Protokół ten przedstawia praktyczny przewodnik po operacji tworzenia niedomykalności aorty (AR) u myszy. Ocena myszy AR za pomocą echokardiografii i inwazyjnego pomiaru hemodynamicznego podsumowuje jej klinicznie istotne cechy hipertrofii ekscentrycznej wywołanej przeciążeniem objętościowym, co sugeruje jej obiecujące zastosowanie w badaniu przerostu mięśnia sercowego.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Chirurgicznie wywołane przeciążenie objętości serca przez niedomykalność zastawki aortalnej u myszy
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Niedomykalność zastawki aortalnej (AR) jest powszechną chorobą zastawkową serca, która wywiera przeciążenie objętościowe na serce i stanowi globalny problem zdrowia publicznego. Chociaż myszy są szeroko stosowane do rzucania światła na mechanizmy chorób sercowo-naczyniowych, mysie modele AR, zwłaszcza te wywołane przez operację, nadal są rzadkie. W tym przypadku szczegółowo opisano mysi model AR, który jest indukowany chirurgicznie przez przerwanie zastawki aortalnej w echokardiografii o wysokiej rozdzielczości. Zgodnie z zwróconym przepływem krwi, serca myszy AR mają charakterystyczny i klinicznie istotny fenotyp przeciążenia objętościowego, który charakteryzuje się ekscentrycznym przerostem i dysfunkcją serca, o czym świadczy echokardiograficzna i inwazyjna ocena hemodynamiczna. Nasza propozycja, w wiarygodny i powtarzalny sposób, stanowi praktyczny przewodnik po tworzeniu i ocenie mysiego modelu AR dla przyszłych badań nad mechanizmami molekularnymi i celami terapeutycznymi kardiomiopatii przeciążeniowej objętością.
Wprowadzenie
W przypadku zwiększonego przeciążenia objętościowego (obciążenie wstępne) lub przeciążenia ciśnieniowego (obciążenie następcze) serce ulega powiększeniu, stanowi określonemu jako hipertrofia. Chociaż przerost mięśnia sercowego jest reakcją kompensacyjną mającą na celu utrzymanie perfuzji narządów obwodowych przed niewydolnością serca, jest również niezależnym czynnikiem ryzyka poważnych zdarzeń sercowo-naczyniowych 1,2. Przeciążenie objętościowe jest jednym z ważnych przejawów zwiększonego obciążenia mechanicznego. Przeciążenie objętościowe występuje podczas rozkurczu serca i wywołuje ekscentryczny przerost mięśnia sercowego, który jest często obserwowany nie tylko w chorobach zastawkowych, takich jak niedomykalność zastawki aortalnej i niedomykalność zastawki mitralnej, ale także w schyłkowej chorobie nadciśnieniowej serca, zawale mięśnia sercowego, kardiomiopatii rozstrzeniowej i nadmiernym wysiłku fizycznym. Ponadto w praktyce klinicznej niektóre leki, które mogą lepiej zmniejszać przerost mięśnia sercowego wywołany przeciążeniem ciśnieniowym, mają niezadowalające efekty w leczeniu przerostu mięśnia sercowego wywołanego przeciążeniem objętościowym1. Dlatego tak ważne jest odkrycie mechanizmu i metod interwencji ekscentrycznej przebudowy serca spowodowanej przeciążeniem objętościowym. Jednak takie badania nad przeciążeniem objętościowym były przez długi czas znacznie utrudnione, co można w dużej mierze przypisać brakowi małych modeli zwierzęcych, które można łatwo obsługiwać, skutecznie określać ilościowo i stabilnie replikować3.
