Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Opracowanie ksenoprzeszczepów raka trzustki od pacjentów danio pręgowanego do testów wrażliwości na chemoterapię

2.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63744

⸱

12 maja 2023

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Pisa, 2General Surgery Unit, Department of Translational Research and New Technologies in Medicine and Surgery, University of Pisa

W tym artykule

Podsumowanie

Modele przedkliniczne mają na celu poszerzenie wiedzy na temat biologii nowotworów i przewidywanie skuteczności leczenia. W artykule opisano wytwarzanie ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów (zPDX) na podstawie danio pręgowanego z fragmentami tkanki nowotworowej. ZPDX leczono chemioterapią, której efekt terapeutyczny oceniano pod kątem apoptozy komórek przeszczepionej tkanki.

Streszczenie

Rak jest jedną z głównych przyczyn zgonów na całym świecie, a częstość występowania wielu rodzajów raka wciąż rośnie. Poczyniono znaczne postępy w zakresie badań przesiewowych, profilaktyki i leczenia; Nadal jednak brakuje modeli przedklinicznych, które przewidują profil wrażliwości na chemoterapię u pacjentów z rakiem. Aby wypełnić tę lukę, opracowano i poddano walidacji model ksenoprzeszczepu in vivo pobrany od pacjenta. Model oparto na zarodkach danio pręgowanego (Danio rerio) po 2 dniach od zapłodnienia, które wykorzystano jako biorców ksenoprzeszczepów fragmentów tkanki nowotworowej pobranych z próbki chirurgicznej pacjenta.

Warto również zauważyć, że próbki bioptyczne nie były trawione ani dezagregowane, w celu utrzymania mikrośrodowiska guza, co jest kluczowe z punktu widzenia analizy zachowania guza i odpowiedzi na terapię. Protokół szczegółowo opisuje metodę ustanawiania ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów (zPDX) pochodzących od zerospora z pierwotnej chirurgicznej resekcji guza litego. Po przebadaniu przez anatomopatologa próbka jest preparowana za pomocą ostrza skalpela. Tkanka martwicza, naczynia lub tkanka tłuszczowa są usuwane, a następnie krojone na kawałki o wymiarach 0,3 mm x 0,3 mm x 0,3 mm.

Kawałki są następnie znakowane fluorescencyjnie i ksenoprzeszczepiane do przestrzeni periwitelinowej embrionów danio pręgowanego. Duża liczba zarodków może być przetwarzana przy niskich kosztach, co umożliwia wysokoprzepustowe analizy in vivo wrażliwości na chemoterapię zPDX na wiele leków przeciwnowotworowych. Obrazy konfokalne są rutynowo pozyskiwane w celu wykrycia i ilościowego określenia poziomów apoptozy wywołanych chemioterapią w porównaniu z grupą kontrolną. Procedura ksenoprzeszczepu ma znaczną przewagę czasową, ponieważ można ją wykonać w ciągu jednego dnia, co zapewnia rozsądne okno czasowe na przeprowadzenie terapeutycznych badań przesiewowych przed badaniami klinicznymi.

Wprowadzenie

Jednym z problemów klinicznych badań nad rakiem jest to, że rak nie jest pojedynczą chorobą, ale wieloma różnymi chorobami, które mogą ewoluować w czasie, wymagając specyficznego leczenia w zależności od charakterystyki samego guza i pacjenta1. W związku z tym wyzwaniem jest przejście w kierunku zorientowanych na pacjenta badań nad rakiem, w celu zidentyfikowania nowych spersonalizowanych strategii wczesnego przewidywania wyników leczenia raka2. Jest to szczególnie istotne w przypadku gruczolakoraka przewodowego trzustki (PDAC), ponieważ jest on uważany za trudny do leczenia nowotwór, z 5-letnim wskaźnikiem przeżycia wynoszącym 11%3.

Późna diagnoza, szybki postęp i brak skutecznych terapii pozostają najpilniejszymi problemami klinicznymi PDAC. Głównym wyzwaniem jest zatem modelowanie pacjenta i identyfikacja biomarkerów, które można zastosować w klinice, aby wybrać najskuteczniejszą terapię zgodną z medycyną spersonalizowaną4,5,6. Z biegiem czasu zaproponowano nowe podejścia do modelowania chorób nowotworowych: organoidy pochodzące od pacjentów (PDO) i ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów myszy (mPDX) pochodzą ze źródła ludzkiej tkanki nowotworowej. Zostały one wykorzystane do odtworzenia choroby w celu zbadania odpowiedzi i oporności na leczenie, a także nawrotu choroby7,8,9.

