Method Article

Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

DOI:

10.3791/63539

⸱

April 7th, 2022

 , 
1Department of Physiology and Biophysics, Center for Cardiovascular Research, College of Medicine, University of Illinois at Chicago

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje echokardiograficzną ocenę morfologii, funkcji i przepływu krwi w naczyniach wieńcowych lewej komory serca u 7-dniowych noworodków myszy.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Echokardiografia to nieinwazyjna procedura, która umożliwia ocenę parametrów strukturalnych i funkcjonalnych w zwierzęcych modelach chorób sercowo-naczyniowych i jest używana do oceny wpływu potencjalnych terapii w badaniach przedklinicznych. Badania echokardiograficzne przeprowadza się zwykle u młodych dorosłych myszy (tj. w wieku 4-6 tygodni). Ocena wczesnej funkcji sercowo-naczyniowej noworodków zwykle nie jest wykonywana ze względu na mały rozmiar młodych myszy i związane z tym trudności techniczne. Jednym z najważniejszych wyzwań jest to, że krótka długość kończyn szczeniąt uniemożliwia im dotarcie do elektrod na platformie echokardiograficznej. Kolejnym wyzwaniem jest temperatura ciała, ponieważ szczenięta są bardzo podatne na zmiany temperatury. Dlatego ważne jest, aby ustanowić praktyczny przewodnik do wykonywania badań echokardiograficznych u małych szczeniąt myszy, aby pomóc naukowcom wykryć wczesne zmiany patologiczne i zbadać postęp choroby sercowo-naczyniowej w czasie. Obecna praca opisuje protokół wykonywania echokardiografii u młodych myszy w wieku 7 dni. Opisano również echokardiograficzną charakterystykę morfologii, funkcji i przepływu wieńcowego serca u nowonarodzonych myszy.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ogólnym celem tego protokołu jest zbadanie morfologii, funkcji i przepływu w tętnicy wieńcowej u 7-dniowych nowonarodzonych szczeniąt myszy za pomocą echokardiografii. Uzasadnieniem dla rozwoju tej techniki jest określenie wczesnych zmian w przepływie wieńcowym i funkcji serca w mysich modelach chorób serca1. Nieinwazyjny charakter echokardiografii jest korzystny, ponieważ pozwala naukowcom ocenić funkcję układu sercowo-naczyniowego w warunkach fizjologicznych i zapewnia badaczom narzędzie przesiewowe do badania terapii celowanych w leczeniu chorób sercowo-naczyniowych2,3. Tradycyjnie badania echokardiograficzne przeprowadza się na młodych dorosłych myszach (4-6 tygodni); Jednak niektóre modele myszy (tj. modele modyfikowane genetycznie) wykazują już zmiany patologiczne i dysfunkcję serca w tym wieku. Dlatego badania kardiologiczne z wykorzystaniem modeli zwierzęcych koncentrowały się przede wszystkim na środkach terapeutycznych, które łagodzą lub leczą dysfunkcję serca. W przeciwieństwie do tego, ostatnio wysiłki badawcze zostały przekierowane na skupienie się na środkach zapobiegawczych i wczesnych interwencjach w chorobach serca4.

Poprzednie badania opisywały użycie echokardiografii do pomiaru funkcji serca w modelach zawału mięśnia sercowego u noworodków myszy5,6; jednak te badania nie mierzyły przepływu wieńcowego i, co najważniejsze, nie rejestrowały danych z elektrokardiogramu (EKG) i tętna (HR) podczas zabiegu, najprawdopodobniej z powodu małego rozmiaru kończyn szczeniąt, które nie mogły dotrzeć do elektrod. W tym protokole rozwiązujemy ten problem, przymocowując folię aluminiową do kończyn, aby umożliwić im dotarcie do elektrod i stworzenie obwodu EKG. Ponadto protokół ten opisuje i charakteryzuje przepływ w tętnicach wieńcowych u nowonarodzonych myszy.

