Artykuł metodologiczny

Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63738

⸱

8 września 2023

 ,  ,  ,  , 
1Karl Landsteiner University of Health Sciences, 2Department of Neurosurgery, University Hospital St. Pölten, 3Cerebrovascular Research Group, Department of Neurosurgery, University Hospital St. Pölten, 4Division of Biomedical Research, Medical University of Vienna

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy technikę mikrochirurgicznego tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Streszczenie

Tętniaki olbrzymie to niebezpieczne zmiany wymagające leczenia wewnątrznaczyniowego, z wysokimi wskaźnikami rekanalizacji i ponownego pęknięcia tętniaka. Wiarygodne modele in vivo są rzadkie, ale są wymagane do testowania nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych. Pokazujemy techniczne aspekty tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u białych królików nowozelandzkich (2,5-5,5 kg). Z żyły szyjnej zewnętrznej pobiera się worek żylny o długości 25-30 mm, a mikrochirurgicznie tworzy się rozwidlenie między obiema tętnicami szyjnymi. Worek jest zszywany w rozwidleniu, aby naśladować gigantycznego tętniaka. Protokół ten podsumowuje naszą wcześniej opublikowaną standardową technikę leczenia tętniaków bifurkacji tętnic w worku żylnym i podkreśla jej niezbędne etapy modyfikacji w przypadku tętniaków olbrzymich. Korzystając z tej zmodyfikowanej techniki, byliśmy w stanie stworzyć model zwierzęcy dla tętniaków olbrzymich o wysokiej porównywalności z ludźmi pod względem hemodynamiki i układów krzepnięcia. Ponadto uzyskano niską zachorowalność i wysoką drożność tętniaka. Proponowany model tętniaka olbrzymiego daje doskonałą możliwość testowania nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Wprowadzenie

Wewnątrznaczyniowa embolizacja stała się ważną alternatywą dla przycinania tętniaków w leczeniu pękniętych tętniaków mózgu1. Główną wadą tej strategii leczenia jest wysokie wskaźniki rekanalizacji tętniaka z opóźnionym pęknięciem tętniaka2. Wykazano, że duże i olbrzymie tętniaki są szczególnie podatne na te powikłania. W związku z tym stale opracowywane są nowe urządzenia wewnątrznaczyniowe3. Modele do badań eksperymentalnych są niezbędne do testowania tych urządzeń4,5.

Tętniaki mózgu u szczurów, królików, psów i trzody chlewnej były badane u szczurów, królików, psów i trzody chlewnej6,7,8. Jednak modele królików wykazały najlepszą porównywalność z ludźmi pod względem hemodynamiki i układu krzepnięcia9,10,11,12. W modelu bifurkacji tętnic w woreczku żylnym u królików, worek żylny jest zszywany w mikrochirurgicznie utworzonej prawdziwej bifurkacji obu wspólnych tętnic szyjnych (CCA) w celu naśladowania tętniaka13. Jednak prawdziwy model bifurkacji dla gigantycznych tętniaków u królików nie był dostępny do niedawna. Pierwsze wyniki wykorzystujące obliczeniową dynamikę płynów i testy biomechaniczne zostały opublikowane przez naszą grupę w 2016 roku14.

Ponieważ tętniaki olbrzymie stanowią trudne zmiany do leczenia u ludzi, a wiarygodny model zwierzęcy jest kluczowy dla ich badań, przedstawiamy skrócone podsumowanie ulepszonych technik tworzenia gigantycznych tętniaków eksperymentalnych12,13. Zaletami stosowania tej metody są: (i) minimalna zachorowalność i wysoka drożność tętniaka14, wysoka porównywalność z ludźmi pod względem hemodynamiki i układu krzepnięcia9,10,11,12, oraz opłacalność w porównaniu z metodami psimi, (ii) prawdziwy projekt bifurkacji dla gigantycznego tętniaka13, (iii) dobra porównywalność hemodynamiczna powstałych tętniaków wykazana przez obliczeniową dynamikę płynów14, oraz (iv) wysokie wskaźniki drożności długoterminowej 15.

