Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Standardowy test karmienia membranowego do wykrywania zakażenia Plasmodium falciparum u wektorów komarów Anopheles

3.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63546

⸱

12 maja 2022

 ,  , 
1Wits Research Institute for Malaria, School of Pathology, Faculty of Health Sciences, University of the Witwatersrand, 2Centre for Emerging Zoonotic and Parasitic Diseases, National Institute for Communicable Diseases, National Health Laboratory Service

W tym artykule

Podsumowanie

Standardowy test karmienia membranowego (SMFA) jest uważany za złoty standard oceny i identyfikacji potencjalnych związków przeciwmalarycznych. Ten sztuczny system karmienia jest używany do zakażania komarów w celu dalszej oceny wpływu takich związków na intensywność i częstość występowania pasożyta Plasmodium falciparum.

Streszczenie

Malaria pozostaje jedną z najbardziej niszczycielskich chorób na świecie i do tej pory region afrykański jest nadal odpowiedzialny za 94% wszystkich przypadków na świecie. Ta choroba pasożytnicza wymaga pasożyta pierwotniaka, wektora komara Anopheles i żywiciela kręgowców. Rodzaj Anopheles obejmuje ponad 500 gatunków, z których 60 jest znanych jako wektory pasożyta. Rodzaj pasożyta Plasmodium składa się z 250 gatunków, z których 48 bierze udział w przenoszeniu chorób. Co więcej, pasożyt Plasmodium falciparum przyczynił się do około 99,7% przypadków malarii w Afryce Subsaharyjskiej w ostatnich latach.

Gametocyty stanowią część etapu płciowego pasożyta i są spożywane przez samicę komara po pożywieniu się zainfekowanym ludzkim gospodarzem. Dalszy rozwój pasożyta w obrębie komara jest wspomagany przez korzystne warunki środowiskowe w jelicie środkowym komara. Tutaj zachodzi fuzja gamet żeńskich i męskich, w wyniku czego powstają ruchliwe ookinety. Ookinety dostają się do nabłonka jelita środkowego komara, a dojrzałe ookinety tworzą oocysty, które z kolei wytwarzają ruchliwe sporozoity. Te sporozoity migrują do gruczołów ślinowych komara i są wstrzykiwane, gdy komar spożywa posiłek z krwi.

Dla celów odkrywania leków, komary zostały sztucznie zainfekowane krwią zakażoną gametocytami w standardowym teście karmienia błonowego (SMFA). W celu wykrycia infekcji u komara i/lub oceny skuteczności związków przeciwmalarycznych, jelita środkowe samic komarów zostały usunięte po zakażeniu i zabarwione merkurochromem. Metodę tę zastosowano w celu poprawy wizualnego wykrywania oocyst pod mikroskopem w celu dokładnego określenia częstości występowania i intensywności oocyst.

Wprowadzenie

Malaria, znana jako jedna z najbardziej niszczycielskich chorób na świecie, nadal stanowi wielkie zagrożenie dla kilku krajów - szczególnie tych w regionie afrykańskim - i przyczynia się do około 95% przypadków na całym świecie1. Choroba ta jest wywoływana przez pasożyta pierwotniaka i wraz z wektorem komarów Anopheles, ci winowajcy mogą wyrządzić wielką szkodę ludzkiemu gospodarzowi2. Dokładniej rzecz ujmując, gatunek falciparum z rodzaju pasożyta Plasmodium jest odpowiedzialny za około 99% przypadków malarii w Afryce Subsaharyjskiej1. Oprócz tego, kilka głównych wektorów komarów Anopheles (w tym An. gambiae Giles, An. arabiensis Patton, An. coluzzii Coetzee & Wilkerson sp.n. i An. funestus Giles) może być obwinianych za ponad 95% transmisji pasożytów na całym świecie3,4,5,6,7,8. Aby stworzyć idealne towarzystwo pasożyta-wektora, wektor komara powinien być podatny na pasożyta i być w stanie go przenosić9. Co więcej, zarówno wektor, jak i pasożyt powinny pokonywać bariery fizyczne, aby stworzyć idealną kombinację zakaźną - wektor komara powinien być w stanie utrzymać rozwój pasożyta, a pasożyt powinien mieć zdolność do pokonania mechanizmów obronnych gospodarza10,11.