To badanie uzyskało obrazy w trybie B i M w widokach długiej i krótkiej osi przymostkowej w celu zmierzenia parametrów strukturalnych i funkcjonalnych2,3. Parametry morfologiczne obejmowały wymiary lewego przedsionka, wymiary lewej komory (LV), grubość ścianki lewej komory, masę lewej komory oraz względną grubość ściany (RWT). Parametry funkcjonalne obejmowały frakcję wyrzutową (EF), skrócenie frakcyjne (FS), rzut serca (CO) oraz szybkość skracania włókien obwodowych (Vcf). Doppler z falą tętna (PW) wykorzystano do pomiaru przepływu w aorty w widoku przymostkowym krótkiej osi (PSAX) oraz do pomiaru przepływu krwi w mitralnej przestrzeni krwi. Widok wierzchołkowy czterokomorowy wykorzystano również do wykonania Dopplera tkankowego w części przegrodowej pierścienia zastawki mitralnej. Przepływ wieńcowy w lewej tętnicy wieńcowej przedniej zstępującej (LAD) badano również przy użyciu zmodyfikowanego widoku długiej osi przymostkowej (PLAX). Rezerwę przepływu wieńcowego (CFR) obliczono po prowokacji stresowej wywołanej zwiększonym stężeniem izofluranu.

Obecny protokół pokazuje, że badania echokardiograficzne mogą być wykonywane w bardzo młodym wieku u noworodków myszy, co pozwala na wczesne rozpoznanie patologii serca i podłużne badania kontrolne hemodynamiki LV i parametrów przepływu wieńcowego w różnych modelach myszy. Technika ta może być wykorzystana do badania roli zmian genetycznych lub interwencji farmakologicznych w funkcjonowaniu serca we wczesnym wieku postnatalnym. Co więcej, protokół stanowi cenne narzędzie do określania początku chorób serca we wczesnym okresie życia, umożliwiając w ten sposób naukowcom poznanie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw początkowych etapów chorób serca w różnych modelach mysich.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Illinois w Chicago. Do eksperymentów wykorzystano 7-dniowe myszy FVB/N. Protokół jest podzielony na przygotowanie na myszach, akwizycję obrazu echokardiograficznego i opiekę nad zwierzętami po obrazowaniu.

1. Przygotowanie myszy

  1. Pozyskaj 7-dniowe myszy z klatki hodowlanej.
    UWAGA: W tak młodym wieku trudno jest określić płeć zwierzęcia za pomocą badania fizykalnego.
  2. Umieść żel EKG (patrz Tabela materiałów) na rozgrzanych elektrodach platformy. Umieść paski folii aluminiowej (~1,5 cala x 0,25 cala) na podkładkach elektrod, aby rozszerzyć zakres elektrod i zabezpiecz taśmą (Rysunek 1A). Następnie umieść żel EKG na paskach z folii aluminiowej.
    UWAGA: Upewnij się, że żel znajdujący się pod paskami folii aluminiowej nie wysycha podczas zabiegu. Jeśli tak się stanie, dodaj więcej żelu, aby utrzymać przewodność.
  3. Wytnij palec z rękawicy nitrylowej i dopasuj go tak, aby zakrywał zarówno stożek nosowy izofluranu/tlenu z jednej strony, jak i nos myszy z drugiej strony (Rysunek 1B).
  4. Umieść młode myszy w komorze indukcyjnej izofluranu i rozpocznij podawanie izofluranu w stężeniu 2,5% napędzanym 100% tlenem (Rysunek 1C).
  5. Umieść znieczulone szczenię w pozycji leżącej na platformie obrazowania z łapami na podkładkach z folii aluminiowej i zabezpiecz taśmą. Upewnij się, że obwód elektryczny jest kompletny i że EKG rejestruje przebieg.
  6. Zmniejsz dostarczanie izofluranu do 1,5% w zależności od 100% tlenu. Zabezpiecz wycięty palec z rękawicy wokół nosa szczeniaka taśmą. Potwierdź głębokość znieczulenia, szczypiąc łapy szczeniaka.
  7. Umieść grubą warstwę podgrzanego żelu ultradźwiękowego na górnej części ciała szczeniaka. Użyj dwóch rolek gazy, aby utrzymać żel ultradźwiękowy na miejscu (Rysunek 1D).
  8. Użyj lampy grzewczej, aby utrzymać normalną temperaturę ciała szczeniaka (Rysunek 1E).
    UWAGA: Sonda doodbytnicza nie była używana do monitorowania temperatury ciała w obecnym badaniu ze względu na mały rozmiar szczeniaka.

