Artykuł metodologiczny

Model złamania kości piszczelowej i szpilki: klinicznie istotny mysi model urazu ortopedycznego

2.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63590

⸱

28 lipca 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Perioperative and Pain Medicine, Stanford University School of Medicine, 2Neurosciences Graduate Program, Stanford University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Model złamania piszczeli jest klinicznie istotnym modelem urazu ortopedycznego, obejmującym jednostronne otwarte złamanie kości piszczelowej z wewnętrznym ustabilizowaniem gwoździa śródszpikowego i jednoczesnym uszkodzeniem mięśnia piszczelowego przedniego. Czułość termiczną w tym modelu można zmierzyć za pomocą paradygmatu 45-sekundowej płyty grzejnej.

Streszczenie

Model złamania piszczeli jest mysim modelem urazów ortopedycznych i operacji, który podsumowuje złożone uszkodzenia mięśni, kości, nerwów i tkanki łącznej, które objawiają się tego typu urazami u ludzi. Model ten został opracowany, ponieważ poprzednie modele urazów ortopedycznych nie obejmowały jednoczesnego uszkodzenia wielu typów tkanek (kości, mięśni, nerwów) i nie były w pełni reprezentatywne dla złożonych urazów ortopedycznych u ludzi. W związku z tym autorzy zmodyfikowali dotychczasowe modele urazów ortopedycznych i opracowali model złamania piszczelowego i szpilki. Ten zmodyfikowany model złamania składa się z jednostronnego otwartego złamania kości piszczelowej z wewnętrznym unieruchomieniem gwoździa śródszpikowego (IMN) i jednoczesnym uszkodzeniem mięśnia piszczelowego przedniego (TA), co skutkuje allodynią mechaniczną, która trwa do 5 tygodni po urazie. Ta seria protokołów przedstawia szczegółowe kroki do wykonania klinicznie istotnego modelu złamania kości piszczelowej po urazie ortopedycznym, a następnie zmodyfikowanego testu gorącej płyty w celu zbadania zmian nocyceptywnych po urazie ortopedycznym. Podsumowując, te szczegółowe, powtarzalne protokoły pozwolą badaczom bólu poszerzyć swój zestaw narzędzi do badania bólu wywołanego urazami ortopedycznymi.

Wprowadzenie

Uraz ortopedyczny stanowi 25% wszystkich urazów odnoszonych przez prawie 500 milionów ludzi rocznie na całym świecie1,2,3. Uraz ortopedyczny może być związany ze złożonymi uszkodzeniami mięśni, kości, nerwów i tkanki łącznej, co wymaga hospitalizacji i operacji w celu zapewnienia odpowiedniej rekonwalescencji3,4. Ostry i przewlekły ból po urazie ortopedycznym może powodować znaczne obciążenia fizyczne, psychiczne i finansowe, które wpływają na jakość życia pacjenta1,4. Ponadto chirurgia ortopedyczna stabilizująca i naprawiająca złamania jest również związana z ciężkim ostrym i przewlekłym bólem pooperacyjnym5,6,7,8,9.

Mechanizmy leżące u podstaw ostrego i przewlekłego bólu związanego z traumą muszą być lepiej zrozumiane, aby opracować lepsze metody leczenia. Aby to osiągnąć, potrzebne są wiarygodne, powtarzalne i klinicznie istotne modele przedkliniczne. Ponieważ większość zwierzęcych modeli urazów ortopedycznych nie obejmowała jednoczesnego uszkodzenia wielu typów tkanek (kości, mięśni, nerwów), nie były one w pełni reprezentatywne dla złożonych urazów ortopedycznych u ludzi, na przykład urazów po upadkach, wypadkach samochodowych lub urazach związanych z wojną10,11. Dlatego opracowaliśmy mysi model złamania kości piszczelowej, aby zbadać główne objawy takiego urazu, w tym uszkodzenie tkanki kostnej i mięśniowej oraz ostry i przewlekły ból11. Model złamania kości piszczelowej składa się z jednostronnego otwartego złamania kości piszczelowej z wewnętrznym stabilizacją IMN i jednoczesnym uszkodzeniem mięśnia TA. Odcinki histologiczne TA wykazują uszkodzenie mięśnia, w którym rozwija się gęste zwłóknienie z towarzyszącą utratą dużych, dojrzałych włókien mięśniowych już 2 tygodnie po urazie. Co więcej, złamanie modzela jest widoczne w tomografii mikrokomputerowej (microCT) 4 tygodnie po urazie i nadal przechodzi przebudowę11.

