Method Article

Bezpłomieniowa metoda sterylizacji kilofów, szpatułek i skalpeli C. elegans

DOI:

10.3791/63578

⸱

March 4th, 2022

 , 
1Neuroscience Department, Wellesley College

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje metodę sterylizacji robaków, szpatułek i skalpeli za pomocą mikro-spalarki zamiast otwartego ognia.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Caenorhabtidis elegans (C. elegans) jest optymalnym organizmem modelowym do badań i edukacji głównie na uczelniach licencjackich. Studenci mogą szybko nauczyć się sterylnej techniki wymaganej do utrzymania kultur C. elegans. Sterylizacja platynowych kilofów używanych do przenoszenia robaków z jednej płytki na drugą odbywa się tradycyjnie poprzez trzymanie kilofa w płomieniu z palnika Bunsena lub latarni etanolowej. Palniki Bunsena wymagają jednak źródła gazu, a oba elementy wyposażenia stwarzają ryzyko przypadkowego pożaru związanego z otwartym ogniem. Zademonstrowano tutaj technikę sterylizacji robaków, szpatułek i skalpeli za pomocą mikrospalarni pętli bakteriologicznej na podczerwień. To urządzenie wymaga jedynie gniazdka elektrycznego i minimalizuje potencjalne zagrożenie pożarowe. Obniżając ryzyko i zapotrzebowanie na gaz, technika ta doskonale nadaje się do badań i nauczania na studiach licencjackich.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Organizm modelowy C. elegans doskonale nadaje się zarówno do badań, jak i edukacji w instytucjach głównie licencjackich (PUI) ze względu na niski koszt, łatwość utrzymania i zakres zastosowań1,2,3,4. Aby poradzić sobie z robakami - na przykład, aby przenieść robaka z jednej płytki na drugą, eksperymentatorzy mogą użyć wykałaczki do robaków. Można wykonać lub kupić różne kilofy do użytku z C. elegans. Kostelki są najczęściej wykonywane przy użyciu platynowej lub platynowo-irydowej końcówki, zamontowanej w szklanej, metalowej lub drewnianej rączce. Szklane uchwyty można wykonać we własnym zakresie, topiąc pipetę Pasteura wokół platynowego drutu, aż drut będzie bezpieczny. Dodatkowe informacje na temat hodowli C. elegans, w tym jak hodować i utrzymywać robaki oraz ich źródła pożywienia, można znaleźć w WormBook5 i innych źródłach6,7,8.

Podczas pracy z C. elegans, zazwyczaj stosuje się techniki aseptyki, aby zapobiec skażeniu mikrobami i grzybami. Przykłady technik aseptycznych obejmują sterylizację narzędzi, autoklawowanie odczynników i prowadzenie prac na sterylnych polach. Wytrychy do robaków są zazwyczaj sterylizowane przy użyciu otwartego ognia9. Dodatkowo sterylizacja ślimaka spala robaki, zapobiegając w ten sposób przypadkowemu pomieszaniu szczepów podczas pracy z wieloma szczepami robaków. Typowe metody sterylizacji wytrychów robaków obejmują otwarty płomień z palnika Bunsena, latarni etanolowej lub standardowej zapalniczki (tabela 1). Zostaliśmy zmotywowani do poszukiwania bezpieczniejszych alternatyw dla istniejących metod w laboratorium, gdy student studiów licencjackich nieświadomie rozlał etanol podczas napełniania latarni etanolowej i przypadkowo wzniecił mały pożar podczas zapalania latarni. Niestety, zgłoszono wiele wypadków z użyciem latarni etanolowych10,11,12. Na szczęście alternatywne metody sterylizacji zostały zatwierdzone do stosowania w mikrobiologii, a celem tego artykułu jest pokazanie, jak używać tego sprzętu do sterylizacji narzędzi do użytku z C. elegans.