2. Akwizycja i analiza obrazów echokardiograficznych

  1. Wykonać echokardiografię przezklatkową przy użyciu przyrządu do echokardiografii wyposażonego w przetwornik liniowy o częstotliwości 40 MHz dla trybu B i 32 MHz dla Dopplera (liczba klatek na sekundę 233) (patrz tabela materiałów), zgodnie z protokołami echokardiografii dorosłych myszy7,8,9.
  2. Unikaj wywierania nadmiernego nacisku na klatkę piersiową szczeniaka podczas umieszczania przetwornika echa podczas akwizycji obrazu echokardiograficznego.
    UWAGA: Ze względu na mały rozmiar szczeniaka, waga samego przetwornika może spowodować zaburzenia czynności serca lub śmierć.
  3. Uchwyć widok PLAX drogi odpływu lewej komory i lewego przedsionka.
    1. Umieść przetwornik w uchwycie, ze znakiem wskazującym skierowanym w stronę prawego ramienia szczeniaka.
    2. Opuść przetwornik, aż zetknie się z żelem i uwidocznij drogę odpływu lewej komory w trybie B (Rysunek 2A).
    3. Użyj trybu M na płatkach aorty, aby zmierzyć maksymalną średnicę lewego przedsionka (LA) w skurczu końcowym (Rysunek 2B, Tabela 1). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.
  4. Uchwyć widok PSAX lewej komory, aby zmierzyć wymiary komory, grubość ścianki, przepływ aortalny i przepływ płucny.
    1. Obróć przetwornik o ~90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara od PLAX, aby uzyskać PSAX view.
    2. Umieść sondę na poziomie mięśni brodawkowatych i użyj trybu M, aby zmierzyć średnicę wewnętrzną lewej komory (LVID), grubość przegrody międzykomorowej (IVS) i PW podczas skurczu i rozkurczu (Rysunek 3A, Tabela 1). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.
    3. Oblicz RWT, wskaźnik hipertrofii, używając wymiarów komory rozkurczowej w następujący sposób3,10:
      (PW + IVS przy końcu rozkurczu) / (LVID przy końcu rozkurczu)
    4. Przesuń przetwornik w kierunku podstawy serca i użyj kolorowego Dopplera, aby uwidocznić tętnicę płucną. Naciśnij PW Doppler, aby określić ilościowo szczytową prędkość przepływu w płucach, profile przepływu w płucach, czas wyrzutu płuc (PET) i czas przyspieszenia płuc (PAT)11,12 (Rysunek 3B). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.
    5. Przesuń przetwornik dalej w kierunku podstawy i użyj kolorowego Dopplera, aby zobrazować przepływ aorty (Rysunek 3C). Użyj PW Doppler, aby zobrazować przepływ krwi i zmierzyć czas wyrzutu aorty (AET). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.
    6. Oblicz Vcf (circ/s)13,14, wskaźnik wydajności mięśnia sercowego, używając LVID końca rozkurczu (LVIDd), LVID końca skurczu (LVIDs) i AET w następujący sposób (Tabela 1):
      (LVIDd - LVIDs) / (LVIDd x AET)
  5. Uchwyć wierzchołkowy widok z czterech komór.
    1. Ustaw platformę w pozycji Trendelenburga, przechyl ją w lewo i wyreguluj sondę, aby uwidocznić cztery komory (Rysunek 4A).
    2. Użyj kolorowego Dopplera, aby zobrazować przepływ krwi i PW Dopplera na końcu płatków zastawki mitralnej w środku ujścia zastawki mitralnej, aby zarejestrować przepływ mitralny. Naciśnij Cine Store, aby zapisać dane.
    3. W tym widoku oblicz następujące parametry2,3,10 (Rysunek 4B i Tabela 1):
      1. Obliczać stosunek E/A, który jest maksymalną prędkością przepływu krwi we wczesnej fazie rozkurczu (E) w stosunku do maksymalnej prędkości przepływu krwi w późnej fazie rozkurczu (A).
      2. Określ czas opóźnienia fali E (DT), który jest czasem od szczytu E do końca wczesnego rozkurczu.
      3. Obliczać czas relaksacji izowolumicznej lewej komory (IVRT), czyli czas od zamknięcia zastawki aortalnej do otwarcia zastawki mitralnej.
      4. Obliczać czas skurczu izowolumicznego lewej komory (IVCT), czyli czas od zamknięcia zastawki mitralnej do otwarcia zastawki aortalnej.
    4. Użyj Dopplera tkankowego po stronie przegrody pierścienia zastawki mitralnej w widoku czterokomorowym, aby zmierzyć szczytową prędkość relaksacji mięśnia sercowego we wczesnym wypełnieniu rozkurczowym (e') i późnym wypełnieniu rozkurczowym (a'), a także szczytową skurczową prędkość skurczu mięśnia sercowego (s') (Rysunek 4C i Tabela 1). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.
  6. Uchwyć zmodyfikowany widok PLAX, aby zbadać lewą przednią zstępującą tętnicę wieńcową.
    1. Użyj zmodyfikowanego widoku PLAX 15, przesuwając przetwornik na boki i przechylając wiązkę w kierunku przedniej (Rysunek 5A).
    2. Przesuń sondę i użyj kolorowego Dopplera, aby uwidocznić początek lewej głównej tętnicy wieńcowej (LCA), która generuje się z aorty. Zidentyfikuj tętnicę LAD, która generuje się z LCA i biegnie między przednią ścianą lewej komory a drogą odpływu prawej komory16,17. W tej pozycji zastosuj Dopplera PW do pomiaru przepływu LAD (Rysunek 5B). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane.
    3. Oblicz następujące parametry przepływu w tętnicy wieńcowej LAD (Rysunek 5C i tabela 2): szczytowa prędkość przepływu wieńcowego (CFV), średnia CFV i całka prędkości-czas (VTI).
      UWAGA: Wszystkie te parametry są mierzone przy podstawowym stężeniu izofluranu wynoszącym 1,5% (wartość wyjściowa).
    4. Zwiększ stężenie izofluranu do 2,5% i odczekaj 5 minut, aby osiągnąć maksymalny przepływ (Rysunek 5C). Naciśnij przycisk Cine Store, aby nagrać dane. Obliczać CFR jako stosunek rozkurczowego szczytu CFV przy maksymalnym przepływie do rozkurczowego szczytu CFV na linii bazowej18,19,20 (Tabela 2):
      CFR = szczyt rozkurczowy CFV (2,5%) / szczyt rozkurczowy CFV (1,5%)

