Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Laparoskopowe pobieranie komórek jajowych i kriokonserwacja podczas waginoplastyki w leczeniu zespołu Mayera-Rokitansky'ego-Kustera-Hausera

4.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63634

⸱

10 maja 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Obstetrics and Gynaecology Unit, IRCCS San Raffaele Scientific Institute, 2Vita-Salute San Raffaele University, 3Department of Obstetrics and Gynecology, Fondazione IRCCS Ca' Granda, Ospedale Maggiore Policlinico

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Dedykowany zespół może zaoferować pacjentkom Mayer-Rokitansky-Kuster-Hauser możliwość przeprowadzenia kontrolowanej stymulacji jajników i kriokonserwacji oocytów podczas laparoskopowej plastyki pochwy.

Streszczenie

U pacjentek z zespołem Mayera-Rokitansky'ego-Kustera-Hausera (MRKHS), które są zaplanowane do laparoskopowej plastyki pochwy i mają pragnienie biologicznego macierzyństwa, proponujemy przeprowadzenie jednoczesnego laparoskopowego pobrania oocytów w celu kriokonserwacji. Pobranie komórek jajowych przeprowadza się na początku laparoskopii. Ustawia się prawe i lewe trokary 5 mm, przez które do nakłuwania odpowiednio prawych i lewych jajników używa się igły aspiracyjnej 17 G. Aby ułatwić odsłonięcie pęcherzyków, jajniki są mobilizowane i przytrzymywane kleszczami laparoskopowymi.

Podczas zasysania wielu pęcherzyków blisko siebie, końcówka igły jest zatrzymywana w jajniku, aby zmniejszyć liczbę przypadków uszkodzenia kory jajnika i ze względu na nieodłączne ryzyko krwawienia. Kolejne etapy pozostają niezmienione w porównaniu z laparoskopową zmodyfikowaną techniką laparoskopową Dawydowa do plastyki pochwy. Przed zabiegiem chirurgicznym przeprowadza się kontrolowaną stymulację jajników za pomocą protokołu antagonistycznego hormonu uwalniającego hormony gonadotropiny (Gn-RH), a jednoczesny zabieg pobrania komórek jajowych i waginoplastyki jest zaplanowany na 36 godzin po ostatecznym wyzwalaczu dojrzewania pęcherzyków. Płyn pęcherzykowy jest pobierany do tych samych sterylnych probówek o pojemności 10 ml, które są używane podczas przezpochwowego pobierania komórek jajowych i przenoszony w bloku rozgrzewającym (37 °C) do laboratorium wspomaganego rozrodu, gdzie dojrzałe oocyty (metafaza II) są witryfikowane.

W tym przypadku, seria 23 kobiet z MRKH, oocyty zostały pomyślnie pobrane i kriokonserwowane u wszystkich pacjentek; plastyka pochwy została następnie przeprowadzona bez modyfikacji, a stacjonarna i ambulatoryjna opieka pooperacyjna (dzień usunięcia cewnika moczowego, dzień wypisu ze szpitala, użycie rozszerzacza i komfort podczas obserwacji) pozostała nienaruszona. Jedno powikłanie pooperacyjne wystąpiło u jednego pacjenta (gorączka rozwijająca się w 5. dobie po operacji i wykrycie płynu otrzewnowego w USG przezbrzusznym) i ustąpiło po leczeniu zachowawczym. Zamiast wykonywać chirurgiczną plastykę pochwy i opóźniać pobranie komórek jajowych u pacjentek z MRKH, podejście to łączy obie procedury w jednej laparoskopii, minimalizując w ten sposób inwazyjność chirurgiczną i ryzyko anestezjologiczne.

Wprowadzenie

Z częstością występowania około 1 na 4-10 000 kobiet, MRKHS jest przyczyną 15% pierwotnych przypadków braku miesiączki. MRKHS charakteryzuje się wrodzonym brakiem górnego odcinka pochwy i macicy, podczas gdy anomalie dróg moczowych i szkieletu są ze sobą powiązane w różny sposób. Mówiąc dokładniej, zwykle występuje sklepienie pochwy o głębokości 1-2 cm i można znaleźć dwa szczątkowe rogi macicy1.