Podobnie, wzrosło zainteresowanie modelami ksenoprzeszczepów (zPDX) opartych na danio pręgowanym, dzięki ich unikalnym i obiecującym cechom10, reprezentujące szybkie i tanie narzędzie do badań nad rakiem11,12. Modele zPDX wymagają jedynie małego rozmiaru próbki guza, co umożliwia przeprowadzenie wysokoprzepustowych badań przesiewowych chemioterapii13. Najczęstszą techniką stosowaną w modelach zPDX jest całkowite trawienie próbki i implantacja pierwotnych populacji komórek, co częściowo odtwarza guz, ale ma wady w postaci braku mikrośrodowiska guza i przesłuchu między złośliwymi i zdrowymi komórkami14.

Ta praca pokazuje, jak zPDX mogą być używane jako model przedkliniczny do identyfikacji profilu wrażliwości na chemoterapię u pacjentów z rakiem trzustki. Cenna strategia ułatwia proces ksenoprzeszczepu, ponieważ nie ma potrzeby ekspansji komórek, co pozwala na przyspieszenie badań przesiewowych w kierunku chemioterapii. Mocną stroną modelu jest to, że wszystkie składniki mikrośrodowiska są zachowane tak, jak w tkance nowotworowej pacjenta, ponieważ, jak dobrze wiadomo, zachowanie guza zależy od ich wzajemnego oddziaływania15,16. Jest to bardzo korzystne w porównaniu z alternatywnymi metodami w literaturze, ponieważ możliwe jest zachowanie heterogeniczności guza i przyczynienie się do poprawy przewidywalności wyniku leczenia i nawrotu w sposób specyficzny dla pacjenta, umożliwiając w ten sposób wykorzystanie modelu zPDX w badaniach klinicznych. Niniejszy manuskrypt opisuje etapy związane z tworzeniem modelu zPDX, począwszy od resekcji guza pacjenta i leczenia go, aby przeanalizować odpowiedź na chemioterapię.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Włoskie Ministerstwo Zdrowia Publicznego zatwierdziło wszystkie opisane doświadczenia na zwierzętach, zgodnie z Dyrektywą 2010/63/UE w sprawie wykorzystywania zwierząt i opieki nad nimi. Lokalna Komisja Etyczna zatwierdziła badanie pod numerem rejestracyjnym 70213. Uzyskano świadomą zgodę od wszystkich uczestników badania. Przed rozpoczęciem należy przygotować wszystkie roztwory i sprzęt (sekcja 1) i skrzyżować ryby (sekcja 2).

1. Przygotowanie roztworów i sprzętu

UWAGA: Zobacz Tabelę 1, aby zapoznać się z rozwiązaniami i mediami, które należy przygotować.

  1. Wsparcie w żelu agarozowym
    1. Zważyć proszek agarozy w kolbie nadającej się do kuchenki mikrofalowej i rozpuścić go w określonej objętości pożywki E3 dla danio pręgowanego, aby uzyskać 1% żel. Podgrzewaj w kuchence mikrofalowej, aż agaroza całkowicie się rozpuści.
      UWAGA: Nie przegotuj roztworu.
    2. Wlej stopioną agarozę na szalkę Petriego i poczekaj, aż żel całkowicie stwardnieje.
    3. Wykonaj małe cylindry z agarozy (o wysokości ~5 mm) za pomocą plastikowej pipety Pasteura z odciętą końcówką. Po przygotowaniu przechowywać na szalce Petriego w temperaturze 4 °C, zawinięta w folię aluminiową.
  2. Mikroigły szklane
    1. Pociągnij kapilary ze szkła borokrzemianowego za pomocą ściągacza, aby uzyskać drobne igły (ustawienia: HEAT 990, PULL 550).
      UWAGA: Z jednej kapilary można uzyskać dwie cienkie igły o średnicy końcówki 10 μm.