3. Monitorowanie i opieka nad zwierzętami po obrazowaniu

  1. Po zakończeniu badania echokardiograficznego należy dokładnie oczyścić szczenię i pozwolić mu dojść do siebie po znieczuleniu przez około 2 minuty.
  2. Przed powrotem szczeniaka do klatki posmaruj go ściółką matki klatki, aby zapobiec odrzuceniu lub kanibalizacji.
  3. Obserwuj zachowanie matki przez około 30 minut po zabiegu. Jeśli zaobserwuje się agresywne zachowanie, należy poddać szczenię eutanazji zgodnie z wytycznymi dotyczącymi procedur dla zwierząt.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu użyto 7-dniowych mysich szczeniąt do scharakteryzowania morfologii, funkcji i przepływu w tętnicy wieńcowej. Obchodzenie się z myszą musi być wykonywane ostrożnie, a platforma myszy musi być dostosowana do małych rozmiarów szczeniąt, zgodnie z opisem w Rysunek 1. Reprezentatywny obraz widoku PLAX jest pokazany w Rysunek 2A i Dodatkowe wideo 1. W tym widoku tryb M został użyty do pomiaru średnicy lewego przedsionka (LA) (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W erze medycyny prewencyjnej konieczna jest wczesna ocena zmian w funkcjonowaniu układu sercowo-naczyniowego, aby ustalić początek choroby i zaprojektować odpowiednie terapie interwencyjne. Myszy są coraz częściej wykorzystywane jako modele przedkliniczne w badaniach kardiologicznych, a badania echokardiograficzne są zwykle przeprowadzane na młodych dorosłych myszach. Jednak, aby zbadać rolę zmian genetycznych lub interwencji farmakologicznych we wczesnych stadiach chorób serca, obrazowanie echokardiograficzne należy roz...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Chadowi M. Warrenowi, MS (University of Illinois at Chicago), za edycję tego rękopisu. Prace te były wspierane przez NIH/NHLBI K01HL155241 i AHA CDA849387 granty dla PCR.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Środek do depilacjiNair Żel do usuwania
ElektrodaParker Laboratories15-60
Ultradźwięki wysokiej częstotliwościFUJIFILM VisualSonics, Inc.Vevo 2100
IsofluraneMedVetRXISO-250
Liniowy przetwornik wysokiej częstotliwościFUJIFILM VisualSonics, Inc.MS550D
Para hodowlana myszyCharles River LaboratoriesFVB/NKod szczepu 207
Żel ultradźwiękowyParker Laboratories11-08
Oprogramowanie Vevo LabFUJIFILM VisualSonics, Inc.Wersja 5.5.1
włosów