W przeszłości, głównym zainteresowaniem medycznym MRKHS było umożliwienie normalnego stosunku płciowego, co zazwyczaj wymaga budowy neovagina za pomocą metod niechirurgicznych lub chirurgicznych2. Jednak postępy w medycynie reprodukcyjnej pozwalają obecnie na genetyczne macierzyństwo u pacjentek z MRKHS, przez macierzyństwo zastępcze3,4 lub-niedawno-przeszczep macicy5. Chociaż przeszczepienie macicy jest nadal procedurą eksperymentalną, macierzyństwo zastępcze jest dostępne w wielu krajach na całym świecie6, a zgłoszone wyniki położnicze i psychospołeczne są porównywalne ze standardowymi wynikami zapłodnienia in vitro i dawstwa oocytów7.

Zarówno macierzyństwo zastępcze, jak i przeszczep macicy wymagają pobrania oocytów i zapłodnienia in vitro, ale nie ma zgody co do sposobu pobierania komórek jajowych u pacjentów z MRKHS. Podejście przezpochwowe może być niewykonalne z powodu niewystarczającej elastyczności pochwy8 nawet po plastyce pochwy, nietypowej lokalizacji jajników9 lub nadmiernej odległości między jajnikami a mankietem pochwy4,10. W takich przypadkach laparoskopowe pobranie komórek jajowych stanowi optymalne podejście pod względem dostępu chirurgicznego. Jednakże, ponieważ większość pacjentek z MRKHS przechodzi obecnie laparoskopową neowaginoplastykę, sugerujemy wykonanie laparoskopowego pobrania oocytów w czasie operacji w celu plastyki waginoplastyki11, a następnie kriokonserwację oocytów do wykorzystania w przyszłości, minimalizując w ten sposób inwazyjność, łącząc leczenie funkcji seksualnych i rozrodczych pacjentek z MRKHS.

Dane demograficzne pacjentów
Do tej pory leczenie tym protokołem poddano dwudziestu trzem pacjentom z MRKH. Wyniki anamnestyczne, instrumentalne i laboratoryjne pacjentów podsumowano w Tabeli 1. O ile nie określono tego w tabeli 1, nie stwierdzono żadnych powiązanych wad wrodzonych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Lokalna komisja etyczna w centrum referencyjnym dla MRKHS (IRCCS San Raffaele University Hospital, Mediolan, Włochy) została powiadomiona i zatwierdziła protokół przed jego wdrożeniem w lipcu 2017 roku. Wszystkie pacjentki lub opiekunowie wyrazili podpisaną świadomą zgodę na laparoskopowe pobranie komórek jajowych i kriokonserwację podczas waginoplastyki oraz na wykorzystanie anonimowych danych klinicznych/laboratoryjnych do celów naukowych.

1. Skład zespołu

  1. Wyznacz dedykowany zespół, składający się z doświadczonego chirurga laparoskopowego, doświadczonego chirurga dopochwy, eksperta ds. niepłodności, oddanego psychologa i zaangażowanej pielęgniarki.
  2. Asystuj pacjentowi jako zespół podczas całej konfiguracji i wykonywania zabiegu.

2. Diagnostyka i poradnictwo

  1. Wykonaj przezbrzuszną ultrasonografię miednicy i jamy brzusznej u pacjentki w celu wizualizacji jajników i oszacowania liczby pęcherzyków antralnych (AFC). Oceń poziom hormonu anty-Müllera (AMH) we krwi, aby zoptymalizować dawkę początkową gonadotropiny w celu kontrolowanej stymulacji jajników. Wykonaj testy serologiczne w kierunku chorób zakaźnych (HIV-AB, HPV-AB, HPV-Ab, RPR-TPHA) zgodnie z krajowymi/lokalnymi protokołami kriokonserwacji tkanek/gamet.
  2. Doradzaj pacjentce zarówno w zakresie seksualnych, jak i reprodukcyjnych aspektów MRKHS, w tym niechirurgicznej i chirurgicznej plastyki pochwy, kosztów i przepisów związanych z macierzyństwem zastępczym, perspektywy przeszczepu macicy w kontekście programu eksperymentalnego, różnych dostępnych podejść do pobierania oocytów oraz wydajności kriokonserwacji oocytów pod względem wskaźników żywych urodzeń.
  3. Zaproponuj pacjentce ocenę psychologiczną, aby wesprzeć ją w trakcie zabiegu i ocenić stabilność emocjonalną oraz zaangażowanie i pragnienie przyszłego macierzyństwa. Uzyskaj podpisaną, świadomą zgodę na jednoczesne laparoskopowe pobranie oocytów, kriokonserwację gamet i laparoskopową plastykę pochwy. W przypadku niepełnoletniego pacjenta należy przeprowadzić ocenę kliniczną w obecności rodziców, którzy również podpisują względną świadomą zgodę.