Gametocyty, stadium płciowe pasożyta P. falciparum, odgrywają kluczową rolę w łączeniu partnerów wektora i pasożyta12. Rozwój płciowy zachodzi in vivo, a gametocytogeneza opisuje proces różnicowania dojrzałych gametocytów na ruchliwe mikrogamety męskie i makrogamety żeńskie13. Innym procesem, który zachodzi w obrębie komara, jest biczowanie - proces, podczas którego męski gametocyt przekształca się w gamety i wyłania się z czerwonych krwinek pobranych podczas posiłku z krwi11. Sugeruje się ponadto, że proces biczowania jest wzmocniony przez korzystną zmianę w środowisku komara midgut14. Po wygiśnięciu zygota powstaje w wyniku fuzji gamet męskich i żeńskich13. Z zygoty powstaje ruchliwy ookinet, który przemieszcza się z mączki z krwi do nabłonka komara midgut13. Tutaj ookinete dojrzewa i tworzy się oocysta, która z kolei wytwarza ruchliwe sporozoity13,15. Sporozoity następnie migrują do gruczołów ślinowych komarów, a gdy komar pobiera posiłek z krwi od swojego żywiciela, sporozoity te są wstrzykiwane do krwiobiegu gospodarza15.

Interwencje kontroli malarii, łączące strategie kontroli wektorów i stosowanie skutecznych leków przeciwmalarycznych, stały się kluczowe w walce z tą chorobą15. Wraz ze wzrostem odporności na pasożyty i komary, rośnie pilna potrzeba identyfikacji nowych związków przeciwmalarycznych16. Dlatego ważna jest ocena in vivo związków blokujących transmisję16. Po opracowaniu tak skutecznych leków blokujących transmisję, SMFA zostało wykorzystane do oceny, czy związki te hamują rozwój płciowy P. falciparum u komara Anopheles17,18,19. Test ten zyskał uznanie w latach 1970-1980 jako złoty standard oceny blokowania transmisji20,21. Ten test stanowi tańszą alternatywę niż inne testy, takie jak RT-qPCR, który wymaga specjalistycznego sprzętu. Co więcej, do przeprowadzenia eksperymentów nie są potrzebni żadni pacjenci. Test ten obejmuje również dostarczenie krwi indukowanej gametocytami samicom komarów, które są następnie preparowane w celu oceny, czy występuje rozwój oocyst21. Pozwala to na kwantyfikację gametocytów i wykrywanie zdeformowanych oocyst ze względu na związki22. Aby związek został sklasyfikowany jako skuteczny, należy ocenić częstość występowania (odsetek komarów, które są nosicielami co najmniej jednej oocysty w jelicie środkowym) oraz liczbę oocyst (intensywność) w jelicie środkowym komara w celu oceny zahamowania infekcji17,21,22.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ilustrację protokołu przedstawiono na Rysunku 1. Zgoda etyczna na pobranie i wykorzystanie ludzkiej krwi została uzyskana z Komitetu Etyki Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu w Pretorii (506/2018).

1. Hodowla gametocytów

UWAGA: Przed przygotowaniem SMFA, w University of Pretoria przygotowano hodowlę gametocytów (kompletny protokół opisano w pracy Reader i wsp.22).

  1. Przygotować hodowlę gametocytów składającą się z gametocytów stadium V szczepu pasożyta NF54.
  2. Upewnić się, że poziom gametocytemii w hodowli wynosi od 1,5% do 2,5%, przy hematokrycie 50% w surowicy męskiej grupy krwi A+, z dodatkiem świeżych erytrocytów.
  3. Rozdzielić hodowlę do oddzielnych kolb i dodać 2 µM każdego związku dla poszczególnych wariantów traktowania na 48 h przed przeprowadzeniem SMFA. Grupę kontrolną pozostawić nietraktowaną.
  4. Ocenić hodowlę gametocytów tuż przed przeprowadzeniem SMFA, aby upewnić się, że zachodzi eksflagellacja gamet męskich, przy zachowaniu stosunku samic do samców 3:1.