2. Przejście dla ryb i zbieranie jaj

  1. Przenieś dorosłe ryby do zbiorników hodowlanych 3 dni przed implantacją tkanki, zgodnie z opisem Avdesh et al.17.
  2. UWAGA: Zalecany jest stosunek 1:1 lub 2:3 mężczyzn do kobiet. Zagęszczenie ryb powinno wynosić maksymalnie pięć ryb na litr wody. Samce i samice należy oddzielać barierą na noc.
  3. Następnego dnia usuń barierę i pozwól rybie na kopulację.
  4. Usuń ryby ze zbiorników hodowlanych i włóż je z powrotem do zbiorników mieszkalnych.
  5. Wlej wodę ze zbiornika hodowlanego przez siatkę o drobnych oczkach. Przenieś zapłodnione jaja na szalkę Petriego z podłożem E3 dla danio pręgowanego.
  6. Sprawdź szalkę Petriego za pomocą mikroskopu stereoskopowego i wyrzuć mętne jaja. Zapłodnione jaja należy przechowywać w świeżym podłożu E3 dla danio pręgowanego w temperaturze 28 °C.

3. Pobieranie próbek

UWAGA: Kleszcze do autoklawu i uchwyt do skalpela.

  1. Natychmiastowe przetwarzanie
    1. Pobrać próbkę chirurgiczną guza w 10 ml pożywki nowotworowej w temperaturze 4 °C (próbka guza o średnicy od 5 mm do 10 mm). Przenieść próbkę w temperaturze 4 °C z żądanego miejsca do natychmiastowego przetworzenia.
  2. Przechowywanie przez noc (opcjonalnie)
    1. Pobrać chirurgiczną próbkę guza w 10 ml pożywki nowotworowej i przechowywać próbkę przez noc w temperaturze 4 °C.
  3. Przechowywanie w temperaturze -80 °C (opcjonalnie, najmniej zalecane)
    1. Przechowywać próbkę w temperaturze -80 °C w fiolce kriogenicznej z pożywką nowotworową uzupełnioną 5% dimetylosulfotlenkiem (DMSO).

4. Przetwarzanie próbek

UWAGA: Wykonaj te kroki pod sterylnym kapturem do hodowli tkanek z przepływem laminarnym.

  1. Umyj całą tkankę nowotworową 5 ml świeżej pożywki nowotworowej, pipetując 10 razy w górę iw dół za pomocą plastikowej pipety Pasteura. Odessać i wyrzucić środek myjący. Powtórz ten krok 3x.
    UWAGA: Należy unikać aspiracji tkanki nowotworowej, ponieważ może ona pozostać przymocowana do plastikowej pipety Pasteura.
  2. Przenieś próbkę na szalkę Petriego i zanurz ją w 1-2 ml świeżej pożywki nowotworowej. Pokrój próbkę guza na małe kawałki (1-2 mm3) za pomocą ostrza skalpela i umieść je w sterylnej plastikowej probówce o pojemności 5 ml z pożywką nowotworową.
  3. Ustaw rozdrabniacz do tkanek McIlwain na grubość 100 μm. Umieść fragmenty próbki na okrągłym plastikowym stole rozdrabniacza i posiekaj je. Obróć stół o 90° i powtórz siekanie.
  4. Odwirować fragmenty w temperaturze 300 × g przez 3 minuty. Następnie ostrożnie odessać supernatant i wyrzucić go.
  5. Inkubować fragmenty za pomocą fluorescencyjnego urządzenia do śledzenia komórek, CM-DiI (końcowe stężenie 10 μg/ml w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami Dulbecco [DPBS]), Deep Red (końcowe stężenie 1 μL/ml w DPBS) lub CellTrace (końcowe stężenie 5 μM w DPBS) przez 30 minut, umieszczając probówkę w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
  6. Zawiesić fragmenty, delikatnie pipetując w górę i w dół co 10 minut.
    UWAGA: W przypadku CellTrace pod koniec inkubacji dodać pożywkę zawierającą co najmniej 1% białka, zgodnie z instrukcjami producenta.
  7. Wirować przy 300 x g przez 3 minuty i wyrzucić supernatant. Powtórz ten krok 3 razy z 1 ml DPBS, aby usunąć niezmieszany barwnik.
  8. Zawiesić fragmenty w 5 ml DPBS na szalce Petriego o średnicy 60 mm.
    UWAGA: Upewnij się, że chusteczka nie wysycha.

5. Założenie zPDX

UWAGA: Wykonaj te kroki pod sterylnym kapturem do hodowli tkanek z przepływem laminarnym.