3. Planowanie zabiegu chirurgicznego i kontrolowanej stymulacji jajników

  1. Zaplanuj procedurę jednoczesnego laparoskopowego pobrania komórek jajowych, kriokonserwacji gamet i laparoskopowej waginoplastyki, biorąc pod uwagę dostępność zespołu klinicznego (patrz wyżej), a także personelu laboratoryjnego wykonującego witryfikację oocytów.
  2. Kontrolowaną stymulację jajników (COS) należy rozpocząć w dniu -14 od dnia operacji, biorąc pod uwagę planowany czas trwania COS wynoszący n = 12 dni oraz 36 godzin potrzebnych między wyzwoleniem owulacji a pobraniem komórek jajowych i witryfikacją.
  3. W przypadku, gdy COS wymaga innego czasu trwania niż oczekiwany, należy odpowiednio przełożyć operację.

4. Kontrolowana stymulacja jajników: dawka początkowa, dostosowanie dawki i monitorowanie, wyzwalanie końcowego dojrzewania oocytów

  1. Rozpocznij COS w dowolnej fazie cyklu jajnikowego, jak to zwykle robi się w kontekście protokołów "losowego startu" w celu zachowania płodności.
  2. Należy wybrać dawkę początkową hormonu folikulotropowego (FSH)/ludzkiej gonadotropiny menopauzalnej (hMG) w oparciu o AFC i AMH pacjenta i poinstruować pacjentkę, aby kontynuowała codzienne samodzielnie wykonywane wstrzyknięcia podskórne. Następnie należy dokonać indywidualnego dostosowania dawki w oparciu o odpowiedź jajników.
  3. Monitoruj odpowiedź jajników za pomocą seryjnego ultrasonografii przezbrzusznej i jednoczesnych pomiarów E2 i P (dzień 1, dzień 6, dzień 8, dzień 10 i dzień 12).
  4. Wywołać końcowe dojrzewanie oocytów przez podanie podskórne 0,2 ml analogu Gn-RH (tryptoreliny).

5. Procedura kliniczna (laparoskopia): pobranie oocytów

  1. Ułóż pacjenta w zmodyfikowanej pozycji litotomii grzbietowej, która umożliwia doskonały jednoczesny dostęp do brzucha i krocza. Wywołaj znieczulenie ogólne i podaj dożylnie 2 g cefazoliny zgodnie z rutynową śródoperacyjną profilaktyką antybiotykową. Umieścić dopęcherzowy cewnik Foleya.
  2. Ustalić odmę otrzewnową za pomocą igły Veressa okołopępowinowej, umieścić jeden trokar pępowinowy 10 mm do wprowadzenia laparoskopu i dwa trokary 5 mm w prawej i lewej górnej ćwiartce. W przypadku widzenia laparoskopowego należy użyć igły o pojedynczym prześwicie 17 G podłączonej do pompy aspiracyjnej, powszechnie stosowanej do pobierania przezpochwowego, przez prawy i lewy trokar w celu nakłucia odpowiednio prawego i lewego jajnika.
  3. Podnieś i przytrzymaj jajniki za pomocą laparoskopowych kleszczy, aby ułatwić odsłonięcie mieszków włosowych. Podczas zasysania wielu pęcherzyków, które znajdują się blisko siebie, należy zachować końcówkę igły w jajniku, aby zmniejszyć liczbę przecięć kory jajnika i nieodłączne ryzyko krwawienia.

6. Postępowanie kliniczne (laparoskopia): plastyka pochwy

UWAGA: Etapy waginoplastyki pozostają niezmienione w porównaniu do zmodyfikowanej techniki laparoskopowej Dawydowa12.