2. Sztuczne zakażanie komarów za pomocą metody SMFA

UWAGA: Bezpieczeństwo biologiczne: zakażone komary powinny być utrzymywane w laboratorium poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL2) z ograniczonym dostępem.

  1. Używając aspiratora ustnego, umieść 25 niekarmionych samic An. gambiae w kubku do karmienia o pojemności 350 mL. Powtórz tę czynność dla każdego kubka do zabiegów i wyraźnie oznakuj kubki, określając, czy mają służyć jako grupy kontrolne, czy badawcze. Dobierz liczbę kubków na zabieg zgodnie z liczbą przewidzianych powtórzeń technicznych.
    UWAGA: W typowej ocenie związków blokujących transmisję stosuje się komary z kolonii w wieku od 5 do 7 dni. Głodzenie komarów przez 3-4 h lub dłużej przed karmieniem krwią ułatwi pobranie krwi podczas SMFA.
  2. Podłącz szklany system karmienia do łaźni wodnej i utrzymuj temperaturę na poziomie 37 °C.
    UWAGA: Szklany karmnik składa się z dwóch ramion, które są połączone z rurkami silikonowymi podłączonymi do łaźni wodnej (Rysunek 2). Pusta w środku struktura karmnika umożliwia cyrkulację wody i utrzymanie temperatury krwi.
  3. Przygotuj jelito bydlęce (lub membranę syntetyczną), płucząc je w wodzie z kranu, a następnie potnij na kawałki dopasowane do każdego karmnika. Zakryj każdy karmnik i przymocuj membranę gumką recepturką.
    UWAGA: W przypadku jelita nie było wymaganej zgody komisji etycznej, ponieważ zostało ono zakupione w lokalnym sklepie mięsnym, gdzie jest sprzedawane publicznie do celów spożywczych.
  4. Umieść kubki do infekcji pod karmnikami tak, aby membrana spoczywała na siatce kubka.
  5. Do karmników w kubkach kontrolnych dodaj 1 mL krwi zainfekowanej gametocytami, a do każdego odpowiadającego im karmnika i kubka do zabiegów dodaj krew zainfekowaną gametocytami z dodatkiem badanego związku.
  6. Pozostaw komary do karmienia przez około 40 min przy odsłoniętych karmnikach.
    UWAGA: Karmienie odbywa się w warunkach insekterium (25 °C, 80% wilgotności względnej) w ciemności. Średnica karmnika wynosi około 13 mm.
  7. Po karmieniu zdejmij karmniki z kubków, wypłucz je, a nadmiar krwi zneutralizuj podchlorynem.
  8. Usuń niekarmione komary z kubka, ogłuszając wszystkie komary na lodzie (przez 1-2 min) i oddzielając osobniki niekarmione od tych, które pobrały posiłek z krwi. Szukaj napuchniętych i czerwonych odwłoków (wskazujących na obecność krwi), aby odróżnić komary nakarmione, w pełni nasycone, od niekarmionych (Rysunek 3).
  9. Umieść kubki do infekcji w komorze bezpieczeństwa biologicznego (Rysunek uzupełniający S1) i zapewnij w każdym kubku wkład z 10% roztworem cukru, wymieniając go co drugi dzień przez 8-10 dni.