Protokół

Badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Instytutu, w którym przeprowadzono to badanie. Do tego modelu zwierzęcego użyto białych królików nowozelandzkich (2,5-5,5 kg).

UWAGA: Nasza standardowa technika tworzenia tętniaków prawdziwej bifurkacji tętnic w worku żylnym u królików została opublikowana w 2011 roku, a adaptacja dla tętniaków olbrzymich została opublikowana w 2016 roku12,13. Podsumowujemy te techniki i podkreślamy niezbędne kroki modyfikacji tętniaków olbrzymich.

1. Faza przedoperacyjna

  1. Podawać ketaminę (30 mg/kg) i ksylazynę (6 mg/kg) we wstrzyknięciu domięśniowym w okolicę odcinka lędźwiowego w znieczuleniu ogólnym. Następnie zaintubuj królika (średnica rurki: 4 mm, długość: 18 mm; ta wielkość może się różnić w zależności od wielkości zwierzęcia) i kontynuuj znieczulenie gazem (2% izofluranu). Monitoruj głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi co 15 minut i dostosuj w razie potrzeby.
  2. Ogol obszar od kąta żuchwy w dół do klatki piersiowej za pomocą maszynki do strzyżenia. Zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą co najmniej trzech naprzemiennych rund peelingu chlorheksydyny lub powidonu jodu, a następnie alkoholu. Ułóż miejsce operacji.

2. Chirurgiczna faza I

  1. Naciąć skórę wzdłuż linii środkowej od kąta żuchwy w dół do manubrium sterni za pomocą skalpela. Wykonaj rozwarstwienie w tkance podskórnej.
  2. Przełącz się na mikroskop chirurgiczny. Wytnij bezgałęziowy odcinek lewej żyły szyjnej zewnętrznej o długości 2-3 cm. Nakładaj 4% papaweryny kroplami na naczynia, aby zapobiec skurczowi naczyń krwionośnych i opcjonalnie dodawaj kroplami 5 mg/ml siarczanu neomycyny w celu kontroli infekcji.
  3. Pobrać odcinek żyły po podwiązaniu bliższego i dystalnego za pomocą niewchłanialnych szwów 6-0. Umieść segment żyły w roztworze soli fizjologicznej z heparyną (1,000 j.m. heparyny w 20 ml 0,9% soli fizjologicznej i 1 ml 4% HCl papaweryny)13.

3. Faza chirurgiczna II

  1. Przygotuj oba CCA, preparując je od rozwidlenia tętnicy szyjnej aż do ich początku. Uważnie obserwuj gałęzie tętnic przyśrodkowych, które zaopatrują krtań, tchawicę i struktury nerwowe.
  2. Podawać dożylnie 1 000 j.m. heparyny.
  3. Zastosuj skroniowy klips mikrochirurgiczny na dystalnym końcu prawego CCA.
  4. Podwiązać i przeciąć prawe CCA proksymalnie bezpośrednio nad tułowiem ramienno-głowowym za pomocą niewchłanialnych szwów z polifilamentu 6-0.
  5. Użyj sterylnego kawałka gumy (np. z rękawicy) jako podkładu ułatwiającego zabieg. Usunąć przydankę w miejscu zespolenia obu naczyń za pomocą anatomicznych mikrokleszczy i mikronożyczek. Przytnij miejsce zespolenia lewego CCA dystalnie i proksymalnie13.