Jeśli chodzi o małe gatunki zwierząt, myszy stały się głównym nurtem zwierząt modelowych do badań nad chorobami sercowo-naczyniowymi ze względu na ich krótki cykl życia, wygodną obsługę, przejrzysty genom i łatwość modyfikacji genetycznej4. Jeśli chodzi o kategorie modeli, w porównaniu z modelami modyfikacji genetycznej i modelami leczonymi lekami, modele chirurgiczne mają oczywiste unikalne zalety. Model chirurgiczny pozwala uniknąć nadmiernej i pracochłonnej hodowli myszy i identyfikacji genów, które są niezbędne dla modelu modyfikacji genetycznej, a także może uniknąć niespecyficznych skutków dla tkanek i narządów pozasercowych, które są trudne do kontrolowania w modelach leczonych lekami. Mysi model zastawki aortalno-kawalnej został udokumentowany jako indukujący przeciążenie objętości serca w poprzedniej literaturze5. Jednak zastawka aortalno-komorowa stanowi niewielki odsetek ekscentrycznego przerostu serca w klinice i powoduje przeciążenie dwukomorowe5, co sprawia, że ma niewielkie znaczenie translacyjne do zastosowania w badaniu ekscentrycznego przerostu lewej komory. Niemniej jednak choroba zastawkowa serca stanowi poważny problem zdrowia publicznego na całym świecie; Szacuje się, że około 15% populacji w wieku >75 lat ma znaczne zaburzenia zastawkowe6. Chociaż niedomykalność zastawki aortalnej (AR) zajmuje część wad zastawkowych serca, wyraźnie powoduje ekscentryczny przerost lewej komory (LV) z powodu wzrostu przeciążenia objętościowego przez zwracany przepływ krwi 7,8. Biorąc pod uwagę, że prawa tętnica szyjna wspólna (RCCA) zapewnia drogę do dotarcia do lokalizacji zastawek aortalnych, koncepcyjnie intrygujące jest zakłócenie zastawek aortalnych przez RCCA w celu spowodowania niedomykalności krwi u myszy. Zainspirowany technikami tworzenia oscylacyjnego przepływu aorty9, mysi model niedomykalności aorty (AR) został niedawno opracowany w naszym laboratorium w celu chirurgicznego wywołania przeciążenia objętościowego7. Ta mysz AR wykazuje oczywistą ekscentryczną hipertrofię LV, co jest klinicznie transformacyjnym podejściem i wykazuje duży potencjał translacyjny do badania przeciążonego fenotypu serca i jego mechanizmu. W tym miejscu opisano szczegółową procedurę krok po kroku w celu przeprowadzenia operacji AR u myszy, uzupełnioną za pomocą echokardiografii o wysokiej częstotliwości i inwazyjnej hemodynamiki, aby zapewnić powodzenie operacji (ryc. 1).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Protokół ten otrzymał etyczną aprobatę Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Szpitala Zhongshan na Uniwersytecie Fudan i jest zgodny z zaleceniami Przewodnika dotyczącego opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych (nr 85-23, poprawiony w 2011 r.; National Institutes of Health, Bethesda, MD, Stany Zjednoczone).
UWAGA: Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono na samcach myszy C57BL/6J w wieku >10 tygodni. Chirurg w tym protokole powinien być zręczny w manipulowaniu echokardiografią myszy, zanim wykona operację AR u myszy. Jednak w większości instytucji badawczych echokardiografia małych gryzoni jest obsługiwana przez podstawową placówkę, więc chirurg może ściśle współpracować z głównymi ekspertami, jeśli nie jest doświadczonym chirurgiem w echokardiografii. Doświadczenie z inwazyjnym pomiarem hemodynamicznym u myszy jest plusem.
1. Przygotowanie do obrazowania ultrasonograficznego (obowiązkowe) i inwazyjnego pomiaru hemodynamicznego (opcjonalnie)
- Aparat ultrasonograficzny należy uruchomić po wysterylizowaniu klawiatury i podłączonej do niej sondy 30 MHz 75% alkoholem. Ustaw platformę dla zwierząt z kontrolowaną temperaturą w pozycji dla widoku łuku aorty, w której prawa strona myszy jest pochylona do góry. Spryskaj zewnętrzną część butelki zawierającej żel do ultradźwięków 75% alkoholem w celu jej dezynfekcji (żel do ultradźwięków jest sterylny).
UWAGA: Zaleca się, aby czaszkowy koniec platformy zwierzęcej ultrasonograficznej był umieszczony w kierunku chirurga. Jednak to, czy koniec czaszki, czy ogonowy jest skierowany w stronę chirurga, powinno zależeć od tego, z którym chirurg czuje się bardziej komfortowo. - Podłącz mikromanometr (cewnik ciśnieniowy) do urządzenia do akwizycji danych i przetwornika analogowo-cyfrowego.