  1. Wypreparuj otrzewną, podnosząc i nacinając pasmo otrzewnej poprzecznie między dwoma podstawowymi rogami macicy, a następnie przedłużając nacięcie do przodu, na boki i do tyłu.
  2. Rozpocznij szew sznurkowy z syntetycznie wchłanialnego (PDS) 2-0 włókienki polidioksanonu w każdej półmiednicy, od zmobilizowanej otrzewnej nad pęcherzem, z kolejno transfiksacją więzadła okrągłego, przesmyku jajowodowego, więzadła macicznego i bocznego liścia otrzewnej. Następnie uwzględnij w dwóch szwach boczną część mezorektum i przednią stronę błony surowiczej odbytnicy, bezpośrednio poniżej połączenia odbytniczo-esiczo.
  3. Odsłoń dołek pochwy na podejściu kroczowym i wykonaj nacięcie w kształcie litery H, a następnie utwórz przestrzeń neopochwową poprzez ostre i rozwarstwienie przestrzeni pęcherzowo-odbytniczej. Następnie pociągnij wypreparowane brzegi otrzewnej do krawędzi przedsionka pochwy. Zakładanie szwów przerwanych w PDS 3-0 dla zespolenia otrzewnowo-przedsionkowego. Na koniec umieść gazę pokrytą parafiną w neopochwie pokrytej otrzewną.

7. Laboratorium in vitro: dzień przed pobraniem komórek jajowych

  1. Przygotuj od 2 do 5 okrągłodennych probówek z 9 ml pożywki Quinn's Advantage Medium z HEPES (uzupełnionej 5% albuminą surowicy ludzkiej [HSA]) zgodnie z liczbą oczekiwanych pęcherzyków i inkubuj je przez noc w temperaturze 37 °C.
  2. Przygotować jedną lub dwie 4-dołkowe potrawy z 0,5 ml/studzienkę pożywki do nawożenia (uzupełnionej 5% HSA), pokrytej 0,5 ml oleju mineralnego do hodowli zarodków i inkubować przez noc w temperaturze 37 °C w kontrolowanej atmosferze (6%CO2, 5%O2).
  3. Przygotuj jedno naczynie zawierające 9 (30 μl) kropli pożywki z pojedynczą kulturą ciągłą (CSCM) (uzupełnionej 10% suplementem zastępczym surowicy [SSS]) pokrytym 6 ml oleju mineralnego. Inkubować przez noc w temperaturze 37 °C w kontrolowanej atmosferze (6% CO2 , 5 % O2 ).

8. Laboratorium in vitro: procedura pobrania komórek jajowych

  1. Przygotować roztwór Quinn's Advantage Medium z HEPES (uzupełniony o 5% HSA) z heparyną o końcowym stężeniu 10 j.m./ml, w którym zostaną pobrane aspiraty pęcherzykowe.
  2. Podobnie jak w przypadku rutynowego przezpochwowego pobierania oocytów13, należy pobrać aspiraty pęcherzykowe do probówek okrągłodennych o pojemności 10 ml, utrzymać je w cieple (37 °C) w przenośnym inkubatorze i natychmiast przetransportować do laboratorium embriologicznego, przy czasie transportu wynoszącym około 10 minut.
  3. Zbadaj płyn pęcherzykowy na podgrzanej sterylnej szalce Petriego o średnicy 90 mm w celu zidentyfikowania kompleksów wzgórko-oocytów (COC). Po wykryciu COC opłucz go w naczyniu z centralną studzienką wypełnioną 1 ml podgrzanego podłoża Quinn's Advantage Medium z HEPES (uzupełnionego 5% HSA).
  4. Po zebraniu wszystkich COC umieść je w 4-dołkowym naczyniu zawierającym pożywkę do nawożenia i oznacz pokrywkę i spód danymi dotyczącymi tożsamości pacjenta.
  5. Inkubować je w temperaturze 37 °C w kontrolowanej atmosferze (6% CO2 , 5 % O2 ).
  6. Należy zapewnić, aby procedura została poddana podwójnej kontroli przez drugiego członka personelu laboratorium.