4. Chirurgiczna faza III

  1. Wykonać arteriotomię w lewym CCA zgodnie z wielkością planowanego zespolenia z prawym CCA i workiem żylnym. Określ długość arteriotomii na podstawie średnicy przeciwległej tętnicy szyjnej (około 2 mm) wraz z rozmiarem planowanej szyjki tętniaka.
    UWAGA: Rozmiar jest tak elastyczny, jak możliwe rozmiary tętniaków i rozmiary szyjki tego uniwersalnego modelu tętniaka. Minimalny rozmiar nie powinien być mniejszy niż 3 mm i może wynosić maksymalnie około 15 mm.
  2. Oczyść miejsce tętniaka heparynizowaną solą fizjologiczną (około 5 ml). Używając czterech do pięciu niewchłanialnych szwów monofilamentowych 10-0, zszyj tylny obwód prawego kikuta CCA za pomocą wcześniej opisanej arteriotomii lewego CCA.
  3. Przeciąć kikut prawego CCA wzdłużnie na długość 1-1,5 cm. Zespolenie tylnej części worka żylnego z arterytomią lewego CCA za pomocą szwów 10-0. Następnie zszyj tylną stronę worka żylnego z tylną ścianą prawego CCA za pomocą trzech do czterech szwów.
  4. Zszyj zespolenie przednie w tej samej kolejności.
  5. Zwolnij klips czasowy na prawym CCA. Zwykle zespolenie przecieka. Użyj tego, aby zmyć powietrze i skrzepy krwi.
  6. Uszczelnić zespolenie tłuszczem pochodzącym z tkanki podskórnej dostępu chirurgicznego i klejem fibrynowym .
  7. Zamknij powięź za pomocą niewchłanialnych szwów 4-0. Wykonaj zamknięcie rany za pomocą 4-0 szwów wchłanialnych13.

5. Faza pooperacyjna

  1. Podawać dożylnie 10 mg/kg kwasu acetylosalicylowego.
  2. Osiągnij analgezję pooperacyjną za pomocą przezskórnego plastra z fentanylem (12,5 μg/h) w ogolonym obszarze przez 3 dni13.
    UWAGA: Skonsultuj się z lekarzem weterynarii placówki w sprawie odpowiednich
    opcje przeciwbólowe.
  3. Osiągnij pooperacyjną antykoagulację, podając 100 j.m./kg niskocząsteczkowej heparyny dziennie przez 2 tygodnie.

Wyniki

W 2011 roku opublikowaliśmy ulepszoną technikę modelu rozwidlenia tętniczego w worku żylnym do tworzenia tętniaków u królików16. Średnia długość tętniaka wynosiła 7,9 mm, a średnia szerokość szyjki 4,1 mm. Dzięki zastosowaniu szwów przerywanych i agresywnej przeciwkrzepliwości udało nam się osiągnąć 0% śmiertelności oraz drożność w 14 z 16 tętniaków. Technikę tę dostosowano następnie do tworzenia tętniaków olbrzymich, a w 2016 roku przeprowadzono badania z zakresu obliczeniowej dynamiki płynów oraz testy biomechaniczne14. W tym badaniu zmieniono również postępowanie anestezjologiczne, zastępując maski wentylacyjne intubacją, dzięki dostępności doświadczonego lekarza weterynarii. Stanowi to krytyczny krok w naszym doświadczeniu, ponieważ intubacja królika może być trudna i prowadzić do wysokiej śmiertelności przedoperacyjnej. Ponadto zmniejszono pooperacyjną przeciwkrzepliwość z użyciem heparyny drobnocząsteczkowej z 250 IU/kg do 100 IU/kg. Przy takim schemacie udało nam się osiągnąć 0% śmiertelności oraz drożność w 11 z 12 tętniaków. Długość tętniaków wynosiła od 21,5 do 25,6 mm, a szerokość szyjek od 7,3 do 9,8 mm. Szczegółowe wyniki tego badania przedstawiono w Tabeli 1. Ponadto tętniaki te wykorzystano do oceny urządzeń endowaskularnych. Obraz embolizowanego tętniaka olbrzymiego wspomaganego stentem po usunięciu tętniaka przedstawiono na Rysunku 1.