  1. Zarodki należy znieczulić 2 dni po zapłodnieniu (dpf) 0,16 mg/ml trikainy w pożywce E3 dla danio pręgowanego.
  2. Umieścić trzy cylindry agarozy (krok 1.1.3) na szalce Petriego i położyć zarodek danio pręgowanego na cylindrze, odsłaniając jedną stronę. Usuń nadmiar roztworu, aby utrzymać zarodek w cienkiej warstwie.
  3. Przenieś kawałek zabarwionej tkanki za pomocą sterylnych kleszczyków z szalki Petriego na 1% podporę agarozy, w której leży zarodek. Podnieś tkankę, połóż ją na żółtku zarodka, a następnie wepchnij ją do przestrzeni okołowitelowej za pomocą mikroigły szklanej ciągniętej na gorąco (krok 1.2.1).
  4. Delikatnie dodaj kilka kropli E3 1% penicyliny-streptomycyny (Pen-Strep) do zarodka, aby wprowadzić go z powrotem do płynu.
  5. Powtórzyć kroki 5.2-5.4 dla wszystkich zarodków, a na koniec usunąć podpory agarozy z szalki Petriego i inkubować zarodki w temperaturze 35 °C.
  6. Sprawdzić zarodki pod kątem prawidłowych ksenoprzeszczepów (barwienie dodatnie) 2 godziny po implantacji za pomocą fluorescencyjnego mikroskopu stereoskopowego. Wyrzuć zarodki z fragmentami guza, które nie znajdują się całkowicie w przestrzeni okołowitelicznej, a także martwe zarodki. Losowo rozmieścić zarodki na sześciu płytkach wielodołkowych (maksymalnie n = 20 zarodków/basenik), równo podzielonych na grupy zgodnie z planem eksperymentalnym (np. kontrola i FOLFOXIRI).

6. Leczenie

  1. Rozcieńczyć lek (np. 5-fluorouracyl, oksaliplatynę, irynotekan) do E3 1% Pen-Strep, dokładnie mieszając, kilkakrotnie pipetując w górę i w dół. Zgodnie z propozycją Usai et al.12, należy użyć pięciokrotnego rozcieńczenia leku w wodzie dla ryb, w odniesieniu do równoważnego stężenia w osoczu (EPC).
  2. Wymieszaj leki, aby przygotować koktajl (np. FOLFOXIRI).
  3. Usuń pożywkę z każdej studzienki i dodaj koktajl leków 2 godziny po implantacji.
  4. Traktuj zarodki przez 3 dni. Codziennie odnawiaj koktajl leków.

7. Barwienie immunofluorescencyjne w całości

UWAGA: Zanim zaczniesz, umieść aceton w temperaturze -20 °C i przygotuj roztwory wymienione w Tabeli 1.