Różne testy zachowań odruchowych i nieodruchowych mogą być używane do oceny sensorycznych i afektywnych składników bólu w modelu złamania piszczeli. Na przykład, można użyć filamentów Von Freya, aby zademonstrować nadwrażliwość mechaniczną w tym modelu. W rzeczywistości u myszy rozwija się długotrwała nadwrażliwość mechaniczna w tylnej łapie ipsilateralnej po operacji złamania kości piszczelowej11. Innym szczególnie przydatnym paradygmatem behawioralnym jest test gorącej płyty, który tradycyjnie mierzy opóźnienie do wycofania łapy do bodźca termicznego. Chociaż ten test jest używany od dziesięcioleci12, naprawdę złoty standard w przedklinicznych badaniach nad bólem, sam pomiar odruchowego zachowania ma swoje ograniczenia13. W rezultacie opracowaliśmy zmodyfikowany paradygmat płyty grzejnej, który może uchwycić elementy zarówno reakcji odruchowych, jak i nierefleksyjnych w ustawieniach bodźca termicznego14.

Ten zmodyfikowany test płyty grzejnej określa początkowe opóźnienie odpowiedzi, tak jak w oryginalnym teście płyty grzejnej, oraz przedłużony okres obserwacji, aby zarejestrować dodatkowe zachowania nocyfencyjne. Poprzez kategoryzację tych rozszerzonych zachowań w odrębne kategorie (wzdryganie się, lizanie, obrona, skakanie), można uchwycić nieodruchową reakcję na bodziec termiczny. Drganie to szybkie usunięcie łapy i/lub rozchylenie palców, ale kończyna jest szybko wracana do gorącej płyty. Lizanie i gryzienie tylnych i przednich łap definiuje się jako lizanie do analizy. Strzeżenie to ciągłe podnoszenie kończyny poza nią, gdy kończy się aferentna informacja nocyceptywna. Wreszcie skakanie to usunięcie wszystkich czterech kończyn z powierzchni gorącej płyty. Zachowania te mogą być analizowane indywidualnie i grupowane razem ze szczególną ostrożnością, aby nadal odnotowywać początkowe opóźnienie odpowiedzi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie metody użyte podczas prowadzenia tych badań zostały przeprowadzone zgodnie i za zgodą Panelu Administracyjnego Uniwersytetu Stanforda ds. Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi (APLAC #33114) zgodnie z wytycznymi Amerykańskiego Towarzystwa Medycyny Weterynaryjnej i Międzynarodowego Stowarzyszenia Badań nad Bólem. Myszy (C57BL/6J, 9-11 tygodni po przybyciu, 11-12 tygodni w momencie rozpoczęcia badania) trzymano w pomieszczeniach po 2-5 sztuk w klatce i utrzymywano w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w środowisku o kontrolowanej temperaturze z dostępem ad libitum do pożywienia i wody. Samce myszy ważyły około 25 g na początku badania. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów użytych w tym badaniu można znaleźć w Tabeli materiałów.

1. Podstawowe pomiary zachowania

  1. Ponieważ myszy szybko uczą się w teście na gorącej płycie, nie zapisuj linii bazowej dla myszy w tym teście. Zamiast tego porównaj myszy z nieuszkodzonymi kontrolami.