3. Przygotowanie zainfekowanych komarów

UWAGA: Ta część protokołu odbywa się w pomieszczeniu do zakażeń BSL2. Do pomieszczenia zakażeń, w którym przetrzymywane są zakażone komary, dopuszczony jest wyłącznie upoważniony i przeszkolony personel. Komary są utrzymywane w zmodyfikowanych kubkach posiadających tylko jeden punkt wejścia, który automatycznie zamyka się po usunięciu aspiratora ustnego. Kubki te umieszcza się w przezroczystym pojemniku z tworzywa termoplastycznego, aby zapobiec ucieczce owadów. Pojemnik znajduje się w pomieszczeniu zakażeń za systemem podwójnych drzwi. Należy wdrożyć wszystkie niezbędne protokoły na wypadek przypadkowej ekspozycji na zakażone komary (Supplemental File S1). Protokoły te są specyficzne dla danego kraju i zależą od wymogów instytucji.

  1. W 8.–10. dniu po karmieniu zakażonym materiałem, ogłusz zakażone komary, umieszczając je na lodzie, a następnie przenieś je do oznakowanych probówek z 70% etanolem (trzymając komary z każdej grupy kontrolnej i badawczej oddzielnie).
  2. Przed opuszczeniem pomieszczenia do zakażeń upewnij się, że wszystkie komary nie żyją.

4. Disekcje zakażonych komarów

UWAGA: Ta część protokołu jest przeprowadzana w laboratorium.

  1. Przenieś komary do oznaczonych szalek Petri wyłożonych papierem filtrowanym, zachowując rozdzielność grup kontrolnej i badawczej.
  2. Nanieś kroplę soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) na szkiełko przedmiotowe (oznaczone zgodnie z grupą kontrolną/badawczą) i przenieś pojedynczego komara z papieru filtrowanego do PBS.
  3. Usuń jelito środkowe z unieruchomionego, zakażonego osobnika, przytwierdzając klatkę piersiową komara igłą sekcyjną i jednocześnie pociągając pęsetą za 7th segment odwłoka.
  4. Gdy jelito będzie odsłonięte i widoczne, zlokalizuj cewki Malpighiego (Rysunek 4A,B), aby odróżnić jelito od jajników. Wyjmij jelito z PBS, przenieś je do kropli 0,1% merkurochromu na nowym szkiełku przedmiotowym i pozostaw do zabarwienia na 8-10 min.
  5. Po zabarwieniu przykryj jelito szkiełkiem nakrywką i obserwuj je w świetle przechodzącym przy powiększeniu 20x-40x (Rysunek 4C,D).
  6. Odnotuj obecność oraz liczbę oocyst na jelito środkowe dla każdej grupy kontrolnej i badawczej (Plik uzupełniający S2).
  7. Oblicz aktywność blokującą transmisję, korzystając z równania (1):
    %TBA  Schemat formuły obliczania wydajności, Cp-Tp/Cp × 100, zastosowanie edukacyjne w termodynamice.    (1)
    gdzie TBA = aktywność blokująca transmisję (redukcja częstości występowania oocyst); p = częstość występowania oocyst; C = grupa kontrolna; a T = grupa badawcza.
  8. Oblicz aktywność redukującą transmisję, korzystając z równania (2):
    %TRA = Formuła obliczania procentowego: ((Ci-Ti)/Ci)×100, wyrażenie matematyczne.    (2)