W laboratoriach mikrobiologicznych technika aseptyczna jest również krytyczna. Serologiczne pętle i druty wykonane z platyny są sterylizowane za pomocą otwartego ognia13 lub mikrospalarki14,15,16. Inne nazwy mikrospalarni to mikrosterylizatory lub spalarnie bakterii. Zalety mikrospalarni w porównaniu z tradycyjnymi metodami spalania obejmują zmniejszone zagrożenie pożarowe, eliminację rozprysków spalanych materiałów oraz możliwość pracy w okapie z przepływem laminarnym/szafie bezpieczeństwa biologicznego16,17,18. W rzeczywistości zarówno Amerykańskie Towarzystwo Mikrobiologii, jak i Światowa Organizacja Zdrowia zalecają stosowanie mikrospalarni zamiast otwartego ognia17,19,20. W porównaniu z palnikami Bunsena, mikrospalarnie nie wymagają również przewodu gazowego, którego niektóre laboratoria mogą nie mieć lub mogą nie znajdować się przy każdym stanowisku do użytku przez studentów. Zainspirowany tymi zaletami, opracowano protokół mający na celu zastąpienie stosowania płomienia mikrospalarniami do sterylizacji powszechnie używanych narzędzi, takich jak kilofy, szpatułki i skalpele w laboratorium C. elegans. Metoda ta może być odpowiednia dla instruktorów i badaczy dążących do zwiększenia bezpieczeństwa i/lub elastyczności podczas pracy z C. elegans.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotuj mikro-spalarnię.

  1. Przymocuj prowadnicę akcesoriów uchwytu pętli do mikrospalarni, przypinając ją do lufy zewnętrznej.
  2. Podłącz mikrospalarkę do standardowego gniazdka elektrycznego 120 V lub 230 V, w zależności od potrzeb.
    UWAGA: Można to zrobić na blacie stołowym lub w okapie z przepływem laminarnym.
  3. Ustaw mikrospalarkę na wysokie ustawienie i pozwól jej się rozgrzać przez 10-20 minut, w zależności od instrukcji producenta, aby osiągnąć optymalną temperaturę 800-825 oC.
    UWAGA: W przypadku pozostawienia spalarni włączonej przez okres dłuższy niż 3 godziny, niższe ustawienie temperatury (500 oC) może być używane jako ustawienie czuwania. Zgodnie z instrukcjami obsługi producentów wydłuża to żywotność sprzętu.

2. Wysterylizuj kilof, szpatułkę lub skalpel

  1. Włóż instrument do cylindrycznego obszaru sterylizacji bez dotykania boków, przesuwając wzdłuż prowadnicy21.
    UWAGA: Podczas sterylizacji skalpela bardzo ważne jest, aby unikać dotykania ostrzami ceramicznej ścianki. Skrobanie ściany ceramicznej może zagrozić integralności urządzenia grzewczego.
  2. Trzymaj instrument w obszarze sterylizacji przez 5-7 sekund.
  3. Wyjmij instrument bez dotykania boków, przesuwając go do tyłu wzdłuż prowadnicy.
  4. W przypadku kilofów pozwól instrumentowi ostygnąć przez 3-5 sekund przed dotknięciem robaka, aby uniknąć jego poparzenia.
    UWAGA: Skalpele lub szpatułki, które nie mogą ostygnąć, przypalą agar.
  5. Po zebraniu robaków ponownie włóż kilof do komory na 5-7 sekund, aby spalić wszelkie robaki na kilofie.

3. Metoda porównawcza - sterylizacja narzędzi za pomocą palnika Bunsena

  1. Podłącz palnik Bunsena do przewodu gazowego za pomocą gumowej rurki. Upewnij się, że rurka jest szczelnie zabezpieczona i ustaw palnik z dala od przedmiotów znajdujących się nad głową.
  2. Włącz gaz, przekręcając pokrętło na przewodzie gazowym.
  3. Zapal palnik za pomocą zaczepu lub zapalniczki.
  4. Wyreguluj płomień za pomocą pokrętła gazu i wlotu powietrza, aż widoczny będzie niebieski stożek.
  5. Przytrzymaj kilof, szpatułkę lub skalpel w płomieniu, aż zaświeci się na czerwono.
  6. W przypadku kilofów pozwól instrumentowi ostygnąć przez 3-5 sekund przed dotknięciem robaka, aby uniknąć jego poparzenia.
    UWAGA: Skalpele lub szpatułki, które nie mogą ostygnąć, przypalą agar.
  7. Po zerwaniu robaków ponownie włóż kilof do płomienia, aby spalić wszelkie robaki na kilofie.

