklimatyzować zwierzęta w placówce na 14 dni przed zabiegiem.
  2. Przed zabiegiem należy wykonać badania lekarskie, w tym badania biochemiczne i echokardiografię. Wyklucz zwierzęta z nieprawidłowościami w budowie serca (rozszerzenie lub przerost komór) i funkcji (EF <50%) zgodnie z T/CALAS85-2020 Zwierzęta laboratoryjne - Wytyczne dotyczące oceny stanu zdrowia głównych narządów, takich jak serce, wątroba, nerki i mózg dużych zwierząt laboratoryjnych (Chińskie Stowarzyszenie Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych, Chiny).
  3. Pościć zwierzęta przez ponad 12 godzin przed znieczuleniem, nie karmiąc w dniu zabiegu.
  4. Przygotuj salę operacyjną i urządzenia (Rysunek 2). Sprawdź stację respiratora do znieczulenia, monitory weterynaryjne i pacjenta, weterynaryjny system ultrasonograficzny, aspirator i inne urządzenia chirurgiczne. Autoklaw nożyczek, kleszczy, zwijaczy, uchwytów skalpela, głowicy aspiratora, igieł chirurgicznych itp. (patrz Tabela materiałów).

2. Sedacja, intubacja tchawicy i kaniulacja żył

  1. Zważ zwierzęta i oblicz leki znieczulające. Uspokoić świnie miniaturowe za pomocą 1 mg/kg zoletilu do wstrzykiwań (tiletamina i zolazepam do wstrzykiwań) oraz 0,5 mg/kg mc. chlorowodorku ksylazyny do wstrzykiwań (patrz tabela materiałów).
  2. Unieruchomić i umieścić miniświnki w prawej bocznej pozycji leżącej na stole operacyjnym. Włącz system grzewczy, aby utrzymać temperaturę ciała zwierząt.
  3. Wykonaj echokardiografię (krok 5) i zbierz 2 ml próbek krwi.
  4. Zaintubuj miniświnki rurką dotchawiczą podłączoną do weterynaryjnej stacji respiratora anestezjologicznego (Rysunek 3A) (patrz Tabela materiałów).
  5. Rozpocznij wentylację przy objętości oddechowej 8 ml/kg i 30 oddechach/min. Utrzymuj zwierzęta z 1,5%-2,5% izofluranu podczas zabiegu chirurgicznego.
  6. Założyć kaniulację dożylną za pomocą obwodowego cewnika dożylnego (26 G) (patrz tabela materiałów) z żyły usznej (zwykle żyły brzeżnej ucha, Rysunek 3B).
  7. Podłącz zwierzę do monitora weterynaryjnego.