    gdzie TRA = aktywność redukująca transmisję (redukcja intensywności oocyst); I = intensywność oocyst; C = grupa kontrolna; a T = grupa badawcza.
    UWAGA: Wartość TBA może nie być znacząco zredukowana, ale może zaobserwować się znaczącą różnicę w TRA i odwrotnie. Zależy to od ocenianego materiału chemicznego.
  9. Przeprowadź analizę statystyczną, stosując nieparametryczny test t- (Mann-Whitney).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Całkowita liczba sekcjonowanych okazów kontrolnych wyniosła 47, przy średniej częstości występowania na poziomie 89% i intensywności wynoszącej 9,5 oocyst na jelito środkowe (Tabela 1, zgodnie z wcześniejszą publikacją22). W przypadku związku MMV1581558 wielkość próby wyniosła łącznie 42 okazy, przy częstości występowania oocyst na poziomie 36% i średniej intensywności 1,5 oocyst. Wykazuje to redukcję częstości występowania oocyst o 58% oraz TRA na poziomie 82% we wszystkich trzec...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Aby ten protokół został pomyślnie wykonany, należy zwrócić uwagę na każdy krok, nawet jeśli może to być żmudny i pracochłonny proces. Jednym z najważniejszych kroków jest upewnienie się, że hodowla gametocytów jest dobrej jakości i że składa się z dojrzałych gametocytów, z prawidłowym stosunkiem mężczyzn do kobiet, przed rozpoczęciem SMFA 23,24. Podczas SMFA ważne jest również utrzymanie kultury gametocytów w odpowiedniej temperaturze, aby zapobiec wiczczowaniu s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować Prof. Lyn-Mari Birkholtz i dr Janette Reader z Wydziału Biochemii, Genetyki i Mikrobiologii Instytutu Zrównoważonej Kontroli Malarii na Uniwersytecie w Pretorii za hodowlę i dostarczenie kultury gametocytów. Szczep pasożyta został uzyskany z tego ostatniego działu (nie jest częścią tej publikacji). Departament Nauki i Innowacji (DSI) oraz Narodowa Fundacja Badawcza (NRF); Inicjatywa Katedr Badawczych Republiki Południowej Afryki (UID 64763 do LK i UID 84627 do LMB); Wspólnoty Praktyków NRF (UID 110666 LMB i LK); oraz Strategiczne Partnerstwa na rzecz Innowacji w Dziedzinie Zdrowia (SHIP) Południowoafrykańskiej Rady ds. Badań Medycznych są również uznawane za fundusze z DSI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Jelito bydlęce/rzeźniczy
MMV1581558MMVSkrzynka reagowania na pandemię
Igły preparacyjneWRIMWykonana na zamówienie
rurka sokołaLasec
Podajniki szkłaGlastechniek Peter Coelen BV
Graphpad Prism (8.3.0)Graphpad
MercurochromeMerck (Sigma-Aldrich)129-16-8
Szkiełka mikroskopoweMerch (Sigma-Aldrich)S8902
ParafilmCleansafe
Tabletki PBSThermoFisher ScientificBP2944
Szafa bezpieczeństwa biologicznego z pleksiglasuWits UniversityWykonane przez wykonawców w Wits
Plastikowe kubki (350 mL)Plastikowa ziemia
związek