4. Eksperyment

  1. Hodowla bakterii OP50 Escherichia coli (E. coli) w Luria Broth22 przez noc na wytrząsarce o temperaturze 37 oC.
  2. Po całonocnym posiewie rozcieńczyć kulturę w sterylnej wodzie w stosunku 1:100,
    UWAGA: Ten współczynnik rozcieńczenia został wybrany, aby zapewnić oddzielenie kolonii po posiewie.
  3. Zanurz wykałaczkę wysterylizowaną za pomocą palnika Bunsena w roztworze bakteryjnym, ponownie wysterylizuj palnikiem Bunsena i zamieszaj w 100 ml sterylnej wody.
  4. Umieść 100 μl wody na 10 cm agarze LB 22,23 Szalka Petriego, rozprowadź wodę za pomocą sterylnego rozsiewacza komórek i inkubuj w temperaturze pokojowej przez 24 godziny pod przykryciem.
  5. Wykonaj kroki 4.3-4.4 za pomocą wykałacza ślimakowego wysterylizowanego za pomocą mikrospalarni.
  6. Jako kontrolę pozytywną należy wykonać kroki 4.3-4.4 bez ponownej sterylizacji.
  7. Jako kontrolę ujemną należy wykonać kroki 4.3-4.4 używając sterylnej wody zamiast roztworu bakteryjnego.
  8. Policz kolonie ręcznie po okresie inkubacji.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prosty eksperyment (sekcja 4) został opracowany w celu zademonstrowania względnych wskaźników zanieczyszczenia przy użyciu mikro-spalarni w porównaniu z płomieniem (Rysunek 1, Tabela 2). Chociaż wyniki te reprezentują wskaźniki zanieczyszczenia w różnych metodach, nie byłoby konieczne powtarzanie tej metody w celu zastosowania techniki mikrospalarni. Eksperyment przeprowadzono w trzech egzemplarzach. Kontrolą ujemną była sterylna woda bez bakterii. W kontroli pozytywnej nie zastosowano żadnej techniki sterylizacji: kilof zanurzono w rozcieńczonej kulturze OP50, a następnie przeniesiono bezpośrednio do sterylnej wody. Wszystkie powtórzenia i warunki przeprowadzono równolegle tego samego dnia. Na wszystkich trzech płytkach kontroli ujemnej nie policzono żadnych kolonii. Średnią liczbę kolonii 4,7 (± 0,3 SEM) uzyskano, gdy palnik Bunsena był używany do sterylizacji kilofów. W warunkach mikrospalarni zaobserwowano średnią liczbę 3,3 (±1,2 SEM) kolonii. Natomiast średnią liczbę kolonii wynoszącą 298,3 (±17,9 SEM) uzyskano w warunkach kontroli dodatniej. Dwustronny test t zakładający równą wariancję porównującą palnik Bunsena z mikrospalarnią nie wykazał statystycznie istotnej różnicy, p = 0,35. W ten sposób mikrospalarnia osiągnęła wyniki sterylności równie skuteczne jak palnik Bunsena.