Schemat etapów rozwoju zarodka; proces embriogenezy; opis anatomiczny.
Rycina 1: Zdjęcie tętniaka olbrzymiego po embolizacji wspomaganej stentem po usunięciu tętniaka. 1 lewa CCA, stentowane naczynia doprowadzające; 2 prawa CCA, naczynie doprowadzające; + embolizowany worek tętniaka. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Nr tętniakaPrzepustowośćŚrednica tętnicy dopływowej [mm]Długość [mm]Szerokość szyjki [mm]Szerokość kopuły [mm]Współczynnik kształtu [-]
2nie ----------
1tak2.423.47.79.93
3tak2.225.18.710.32.9
4tak2.523.59.810.62.4
5tak2.824.88.69.82.9
6tak2.521.59.89.32.2
7tak2.224.27.910.53.1
8tak2.325.69.310.22.8
9tak2.422.17.3103
10tak2.225.68.99.72.9
11tak2.323.49.711.12.4 

Tabela 1: Dane dotyczące tętniaków wygenerowane na potrzeby obliczeniowej dynamiki płynów i testów biomechanicznych. Przedstawiono zaktualizowane i szczegółowe wyniki dla 11 tętniaków utworzonych w 2016 roku. Tabela ta została zmodyfikowana na podstawie pracy Sherif et al.14.

Dyskusja

Istnieje kilka krytycznych kroków w celu zapewnienia możliwości powielenia opisanego powyżej protokołu. Niezbędne jest skrupulatne usunięcie trombogennej tkanki okołoprzybyszowej w miejscu zespolenia13. Należy zadbać o to, aby zespolenie było pozbawione naprężeń i miało jak najmniej szwów. W przypadku tętniaków olbrzymich ważne jest, aby zacząć od tylnej strony zespolenia. Daje to lepszą widoczność i kontrolę w przypadku najtrudniejszych szwów w porównaniu z wcześniej proponowanymi procedurami 17,18,19.

W przeciwieństwie do tętniaków o normalnej wielkości, kluczowym czynnikiem przy pobieraniu worka żylnego jest skrupulatne przygotowanie odcinka żyły o długości 2-3 cm. Bardzo ważne jest, aby wypreparować wszystkie małe boczne gałęzie żyły szyjnej zewnętrznej, aby móc je bezpiecznie podwiązać. Podczas szycia zespoleń należy unikać bezpośredniego kontaktu z naczyniami, pozostawiając końcówki pojedynczych szwów nieco dłuższe. Tylko te wolne końce szwów powinny być chwytane kleszczami, aby przesunąć kompleks tętniaka. Ten szczegół techniczny pomaga w stosowaniu techniki bezdotykowej z naczyniami, co jest ogólną zasadą w mikrochirurgii naczyniowej. Kolejnym wyzwaniem, w porównaniu z tętniakami o normalnej wielkości, jest upośledzenie wzroku w tylnej części kompleksu tętniaków naczynia spowodowane przez olbrzymi worek tętniaka. Może to prowadzić do zwiększenia trudności technicznych po tylnej stronie zespolenia. Po wykonaniu zespolenia konieczny jest dłuższy czas płukania ze względu na większe prawdopodobieństwo powstania skrzepliny w obrębie olbrzymiego worka tętniaka. Należy zdawać sobie sprawę z wycieków, ponieważ są one bardzo częste. Jeśli nie są one uszczelnione poduszką tłuszczową, należy wykonać dodatkowe szwy.

Ograniczeniem jest wykorzystanie tętniaka pozaczaszkowego jako modelu patologii wewnątrzczaszkowej. Ponadto do pomyślnego wdrożenia tego protokołu potrzebne są wysokie wymagania mikrochirurgiczne i dobrze wyposażone laboratoria. Ponadto króliki są wrażliwymi zwierzętami, a dobre warunki trzymania zwierząt mają kluczowe znaczenie dla wskaźników przeżywalności.