2. Znieczulenie/przygotowanie

  1. Znieczulić mysz izofluranem wziewnym 2%-4%.
  2. Uszczypnij palec u nogi kleszczami i wykorzystaj utratę odruchu szczypania palca, aby potwierdzić głębokość znieczulenia.
  3. Nałóż obficie lubrykant do oczu myszy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
  4. Umieść kawałek gazy pod myszą i za pomocą maszynki do strzyżenia usuń włosy z prawej nogi myszy aż do stawu kolanowego.
  5. Oczyść włosy z obszaru operacyjnego za pomocą gazy, a następnie wyrzuć gazę.
  6. Zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą bawełnianego wacika zamoczonego w roztworze jodu.

3. Chirurgia

  1. Po oczyszczeniu pola operacyjnego i potwierdzeniu głębokości znieczulenia, za pomocą skalpela wykonaj nacięcie skóry na przyśrodkowej powierzchni prawej nogi od dystalnej kości piszczelowej do bliższej części kości piszczelowej, zatrzymując się na poziomie dolnego stawu kolanowego (Rysunek 1A).
  2. Osusz obszar za pomocą bawełnianego wacika, zwracając szczególną uwagę na proksymalną kość piszczelową.
  3. Za pomocą wiertła z okrągłym wiertłem do zadziorów 0,6 mm wywierć otwór na bliższym końcu kości piszczelowej na poziomie guzowatości kości piszczelowej, ~2 mm dystalnie do linii stawu (Rysunek 1B).
  4. Następnie wprowadź igłę 27 G przez ten otwór/osteotomię w dół osi rdzenia kości, aby ustanowić kanał, a następnie wyjmij igłę (Rysunek 1B).
  5. Następnie użyj piły do kości, aby naciąć kość piszczelową na styku środkowej i dystalnej tercji (~5-6 mm dystalnie do miejsca osteotomii) od bocznego aspektu powodując uraz mięśnia piszczelowego przedniego (Rysunek 1D).
    KRYTYCZNE: Przyśrodkowe podejście do złamania nie spowoduje uszkodzenia mięśni.
  6. Zaciśnij bliższy koniec kości piszczelowej, przytrzymaj dystalny koniec kości piszczelowej między kciukiem a palcem wskazującym i użyj przeciwnacisku, aby zakończyć złamanie kości (Rysunek 1C).
  7. Ponownie włóż igłę 27 G do przestrzeni śródszpikowej przez bliższą część kości piszczelowej i przesuń ją w poprzek miejsca złamania do dystalnego odcinka kości, aby wyrównać złamanie.
    UWAGA: Implant ceramiczny o podobnej wielkości może być wprowadzony zamiast igły 27 G w zastosowaniach obrazowania, w których metal jest niepożądany. Chociaż nie jest to tutaj wykonywane, możliwym implantem, który należy wziąć pod uwagę, jest śruba ceramiczna (patrz Tabela materiałów).
  8. Następnie przeciąć igłę/plastikowy implant równo z korą piszczelową za pomocą szczypiec tnących.
  9. Oczyść krew i upewnij się, że krwawienie ustało, zanim przejdziesz dalej.
  10. Po ustaniu krwawienia zamknij ranę za pomocą przerwanego szwu jedwabnego 5-0.
    KRYTYCZNE: Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki w żadnym momencie operacji. Obserwuj zwierzę, dopóki nie będzie w stanie samodzielnie się zmobilizować i zwróć je do współwięźniów z klatki dopiero wtedy, gdy w pełni wyzdrowieje.

4. Po operacji

  1. Po zabiegu chirurgicznym buprenorfinę w dawce 0,05 mg kg-1 należy podawać myszom we wstrzyknięciu podskórnym dwa razy dziennie przez dwa dni zgodnie z lokalnymi protokołami.
  2. Monitoruj myszy w okresie po znieczuleniu i przez cały czas trwania badania w następujący sposób: dwa razy dziennie przez pierwsze 2 dni, a następnie codziennie do 3 tygodni, a następnie co tydzień.
  3. Oceń myszy pod kątem zmian w zachowaniu wskazujących na silny stres lub chorobę, takich jak letarg, potargana sierść lub utrata wagi >20%. Zwróć uwagę na wszelkie problemy związane z mobilnością i dostępem do żywności lub wody.
    UWAGA: Dzienniki chirurgiczne i pozabiegowe muszą być wypełniane po operacji i podczas każdej kontroli oraz przechowywane przez czas nieokreślony na potrzeby audytu Instytucjonalnej Komisji ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.