  1. Dzień 1:
    1. Utrwalić larwy za pomocą 1 ml 4% paraformaldehydu w szklanych fiolkach w temperaturze 4 °C przez noc.
  2. Dzień 2:
    1. Przemyć larwy 3 x 5 min 1 ml PBS, delikatnie mieszając na kołysce platformy laboratoryjnej (400 obr./min).
    2. Przechowywać w 1 ml 100% metanolu w temperaturze -20 °C przez noc (lub do długotrwałego przechowywania).
    3. Nawadniaj 3 x 10 minut za pomocą 1 ml PTw (0,1% tween w PBS), delikatnie mieszając na kołysce platformy laboratoryjnej (400 obr./min).
    4. Przepuszczalność 1 ml 150 mM Tris-HCl o pH 8,8 przez 5 minut w temperaturze pokojowej, a następnie ogrzewanie przez 15 minut w temperaturze 70 °C.
    5. Przemyć 2 x 10 min 1 ml PTw, delikatnie mieszając na bujaku platformy laboratoryjnej (400 obr./min).
    6. Przemyć 2 x 5 min 1 ml dH2O, delikatnie mieszając na bujaku platformy laboratoryjnej (400 obr./min).
    7. Przepuszczać przez 1 ml lodowatego acetonu przez 20 minut w temperaturze -20 °C.
    8. Przemyć 2 x 5 min 1 ml dH2O, delikatnie mieszając na bujaku platformy laboratoryjnej (400 obr./min).
    9. Umyć 2 x 5 min 1 ml PTw, delikatnie mieszając na bujaku platformy laboratoryjnej (400 obr./min).
    10. Inkubować larwy w 1 ml buforu blokującego przez 3 godziny w temperaturze 4 °C, delikatnie mieszając na kołysce platformy laboratoryjnej (400 obr./min).
    11. Umieścić larwy na płytkach studzienkowych podzielonych na grupy w następujący sposób: 10 larw w 50 μl objętości/studzienka na płytce 96-dołkowej lub 20 larw w 100 μl objętości/studzienki na płytce 48-dołkowej.
    12. Odrzucić bufor blokujący, inkubować larwy z roztworem przeciwciała pierwszorzędowego (np. króliczą anty-ludzką rozszczepioną kaspazą-3, 1:250) rozcieńczonym w buforze inkubacyjnym przez noc w temperaturze 4 °C w ciemności i delikatnie kołysać na płytce wytrząsającej (400 obr./min). Zobacz krok 7.2.11, aby zapoznać się z zalecanymi woluminami.
  3. Dzień 3:
    1. Przemyj larwy kolejno 3 x 1 h 1 ml PBS-TS (10% surowicy koziej, 1% Triton X-100 w PBS), a następnie 2 x 10 minut 1 ml PBS-T (1% Triton X-100 w PBS) i 2 x 1 h 1 ml PBS-TS. W każdym praniu delikatnie wytrząsaj płytki zawierające larwy na płytce wytrząsającej (400 obr./min).
    2. Inkubować larwy z przeciwciałami drugorzędowymi sprzężonymi z barwnikiem fluorescencyjnym (np. kozie przeciwciało drugorzędowe anty-królicze IgG [H+L] z adsorbcją, Alexa Fluor 647, 1:500) i 100 μg/ml Hoechst 33258 rozcieńczonych w buforze inkubacyjnym w ciemności przez noc w temperaturze 4 °C, delikatnie mieszając na płytce wytrząsającej (400 obr./min). Patrz krok 7.2.11, aby zapoznać się z zalecanymi objętościami drugorzędowego roztworu przeciwciała.
  4. Dzień 4:
    1. Myć 3 x 1 h 1 ml PBS-TS i 2 x 1 h 1 ml PTw, delikatnie mieszając na płycie wytrząsającej (400 obr./min).
    2. Stwórz okrągłą warstwę ze szkliwa (grubość ~0,5-1 mm) na szkiełkach mikroskopowych. Pozwól szkliwu wyschnąć i umieść larwy na środku okrągłej warstwy, odsłaniając bok ksenoprzeszczepu.
    3. Wysuszyć nadmiar roztworu i zamontować szklane szkiełko nakrywkowe za pomocą rozpuszczalnego w wodzie, niefluorescencyjnego podłoża montażowego.

8. Obrazowanie

  1. Rejestruj obrazy pod mikroskopią konfokalną za pomocą obiektywu 40x. Użyj następujących parametrów akwizycji: rozdzielczość 1024 x 512 pikseli z odstępem Z 5 μm.