Prezentowany model ma kilka zalet w porównaniu z obecnymi powszechnie stosowanymi modelami. Najbardziej rozpowszechnionym obecnie modelem tętniaków mózgu jest model elastazy. Jednak w przypadku tego modelu nigdy nie przeprowadzono badań biomechanicznych właściwości ściany tętniaka. W związku z tym biomechaniczna porównywalność tego modelu z warunkami ludzkimi jest niejasna. Wręcz przeciwnie, te testy biomechaniczne są dostępne dla proponowanego przez nas modelu, wykazując dobrą porównywalność z warunkami panującymi u ludzi14. Kolejną istotną przewagą tego proponowanego modelu nad modelem elastazy jest prawdziwa hemodynamika bifurkacji18. Model ten jest tworzony w prawdziwym sztucznie stworzonym bifurkacji, podczas gdy worek tętniaka trawiony elastazą powstaje w ślepym zaułku CCA, mniej więcej naśladując geometrię ściany bocznej.

Do tej pory nie było prawie żadnych innych dostępnych modeli tętniaków olbrzymich. Modele te są jednak bardzo potrzebne do oceny nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych. Przeglądając literaturę, opisano tylko jeden psi model tętniaków olbrzymiego rozwidlenia20. Jednak hemodynamika psów i układ krzepnięcia wykazały znaczące różnice w porównaniu z ludźmi, podczas gdy model królika wykazał swoją wyższość pod względem porównywalności z ludźmi14.

Nowo opracowane urządzenia wewnątrznaczyniowe do leczenia tętniaków są powszechnie testowane na modelach królików. Nasz wcześniej opublikowany model tętniaków bifurkacji pęcherzyków żylnych został wykorzystany do zatwierdzenia takich urządzeń przez CE i FDA 3,18. Jednak do niedawna wiarygodny i porównywalny model zwierzęcy dla gigantycznych tętniaków u królików nie był dostępny. U ludzi tętniaki olbrzymie mają najwyższe wskaźniki rekanalizacji i opóźnionego pęknięcia po leczeniu wewnątrznaczyniowym. Dlatego pilnie potrzebne są nowe urządzenia wewnątrznaczyniowe, a przemysł podniósł potrzebę stworzenia gigantycznego modelu królika tętniaka. Innym zastosowaniem jest ocena ściany tętniaka za pomocą rezonansu magnetycznego o wysokim polu, która ma na celu zidentyfikowanie potencjalnych czynników ryzyka pęknięcia, takich jak średnica ściany tętniaka lub zachowanie poprawiające kontrast22. Ponadto potrzebne są długoterminowe badania, aby ocenić drożność tego modelu tętniaka w czasie, a także badania pokazujące zachowanie tętniaka ze stentami rozdzielającymi przepływ i rozdzielaczami przepływu śródworkowego.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych istotnych interesów finansowych ani niefinansowych, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

Jesteśmy wdzięczni profesorowi Heberowi Ferrazowi Leite, dyrektorowi tak wielu międzynarodowych warsztatów mikrochirurgicznych na całym świecie, za jego otwarty i wartościowy kulturę nauczania.

Dziękujemy za wsparcie ze strony Funduszu Publikacji Open Access Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu Karla Landsteinera, Krems, Austria. Badania te zostały sfinansowane z grantu Funduszu Naukowego Burmistrza Wiednia. Koszt tej publikacji został sfinansowany przez Open Access Publishing Fund Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu Karla Landsteinera w Krems w Austrii. Organy finansujące nie odegrały żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu, analizie i interpretacji danych oraz pisaniu manuskryptu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% Sól fizjologicznaDowolny genericon
4% Papaverin HClDowolny genericon
Ethilon 10-0 monofil niewchłanialne nici Ethicon Inc2814Igła stożkowa
Evicel Bioglue Ethicon Biosurgery Inc.3901
Fentanyl plaster skórny 12.5 μ g/hDowolna generyczka
HeparynaDowolny generyk
Ketamin 50 mg/mlDowolna generyczka
Siarczan neomycyny 5 mg/mlDowolny genericon
Vicryl 4-0 nici odbudowywane z polifilamentu Ethicon IncJ386H
Ksylazyna 20 mg/mlDowolny genericon