figure-results-1
Rysunek 1: Liczba bakterii w różnych metodach sterylizacji. Kilofy zanurzono w kulturze 1:100 OP50 w sterylnej wodzie, a następnie wysterylizowano za pomocą palnika Bunsena lub mikro-spalarni. Kilofy następnie zanurzono w sterylnej wodzie, posiano na LB agar22,23 i inkubowano przez 24 godziny w temperaturze pokojowej, a kolonie policzono ręcznie. W kontroli pozytywnej nie przeprowadzono sterylizacji, a w kontroli negatywnej użyto sterylnej wody bez bakterii. n = 3 powtórzenia na warunek. Uwaga: oś y jest przerwana, aby umożliwić oddzielenie punktów danych w odpowiednich częściach wykresu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Metoda sterylizacjikosztWymagania laboratoryjneZaletyNiedogodności
Mikrospalarnia$ 365–530Gniazdo 120 V lub 230 V• Portable
• Brak otwartego ognia lub odsłoniętego elementu grzejnego
• Nadaje się do stosowania w okapach z przepływem laminarnym i szafach bezpieczeństwa biologicznego		• Czas nagrzewania
• Wyższy koszt
Palnik Bunsena24–169 dolarówLinia gazowa• Szybka konfiguracja
• Niski koszt		• Otwórz Płomień
• Nie zaleca się stosowania w okapie z przepływem laminarnym lub komorze bezpieczeństwa biologicznego
Lampa etanolowa11 dolarówżaden• Szybka konfiguracja
• Niski koszt
• Wielokrotnego napełniania		• Otwórz Płomień
• Zagrożenie bezpieczeństwa podczas napełniania
• Nie zaleca się stosowania w okapie z przepływem laminarnym lub komorze bezpieczeństwa biologicznego
• Niedozwolone w niektórych instytucjach
zapalniczka5–8 złżaden• Niski koszt
• Dostępny
• Jednorazowe
• Wielokrotnego napełniania		• Otwórz Płomień
• Obsługiwany ręcznie
• Nie zaleca się stosowania w okapie z przepływem laminarnym lub komorze bezpieczeństwa biologicznego

Tabela 1: Porównanie metod sterylizacji narzędzi. Porównano cztery metody sterylizacji narzędzi w oparciu o zalety, wady, koszty i wymagania laboratoryjne.

pkt.
ReplikujWarunek
MikrospalarniaPalnik BunsenaKontrola negatywnaPozytywna kontrola
1150Rozdział 278
cyfra arabska440Rozdział 334
3550Rozdział 283
znaczyć3.3Rozdział 4.70,0298,3
SemRozdział 1.20,30,0Pytanie 17,9

Tabela 2: Surowe dane dotyczące liczby bakterii w różnych metodach sterylizacji. Kilofy zanurzono w kulturze OP50 w skali 1:100 w sterylnej wodzie, a następnie wysterylizowano za pomocą palnika Bunsena lub mikro-spalarni. Kilofy następnie zanurzono w sterylnej wodzie, posiano na LB agar22,23 i inkubowano przez 24 godziny w temperaturze pokojowej, a kolonie policzono ręcznie. W kontroli pozytywnej nie przeprowadzono sterylizacji, a w kontroli negatywnej użyto sterylnej wody bez bakterii. n = 3 powtórzenia na warunek. Średnia i SEM podane poniżej indywidualnych liczb.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C. elegans jest organizmem modelowym dobrze nadającym się do ćwiczeń w laboratoriach dydaktycznych na studiach licencjackich. Stosowanie mikrospalarni zamiast otwartego ognia przynosi korzyści zarówno w laboratoriach badawczych, jak i w laboratoriach stacjonarnych. W rzeczywistości studia laboratoryjne na poziomie licencjackim mogą stwarzać większe ryzyko przypadkowych pożarów, biorąc pod uwagę liczbę nowo wyszkolonych naukowców w pomieszczeniu. Ponadto ryzyko pożaru wzrasta, gdy etanol jest używany do sterylizacji narzędzi w pobliżu źródła płomienia, ponieważ opary etanolu są łatwopalne. Przenośność jest również zaletą w salach lekcyjnych, w których przewody gazowe nie są zainstalowane na każdym stanowisku. Metoda ta została zastosowana w laboratoriach dydaktycznych i badawczych w naszej instytucji, co spowodowało brak wzrostu zanieczyszczeń i zero wypadków związanych z bezpieczeństwem laboratoryjnym od czasu jej powstania w 2016 roku.