5. Testowanie płyty grzejnej

UWAGA: Pomiary po urazie mogą rozpocząć się 7 dni po operacji złamania piszczelowej. Aby uniknąć efektu uczenia się w tym paradygmacie, wykonaj test raz po operacji i porównaj z nieuszkodzonymi osobami z grupy kontrolnej.

  1. Instalacji
    1. Umieść płytę grzejną w konfiguracji, w której oświetlenie znajduje się nad głową, a plastikowy cylinder jest wyśrodkowany na płycie.
    2. Ustaw temperaturę na 50 °C i umieść kamerę przed płytą, uważając, aby cały zamknięty obszar był widoczny.
      KRYTYCZNE: W tym badaniu użyto standardowej 8-bitowej kolorowej kamery przemysłowej, która rejestruje do 76 kl./s.
  2. Test
    1. Umieść myszy w pomieszczeniu testowym na co najmniej 30 minut, aby się przyzwyczaiły.
      UWAGA: Upewnij się, że pomieszczenie testowe nie jest zbyt gorące ani zbyt zimne, aby uniknąć zniekształcenia wyników.
    2. Umieść mysz w cylindrze i rozpocznij nagrywanie.
    3. Rejestruj ruchy przez 45 sekund po pierwszym zetknięciu się stóp myszy.
    4. Powtórz kroki 5.2.1-5.2.3 z resztą kohorty, utrzymując temperaturę dla każdej kolejnej próby.
    5. Zmierz opóźnienie (w sekundach) do pierwszej odpowiedzi (zwykle wzdryganie się), co jest klasycznym wynikiem na płycie grzejnej.
      UWAGA: Poniższy protokół opracowany w tym laboratorium dodatkowo ocenia zarówno odruchowe (wzdryganie się), jak i nieodruchowe (lizanie, gardzenie i skakanie).
  3. analiza
    1. Oceń sesje z płytą grzejną za pomocą programu do przeglądania, który zapewnia znacznik czasu z milisekundami.
      1. Rozważ użycie oprogramowania NCH Prism Software w systemie Mac OS. Pobierz to oprogramowanie za darmo online (zobacz Rysunek 2 i tabela materiałów).
      2. Po pobraniu otwórz program i kliknij opcję, aby kontynuować korzystanie z wersji demonstracyjnej. Następnie kliknij duży zielony znak plus, aby przesłać nagrania z płyty grzejnej.
      3. Po przesłaniu kliknij dwukrotnie pojedynczy plik, aby otworzyć go w formacie wideo. Użyj kursora u dołu okna, aby powoli przeciągnąć film i rozpocząć ocenianie.
        KRYTYCZNE: Niezależnie od używanego oprogramowania, upewnij się, że oglądasz filmy w jak największym oknie, aby uniknąć utraty rozdzielczości czasu podczas przeciągania kursora znacznika czasu przez wideo.
    2. Sformatuj arkusz kalkulacyjny w następujący sposób.
      1. Aby poprawnie uruchomić dostarczone skrypty języka R, napisz tytuły kolumn dokładnie tak, jak wymieniono poniżej, bez wielkich liter i spacji oraz w podanej kolejności: mouseid, behavior, start, end.
      2. Wprowadź dane do kolumny początkowej i końcowej w czasie z dokładnością do trzech miejsc po przecinku bez zer wiodących i dwukropków (np.: 2,001)
    3. Dla każdego filmu nagraj każdy przypadek zachowania bólowego (do ms). Należy pamiętać, że rejestrowane są tylko przypadki zachowania bólu przez dwie tylne łapy. Nie rejestruj zachowania dwóch przednich łap.