Bibliografia

  1. World Malaria Report. World Health Organization. , Available from: https://www.who.int/publications/i/item/9789240040496 (2021).
  2. Takken, W., Verhulst, N. O. Host preferences of blood feeding mosquitoes. Annual Review of Entomology. 58, 433-453 (2013).
  3. Gillies, M. T., Coetzee, M. Supplement to the Anophelinae of Africa south of the Sahara Afrotropical region. Publications of the South African Institute for Medical Research. 55, 1(1987).
  4. Gillies, M. T., De Meillon, B. The Anophelinae of Africa south of the Sahara. Publications of the South African Institute for Medical Research. 54, (1968).
  5. Antonio-Nkondjio, C., et al. Complexity of the malaria vectorial system in Cameroon: contribution of secondary vectors to malaria transmission. Journal of Medical Entomology. 43, 1215-1221 (2006).
  6. Sinka, M. E., et al. The dominant Anopheles vectors of human malaria in Africa, Europe and the Middle East: occurrence data, distribution maps and bionomic précis. Parasites and Vectors. 3, 117(2010).
  7. Coetzee, M., Hunt, R. H., Wilkerson, R., Della Torre, A., Coulibaly, M. B., Besansky, N. J. Anopheles coluzzii and Anopheles amharicus, new members of the Anopheles gambiae complex. Zootaxa. 3619, 246-274 (2013).
  8. Kyalo, D., Amratia, P., Mundia, C. W., Mbogo, C. M., Coetzee, M., Snow, R. W. A geo-coded inventory of anophelines in the Afrotropical Region south of the Sahara: 1898-2016. Wellcome Open Research. 2, 57(2017).
  9. Cohuet, A., Harris, C., Robert, V., Fontenille, D. Evolutionary forces on Anopheles: What makes a malaria vector. Trends in Parasitology. 309, (2009).
  10. Weathersby, A. B. The role of the stomach wall in the exogenous development of Plasmodium gallinaceum as studies by means of haemocoel injections of susceptible and refractory mosquitoes. The Journal of Infectious Diseases. 91, 198-205 (1952).
  11. Ally, A. S. I., Vaughan, A. M., Kappe, S. H. I. Malaria parasite development in the mosquito and infection of the mammalian host. The Annual Review of Microbiology. 63, 195-221 (2009).
  12. Delves, M. J., et al. Male and female Plasmodium falciparum mature gametocytes show different responses to antimalarial drugs. American Society for Microbiology Journal. , (2013).
  13. Sinden, R. E. Sexual development of malarial parasites in their mosquito vector. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 75, (1981).
  14. Garcia, G. E., Wirtz, R. A., Barr, J. R., Woolfitt, A. Xanthurenic acid induces gametogenesis in Plasmodium, the malaria parasite. Journal of Biological Chemistry. 15, 12003-12005 (1998).
  15. Oaks, S. C. Jr, Mitchell, V. S., Pearson, G. W., et al. Malaria: Obstacles and Opportunities. , National Academic Press. ISBN 0-309-54389-4 (1991).
  16. Le Manach, C., et al. Identification and profiling of a novel Diazaspirol[3.4]octane chemical series active against multiple stages of the human malaria parasite Plasmodium falciparum and optimization efforts. Journal of Medicinal Chemistry. 64, 2291-2309 (2021).
  17. Cibulskis, R. E., et al. Malaria: global progress 2000-2015 and future challenges. Infect Diseases of Poverty. 5, 61(2016).
  18. Smith, T. A., Chitnis, N., Briet, O. J., Tanner, M. Uses of mosquito-stage transmission-blocking vaccines against Plasmodium falciparum. Trends in Parasitology. 27, 190-196 (2011).
  19. Boyd, M. F. Epidemiology: factors related to the definitive host. Malariology. Boyd, M. F. , W.B. Saunders. Philadelphia. 608-697 (1949).
  20. Ponnudurai, T., van Gemert, G. J., Bensink, T., Lensen, A. H., Meuwissen, J. H. Transmission blockade of Plasmodium falciparum: its variability with gametocyte numbers and concentration of antibody. Transactions of The Royal Society of Tropical Medicine. 81, 491-493 (1987).
  21. Rutledge, L. C., Ward, R. A., Gould, D. J. Studies on the feeding response of mosquitoes to nutritive solutions in a new membrane feeder. Mosquito News. 24 (4), (1964).
  22. Reader, J., et al. Multistage and transmission-blocking targeted antimalarials discovered from the open-source MMV Pandemic Response Box. Nature Communications. 12, 269(2021).
  23. Bousema, T., et al. Mosquito feeding assays for natural infections. PLoS One. 7 (8), (2012).
  24. Churcher, T., et al. Measuring the blockade of malaria transmission - An analysis of the standard membrane feeding assay. International Journal for Parasitology. 42, 1037-1044 (2012).
  25. Medley, G. F., et al. Heterogeneity in patterns of malarial oocyst infections in the mosquito vector. Parasitology. 106, 441-449 (1993).