9. Denudacja oocytów

  1. Wykonaj usunięcie wzgórków/komórek koronowych w ciągu 38 godzin po wyzwoleniu owulacji.
  2. Przygotować roztwór pożywki Quinn's Advantage Medium z HEPES (uzupełniony 5% HSA) z hialuronidazą w końcowym stężeniu 10 j.m./ml.
  3. Przygotuj naczynie z dodzieniem centralnym z 1 ml podgrzanego podłoża Quinn's Advantage Medium z HEPES (uzupełnionego 5% HSA) zawierającego hialuronidazę i drugie z 1 ml podgrzanej pożywki buforowanej HEPES (uzupełnionej 5% HSA).
  4. Oznacz naczynia do denudacji oocytów danymi identyfikacyjnymi pacjenta.
  5. Umieść COC w centralnej studzience zawierającej enzym, aby rozproszyć komórki wzgórka za pomocą szklanej pipety Pasteura, delikatnie pipetując roztwór zawierający COC w górę iw dół przez maksymalnie 30 sekund.
  6. Przenieś oocyty do drugiej płytki z dołkiem centralnym zawierającej tylko pożywkę buforowaną przez HEPES, upewniając się, że wyparła minimalną ilość enzymu.
  7. Usunąć pozostałe komórki koronowe za pomocą pipet do denudingu o zmniejszających się średnicach wewnętrznych (170-140 μm).
  8. Oceń etap dojrzewania oocytów, oddzielając oocyty metafazy II (MII), charakteryzujące się wytłaczaniem pierwszego ciała polarnego, od oocytów metafazy I (MI) i pęcherzyków rozrodczych (GV).
  9. Przenieść oocyty MII na 60-milimetrową szalkę Petriego z hodowlą IVF zawierającą dziewięć (30 μl) kropli pożywki z ciągłą pojedynczą hodowlą (CSCM) (uzupełnionej 10% suplementem zastępczym surowicy [SSS]) pokrytej 6 ml oleju mineralnego.
  10. Inkubować je w temperaturze 37 °C w kontrolowanej atmosferze (6% CO2 , 5 % O2 ).

10. Witryfikacja oocytów

  1. Witryfikację oocytów MII należy wykonać bezpośrednio po denudacji oocytów, zgodnie z protokołem dostarczonym przez producenta zestawu do witryfikacji.
  2. Doprowadzić do temperatury pokojowej (25-27 °C): roztwór równoważący (ES), roztwór do witryfikacji (VS) i roztwór do przemywania (WS), prawie 30 minut przed zabiegiem.
    UWAGA: Jak podają producenci, ES zawiera 7,5% DMSO, 7,5% glikolu etylenowego, 20% suplementu surowicy dekstranu (DSS), gentamycynę w pożywce buforowanej M-199 HEPES; VS zawiera 15% DMSO, 15% glikolu etylenowego, 0,5 M sacharozy, 20% DSS, gentamycynę w pożywce buforowanej M-199 HEPES, a WS zawiera 20% DSS, gentamycynę w pożywce buforowanej M-199 HEPES.
  3. W przypadku urządzenia kriogenicznego użyj Cryotop składającego się z cienkiego paska przezroczystej folii przymocowanego do plastikowego uchwytu.
  4. Oznacz kriourządzenia imieniem i nazwiskiem pacjenta, datą urodzenia, dowodem osobistym, datą krioprezerwacji i liczbą oocytów załadowanych na dowolne urządzenie.
  5. Oznacz naczynie do witryfikacji imieniem i nazwiskiem pacjenta oraz jego identyfikatorem.
  6. Upewnij się, że operator będący świadkiem sprawdza prawidłowe dane pacjenta na kriourządzeniach i czaszy.
  7. Napełnij pojemnik chłodzący do góry świeżym ciekłym azotem i przykryj do czasu użycia, aby zminimalizować dyspersję i parowanie.
  8. Użyj pipety do pobierania próbek o średnicy wewnętrznej 170 μm, aby uniknąć uszkodzenia oocytów podczas manipulacji.
  9. Delikatnie wstrząsnąć każdą fiolką ES, VS i WS, aby wymieszać zawartość przed użyciem.
  10. Przygotuj pokrywkę szalki Petriego o średnicy 60 mm z jedną kroplą 50 μl WS1 (Rysunek 1A).
  11. Umieść krople tuż przed użyciem, aby ograniczyć parowanie medium.
  12. Wyjąć szalkę z komórek jajowych z inkubatora i przenieść oocyty MII (do 3 na raz) z minimalną objętością pożywki z szalki hodowlanej do 50 μl WS.
  13. Dozuj 50 μl kropli WS2, ES1 i ES2 w bliskiej odległości i przenieś oocyty z kropli WS1 do kropli WS2 (Ryc. 1B).
  14. Połącz kroplę ES1 z WS2 i poczekaj 2 minuty na spontaniczne wymieszanie obu roztworów.
  15. Następnie połącz kroplę ES2 z poprzednio połączonymi kroplami i pozostaw na kolejne 2 minuty.
  16. Na koniec połącz nową kroplę ES3 o pojemności 100 μl z poprzednio połączonymi kroplami i pozostaw na 1 dodatkową minutę.
  17. Umieść oocyty w kropli ES4 o objętości 100 μl na 10 minut (Rysunek 1C).
  18. Dozuj dwie krople VS o pojemności 50 μl i jedną kroplę VS o pojemności 100 μl (Rysunek 1D).
  19. Przenieś oocyty sekwencyjnie do trzech kropli VS przez 60 s, tak aby oocyty pozostały w każdej kropli przez ~20 s.
  20. Gdy do końca 60 s inkubacji pozostało około 10 s, umieścić kriourządzenie pod mikroskopem.
  21. Przenieś oocyty na końcówce pipety i umieść je na kriourządzeniu z minimalną ilością VS.
  22. Odessać nadmiar VS, pozostawiając oocyty pokryte cienką warstwą VS.
  23. Zanurz kriourządzenie bezpośrednio w ciekłym azocie i szybko je przesuwaj. Trzymaj urządzenie w ciekłym azocie i przykryj je pokrywą ochronną.
  24. Przechowuj kriourządzenie w systemie przechowywania (np. visiotube) i umieść je w zbiorniku kriogenicznym. Zapisz dane kriokonserwacji w laboratoryjnej bazie danych i arkuszu.