      1. Rejestruj drganie/pstrykanie po prostu jako "wzdryganie się", w tym szybkie wycofanie łapy i/lub rozchylenie palców, ale kończyna jest szybko przywracana do gorącej płyty, o ile nie eksploruje/nie chodzi. Policz rozchylanie palców bez faktycznego podnoszenia całej łapy, również jako wzdryganie się. Nie rejestruj drgań/migotania dłużej niż 500 ms. Jeśli zostanie to zarejestrowane jako takie, przeciągnij kursor przez to zachowanie tak wolno, jak to możliwe, ponieważ jest prawdopodobne, że w tym zakresie wystąpiło kilka drgań i/lub osłon.
      2. Szukaj przedłużonego uniesienia/ochrony kończyny poza nią, gdy kończą się aferentne informacje nocyceptywne i zapisz to jako osłonę.
      3. Nagraj lizanie/gryzienie tylnej łapy jako lizanie.
      4. Zapisz usunięcie wszystkich czterech kończyn z płyty grzejnej jednocześnie jako skakanie.
        UWAGA: Jeśli mysz wzdrygnie się, a następnie z podniesioną łapą, kontynuuje lizanie/gardę, a następnie dzieli zachowanie bez nakładania się znaczników czasu. Utwórz osobny arkusz kalkulacyjny dla każdej grupy eksperymentalnej.
    4. Skorzystaj z dostarczonych skryptów języka R, aby rozpocząć analizowanie danych.
      1. Użyj opcji "Behavior_Raster_v2. R", aby wygenerować wykres rastrowy (jak pokazano poniżej) w celu wizualizacji ogólnego zachowania.
      2. Użyj opcji "Behavior_duration. R", aby zapisać arkusz kalkulacyjny zawierający pięć arkuszy do katalogu roboczego.
        UWAGA: Pierwszy arkusz zawiera całkowity czas trwania wszystkich zachowań bólowych, opóźnienie pierwszego zachowania bólowego oraz całkowitą liczbę zachowań bólowych. Każdy kolejny arkusz dostarcza tych informacji dla poszczególnych zachowań bólowych.
      3. Użyj opcji "Behavior_bins. R", aby zapisać dwa arkusze kalkulacyjne; Jeden z przedziałami 500 ms pokazującymi skumulowany czas trwania zachowania w każdym punkcie czasowym, a drugi z obszarem pod krzywą dla profilu zachowania w czasie trwania każdej myszy.
      4. Na koniec użyj "Cumulative_Sums.R", aby napisać dwa arkusze kalkulacyjne, ale do skumulowanego podsumowania zachowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Model ortotraumy z zastosowaniem gwoździa w złamaniu kości piszczelowej odtwarza zmiany w kościach, mięśniach oraz zachowania przypominające ból, które obserwuje się w przypadku złożonych urazów u ludzi. Jak pokazano na Ryc. 1C, złamanie kości piszczelowej goi się w czasie, tworząc w miejscu złamania kostninę, która jest nadal widoczna w 4. tygodniu po urazie. W wyniku zastosowania opisanego wcześniej dostępu bocznego z użyciem piły do kości (krok 3.5), mięsień piszczelowy przedni ulega uszk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytyczne kroki w ramach protokołu
Bardzo ważne jest utrzymanie sterylnych warunków przez cały czas trwania zabiegu. Co więcej, właściwa opieka nad zwierzętami przed, w trakcie i po operacji ma kluczowe znaczenie dla udanego pokolenia modelu. Jak wspomniano wcześniej w protokole, podczas wykonywania operacji należy złamać kość od strony bocznej, aby zapewnić uszkodzenie mięśni. Uważaj, aby nie złamać kości piszczelowej zbyt nisko (poniżej zalecanego połączenia między środkową a dystalną trzecią częś...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych istotnych konfliktów interesów.