  26. Miura, K., et al. Transmission-blocking activity is determined by transmission reducing activity and number of control oocysts in Plasmodium falciparum standard membrane-feeding assay. Vaccine. 34, 4145-4151 (2016).
  27. Sattabongkot, J., Maneechai, N., Rosenberg, R. Plasmodium vivax: gametocyte infectivity of naturally infected Thai adults. Parasitology. 102 (01), 27-31 (1991).
  28. Vallejo, A. F., Garcia, J., Amado-Garavito, A. B., Arevalo-Herrera, M., Herrera, S. Plasmodium vivax gametocyte infectivity in sub-microscopic infections. Malaria Journal. 15 (1), 48(2016).
  29. Ponnudurai, T., Lensen, A. H. W., van Gemert, G. J. A., Bolmer, M. G., Meuwissen, J. H. E. Feeding behavior and sporozoite ejection by infected Anopheles stephensi. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 85, 175-180 (1991).
  30. Miura, K., et al. Qualification of standard membrane-feeding assay with Plasmodium falciparum malaria and potential improvements for future assays. PLoS One. 8, 57909(2013).
  31. Griffin, P., et al. Safety and reproducibility of a clinical trial system using induced blood stage Plasmodium vivax infection and its potential as a model to evaluate malaria transmission. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10, 0005139(2016).
  32. Delves, M. J., Sinden, R. E. A semi-automated method for counting fluorescent malaria oocysts increases the throughput of transmission blocking studies. Malaria Journal. 9, 35(2010).
  33. vander Kolk, M., et al. Evaluation of the standard membrane feeding assay (SMFA) for the determination of malaria transmission-reducing activity using empirical data. Parasitology. 130, 13-22 (2005).
  34. van der Kolk, M., de Vlas, S. J., Sauerwein, R. W. Reduction and enhancement of Plasmodium falciparum transmission by endemic human sera. International Journal for Parasitology. 36, 1091-1095 (2006).
  35. Singh, M., et al. Plasmodium's journey through the Anopheles mosquito: A comprehensive review. Biochimie. 181, 176-190 (2021).
  36. Vos, M. W., et al. A semi-automated luminescence based standard membrane feeding assay identifies novel small molecules that inhibit transmission of malaria parasites by mosquitoes. Scientific Reports. 5, 18704(2015).
  37. Azevedo, R., et al. Bioluminescence method for in vitro screening of Plasmodium transmission-blocking compounds. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 61, (2017).
  38. Okell, L. C., Bousema, T., Griffin, J. T., Ouedraogo, A. L., Ghani, A. C., Drakeley, C. J. Factors determining the occurrence of submicroscopic malaria infections and their relevance for control. Nature Communications. 3, 1237(2012).
  39. Pasay, C. J., et al. Piperaquine monotherapy of drug-susceptible Plasmodium falciparum infection results in rapid clearance of parasitemia but is followed by the appearance of gametocytemia. The Journal of Infectious Diseases. 214, 105-113 (2016).
  40. Stone, W. J., et al. A scalable assessment of Plasmodium falciparum transmission in the standard membrane-feeding assay, using transgenic parasites expressing green fluorescent protein-luciferase. The Journal of Infectious Diseases. 210, 1456-1463 (2014).
  41. Hasan, A. U., et al. Implementation of a novel PCR based method for detecting malaria parasites from naturally infected mosquitoes in Papua New Guinea. Malaria Journal. 8, 182(2009).
  42. Stone, W. J., et al. The relevance and applicability of oocyst prevalence as a read-out for mosquito feeding assays. Scientific Reports. 3, 3418(2013).
  43. Marquart, L., Baker, M., O'Rourke, P., McCarthy, J. S. Evaluating the pharmacodynamic effect of antimalarial drugs in clinical trials by quantitative PCR. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59, 4249-4259 (2015).
  44. McCarthy, J. S., et al. tolerability, pharmacokinetics, and activity of the novel long-acting antimalarial DSM265: a two-part first-in-human phase 1a/1b randomised study. TheLancet Infectious Diseases. 17, 626-635 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wykrywanie Plasmodium falciparumkrew zaka ona gametocytamiwykrywanie oocystsekcja jelita rodkowegoblokowanie transmisjiprzesiewowe badanie zwi zk w przeciwmalarycznychbarwienie merkurochromemzdolno wektora do przenoszenia patogenu
Standardowy test karmienia membranowego do wykrywania zakażenia Plasmodium falciparum u wektorów komarów Anopheles
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.