11. Stacjonarna opieka pooperacyjna

  1. Usunąć cewnik moczowy i gazę pokrytą parafiną dopochwową 48 godzin po zabiegu.
  2. Cyfrowo zbadaj neopochwę pacjentki po usunięciu i poinstruuj pacjentkę, jak przeprowadzić eksplorację cyfrową. Następnie pokryj formę dopochwową (9 cm długości i 2 cm średnicy) żelem estrogenowym (aby sprzyjać nabłonkowi) i poinstruuj pacjentkę, jak wprowadzić i konserwować formę.
  3. Począwszy od 3 dnia po operacji i każdego następnego dnia, poinstruuj pacjenta, jak ustawić formę i utrzymać ją na miejscu przez co najmniej 2 godziny dziennie.
  4. Jeśli nie wystąpią żadne komplikacje, wypisz pacjenta w 5-6 dniu po operacji.

12. Ambulatoryjna opieka pooperacyjna

  1. Poinstruuj pacjentkę, jak wykonywać rozszerzenie neopochwy przez 2 miesiące za pomocą tej samej formy (9 cm długości i 2 cm średnicy), która była używana podczas pobytu w szpitalu, a następnie większej (11 cm długości i 2,5 cm średnicy).
  2. Po 3-miesięcznej wizycie pozwól pacjentce rozpocząć aktywność seksualną i poinformuj ją, aby nadal używała pleśni w dniach, w których nie ma stosunku.

13. Kontynuacja

  1. Zaplanuj wizyty kontrolne po 1, 3, 6 i 12 miesiącach od zabiegu.
  2. Na każdej wizycie kontrolnej oceń przestrzeganie ćwiczeń rozszerzających i zapytaj pacjenta, czy doświadczył jakichkolwiek ograniczeń w codziennych czynnościach, bólu, objawów ze strony układu moczowego lub dysfunkcji seksualnych (od wizyty po trzecim miesiącu po operacji). Wykonuj badanie ginekologiczne podczas każdej wizyty kontrolnej, aby zmierzyć szerokość, długość, zawieszenie i ruchomość pochwy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Tabela 2 zawiera dane dotyczące stymulacji jajników u pacjentek, natomiast główne wyniki chirurgiczne i funkcjonalne opisano w Tabeli 3. Współistniejące laparoskopowe procedury pobrania oocytów oraz waginoplastyki zostały pomyślnie wykonane u wszystkich pacjentek. Średnio pobrano 11,4 ± 5,4 (średnia ± SD) oocytów, a kriokonserwacji poddano 9,6 ± 4,3 oocytów w stadium MII (Tabela 3). W naszym doświadczeniu z kriokonserwacją oocytów u pacjentek poddawanych ART, przeżywalno...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten zmniejsza inwazyjność w leczeniu MRKHS poprzez połączenie procedur waginoplastyki i pobrania komórek jajowych. W tym celu kluczowe jest wyznaczenie dedykowanego zespołu, który zadba o to, aby czas COS, zabiegu chirurgicznego i witryfikacji oocytów był zaplanowany sprawnie.