3. Zabieg chirurgiczny

  1. Ogol lewą część klatki piersiowej. Zastosuj 0,7% jodu i 75% alkoholu, aby aseptycznie przygotować skórę od łopatki do przepony (Rysunek 3C).
  2. Umieść sterylne serwety na polu operacyjnym.
  3. Propofol (5 mg/kg) (patrz tabela materiałów) należy podawać we wstrzyknięciu dożylnym w celu utrzymania znieczulenia ogólnego.
  4. Zaznacz nacięcie (o długości ~15 cm) wzdłuż 4. przestrzeni międzyżebrowej przed nacięciem skóry za pomocą elektrokoagulacji.
  5. Otwórz klatkę piersiową za pomocą kombinacji kauteryzacji i rozwarstwienia mięśni i tkanki łącznej. Użyj aspiratora, aby usunąć krew podczas operacji.
  6. Użyj zwijacza żeber, aby rozłożyć żebra (Rysunek 3D).
  7. Zlokalizuj segment aorty piersiowej zstępującej i określ miejsce zwężenia (Rysunek 3E). Użyj dwóch szwów chirurgicznych 3-0, aby dwukrotnie owinąć pętlę wokół segmentu (Ryc. 3F). Umieść trzy warstwy gazy medycznej między szwem a aortą, aby uniknąć uszkodzenia tkanek przez szwy.
  8. Ustaw jednostki pomiaru ciśnienia, aby określić stopień zwężenia (Rysunek 3F-H).
    UWAGA: Urządzenie zawiera cewnik, który nakłuwa ścianę naczynia, rurkę łączącą, przetwornik ciśnienia i monitor pacjenta.
  9. Stopniowo dokręcaj szew chirurgiczny otaczający zstępujący segment aorty, aby osiągnąć pożądany stopień zwężenia. Pozwól, aby odczyty ciśnienia ustabilizowały się przez 20 minut i trwale zaciśnij węzły chirurgiczne.
  10. Użyj rurki drenażowej klatki piersiowej, aby usunąć powietrze i nadmiar płynów z jamy klatki piersiowej.
  11. Zamknij ścianę klatki piersiowej warstwami, zreagtymuj żebra i podzielone mięśnie za pomocą wchłanialnych szwów.
  12. Sprawdź, czy nie ma krwawienia i upewnij się, że ma dobrą hemostazę.
  13. Nałóż butelkę penicyliny benzylowej (800 000 jednostek) (patrz tabela materiałów) na miejsce operacji po operacji.
  14. Monitoruj obecność mrugania oczami i ruchów kończyn zwierzęcia. Odłącz respirator, ale pozostaw rurkę dotchawiczą. Monitoruj obecność spontanicznego oddychania.
  15. Zawróć zwierzę do jego pomieszczenia i pozostaw je do automatycznego obudzenia.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Penicylinę benzylową należy stosować codziennie przez 1 tydzień (20 000 U/kg).
  2. Stosować 1 mg/kg megluminy fluniksyny (patrz Tabela Materiałów) dziennie przez 1 tydzień.
    UWAGA: Opioidowe i NLPZ leki przeciwbólowe należy podawać w trakcie i po operacji.