Podziękowania

GM jest wspierany przez NDSEG Graduate Fellowship oraz Stanford Bio-X Honorary Graduate Fellowship. VLT jest wspierany przez NIH NIGMS grant #GM137906 oraz Fundację Rity Allen.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igły 27 GMedsitis305136 https://medsitis.com/products/bd-precisionglide-27-g-x-1-1-4-hypodermic-needles-305136?variant=39724583299
5-0 szewesutureSN5668https://www.esutures.com/product/0-in-date/2-/132-/16552-medtronic-monosof-black-18-p-11-cutting-SN5668/
Waciki nasączone alkoholemAmazonB00VS4F91Whttps://www.amazon.com/Dynarex-Alcohol-Prep-Sterile-Medium/dp/B00VS4F91W
Wiertłaalternatywne Rio Grande341602https://www.riogrande.com/product/BuschTungstenVanadiumRoundBur
Set0314mm/341602
Nasadka do piły do kościAmazonB07DSXR3NYhttps://www.amazon.com/dp/B07DSXR3NY
BuprenorphineFidelis Pharmaceuticalshttps://ethiqaxr.com/ordering/
Implant ceramiczny (alternatywa dla szpilki)RISystemRIS.221.103https://risystem.com/platefixation/mousescrew
Chux (podkład chłonny)Fisher Myszy NC0059881 Scientifichttps://www.fishersci.com/shop/products/underpad-17x24-chux-300-cs/nc0059881#?keyword=true
C57BL/6JJackson LaboratoryJax #00664https://www.jax.org/strain/000664
Waciki bawełnianeUlineS-18991https://www.uline.com/Product/Detail/S-18991/First-Aid/Cotton-Tipped-Applicators-Industrial-6
Szczypcedo cięciaAmazonB076XYVS6Y
https://www.amazon.com/iExcell-Diagonal-Cutting-Nippers-Chrome-Vanadium/dp/B076XYVS6Y Wiertłożucia129044https://www.chewy.com/dremel-cordless-dog-cat-rotary-nail/dp/156127
WiertłaAmazonB00HVIGSX2https://www.amazon.com/Universal-Diamond-Dremel-Rotary-Tool/dp/B00HVIGSX2
Golarka elektrycznaKent ScientificCL9990-KITSmar do
oczuhttps://www.kentscientific.com/products/trimmer-combo-kit/ AmazonB07H2NLCX5https://www.amazon.com/OptixCare-Lube-Plus-Hyaluron-Horses/dp/B07H2NLCX5
Podkładki z gazy 2 "x 2"AmazonB07GHDTB53https://www.amazon.com/Covidien-Curity-Sterile-Peel-Back-Package/dp/B07GHDTB53
Podkładki z gazy 4 "x 4"AmazonkaB00KJ6YFTChttps://www.amazon.com/Covidien-6309-Curity-Gauze-Pads/dp/B00KJ6YFTC
Kamera wideo o wysokiej rozdzielczościŹródło obrazowaniaDFK 22AUC03https://www.theimagingsource.com/products/industrial-cameras/usb-2.0-color/dfk22auc03/?adsdyn&gclid=Cj0KCQiA3-yQBhD3ARIsAHuHT64uIIlImBvh_
toh-3GFSgBcL_fRc1gQTDyXlqDEa
Qu4n2_VbWEiRuIaAiueEALw_wcB
Znieczulenie wziewne systemKent Scientifichttps://www.kentscientific.com/products/vaporizer-with-vetflo-single-channel-anesthesia-stand/
Roztwór joduAmazonB005FR7XIKhttps://www.amazon.com/Dynarex-Povidone-Iodine-Scrub-Solution/dp/B005FR7XIK
Patyczki do wacików jodowychAmazonB001V9QKMGhttps://www.amazon.com/POVIDONE-IODINE-SWAB-1202-25Box/dp/B001V9QKMG
IsofluraneKalifornijska aptekahttps://www.californiapetpharmacy.com/fluriso-isoflurane-250ml.html
NCH Prism Softwarehttps://www.nchsoftware.com/prism/index.html
Plastikowy cylinderAmazonB08R5KM5B6https://www.amazon.com/FixtureDisplays-Acrylic-Diameter-Thickness-15140-8-NPF/dp/B08R5KM5B6
SalineFisher ScientificNC9054335https://www.fishersci.com/shop/products/saline-injection-0-9-10ml/NC9054335
SkalpelFisher Scientific12-000-162https://www.fishersci.com/shop/products/high-precision-10-style-scalpel-blade/12000162#?keyword=
Rękojeść skalpelaAmazonB0056ZX1R8https://www.amazon.com/Swann-Morton-Scalpel-Handle-blades/dp/B0056ZX1R8
Thermal aparat do preferencji miejscaBIOSEBBIO-T2CThttps://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/897-thermal-place-preference-2-temperatures-choice-nociception-test.html
do zoologiczna