Bibliografia

  1. Molyneux, A. J., et al. International subarachnoid aneurysm trial (ISAT) of neurosurgical clipping versus endovascular coiling in 2143 patients with ruptured intracranial aneurysms: A randomised comparison of effects on survival, dependency, seizures, rebleeding, subgroups, and aneurysm occlusion. Lancet. 366 (9488), 809-817 (2005).
  2. Algra, A. M., et al. Procedural clinical complications, case-fatality risks, and risk factors inendovascular and neurosurgical treatment of unruptured intracranial aneurysms: A systematic review and meta-analysis. JAMA Neurology. 76 (3), 282-293 (2019).
  3. Laurent, D., et al. The evolution of endovascular therapy for intracranial aneurysms: Historical perspective and next frontiers. Neuroscience Insights. 17, (2022).
  4. Böcher-Schwarz, H. G., et al. Histological findings in coil-packed experimental aneurysms 3 months after embolization. Neurosurgery. 50 (2), 375-379 (2002).
  5. Sherif, C., Plenk, H. J., Grossschmidt, K., Kanz, F., Bavinzski, G. Computer-assisted quantification of occlusion and coil densities on angiographic and histological images of experimental aneurysms. Neurosurgery. 58 (3), 559-566 (2006).
  6. Massoud, T. F., Guglielmi, G., Ji, C., Viñuela, F., Duckwiler, G. R. Experimental saccular aneurysms. I. Review of surgically-constructed models and their laboratory applications. Neuroradiology. 36 (7), 537-546 (1994).
  7. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  8. Wakhloo, A. K., Schellhammer, F., de Vries, J., Haberstroh, J., Schumacher, M. Self-expanding and balloon-expandable stents in the treatment of carotid aneurysms: An experimental study in a canine model. AJNR. American Journal of Neuroradiology. 15 (3), 493-502 (1994).
  9. Dai, D., et al. Histopathologic and immunohistochemical comparison of human, rabbit, and swine aneurysms embolized with platinum coils. American Journal of Neuroradiology. 26 (10), 2560-2568 (2005).
  10. Shin, Y. S., et al. Creation of four experimental aneurysms with different hemodynamics in one dog. American Journal of Neuroradiology. 26 (7), 1764-1767 (2005).
  11. Abruzzo, T., et al. Histologic and morphologic comparison of experimental aneurysms with human intracranial aneurysms. AJNR. American Journal of Neuroradiology. 19 (7), 1309-1314 (1998).
  12. Sherif, C., Plenk, H. J. Quantitative angiographic and histopathologic evaluation of experimental aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 32 (2), 33(2011).
  13. Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: Technical aspects. Journal of Visualized Experiments. (51), e2718(2011).
  14. Sherif, C., et al. Very large and giant microsurgical bifurcation aneurysms in rabbits: Proof of feasibility and comparability using computational fluid dynamics and biomechanical testing. Journal of Neuroscience Methods. 268, 7-13 (2016).
  15. Marbacher, S., et al. Long-term patency of complex bilobular, bisaccular, and broad-neck aneurysms in the rabbit microsurgical venous pouch bifurcation model. Neurological Research. 34 (6), 538-546 (2012).
  16. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  17. Spetzger, U., et al. Microsurgically produced bifurcation aneurysms in a rabbit model for endovascular coil embolization. Journal of Neurosurgery. 85 (3), 488-495 (1996).
  18. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: A model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimally invasive neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  19. Forrest, M. D., O'Reilly, G. V. Production of experimental aneurysms at a surgically created arterial bifurcation. American Journal of Neuroradiology. 10 (2), 400-402 (1989).
  20. Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility. American Journal of Neuroradiology. 33 (3), 507-512 (2012).
  21. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  22. Sherif, C., Marbacher, S., Fandino, J. Computerized angiographic evaluation of coil density and occlusion rate in embolized cerebral aneurysms. Acta Neurochirurgica. 153 (2), 343-344 (2011).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model t tniaka olbrzymiegomodel t tniaka u kr likatechnika woreczka ylnegorozwidlenie t tnicy szyjnejdro no t tniakaembolizacja wspomagana stentembadanie histopatologiczne

Powiązane artykuły