5. Echokardiografia przezklatkowa

  1. Uspokoić zwierzę 1 mg/kg zoletylu.
  2. Umieścić zwierzę w ruchomym urządzeniu przytrzymującym z plandekowym pokrowcem.
    UWAGA: Ruchomy zespół przytrzymujący (patrz tabela materiałów) ma cztery otwory przeznaczone do wysuwania kończyn przednich i tylnych zwierzęcia.
  3. Ogol lewą klatkę piersiową zwierzęcia.
  4. Połóż palce po lewej stronie pośrodku klatki piersiowej, aby wyczuć puls wierzchołkowy. Nałóż żel ultradźwiękowy na okolicę.
  5. Umieść przetwornik Phased Array systemu ultrasonograficznego (3-8 Hz) w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Przesuń przetwornik w kierunku przednim lub tylnym i wyreguluj kąt wycięcia.
  6. Zidentyfikuj przedsionki, komory i aortę. Rejestruj obrazy przymostkowe w długich osiach w trybie B i M.
    UWAGA: Obraz w trybie B przedstawia przekrój poprzeczny lewej komory na poziomie mięśni brodawkowatych, a obraz w trybie M pokazuje ruch lewej komory w czasie.
  7. Obróć głowicę przetwornika o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać przymostkowy view w krótkiej osi. Zidentyfikuj lewą komorę, prawą komorę i mięsień brodawkowaty. Nagrywaj obrazy w trybie B i M.
  8. Skorzystaj ze stacji roboczej dostarczonej przez producenta systemu ultrasonograficznego, aby ocenić strukturę i funkcję serca.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Echokardiografia
Strukturę i czynność serca oceniano w 0., 2., 4., 6., 8., 10. i 12. tygodniu. Nagrania w trybie B i M w widoku krótkiej osi przymostkowej są wyświetlane w Rysunek 4A. Pomiar echokardiograficzny obejmował grubość przegrody międzykomorowej (VST), grubość ściany tylnej (PWT) oraz wymiar wewnętrzny lewej komory (LVID). VST przy końcu rozkurczu wzrastał w sercach DAC, podczas gdy PWT przy końcu rozkurczu zwiększał się, a następnie zmniejszał w okresie obserwacji, co su...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W badaniu wykorzystano techniki DAC do opracowania modelu HFpEF dla tybetańskich świnek miniaturowych. Przedstawiono tutaj krok po kroku protokół przygotowania zwierząt i instrumentów, w tym sedację, intubację tchawicy, kaniulację żył, zabieg chirurgiczny i opiekę pooperacyjną. Przedstawiono również techniki rejestracji echokardiograficznych obrazów serca w trybie B i M. Po DAC w sercu doszło do przerostu lewej komory serca w 4. i 6. tygodniu oraz rozwarcia po 8. tygodniu. LVEF utrzymywał się przez okres 12 tygodni. Zwłó...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Program Nauki i Technologii Guangdong (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), Program Nauki i Technologii w Kantonie (201804010206), Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (31672376, 81941002) oraz Kluczowe Laboratorium Zwierząt Laboratoryjnych Prowincji Guangdong (2017B030314171).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wchłanialny szew chirurgicznyPutong Jinhua Medical Co. Ltd, Chiny4-0
Stacja respiratora AestesiaShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, ChinyWATO EX-35vet
AspiratorShanghai Baojia Medical Apparatus Co., Ltd, ChinyYX930D
BenzylpenicillinSichuan Pharmaceutical. INC, ChinyH5021738
Rurka dotchawicza do utylizacji z mankietemShenzhen Verybio Co., Ltd, Chiny20 cm, ID 0.9
Przetwornik utylizacjiGuangdong Baihe Medical Technology Co., Ltd, Chiny
Ostrze preparacyjneSzanghaj  Medyczne  Instrumenty (Grupa) Co., Ltd, Chiny
ElektrokoagulacjaSzanghaj  Hutong Medical Instruments (Grupa) Co., Ltd, ChinyGD350-B
Test immunoenzymatyczny ELISA zestawCusabio Biotech Co., Ltd, ChinyCSB-E08594r
EosinSigma-Aldrich Corp.E4009
Flunixin meglumineShanghai Tongren Pharmaceutical Co., Ltd., ChinyShouyaozi (2012)-090242103
KleszczeSzanghaj  Medyczne  Instrumenty (Grupa) Co., Ltd.,Chiny
HematoxylinSigma-Aldrich Corp.H3136
IsofluraneRWD Life Science Co., Ltd, ChinyVeteasy dla zwierząt
LaryngoskopTaixing Simeite Medical Apparatus and Instruments Limited Co., Ltd, ChinyDla dorosłych
Lampy chirurgiczne LEDMingtai Medical Group, ChinyZF700
Czytnik mikropłytekThermo Fisher Scientific, USAMultiskan FC
MikroskopLeica, NiemcyDM2500
Mobilna jednostka ograniczającaDostosowaneNie dotyczyMobilna jednostka ograniczająca, wykonana z metalowej ramy i kół, z płócienną osłoną
TlenLokalni dostawcy, Guangzhou, Chiny
ParaformaldehydSigma-Aldrich Corp.
Monitor pacjentaShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, ChinyBeneview T5
Obwodowy cewnik dożylny (IV)Shenzhen Yima Pet Industry Development Co., Ltd., Chiny26G X 16 mm
PropofolGuangdong Jiabo Phamaceutical Co., Ltd.
Zwijacz żeberSzanghaj  Medyczne  Instrumenty (Grupa) Co., Ltd.,China
RulerDeli  Produkcja  Firma, Chiny
Skalpel obsługujeSzanghaj  Medyczne  Instrumenty (Grupa) Co., Ltd.,Chiny
Nożyczki (g)Szanghaj  Medyczne  Instrumenty (Grupa) Co., Ltd.,Chiny
SzewMedtronic-Coviden Corp.3-0, 4-0
Żel ultradźwiękowyInstytut Produkcji Tianjin Xiyuansi, ChinyTM-100
Monitor weterynaryjnyShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, ChinyePM12M Vet
Weterynaryjny system ultrasonograficznyEsatoe, WłochyMyLab30Wyposażony w przetwornik Phased Array (3-8 Hz)
Chlorowodorek ksylazyny do wstrzykiwańShenda Animal Phamarceutical Co., Ltd., ChinyShouyaozi (2016) -07003
Zoletil do wstrzykiwańVirbac, FrancjaZoletil 50Tiletamine i zolazepam do wstrzykiwań
V900894H20051842

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dunlay, S. M., Roger, V. L., Redfield, M. M. Epidemiology of heart failure with preserved ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (10), 591-602 (2017).
  2. Redfield, M. M. Heart failure with preserved ejection fraction. New England Journal of Medicine. 375 (19), 1868-1877 (2016).
  3. Lam, C. S. P., Voors, A. A., de Boer, R. A., Solomon, S. D., van Veldhuisen, D. J. Heart failure with preserved ejection fraction: From mechanisms to therapies. European Heart Journal. 39 (30), 2780-2792 (2018).
  4. Solomon, S. D., et al. Angiotensin receptor neprilysin inhibition in heart failure with preserved ejection fraction: Rationale and design of the PARAGON-HF trial. JACC-Heart Failure. 5 (7), 471-482 (2017).
  5. Cunningham, J. W., et al. Effect of sacubitril/valsartan on biomarkers of extracellular matrix regulation in patients with HFpEF. Journal of the American College of Cardiology. 76 (5), 503-514 (2020).
  6. Conceição, G., Heinonen, I., Lourenço, A. P., Duncker, D. J., Falcão-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
  7. Noll, N. A., Lal, H., Merryman, W. D. Mouse models of heart failure with preserved or reduced ejection fraction. American Journal of Pathology. 190 (8), 1596-1608 (2020).
  8. Schwarzl, M., et al. A porcine model of hypertensive cardiomyopathy: Implications for heart failure with preserved ejection fraction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 309 (9), 1407-1418 (2015).
  9. Reiter, U., et al. Early-stage heart failure with preserved ejection fraction in the pig: A cardiovascular magnetic resonance study. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 18 (1), 63(2016).
  10. Silva, K. A. S., et al. Tissue-specific small heat shock protein 20 activation is not associated with traditional autophagy markers in Ossabaw swine with cardiometabolic heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1036-1043 (2020).
  11. Ponikowski, P., et al. 2016 ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure: The Task Force for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure of the European Society of Cardiology (ESC)Developed with the special contribution of the Heart Failure Association (HFA) of the ESC. European Heart Journal. 37 (27), 2129-2200 (2016).
  12. Tsutsui, H., et al. JCS 2017/JHFS 2017 guideline on diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure - Digest version. Circulation Journal. 83 (10), 2084-2184 (2019).
  13. Yousefi, K., Dunkley, J. C., Shehadeh, L. A. A preclinical model for phenogroup 3 HFpEF. Aging (Albany NY). 11 (13), 4305-4307 (2019).
  14. Zheng, S., et al. Aged monkeys fed a high-fat/high-sugar diet recapitulate metabolic disorders and cardiac contractile dysfunction. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (5), 799-815 (2021).
  15. Shirakabe, A., et al. Drp1-dependent mitochondrial autophagy plays a protective role against pressure overload-induced mitochondrial dysfunction and heart failure. Circulation. 133 (13), 1249-1263 (2016).
  16. Zhabyeyev, P., et al. Pressure-overload-induced heart failure induces a selective reduction in glucose oxidation at physiological afterload. Cardiovascular Research. 97 (4), 676-685 (2013).
  17. Tan, W., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727(2021).
  18. Beznak, M. Changes in heart weight and blood pressure following aortic constriction in rats. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 33 (6), 995-1002 (1955).
  19. Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
  20. Hiemstra, J. A., et al. Chronic low-intensity exercise attenuates cardiomyocyte contractile dysfunction and impaired adrenergic responsiveness in aortic-banded mini-swine. Journal of Applied Physiology. 124 (4), 1034-1044 (2018).
  21. Massie, B. M., et al. Myocardial high-energy phosphate and substrate metabolism in swine with moderate left ventricular hypertrophy. Circulation. 91 (6), 1814-1823 (1995).
  22. Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
  23. Charles, C. J., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction: magnetic resonance imaging and metabolic energetics. ESC Heart Failure. 7 (1), 92-102 (2020).
  24. Olver, T. D., et al. Western, diet-fed, aortic-banded ossabaw swine: A Preclinical model of cardio-metabolic heart failure. JACC Basic to Translational Science. 4 (3), 404-421 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przeci enie ci nieniowezw enie aortyechokardiografiaw knienie mi nia sercowegoprzerost komorytroponina I sercazwierz cy model chirurgiczny

Powiązane artykuły