9. Analiza apoptozy przez ImageJ

  1. Załaduj oprogramowanie ImageJ (Fiji Is Just) (https://imagej.net/Fiji/Downloads) i otwórz obraz pliku Z-stack (kliknij Plik | Otwórz). W wyskakującym okienku wybierz opcję Widok stosu/Hyperstack i kliknij przycisk OK.
  2. Nałóż na siebie różne kanały, wybierając opcję Obraz | Kolor | Zrób kompozyt.
  3. Przeciągnij pasek Z u dołu obrazu, aby przeglądać obraz stosu Z i zidentyfikować obszar ksenoprzeszczepu (komórki, które są dodatnie pod względem śledzenia komórek fluorescencyjnych. Patrz krok 4.5) w przestrzeni perywitelnej danio pręgowanego.
  4. Wybierz narzędzie Punkt i policz liczbę apoptotycznych komórek ludzkich (dodatnich do fluorescencyjnych komórek śledzących i rozszczepionej kaspazy-3), jak pokazano na dodatkowym filmie S1.
  5. Kliknij dwukrotnie ikonę narzędzia Punkt, zmień licznik i policz całkowitą liczbę jąder komórek ludzkich (jąder komórek CM-DiI dodatnich).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół opisuje podejście eksperymentalne do tworzenia zPDX z pierwotnego gruczolakoraka trzustki u ludzi. Próbka guza została pobrana, posiekana i zabarwiona barwnikiem fluorescencyjnym, zgodnie z opisem w sekcji 4 protokołu. Następnie zPDX zostały pomyślnie utworzone poprzez implantację fragmentu guza do przestrzeni periwitelline embrionów rybek zebrafish w 2. dniu po zapłodnieniu (dpf), zgodnie z opisem w sekcji 5 protokołu. Jak opisano w sekcji 6 protokołu, zPDX zostały poddane dalszemu przesiewowi w celu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Modele in vivo w badaniach nad rakiem dostarczają nieocenionych narzędzi do zrozumienia biologii nowotworów i przewidywania odpowiedzi na leczenie nowotworów. Obecnie dostępne są różne modele in vivo , na przykład zwierzęta modyfikowane genetycznie (myszy transgeniczne i myszy z nokautem) lub ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów z ludzkich komórek pierwotnych. Pomimo wielu optymalnych funkcji, każda z nich ma różne ograniczenia. W szczególności wyżej wymienionym modelom brakuje niezawodnego sposobu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Fondazione Pisa (projekt 114/16). Autorzy pragną podziękować Raffaele Gaeta z Oddziału Histopatologii Azienda Ospedaliera Pisana za wybór próbki pacjenta i wsparcie patologiczne. Dziękujemy również Alessii Galante za wsparcie techniczne w eksperymentach. Ten artykuł jest oparty na pracy przeprowadzonej przez COST Action TRANSPAN, CA21116, wspieranej przez COST (Europejska Współpraca w Nauce i Technologii).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
5-fluorouracylTeva Pharma AGSMP 1532755
48 płytka wielodołkowaSarstedt83 3923
96 płytka wielodołkowaSarstedt82.1581.001
AcetonMerck179124
Agaroza w proszku MerckA9539
AmphotericinThermo Fisher Scientific15290018
przeciwciało przeciwjądrowe, klon 235-1MerckMAB1281 Rozcieńczenie 1:200
Siatka akwariowa QN6Penn-plax0-30172-23006-6
BSAMerckA9418
CellTraceThermo Fisher ScientificC34567
CellTracker CM-DiI Thermo Fisher ScientificC7001
CellTracker Głęboki Czerwony Thermo Fisher ScientificC34565
Rozszczepiona kaspaza-3 (Asp175) (5A1E) Technologiasygnalizacji komórkowej9661S1:250 rozcieńczenie
Dimetylosulfotlenek (DMSO) Odczynniki PanReac AppliChem ITWA3672,0250
Kleszcze Dumont #5World Precision Instruments501985
Kwas folinowy -  Kapilary szklane LederfolinPfizer
, 3,5"Drummond Scientific Company3-000-203-G/XŚrednica zewnętrzna = 1,14 mm. Średnica wewnętrzna = 0,53 mm. 
Fiolki szklane VWR InternationalWHEAW224581
Koza anty-Królik  IgG  (H+L) Przeciwciało drugorzędowe z adsorbacją krzyżową, Alexa Fluor 647Thermo Fisher ScientificA-21244   Rozcieńczenie 1:500
Kozia surowicaThermo Fisher Scientific31872
Hoechst 33342Thermo Fisher ScientificH3570
IrinotecanHospira
Fiolki do zamrażarek niskotemperaturowychVWR International479-1220
McIlwain Tissue ChopperWorld Precision Instruments
MieszalnikmikropłytekSCILOGEX822000049999
OxaliplatinTeva
ParaformaldehydMerckP6148-500G
PBSThermo Fisher Scientific14190094
Penicylina-streptomycyna Thermo Fisher Scientific15140122
szalka Petriego 100 mmSarstedt83 3902500
szalka Petriego 60 mmSarstedt83 3901
Plastikowa pipeta PasteuraSarstedt86.1171.010
Poly-MountTebu-bio18606-5
Jodek propidynyMerckP4170
RPMI-1640 średniThermo Fisher Scientific11875093
Ostrze skalpela nr 10 Sterylna stal nierdzewnaVWR International
#3World Precision Instruments500236
TricaineMerck E10521
Triton X-100 MerckT8787
Tween 20MerckP9416
Pionowy ściągacz do mikropipetPrzyrząd migawkowyP-30 
mAb królika Rękojeść skalpela SWAN3001