Pacjenci z MRKHS, dla których ta skojarzona metoda laparoskopowa ma być najbardziej korzystna, to ci, u których pobranie przezpochwowe byłoby uważane za technicznie trudne lub niewykonalne ze względu na jajniki ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Nie otrzymano żadnych konkretnych funduszy na tę pracę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< strong>Procedura pobierania oocytów
Sprzęt
CO2 Inkubator O2 InkubatorSanyo
Thermo Scientific
Kaptur z przepływem laminarnymCooper Surgical
Przenośny inkubatormikroskop chirurgiczny
Cooper Nikon
Materiały eksploatacyjne
14 mL Polistyrenowa rurka okrągłodennaFalcon352057
4-dołkowa szalkaNunc144444
60 mm szalka PetriegoFA9150270
90 mm Petri danieNuncFA9150360
Albumina surowicy ludzkiej 100 mg / ml w soli fizjologicznej (5%)Origio3001
Olej mineralny do hodowli zarodkówOrigio4008
Naczynie One Well OosafeOOPW-CW05
Quinn' s Advantage Podłoże nawozowe SAGEOrigio1020
Quinn' s Advantage pożywka z HEPESOrigio1024
Sterylne szklane
denudacja oocytów
Sprzęt
CO2 O2 InkubatorSanyo
Flexipet regulowany uchwyt zestawCookG18674
InkubatorThermo Scientific
Kaptur z przepływem laminarnymCooper Stereomikroskop chirurgiczny
Nikon
Materiały eksploatacyjne
4-dołkoweNunc144444
CSCM (pojedyncza hodowla Continuos) podłożeFujifilm irvine Scientific90165
Albumina ludzka 100 mg/ml w soli fizjologicznej (5%)Origio3001
HialuronidazaFujifilm Irvine Scientific90101
Kultura IVF 60 mm szalka PetriegoNuncFA9150270
Olej mineralny do hodowli zarodkówOrigio4008
Naczynie One WellOosafeOOPW-CW05
Quinn' s Advantage medium z HEPESOrigio1024
Suplement zastępczy surowicyFujifilm irvine Scientific99193
Sterylne szklane pipety Pasteura
Końcówki do pipet do zdejmowania izolacji (140 μ m)CookK-FPIP-1140-10BS-5
Końcówki do pipet do zdejmowania izolacji (170 μ m)CookK-FPIP-1170-10BS-5
Witryfikacja oocytów
35 mm szalka PetriegoNUNC150255
60 mm szalka PetriegoNUNC150270
90 mm szalka PetriegoNUNC150360
Pojemnik do stojaka chłodzącegoKitazato
Cryodevice/cryotopKitazato81111
Elektroniczny timer
FlexipetCOOKK-1000
Gilson PipetmanGilsonF123601
Drukarka laboratoryjna LabXpertBradyXSL-86-461
Końcówki 20-200 i mikro; LThermo Scientific2160G
Końcówki 2-20 i mikro; LThermo Scientific2139-HR
VisotubesCryo Bio System20
Zestaw do zamrażania witryfikacjiFujifilm Irvine Scientific90133-SO
Zestaw do rozmrażania witryfikacjiFujifilm Irvine Scientific90137-SO
Stereoskopowy pipety Pasteura Stereoskop chirurgiczny