UWAGA: Jeśli stan na to pozwala, można również użyć cewnika ciśnieniowo-objętościowego. W tym przypadku stosuje się cewnik ciśnieniowy, ponieważ urządzenie do akwizycji danych o ciśnieniu w laboratorium zbiera dane tylko dotyczące ciśnienia i nie ma możliwości zbierania danych związanych z objętością, chociaż wyniki echokardiograficzne w obecnym badaniu mogą również określać objętości lewej komory. W celu czyszczenia należy wstępnie namoczić końcówkę cewnika w 1% detergencie enzymatycznym, a następnie zanurzyć ją w roztworze soli fizjologicznej.
2. Znieczulenie myszy, przygotowanie urządzeń chirurgicznych i izolacja RCCA
UWAGA: Narzędzia chirurgiczne przed użyciem należy wysterylizować i sterylizować w autoklawie. Zaleca się, aby wszystkie kroki były wykonywane w warunkach aseptycznych. Zaleca się również, aby depilacja była wykonywana 1 dzień wcześniej, aby zaoszczędzić czas podczas procedury obrazowania, zminimalizować potencjalne niepożądane reakcje stresowe u myszy oraz utrzymać klatkę piersiową i kończyny w czystości i suchości.
- Znieczulij mysz w komorze indukcyjnej, która jest podłączona do parownika ustawionego na 4% izofluranu zmieszanego z 0,8 l/min tlenu. Gdy mysz zaśnie lub zniknie odruch szczypania ogona, wyjmij zwierzę z komory indukcyjnej.
- Umieść zwierzę w pozycji leżącej na miedzianej płycie, która jest ogrzewana przez poduszkę grzewczą. Podłącz jego nos do stożka, do którego dostarczany jest 1,5% izofluranu zmieszany z 0,8 l/min tlenu w celu utrzymania stałego poziomu znieczulenia.
UWAGA: Zalecana jest płyta miedziana, ponieważ jest wygodna w czyszczeniu i odporna na rdzę, chociaż można ją zastąpić innym rodzajem metalowej płyty. - Umieść maść okulistyczną na oczach, aby zapobiec wysuszeniu pod narkozą i przyklej kończyny do miedzianej płytki. Usuń włosy z szyi i klatki piersiowej za pomocą kremu do depilacji. Wyszoruj depilowany obszar okrężnymi ruchami trzy razy bawełnianymi wacikami nasączonymi betadyną, a następnie wacikami nasączonymi 75% alkoholem, aby uzyskać odpowiednio sterylne pole do operacji. Następnie przykryj zwierzę sterylną serwetą, pozostawiając otwierające się okno, aby uzyskać dostęp do obszaru operacyjnego.
- Przygotuj niezbędne narzędzia chirurgiczne, w tym różne kleszcze i nożyczki (Rysunek 2A; patrz Tabela materiałów).
- Wykonaj podłużne środkowe nacięcie, około 1 cm, w szyi za pomocą skalpela, między dolną szczęką a mostkiem.
- Tępo wypreparuj lewą i prawą część tarczycy za pomocą dwóch par kleszczy. Za pomocą zakrzywionych cienkich kleszczyków do kciuków oddziel mięsień macierzysty i tkankę tłuszczową w prawym obszarze przytchawczym, aby odsłonić RCCA tak długo, jak to możliwe. Przez cały czas należy unikać uszkodzenia nerwu błędnego, ponieważ może to spowodować niedociśnienie, bradykardię i śmierć (ryc. 2B).
3. Cewnikowanie przez RCCA i aortę wstępującą pod kontrolą USG
- Przełóż dwie jedwabne nici 6-0, około 5 cm każda każda, pod naczyniem. Podwiąż dystalny RCCA ciasnym węzłem za pomocą jednej nici i przymocuj dwa końce ciasnego węzła obok głowy zwierzęcia, aby utrzymać lekkie napięcie RCCA. To działanie ułatwi cewnikowanie w nadchodzących krokach.
- Umieść luźny węzeł na bliższym RCCA za pomocą drugiej nici. To wypełnia zamknięty obszar RCCA krwią, ułatwiając nacięcie.
- Użyj małych nożyczek szczypczących, aby wyciąć otwór w kształcie klina, 1-2 mm proksymalnie do ciasnego węzła, aby otworzyć RCCA. Upewnij się, że rozmiar nacięcia nie jest ani za mały, aby wprowadzić cewnik, ani za duży, aby zatrzasnął się podczas wprowadzania.