Bibliografia

  1. Rubin, H. Understanding cancer. Science. 219 (4589), 1170-1172 (1983).
  2. Krzyszczyk, P., et al. The growing role of precision and personalized medicine for cancer treatment. Technology. 6 (3-4), 79-100 (2018).
  3. Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer statistics, 2022. CA Cancer Journal for Clinicians. 72 (1), 7-33 (2022).
  4. Trunk, A., et al. Emerging treatment strategies in pancreatic cancer. Pancreas. 50 (6), 773-787 (2021).
  5. Moffat, G. T., Epstein, A. S., O'Reilly, E. M. Pancreatic cancer-A disease in need: Optimizing and integrating supportive care. Cancer. 125 (22), 3927-3935 (2019).
  6. Sarantis, P., Koustas, E., Papadimitropoulou, A., Papavassiliou, A. G., Karamouzis, M. V. Pancreatic ductal adenocarcinoma: Treatment hurdles, tumor microenvironment and immunotherapy. World Journal of Gastrointestinal Oncology. 12 (2), 173-181 (2020).
  7. Marshall, L. J., Triunfol, M., Seidle, T. Patient-derived xenograft vs. organoids: a preliminary analysis of cancer research output, funding and human health impact in 2014-2019. Animals. 10 (10), 1923(2020).
  8. Li, Y., Tang, P., Cai, S., Peng, J., Hua, G. Organoid based personalized medicine: from bench to bedside. Cell Regeneration. 9 (1), 21(2020).
  9. Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The generation and application of patient-derived xenograft model for cancer research. Cancer Research and Treatment. 50 (1), 1-10 (2018).
  10. Rizzo, G., Bertotti, A., Leto, S. M., Vetrano, S. Patient-derived tumor models: a more suitable tool for pre-clinical studies in colorectal cancer. Journal of Experimental & Clinical Cancer Research. 40 (1), 178(2021).
  11. Usai, A., et al. Zebrafish patient-derived xenografts identify chemo-response in pancreatic ductal adenocarcinoma patients. Cancers. 13 (16), 4131(2021).
  12. Usai, A., et al. A model of a zebrafish avatar for co-clinical trials. Cancers. 12 (3), 677(2020).
  13. Chen, X., Li, Y., Yao, T., Jia, R. Benefits of zebrafish xenograft models in cancer research. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 616551(2021).
  14. Miserocchi, G., et al. Management and potentialities of primary cancer cultures in preclinical and translational studies. Journal of Translational Medicine. 15 (1), 229(2017).
  15. Baghban, R., et al. Tumor microenvironment complexity and therapeutic implications at a glance. Cell Communication and Signaling. 18 (1), 59(2020).
  16. Albini, A., et al. Cancer stem cells and the tumor microenvironment: interplay in tumor heterogeneity. Connective Tissue Research. 56 (5), 414-425 (2015).
  17. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: an introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196(2012).
  18. Quail, D. F., Joyce, J. A. Microenvironmental regulation of tumor progression and metastasis. Nature Medicine. 19 (11), 1423-1437 (2013).
  19. Tavares Barroso, M., et al. Establishment of pancreatobiliary cancer zebrafish avatars for chemotherapy screening. Cells. 10 (8), 2077(2021).
  20. Kopetz, S., Lemos, R., Powis, G. The promise of patient-derived xenografts: the best laid plans of mice and men. Clinical Cancer Research. 18 (19), 5160-5162 (2012).
  21. Xing, F., Saidou, J., Watabe, K. Cancer associated fibroblasts (CAFs) in tumor microenvironment. Frontiers in Bioscience. 15 (1), 166-179 (2010).
  22. Strähle, U., et al. Zebrafish embryos as an alternative to animal experiments-a commentary on the definition of the onset of protected life stages in animal welfare regulations. Reproductive Toxicology. 33 (2), 128-132 (2012).
  23. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ksenoprzeszczep u ryb zebrafishksenoprzeszczep pochodzący od pacjentamodel raka trzustkimikrośrodowisko guzaznakowanie fluorescencyjnemikroskopia konfokalnaimplantacja fragmentu guzaprzesiew lekówanaliza apoptozy
Opracowanie ksenoprzeszczepów raka trzustki od pacjentów danio pręgowanego do testów wrażliwości na chemoterapię
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.