Aby zapewnić kompatybilność z mikrospalarniami, przetestowano szereg kilofów o różnych mocowaniach, składach przewodów i grubościach drutu. Skład drutu obejmował 100% platyny, a także 90% platyny/10% irydu o grubości drutu 30-32 G, a niezależnie od grubości i składu, metoda ogrzewania nie naruszała integralności drutu. Mocowania obejmowały dwa różne typy dostępnych na rynku uchwytów do wybierania oraz wykonane przez nas szklane mocowania z pipet Pasteura. Zwróć uwagę, że kilofy nie świecą się na czerwono, tak jak w płomieniu. Jednak wystarczająca sterylizacja jest nadal osiągana, o ile sterylizator osiągnął odpowiednią temperaturę. Dlatego bardzo ważne jest, aby mikrospalarnia rozgrzała się przez 10 lub 20 minut, jak wskazano w instrukcjach producenta. Kluczowe znaczenie ma również trzymanie narzędzia w komorze przez co najmniej 5 sekund w celu sterylizacji. Pozostawienie instrumentu w komorze dłużej niż 7 s nie spowoduje uszkodzenia instrumentu, ale jest niepotrzebne. Chociaż jest to stosunkowo prosta procedura z minimalnymi krokami i jest mało prawdopodobne, aby wymagała rozwiązywania problemów, nauczenie się stabilizowania instrumentu w lufie bez dotykania boków może wymagać trochę praktyki.

Aby zastąpić otwarty płomień, metoda sterylizacji musi obejmować wszystkie zastosowania stosowane w laboratorium. Oprócz narzędzi sterylizujących, laboratoria C. elegans mogą również używać palników Bunsena do tworzenia sterylnego pola do wykonywania innych zadań, takich jak nalewanie płytek lub zaszczepianie kultur13. Jednak to, czy tworzy to sterylne pole, czy też wciąga wciąż żywe zanieczyszczenia, pozostaje kontrowersyjne14. Chociaż nie jest to możliwe we wszystkich instytucjach, do tych celów można użyć komory bezpieczeństwa biologicznego lub okapu z przepływem laminarnym, dzięki czemu laboratorium może funkcjonować bez użycia otwartego ognia. Instrukcje obsługi większości mikrospalarni odradzają stosowanie ostrzy skalpela do sterylizacji, ponieważ skrobanie wewnętrznych ścianek uszkadza sterylizator. Jeśli jednak ostrożnie korzysta się z prowadnicy, można wysterylizować ostrze skalpela lub szpatułkę bez dotykania wewnętrznych ścianek. Rozszerza to zastosowanie tej techniki, aby umożliwić dzielenie na kawałki bez użycia płomienia i pozwala laboratorium C. elegans funkcjonować bez przełączania technik między sterylizacją różnych przedmiotów.

Jak przedstawiono w tabeli 1, mikrospalarnie zapewniają większe bezpieczeństwo, zwiększoną kompatybilność z okapami z przepływem laminarnym oraz większą przenośność w porównaniu z metodami opartymi na płomieniu, ale mają ograniczenia. Są one bardziej kosztowne niż inne metody i wymagają czasu nagrzewania przed osiągnięciem temperatury sterylizacji. Podsumowując, ta metoda, która jest rutynowo stosowana w wielu laboratoriach mikrobiologicznych, może być stosowana w niektórych laboratoriach badawczych i dydaktycznych C. elegans dążących do poprawy bezpieczeństwa laboratoryjnego bez uszczerbku dla sterylności.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ujawniono żadnych konfliktów interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować Suzanne Howard i Justinowi Finne. Praca ta została sfinansowana przez Wydział Neuronauki Wellesley College. Robaki N2 zostały dostarczone przez CGC, które jest finansowane przez Biuro Programów Infrastruktury Badawczej NIH (P40 OD010440). Opłaty za publikację tego artykułu zostały pokryte przez Wellesley College Library and Technology Services Open Access Fund.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
90% platyna 10% drut irydowyTritechPT-9010Można stosować inne źródła i składy drutu.
agaruAgaroseSigma AldrichA6013
Palnik Bunsena FisherScientific50-110-1225Można używać innych palników Bunsena
LampaCarolina706604Zamieszczona tutaj jako odniesienie do Tabeli 1
ZapalniczkaCarolina706636Dołączona tutaj jako odniesienie do Tabeli 1
Akcesorium do uchwytu pętliFisher22-630-002Określany w manuskrypcie jako "przewodnik"
MikrospalarniaThomas Scientific1154J15Istnieje wiele firm, które sprzedają podobny sprzęt. Podobne modele sprzedawane również przez Benchmark Scientific (B1001),  Fisher Scientific (22-630-001), Carolina (703400) i BT Lab Systems (BT1702).
Robaki N2CGCN2
NaClSigma AldrichS5886LB składnik
OP50 E. coliCGCOP50
szalka PetriegoFisher08-772B
Uchwyt pickaTritechTWPH1
Ostrze skalpelaFisher12-000-161
Rękojeść skalpelaFisher12-000-164
SzpatułkaFisher14-374Inne szpatułki będą działać
Sterylne rozsiewacze komórekVWR76206-438Inne rozsiewacze komórek mogą być używane, o ile są sterylne
TryptonSigma AldrichT7293LB składnik
Ekstrakt drożdżowy SkładnikSigma AldrichY1625LB
Składnik LB etanolowa

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wild caught nematode identification and early embryo development: An accessible undergraduate research experience. microPublication Biology. 2021, (2021).">Attix, H., et al. Wild caught nematode identification and early embryo development: An accessible undergraduate research experience. microPublication Biology. 2021, (2021).
  2. Demonstrating connections between neuron signaling and behavior using C. elegans learning assays and optogenetics in a laboratory class. Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 16 (3), 223-231 (2018).">Rose, J. K. Demonstrating connections between neuron signaling and behavior using C. elegans learning assays and optogenetics in a laboratory class. Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 16 (3), 223-231 (2018).
  3. An inquiry-based approach to study the synapse: Student-driven experiments using C. elegans. Journal of Undergraduate Neuroscience Education: JUNE: A Publication of FUN, Faculty for Undergraduate Neuroscience. 15 (1), 44-55 (2016).">Lemons, M. L. An inquiry-based approach to study the synapse: Student-driven experiments using C. elegans. Journal of Undergraduate Neuroscience Education: JUNE: A Publication of FUN, Faculty for Undergraduate Neuroscience. 15 (1), 44-55 (2016).
  4. Exploration of gerontogenes in the nervous system: a multi-level neurogenomics laboratory module for an intermediate neuroscience and behavior course. Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 8 (2), 108-115 (2010).">Raley-Susman, K. M., Gray, J. M. Exploration of gerontogenes in the nervous system: a multi-level neurogenomics laboratory module for an intermediate neuroscience and behavior course. Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 8 (2), 108-115 (2010).
  5. Maintenance of C. elegans. WormBook: The Online Review of C. Elegans Biology. , Pasadena, CA. 1-11 (2006).">Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook: The Online Review of C. Elegans Biology. , Pasadena, CA. 1-11 (2006).
  6. Basic Caenorhabditis elegans methods: synchronization and observation. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (64), e4019(2012).">Porta-de-la-Riva, M., Fontrodona, L., Villanueva, A., Cerón, J. Basic Caenorhabditis elegans methods: synchronization and observation. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (64), e4019(2012).
  7. Biology I: yeast, Drosophilia, and C. Elegant. C. Elegans Maintenace. JoVE Science Education Database. , Cambridge, MA. (2022).">JoVE. Biology I: yeast, Drosophilia, and C. Elegant. C. Elegans Maintenace. JoVE Science Education Database. , Cambridge, MA. (2022).
  8. C. elegans: A Practical Approach. , IRL. Oxford University Press. Oxford. (1999).">Hope, I. A. C. elegans: A Practical Approach. , IRL. Oxford University Press. Oxford. (1999).
  9. Working with Worms: Caenorhabditis elegans as a Model Organism. Current Protocols Essential Laboratory Techniques. 19 (1), 35(2019).">Meneely, P. M., Dahlberg, C. L., Rose, J. K. Working with Worms: Caenorhabditis elegans as a Model Organism. Current Protocols Essential Laboratory Techniques. 19 (1), 35(2019).
  10. Improving safety in the microbiology laboratory through active learning and investigation. American Society for Microbiology. , (2000).">Waechter-Brulla, D. Improving safety in the microbiology laboratory through active learning and investigation. American Society for Microbiology. , (2000).
  11. It says in the books that ethanol burns with a cool flame. Journal of Chemical Education. 77 (11), 1488(2000).">Young, J. A. It says in the books that ethanol burns with a cool flame. Journal of Chemical Education. 77 (11), 1488(2000).
  12. Learning by accident. V. 2. , Laboratory Safety Institute. Natick, MA. (2005).">Mojtabai, F., Kaufman, J. A. Learning by accident. V. 2. , Laboratory Safety Institute. Natick, MA. (2005).
  13. General Laboratory Techniques. Introduction to the Bunsen Burner. JoVE Science Education Database. , Cambridge, MA. (2022).">JoVE. General Laboratory Techniques. Introduction to the Bunsen Burner. JoVE Science Education Database. , Cambridge, MA. (2022).
  14. Aseptic Technique. Current Protocols in Microbiology. 56 (1), 98(2020).">Bykowski, T., Stevenson, B. Aseptic Technique. Current Protocols in Microbiology. 56 (1), 98(2020).
  15. American Society for Microbiology Laboratory Protocols. , (2008).">Katz, D. S. The streak plate protocol. American Society for Microbiology Laboratory Protocols. , (2008).
  16. Agency of Canada Canadian Biosafety Handbook. Government of Canada. , Ottawa, ON. (2016).">Public Health Agency of Canada. Agency of Canada Canadian Biosafety Handbook. Government of Canada. , Ottawa, ON. (2016).
  17. ASM Task Committee on Laboratory Biosafety Biosafety guidelines for handling microorganisms in the teaching laboratory: development and rationale. Journal of Microbiology & Biology Education. 14 (1), 78-83 (2013).">Emmert, E. A. B. ASM Task Committee on Laboratory Biosafety Biosafety guidelines for handling microorganisms in the teaching laboratory: development and rationale. Journal of Microbiology & Biology Education. 14 (1), 78-83 (2013).
  18. Handbook of Laboratory Health and Safety Measures. Pal, S. B. , Springer. Dordrecht. (1990).">Collins, C. H. Health Hazards in Microbiology. Handbook of Laboratory Health and Safety Measures. Pal, S. B. , Springer. Dordrecht. (1990).
  19. https://www.who.int/publications/I/item/9789240011311 (2020).">Laboratory Biosafety Manual. World Health Organization. , Available from: https://www.who.int/publications/I/item/9789240011311 (2020).
  20. American Society for Microbiology. , ASM Press. Washington, D.C. (1995).">Fleming, D. O. Laboratory Safety Principles and Practices. American Society for Microbiology. , ASM Press. Washington, D.C. (1995).
  21. Simple modification to improve usefulness of the Bacti-Cinerator. Applied Microbiology. 26 (3), 423(1973).">Gordon, R. C., Davenport, C. V. Simple modification to improve usefulness of the Bacti-Cinerator. Applied Microbiology. 26 (3), 423(1973).
  22. LB (Luria-Bertani) liquid medium. Cold Spring Harbor Protocols. 2006 (1), (2006).">Cold Spring Harbor. LB (Luria-Bertani) liquid medium. Cold Spring Harbor Protocols. 2006 (1), (2006).
  23. Media containing agar or agarose. Cold Spring Harbor Protocols. 2006 (1), (2006).">Cold Spring Harbor. Media containing agar or agarose. Cold Spring Harbor Protocols. 2006 (1), (2006).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

C Elegans SterilizationFlame Free SterilizationInfrared Micro IncineratorPlatinum Worm PicksSterile TechniqueBunsen Burner AlternativeLaboratory SafetyAseptic TechniqueUndergraduate ResearchInstrument Sterilization

Related Articles