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Le, V. P., Wagenseil, J. E. Echocardiographic Characterization of Postnatal Development in Mice with Reduced Arterial Elasticity. Cardiovascular Engineering and Technology. 3 (4), 424-438 (2012).
  2. Nagueh, S. F., et al. Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography: An Update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 17 (12), 1321-1360 (2016).
  3. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  4. Chrysant, S. G. A new paradigm in the treatment of the cardiovascular disease continuum: focus on prevention. Hippokratia. 15 (1), 7-11 (2011).
  5. Blom, J. N., Lu, X., Arnold, P., Feng, Q. Myocardial infarction in neonatal mice, a model of cardiac regeneration. Journal of Visualized Experiments. (111), e54100(2016).
  6. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocol. 9 (2), 305-311 (2014).
  7. Chowdhury, S. A. K., et al. Modifications of sarcoplasmic reticulum function prevent progression of sarcomere-linked hypertrophic cardiomyopathy despite a persistent increase in myofilament calcium response. Frontiers in Physiology. 11, 107(2020).
  8. Batra, A., et al. Deletion of P21-activated kinase-1 induces age-dependent increased visceral adiposity and cardiac dysfunction in female mice. Molecular and Cellular Biochemistry. 476 (3), 1337-1349 (2021).
  9. Capote, A. E., et al. B-arrestin-2 signaling is important to preserve cardiac function during aging. Frontiers in Physiology. 12, 1302(2021).
  10. Armstrong, W. F., Ryan, T., Feigenbaum, H. Feigenbaum's Echocardiography. 7th ed. , Wolters Kluwer Health/Lippincott Williams & Wilkins. (2010).
  11. Su, J., et al. Impact of chronic hypoxia on proximal pulmonary artery wave propagation and mechanical properties in rats. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 314 (6), 1264-1278 (2018).
  12. Rudski, L. G., et al. Guidelines for the echocardiographic assessment of the right heart in adults: a report from the American Society of Echocardiography endorsed by the European Association of Echocardiography, a registered branch of the European Society of Cardiology, and the Canadian Society of Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 23 (7), 685-713 (2010).
  13. Wilson, J. R., Reichek, N. Echocardiographic indices of left ventricular function. A comparison. Chest. 76 (4), 441-447 (1979).
  14. Stypmann, J., et al. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Animal. 43 (2), 127-137 (2009).
  15. Wikstrom, J., Gronros, J., Bergstrom, G., Gan, L. M. Functional and morphologic imaging of coronary atherosclerosis in living mice using high-resolution color Doppler echocardiography and ultrasound biomicroscopy. Journal of the American College of Cardiology. 46 (4), 720-727 (2005).
  16. Douglas, P. S., Fiolkoski, J., Berko, B., Reichek, N. Echocardiographic visualization of coronary artery anatomy in the adult. Journal of the American College of Cardiology. 11 (3), 565-571 (1988).
  17. Lambertz, H., Lethen, H., Tries, H. P., Kersting, S. Non-invasive assessment of coronary flow reserve - valuable functional information in cardiac workflow. Ultraschall in der Medizin. 25 (1), 25-33 (2004).
  18. Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. Time course of isoflurane-induced vasodilation: A Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice. Ultrasound in Medicine and Biology. 42 (4), 999-1009 (2016).
  19. Gan, L. M., Wikstrom, J., Bergstrom, G., Wandt, B. Non-invasive imaging of coronary arteries in living mice using high-resolution echocardiography. Scandinavian Cardiovascular Journal. 38 (2), 121-126 (2004).
  20. Gan, L. M., Wikstrom, J., Fritsche-Danielson, R. Coronary flow reserve from mouse to man--from mechanistic understanding to future interventions. Journal of Cardiovascular Translational Research. 6 (5), 715-728 (2013).
  21. Krzanowski, M., Bodzon, W., Dimitrow, P. P. Imaging of all three coronary arteries by transthoracic echocardiography. An illustrated guide. Cardiovascular Ultrasound. 1, 16(2003).
  22. Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), 21-31 (2011).
  23. Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments. (160), e61583(2020).
  24. Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6(2001).
  25. Hartley, C. J., et al. Effects of isoflurane on coronary blood flow velocity in young, old and ApoE(-/-) mice measured by Doppler ultrasound. Ultrasound in Medicine and Biology. 33 (4), 512-521 (2007).
  26. You, J., Wu, J., Ge, J., Zou, Y. Comparison between adenosine and isoflurane for assessing the coronary flow reserve in mouse models of left ventricular pressure and volume overload. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 303 (10), 1199-1207 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Echocardiography Neonatal MiceLeft Ventricular FunctionCoronary Flow MeasurementCardiac MorphologyTransthoracic EchocardiographyPulse Wave DopplerParasternal Long AxisApical Four Chamber ViewTissue Doppler ImagingCardiovascular Disease Models

Related Articles