Bibliografia

  1. Committee on Adolescent Health Care. ACOG Committee Opinion No. 728: Müllerian Agenesis: Diagnosis, Management, And Treatment. Obstetrics and Gynecology. 131 (1), 35-42 (2018).
  2. Reichman, D. E., Laufer, M. R. Mayer-Rokitansky-Küster-Hauser syndrome: Fertility counseling and treatment. Fertility and Sterility. 94 (5), 1941-1943 (2010).
  3. Ben-Rafael, Z., Bar-Hava, I., Levy, T., Orvieto, R. Simplifying ovulation induction for surrogacy in women with Mayer-Rokitansky-Kuster-Hauser syndrome. Human Reproduction. 13 (6), 1470-1471 (1998).
  4. Beski, S., Gorgy, A., Venkat, G., Craft, I. L., Edmonds, K. Gestational surrogacy: a feasible option for patients with Rokitansky syndrome. Human Reproduction. 15 (11), 2326-2328 (2000).
  5. Brännström, M., et al. Livebirth after uterus transplantation. Lancet. 385 (9968), 607-616 (2015).
  6. Sreenivas, K., Campo-Engelstein, L. Domestic and international surrogacy laws: implications for cancer survivors. Cancer Treatment and Research. 156, 135-152 (2010).
  7. Soderstrom-Anttila, V., et al. Surrogacy: outcomes for surrogate mothers, children and the resulting families-a systematic review. Human Reproductive Update. 22 (2), 260-276 (2016).
  8. Wood, E. G., Batzer, F. R., Corson, S. L. Ovarian response to gonadotrophins, optimal method for oocyte retrieval and pregnancy outcome in patients with vaginal agenesis. Human Reproduction. 14 (5), 1178-1181 (1999).
  9. Raziel, A., et al. Surrogate in vitro fertilization outcome in typical and atypical forms of Mayer-Rokitansky-Kuster-Hauser syndrome. Human Reproduction. 27 (1), 126-130 (2012).
  10. Egarter, C., Huber, J. Successful stimulation and retrieval of oocytes in patient with Mayer-Rokitansky-Küster syndrome. Lancet. 1 (8597), 1283(1988).
  11. Candiani, M., et al. Oocyte retrieval during laparoscopic vaginoplasty to reduce invasiveness in the treatment of Mayer-Rokitansky-Küster-Hauser syndrome. Journal of Minimally Invasive Gynecology. 27 (1), 74-79 (2020).
  12. Fedele, L., et al. Creation of a neovagina by Davydov's laparoscopic modified technique in patients with Rokitansky syndrome. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 202 (1), 1-6 (2010).
  13. ESHRE Working Group on Ultrasound in ART et al. Recommendations for good practice in ultrasound: oocyte pick up. Human Reproduction Open. 2019 (4), (2019).
  14. Callens, N., et al. An update on surgical and non-surgical treatments for vaginal hypoplasia. Human Reproductive Update. 20 (5), 775-801 (2014).
  15. Sönmezer, M., Gülümser, Ç, Sönmezer, M., Sükür, Y. E., Atabekoğlu, C. Transabdominal ultrasound guided oocyte retrieval using vaginal ultrasound probe: Definition of the technique. The Journal of Obstetrics and Gynaecology Research. 47 (2), 800-806 (2021).
  16. Raju, G. A., Haranath, G. B., Krishna, K. M., Prakash, G. J., Madan, K. Successful pregnancy with laparoscopic oocyte retrieval and in vitro fertilization in Mullerian agenesis. Singapore Medicine Journal. 47 (4), 329-331 (2006).
  17. Liszewska-Kapłon, M., Strózik, M., Kotarski, Ł, Bagłaj, M., Hirnle, L. Mayer-Rokitansky-Küster-Hauser syndrome as an interdisciplinary problem. Advances in Clinical and Experimental Medicine. 29 (4), 505-511 (2020).
  18. Wagner, A., et al. Treatment management during the adolescent transition period of girls and young women with Mayer-Rokitansky-Küster-Hauser syndrome (MRKHS): A systematic literature review. Orphanet Journal of Rare Diseases. 11 (1), 152(2016).
  19. Bean, E. J., Mazur, T., Robinson, A. D. Mayer-Rokitansky-Küster-Hauser syndrome: sexuality, psychological effects, and quality of life. Journal of Pediatric and Adolescent Gynecology. 22 (6), 339-346 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Kriokonserwacja oocyt wlaparoskopowa waginoplastykakontrolowana stymulacja jajnik waspiracja p cherzykowawspomagana prokreacjaoocyty w stadium metafazy IIprocedura witryfikacjibadanie USG przezbrzuszne
Laparoskopowe pobieranie komórek jajowych i kriokonserwacja podczas waginoplastyki w leczeniu zespołu Mayera-Rokitansky'ego-Kustera-Hausera
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.