UWAGA: Zdecydowanie zaleca się nacięcie pod mikroskopem. Alternatywną metodą jest nakłucie małego otworu w naczyniu igłą 26 G. - Przygotuj plastikowy cewnik zawierający metalowy drut (Rysunek 2C). Rozciągnij nacięcie za pomocą długich, zakrzywionych kleszczy do wiązania, włóż plastikowy cewnik zawierający metalowy drut do RCCA i przejdź do luźnego węzła.
- Uwolnij luźny węzeł, aby przesunąć cewnik i drut o około 2 cm. Przenieś miedzianą płytkę zawierającą zwierzę na platformę dla zwierząt ultrasonograficznych, nałóż żel ultradźwiękowy na szyję i klatkę piersiową myszy, a następnie ostrożnie przeprowadź cewnik i drut przez RCCA i aortę wstępującą pod kierunkiem ultrasonograficznym.
UWAGA: Używaj sterylnych serwetek, aby chronić otwarte nacięcie podczas pomiarów ultrasonograficznych.
4. Nakłucie zastawki aortalnej pod kontrolą USG
- Zbierz podstawowe dane ultrasonograficzne w trybie kolorowego Dopplera i trybie Dopplera fali tętna, zanim plastikowy cewnik i metalowy drut dotrą do otworu aorty.
- Gdy ultrasonografia jednocześnie i wyraźnie pokazuje aortę wstępującą, drogę odpływu lewej komory, cewnik i drut, gdy cewnik i drut dotrą do otworu aorty, wystają końcówka drutu z cewnika i przebijają zastawki aortalne (ryc. 1).
UWAGA: Gdy zastawka aortalna jest perforowana, chirurg powinien być w stanie wyczuć to pęknięcie. - Lekko wycofaj cewnik i drut z ujścia aorty i zbierz dane ultrasonograficzne po perforacji w trybie kolorowego Dopplera i trybie Dopplera fali tętna po nakłuciu zastawki aortalnej. Przepływ niedomykalności z łuku aorty jest koloru czerwonego podczas rozkurczu serca w trybie kolorowego Dopplera i może być ilościowo potwierdzony w trybie Dopplera fali tętna.
- Za zadowalającą należy uznać szczytową prędkość rozkurczową przepływu aortalnego (PSVa) w zakresie 300-500 mm/s. Jeśli stopień niedomykalności krwi jest niezadowalający, powtórz krok 4.2.
- Opcjonalnie: Zastosować mikromanometr przed i natychmiast po perforacji zastawek aortalnych, aby dodatkowo potwierdzić istnienie przepływu niedomykalności. Aby to sprawdzić, zarówno ciśnienie końcoworozkurczowe aorty (AEDP) jest obniżone, jak i ciśnienie tętna w aorcie wzrasta o około 20 mmHg.
UWAGA: Szczegółowy opis użycia cewnika mikromanometrycznego do wykonywania inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych lewej komory został elegancko przedstawiony w innym miejscu10,11.
5. Wycofanie plastikowego cewnika i metalowego drutu oraz opieka okołooperacyjna
- Usuń żel ultradźwiękowy i osusz mysz sterylną gazą lub tkanką po potwierdzeniu pomyślnej perforacji zastawek aortalnych, a następnie ostrożnie wyjmij plastikowy cewnik z centralnym metalowym drutem, przed podwiązaniem RCCA.
- Zamknij skórę za pomocą jedwabnego szwu 5-0 w ciągłym wzorze szwów. Podawać mysz z meloksykamem (0,13 mg/kg) podskórnie w celu znieczulenia i umieścić mysz w ciepłej klatce regeneracyjnej, bokiem do dołu, na nieprzywierającej powierzchni, takiej jak papier lub puszyste trociny.
6. Chirurgia pozorowana
- Wykonaj sekcje 1-3 zgodnie z opisem. W przypadku myszy pozorowanej należy wykonać podobne procedury, jak w punkcie 4, bez uszkodzenia zastawki aortalnej.
- Wykonaj sekcję 5 zgodnie z opisem, chociaż AR nie powinien być obecny u żadnej z myszy operowanych pozorowano.
7. Ocena perforacji zastawki aortalnej, morfologii i funkcji serca za pomocą echokardiografii i inwazyjnego pomiaru hemodynamicznego
- Po 4 tygodniach AR użyj echokardiograficznego trybu B, trybu kolorowego Dopplera i trybu Dopplera fali tętna, aby ocenić przepływ krwi w łuku aorty w widoku łuku aorty i zmierzyć PDVa, zgodnie z krokiem 4.1 i w innych miejscach 1,12.
- Użyj echokardiograficznego trybu B i trybu M, aby ocenić wymiar i kurczliwość lewej komory w widoku długiej osi przymostkowej, z uzyskanymi wymiarami LV końcoworozkurczowymi (LVEDD) i końcaskurczowymi (LVESD), tylną ścianą tylnej ściany lewej części (LVPWTd) i końcem skurczową (LVPWT), frakcją wyrzutową LV (LVEF) i uzyskanym frakcyjnym skracaniem (LVFS).
UWAGA: Szczegółowy opis sposobu korzystania z aparatu ultrasonograficznego i manipulacji widokami ultrasonograficznymi został elegancko opisany wcześniej12. - Po wykonaniu obrazowania echokardiograficznego należy wykonać inwazyjny pomiar hemodynamiczny w sposób podobny do kroku 4.3 i innychpunktów 10. Zapisać maksymalną prędkość skurczu i relaksacji (+dp/dt i −dp/dt). Wprowadzić mikromanometr do lewej tętnicy szyjnej wspólnej (LCCA, nie RCCA), ponieważ RCCA został na stałe podwiązany podczas operacji AR.
- Po inwazyjnym pomiarze hemodynamicznym należy poddać mysz eutanazji poprzez zwichnięcie szyjki macicy. Otwórz klatkę piersiową, przepłucz serce 10% formaliną, a następnie 0,9% roztworem chlorku sodu, wytnij serce, odcinając aortę i przeciąć poprzecznie na poziomie dolnego brzegu lewej małżowiny usznej. Pozyskiwanie obrazów za pomocą mikroskopii świetlnej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Aby zagwarantować pomyślne wywołanie niedomykalności zastawki aortalnej (AR), potwierdzono obecność cofającego się przepływu krwi za pomocą echokardiografii z wykorzystaniem kolorowego Dopplera oraz Dopplera falowego. U myszy z AR widmo kolorowego Dopplera w łuku aorty wykazało przepływ wsteczny (kolor czerwony) bezpośrednio po operacji, który nie występował u myszy z grupy sham (brak przepływu w rozkurczu; Rycina 3A). Spójnie z tym, Doppler falowy wykazał wyraźnie zwiększony przepływ wstecz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Chirurgiczna indukcja AR u myszy jest technicznie trudną, nową techniką, ale ma znaczące znaczenie translacyjne. Aby opanować tę technikę, chirurg powinien przynajmniej wcześniej zapoznać się z mysią anatomią szyjki macicy i serca, obsługą myszy i echokardiografią. Umiejętne działanie w inwazyjnym pomiarze hemodynamicznym jest plusem. Aby operacja AR zakończyła się sukcesem, należy zwrócić szczególną uwagę na kilka krytycznych kroków.
Rozcięcie RCCA jest najważniejszym krokiem. Otwór w RCCA ni...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Praca ta była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81941002, 82170389, 82170255, 81730009, 81670228 i 81500191), Fundację Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych Komisji Nauki i Technologii Gminy Szanghaj (201409004300 i 21140904400), Projekt Nauki i Technologii o Zdrowiu Komisji Zdrowia Shanghai Pudong New Area (PW2019A-13) oraz Program Doskonałych Młodych Talentów Medycznych "Rising Sun" Szpitala Wschodniego w Szanghaju (2019xrrcjh03).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Blacha miedziana | JD.com Inc. | Dostosowane | Rozmiar 20 X 15 cm lub większy |
| Zakrzywione kleszcze do wiązania | 66 Technologia wizyjna | 53324A | do rozciągania i izolowania mięśni, tkanek i naczyń |
| Poduszka grzewcza | JD.com Inc. | ul. Changzhi 55 | Przy okazji ogrzej miedzianą płytkę i mysz |
| Zakrzywione kleszcze do wiązania z długimi rękami | MECHANICZNY | TS-15 | do rozciągania naczynia |
| Drut metalowy (stal nierdzewna) | JD.com Inc. | Średnica 0,18 mm | Praca z plastikowym cewnikiem do nakłuwania zastawek aortalnych |
| Uchwyt igły | Szanghaj Jinzhong | 131110 | szew skóry |
| Plastikowy cewnik | Oprogramowanie Anilab & Instrumentów | PE-0402 | Pracuj metalowym drutem do nakłuwania zastawek aortalnych |
| Cewnik ciśnieniowy | Instrumenty Millar | Zobacz materiał SPR 835 | Rozmiar 1.4F |
| Urządzenie do akwizycji danych o ciśnieniu i przetwornik analogowo-cyfrowy | Instrumenty AD | Wykres laboratoryjny 5 | połączony z cewnikiem ciśnieniowym |
| Nożyczek | Suzhou Shiqiang | Mocniejszy 13Cr | do cięcia skóry |
| Nożyczki do małych szczypiec | Szanghaj Jinzhong | YBE030 powiedział: | do cięcia naczynia |
| Mikroskop stereoskopowy | Korporacja Olympus | Zobacz materiał SMZ845 | do nacinania i intubacji naczynia |
| Proste kleszcze do wiązania | 66 Technologia wizyjna | 53320A | do rozciągania i izolowania mięśni, tkanek i naczyń |
| Detergent enzymatyczny Tergazyme | Alconox, Inc. | 13051.0 | Usuwa materiały białkowe, tkanki i krew z cewnika |
| Kleszcze do kciuków | Suzhou Shiqiang | 5307 mld | do zaciskania i rozciągania skóry i mięśni |
| Żel do ultradźwięków | PARKER | Aquasonic-100 powiedział: | do przesyłania sygnału ultradźwiękowego |
| System obrazowania ultrasonograficznego | Technologia VisualSonics | 2100 | obejmuje tryb B, model M, kolorowy Doppler i Dopper z falą pulsacyjną |
| Odparowalnik | RWD Nauki przyrodnicze | Czynnik R540 | do znieczulenia |
Bibliografia
- You, J., et al. Differential cardiac hypertrophy and signaling pathways in pressure versus volume overload. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 314 (3), 552-562 (2018).
- Wu, J., et al. Variations in energy metabolism precede alterations in cardiac structure and function in hypertrophic preconditioning. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 7, 602100(2020).
- Houser, S. R., et al. Animal models of heart failure: a scientific statement from the American Heart Association. Circulation Research. 111 (1), 131-150 (2012).
- Pilz, P. M., et al. Large and small animal models of heart failure with reduced ejection fraction. Circulation Research. 130 (12), 1888-1905 (2022).
- Bartelds, B., et al. Differential responses of the right ventricle to abnormal loading conditions in mice: pressure vs. volume load. European Journal of Heart Failure. 13 (12), 1275-1282 (2011).
- Badheka, A. O., et al. Trends of hospitalizations in the United States from 2000 to 2012 of patients >60 Years with aortic valve disease. The American Journal of Cardiology. 116 (1), 132-141 (2015).
- Wu, J., et al. Left ventricular response in the transition from hypertrophy to failure recapitulates distinct roles of Akt, β-arrestin-2, and CaMKII in mice with aortic regurgitation. Annals of Translational Medicine. 8 (5), 219(2020).
- Qi, Y. F. Aortic regurgitation and heart valve disease in mice. Journal of Thoracic Disease. 7 (10), 1676-1677 (2015).
- Zhou, Y. Q., Zhu, S. N., Foster, F. S., Cybulsky, M. I., Henkelman, R. M. Aortic regurgitation dramatically alters the distribution of atherosclerotic lesions and enhances atherogenesis in mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (6), 1181-1188 (2010).
- Michel, L., et al. Real-time pressure-volume analysis of acute myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (137), e57621(2018).
- Wu, J., et al. Early estimation of left ventricular systolic pressure and prediction of successful aortic constriction in a mouse model of pressure overload by ultrasound biomicroscopy. Ultrasound in Medicine & Biology. 38 (6), 1030-1039 (2012).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101(2016).
- Toischer, K., et al. Cardiomyocyte proliferation prevents failure in pressure overload but not volume overload. Journal of Clinical Investigation. 127 (12), 4285-4296 (2017).
- Patten, R. D., Aronovitz, M. J., Bridgman, P., Pandian, N. G. Use of pulse wave and color flow Doppler echocardiography in mouse models of human disease. Journal of the American Society of Echocardiography. 15 (7), 708-714 (2002).
- Nakanishi, M., et al. Genetic disruption of angiotensin II type 1a receptor improves long-term survival of mice with chronic severe aortic regurgitation. Circulation Journal. 71 (8), 1310-1316 (2007).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