Bibliografia

  1. Edgley, C., et al. Severe acute pain and persistent post-surgical pain in orthopaedic trauma patients: a cohort study. British Journal of Anaesthesia. 123 (3), 350-359 (2019).
  2. Pointer, S. Trends in Hospitalised Injury, Australia: 1999-00 to 2010-11. Australian Institute of Health and Welfare. , (2013).
  3. James, S. L., et al. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990–2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study. The Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
  4. Shen, H., Gardner, A. M., Vyas, J., Ishida, R., Tawfik, V. L. Modeling complex orthopedic trauma in rodents: Bone, muscle and nerve injury and healing. Frontiers in Pharmacology. 11, 620485(2021).
  5. Gerbershagen, H. J., et al. Pain intensity on the first day after surgery: A prospective cohort study comparing 179 surgical procedures. Anesthesiology. 118 (4), 934-944 (2013).
  6. Clay, F. J., Watson, W. L., Newstead, S. V., McClure, R. J. A systematic review of early prognostic factors for persisting pain following acute orthopedic trauma. Pain Research and Management. 17 (1), 35-44 (2012).
  7. Williamson, O. D., et al. Predictors of moderate or severe pain 6 months after orthopaedic injury: A prospective cohort study. Journal of Orthopaedic Trauma. 23 (2), 139-144 (2009).
  8. Friesgaard, K. D., et al. Persistent pain is common 1 year after ankle and wrist fracture surgery: a register-based questionnaire study. British Journal of Anaesthesia. 116 (5), 655-661 (2016).
  9. Holmes, A., et al. Predictors of pain severity 3 months after serious injury. Pain Medicine. 11 (7), 990-1000 (2010).
  10. Guo, T. -Z., et al. Immobilization contributes to exaggerated neuropeptide signaling, inflammatory changes, and nociceptive sensitization after fracture in rats. The Journal of Pain. 15 (10), 1033-1045 (2014).
  11. Tawfik, V. L., et al. Angiotensin receptor blockade mimics the effect of exercise on recovery after orthopaedic trauma by decreasing pain and improving muscle regeneration. The Journal of Physiology. 598 (2), 317-329 (2020).
  12. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284(2017).
  13. Porreca, F., Navratilova, E. Reward, motivation, and emotion of pain and its relief. Pain. 158, Suppl 1 43-49 (2017).
  14. Corder, G. F., et al. Loss of mu-opioid receptor signaling in nociceptors, and not spinal microglia, abrogates morphine tolerance without disrupting analgesic efficacy. Nature Medicine. 23 (2), 164-173 (2017).
  15. Huck, N. A., et al. Temporal contribution of myeloid-lineage TLR4 to the transition to chronic pain: A focus on sex differences. Journal of Neuroscience. 41 (19), 4349-4365 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Traumatologia ortopedycznauraz ko ciuraz mi niuraz nerwustabilizacja wewn trznaallodynia mechanicznatest gor cej p ytybadania nad b lem
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły