Artykuł metodologiczny

Połączenie refleksyjnej mikroskopii konfokalnej z optyczną tomografią koherentną w nieinwazyjnej diagnostyce nowotworów skóry za pomocą akwizycji obrazu

DOI:

10.3791/63789

⸱

18 sierpnia 2022

 ,  , 
1Dermatology Service, Department of Medicine, Memorial Sloan Kettering Cancer Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy protokoły pozyskiwania obrazów dobrej jakości za pomocą nowatorskich, nieinwazyjnych urządzeń do obrazowania refleksyjnej mikroskopii konfokalnej (RCM) oraz połączonej RCM i optycznej koherentnej tomografii (OCT). Zapoznajemy również klinicystów z ich zastosowaniami klinicznymi, aby mogli zintegrować te techniki z regularnymi przepływami pracy klinicznej w celu poprawy opieki nad pacjentem.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak skóry jest jednym z najczęstszych nowotworów na świecie. Diagnoza opiera się na oględzinach i dermoskopii, a następnie biopsji w celu potwierdzenia histopatologicznego. Chociaż czułość dermoskopii jest wysoka, niższa swoistość powoduje, że 70%-80% biopsji jest diagnozowanych jako łagodne zmiany w histopatologii (fałszywie dodatnie wyniki w dermoskopii).

Mikroskopia konfokalna odbicia (RCM) i optyczna tomografia koherentna (OCT) mogą nieinwazyjnie pomóc w diagnostyce nowotworów skóry. RCM wizualizuje morfologię komórkową w warstwach en-face. Podwoił swoistość diagnostyczną czerniaka i barwnikowego raka keratynocytu skóry w porównaniu z dermoskopią, zmniejszając o połowę liczbę biopsji łagodnych zmian. RCM nabył kody rozliczeniowe w USA i jest obecnie integrowany z klinikami.

Jednak ograniczenia, takie jak płytka głębokość (~200 μm) obrazowania, słaby kontrast dla niepigmentowanych zmian skórnych i obrazowanie w warstwach en-face skutkują stosunkowo niższą swoistością dla wykrywania niepigmentowanego raka podstawnokomórkowego (BCC) - powierzchowne BCC przylegające do warstwy podstawnokomórkowej i głębsze naciekające BCC. Natomiast OCT nie ma rozdzielczości komórkowej, ale obrazuje tkankę w płaszczyznach pionowych do głębokości ~1 mm, co pozwala na wykrycie zarówno powierzchownych, jak i głębszych podtypów BCC. W związku z tym obie techniki są zasadniczo komplementarne.

"multimodalne", połączone urządzenie RCM-OCT jednocześnie obrazuje zmiany skórne zarówno w trybie en-face, jak i pionowym. Jest przydatny w diagnostyce i leczeniu BCC (niechirurgiczne leczenie powierzchownych BCC w porównaniu z leczeniem chirurgicznym głębszych zmian). Wyraźną poprawę swoistości uzyskuje się w przypadku wykrywania małych, niepigmentowanych BCC w porównaniu z samym RCM. Urządzenia RCM i RCM-OCT wprowadzają poważną zmianę paradygmatu w diagnostyce i leczeniu nowotworów skóry; Jednak ich zastosowanie jest obecnie ograniczone do akademickich ośrodków opieki trzeciego stopnia i niektórych prywatnych klinik. Niniejszy artykuł zapoznaje klinicystów z tymi urządzeniami i ich zastosowaniami, usuwając bariery translacyjne w rutynowym przebiegu pracy klinicznej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tradycyjnie, diagnoza raka skóry opiera się na oględzinach zmiany, a następnie bliższym przyjrzeniu się podejrzanym zmianom za pomocą soczewki powiększającej zwanej dermatoskopem. Dermatoskop dostarcza informacji podpowierzchniowych, które zwiększają czułość i swoistość w porównaniu z oględzinami w celu diagnozowania nowotworów skóry1,2. Jednak w dermoskopii brakuje szczegółów komórkowych, co często prowadzi do biopsji w celu potwierdzenia histopatologicznego. Niska i zmienna (67% do 97%) swoistość dermoskopii3 skutkuje fałszywie dodatnimi wynikami i biopsjami, które okazują się wykazywać łagodne zmiany patologiczne. Biopsja jest nie tylko inwazyjną procedurą, która powoduje krwawienie i ból4, ale jest również wysoce niepożądana w obszarach wrażliwych kosmetycznie, takich jak twarz, z powodu blizn.

Aby poprawić opiekę nad pacjentem poprzez przezwyciężenie istniejących ograniczeń, badanych jest wiele nieinwazyjnych urządzeń do obrazowania in vivo5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18. Urządzenia RCM i OCT to dwa główne nieinwazyjne urządzenia optyczne, które służą do diagnozowania zmian skórnych, zwłaszcza nowotworów skóry. RCM nabył kody rozliczeniowe Current Procedural Terminology (CPT) w USA i jest coraz częściej używany w akademickich ośrodkach opieki trzeciego stopnia i niektórych prywatnych klinikach7,8,19. RCM obrazuje zmiany chorobowe w rozdzielczości zbliżonej do histologicznej (komórkowej). Jednak obrazy znajdują się w płaszczyźnie en-face (wizualizacja jednej warstwy skóry na raz), a głębokość obrazowania jest ograniczona do ~200 μm, co wystarcza, aby dotrzeć tylko do powierzchownej (brodawkowatej) skóry właściwej. Obrazowanie RCM opiera się na kontraście odbicia od różnych struktur skóry. Melanina nadaje najwyższy kontrast, dzięki czemu zmiany barwnikowe są jasne i łatwiejsze do zdiagnozowania. W ten sposób RCM w połączeniu z dermoskopią znacznie poprawiło diagnostykę (czułość 90% i swoistość 82%) w porównaniu z dermoskopią zmian barwnikowych, w tym czerniaka20. Jednak ze względu na brak kontrastu melaniny w różowych zmianach, szczególnie w przypadku BCC, RCM ma niższą swoistość (37,5%-75,5%)21. Konwencjonalne urządzenie OCT, inne powszechnie stosowane urządzenie nieinwazyjne, obrazuje zmiany o głębokości do 1 mm w skórze i wizualizuje je w płaszczyźnie pionowej (podobnie jak histopatologia)9. Jednak OCT nie ma rozdzielczości komórkowej. OCT jest stosowany przede wszystkim do diagnozowania zmian keratynocytowych, zwłaszcza BCC, ale nadal ma niższą swoistość9.

Tak więc, aby przezwyciężyć istniejące ograniczenia tych urządzeń, zbudowano multimodalne urządzenie RCM-OCT22. Urządzenie to łączy RCM i OCT w jednej, ręcznej sondzie obrazowej, umożliwiając jednoczesne pozyskiwanie wspólnie zarejestrowanych obrazów RCM na twarzy i pionowych obrazów OCT zmiany chorobowej. OCT zapewnia szczegóły architektoniczne zmian chorobowych i może obrazować głębiej (do głębokości ~1 mm) w skórze. Ma również większe pole widzenia (FOV) wynoszące ~2 mm22 w porównaniu do ręcznego urządzenia RCM (~0,75 mm x 0,75 mm). Obrazy RCM służą do dostarczania szczegółów komórkowych zmiany zidentyfikowanej w OCT. Ten prototyp nie jest jeszcze skomercjalizowany i jest używany jako urządzenie eksperymentalne w klinikach23,24,25.

Pomimo ich sukcesu w ulepszaniu diagnostyki i leczenia nowotworów skóry (co potwierdza literatura), urządzenia te nie są jeszcze powszechnie stosowane w klinikach. Wynika to głównie z braku ekspertów, którzy potrafią odczytać te obrazy, ale także z braku wyszkolonych techników, którzy mogą skutecznie pozyskiwać obrazy o jakości diagnostycznej (w klinicznych ramach czasowych) przy łóżku pacjenta8. Celem tego manuskryptu jest ułatwienie świadomości i ostatecznego przyjęcia tych urządzeń w klinikach. Aby osiągnąć ten cel, zapoznajemy dermatologów, dermatopatologów i chirurgów Mohsa z obrazami normalnej skóry i nowotworów skóry uzyskanymi za pomocą urządzeń RCM i RCM-OCT. Omówimy również szczegółowo użyteczność każdego urządzenia w diagnostyce nowotworów skóry. Co najważniejsze, niniejszy manuskrypt koncentruje się na dostarczeniu wskazówek krok po kroku dotyczących pozyskiwania obrazów za pomocą tych urządzeń, co zapewni dobrą jakość obrazów do użytku klinicznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane poniżej protokoły są zgodne z wytycznymi instytucjonalnej komisji etyki badań klinicznych.

1. Urządzenie RCM i protokół obrazowania

UWAGA: Istnieją dwa komercyjnie dostępne urządzenia RCM in vivo: RCM Z SZEROKĄ SONDĄ (WP-RCM) i ręczne RCM (HH-RCM). WP-RCM jest zintegrowany z dermatoskopem cyfrowym. Te dwa urządzenia są dostępne osobno lub jako jednostka kombinowana. Poniżej znajdują się protokoły akwizycji obrazu z wykorzystaniem najnowszej generacji (Generation 4) urządzeń WP-RCM i HH-RCM wraz z ich wskazaniami klinicznymi.

  1. Selekcja zmian chorobowych i wskazania kliniczne
    1. Szukaj następujących rodzajów zmian: dermoskopowo niejednoznaczny różowy (BCC, rak płaskonabłonkowy [SCC], rogowacenie słoneczne [AK], inne łagodne zmiany) lub zmiany barwnikowe (znamiona i czerniak, barwnikowe zmiany keratynocytyczne); znamię, które niedawno zmieniło się w badaniu klinicznym lub dermoskopowym; zmiany zapalne w celu określenia wzorców zapalnych.
    2. Wykonaj mapowanie marginesów soczewicy złośliwej (LM) w celu określenia zakresu zmiany oraz mapowania i wyboru miejsc biopsji dla choroby o rozszerzeniu subklinicznym, takiej jak pozasutkowa choroba Pageta (EMPD) i LM.
    3. Przeprowadzaj nieinwazyjne monitorowanie leczenia niechirurgicznego, takiego jak leki miejscowe (imikwimod), radioterapia, terapia fotodynamiczna i ablacja laserowa.
  2. Do wyboru urządzenia należy użyć urządzenia WP-RCM w przypadku zmian zlokalizowanych na stosunkowo płaskich powierzchniach skóry (tułów i kończyny) oraz urządzenia HH-RCM w przypadku zmian na zakrzywionych powierzchniach (nos, płatki uszu, powieki i narządy płciowe).
    UWAGA: Wybór urządzenia do obrazowania będzie zależał głównie od lokalizacji zmiany.
  3. W celu obrazowania należy umieścić pacjenta na całkowicie odchylanym krześle lub płaskim stole do badań z poduszkami lub podłokietnikiem w celu podparcia i uzyskania płaskiej powierzchni obrazowania.
    UWAGA: Starsze generacje (Generacja 3) urządzenia WP-RCM zajmowały ~30 minut na zmianę. Obrazowanie pojedynczej zmiany może wymagać ~15 minut przy użyciu urządzenia WP-RCM nowszej generacji (Generation 4), które jest obecnie używane w klinikach. Pomimo skrócenia czasu akwizycji, wygodne ułożenie pacjenta zapewni minimalne artefakty ruchu i pomoże w uzyskaniu obrazów o najwyższej jakości. Następujące kroki mogą pomóc w prawidłowym ułożeniu pacjenta:
  4. Aby przygotować się do obrazowania, oczyść zmianę i otaczającą skórę chusteczką nasączoną alkoholem, aby usunąć wszelkie zabrudzenia, balsam lub makijaż. Ogol owłosione powierzchnie skóry przed założeniem okienka tkankowego, aby uniknąć pęcherzyków powietrza, które mogą utrudniać wizualizację mikrostruktur tkanek.
    UWAGA: Aby usunąć ciężkie kosmetyki lub filtry przeciwsłoneczne, przed czyszczeniem alkoholem wyczyść miejsce delikatnym mydłem i wodą.
  5. Akwizycja obrazu za pomocą urządzenia WP-RCM ( Rysunek 1, < silna klasa = "xfig" > Rysunek 2, Rysunek uzupełniający S1, Rysunek uzupełniający S2 i Rysunek uzupełniający S3)
    UWAGA: Urządzenia WP-RCM są w stanie przechwytywać stosy, mozaiki, jednoklatkowe filmy na żywo i obrazy jednoklatkowe.
    1. Aby przymocować jednorazową plastikową nasadkę okienną do zmiany (Rysunek 1), ustaw sondę prostopadle do zmiany, aby uzyskać najlepsze obrazy. Zapoznaj się z Rysunek 1A-F dla przykładu załącznika. Dodaj kroplę oleju mineralnego na środek plastikowego okna, ostrożnie rozprowadzając ją po szerokości okna (Rysunek 1A). Usuń papierowy spód z samoprzylepnej strony plastikowego okienka. Delikatnie rozciągnij skórę, aby uniknąć marszczenia się i przymocuj okienko.
      UWAGA: Używaj oleju mineralnego dopuszczonego do kontaktu z żywnością, który jest bezpieczny i ma wysoką lepkość. Upewnij się, że zmiana jest wyśrodkowana i pokryta w całości. W przypadku zmian większych niż 8 mm x 8 mm należy zobrazować obszary budzące obawy na podstawie dermoskopii lub wykonać oddzielne sesje obrazowania, aby pokryć całą zmianę.
    2. Pozyskiwanie obrazów dermoskopowych (Rysunek 1C,D)
      UWAGA: Obraz dermoskopowy jest pozyskiwany, aby służyć jako przewodnik do poruszania się w obrębie zmiany. Należy zastosować następujące kroki, aby zapewnić doskonałą rejestrację między obrazem dermoskopowym a obrazem konfokalnym.
      1. Najedź sondą WP-RCM na plastikową osłonę okienka i ustaw przybliżony najlepszy kąt wsunięcia sondy ( Rysunek 1C). Znajdź małą, białą strzałkę znajdującą się z boku sondy ( Rysunek 1C) i wyrównaj ją ze strzałką z boku kamery do dermoskopii (Rysunek 1C).
      2. Włóż kamerę do dermoskopii do plastikowej osłony okienka (Rysunek 1D). Naciśnij spust na aparacie, aby uzyskać zdjęcie. Wyjmij dermatoskop. Przed rozpoczęciem sesji obrazowania należy upewnić się, że obraz dermatoskopu obejmuje całą powierzchnię zmiany.
    3. Aby przymocować sondę RCM do plastikowej jednorazowej nasadki ( Rysunek 1E,F), umieść ilość żelu ultradźwiękowego wielkości ziarnka grochu w jednorazowej plastikowej nasadce okiennej ( Rysunek 1E). Włóż sondę do nasadki, aż usłyszysz ostre kliknięcie (Rysunek 1F).
      UWAGA: Aby uzyskać najlepsze obrazy, włóż sondę prostopadle (pod kątem 90°) do plastikowego okienka. Wysokość fotela do badania można podnieść, aby uzyskać bardziej płaską powierzchnię, zredukować artefakty ruchu, usunąć pęcherzyki powietrza (Rysunek 3 i Rysunek 4) i zapewnić bezpieczne przymocowanie do skóry.
    4. Pozyskiwanie obrazów RCM (Rysunek 2, Rysunek uzupełniający S1 i Rysunek uzupełniający S2)
      1. Użyj obrazu z dermoskopii (krok 5.2.) do kierowania akwizycją obrazu RCM (rysunek uzupełniający S1). Wybierz środek zmiany i zidentyfikuj najwyższą (najjaśniejszą) warstwę skóry — warstwę bezjądrową warstwy rogowej naskórka (rysunek uzupełniający S1).
      2. Ustaw głębię obrazowania na zero na tym poziomie (Rysunek uzupełniający S1).
        UWAGA: Głębokość ta służy jako punkt odniesienia do wyznaczenia rzeczywistej głębokości z kolejnych warstw w obrębie zmiany.
      3. Zdobądź stos w środku zmiany (Rysunek 2 i Rysunek uzupełniający S1), naciskając ikonę stosu. Z menu rozwijanego wybierz miejsce anatomiczne: twarz lub ciało. Ustaw krok co 4,5 μm i głębokość 250 μm.
        UWAGA: Rozpocznij stosy od warstwy rogowej naskórka i zakończ na najgłębszych widocznych warstwach skóry właściwej. Rysunek uzupełniający S1 pokazuje przykład, jak zdobyć stos, podczas gdy Rysunek 2 przedstawia przykład stosu.
      4. Uzyskaj mozaikę: weź pierwszą mozaikę na połączeniu skórno-naskórkowym (DEJ) (rysunek uzupełniający S2). Zidentyfikuj warstwę DEJ w uzyskanym stosie, a następnie użyj myszy, aby wybrać kwadrat o wymiarach 8 mm x 8 mm, aby pokryć całą zmianę. Naciśnij ikonę mozaiki, aby zakończyć operację (rysunek uzupełniający S2). Zdobądź co najmniej 5 mozaik na różnych głębokościach: warstwa rogowa naskórka, warstwa kolczasta, warstwa nadpodstawna, DEJ i powierzchowna brodawkowata skóra właściwa.
      5. Otwórz mozaikę DEJ, aby poprowadzić akwizycję kolejnych mozaik. Kliknij dowolną strukturę na mozaice DEJ, aby wyświetlić ten obszar na obrazowaniu w trybie podglądu na żywo. Przewiń w dół, aby uzyskać mozaiki w skórze właściwej, a następnie w górę (od DEJ), aby pobrać mozaiki w naskórku.
      6. Poproś o ocenę pozyskanych mozaik przez eksperta RCM obecnego przy łóżku pacjenta, aby zidentyfikować obszar zainteresowania i pobrać stosy. Pod nieobecność eksperta przy łóżku pacjenta należy pobrać 5 stosów: po jednym w każdym kwadrancie i jeden w środku zmiany z jednorodnym wzorem podczas dermoskopii (kroki 1.5.2.). W przypadku zmian niejednorodnych należy zaopatrzyć się w dodatkowe stosy, aby pokryć wszystkie cechy dermoskopii.
        UWAGA: "Stos" (Rysunek 2) to sekwencyjny zbiór obrazów o wysokiej rozdzielczości, jednoklatkowych i małym polu widzenia (FOV) (0,5 mm x 0,5 mm) uzyskanych w głębi, zaczynając od najwyższej warstwy naskórka do powierzchownej skóry właściwej (~200 μm). "Mozaika" (rysunek uzupełniający S2) to duże pole widzenia obrazów uzyskane przez zszycie pojedynczych obrazów o wymiarach 500 μm x 500 μm w "X-Y" (pozioma płaszczyzna twarzowa).
    5. Kończenie sesji obrazowania
      1. Kliknij Zakończone obrazowanie.
      2. Odłącz mikroskop od plastikowego okienka. Zdejmij plastikowe okienko, delikatnie przytrzymując napiętą skórę pacjenta i wyrzuć je. Zetrzyj olej ze skóry wacikiem nasączonym alkoholem.
      3. Odłącz stożek ochronny otaczający soczewkę mikroskopu. Wyczyść końcówkę soczewki obiektywu wacikiem nasączonym alkoholem, aby usunąć żel do ultradźwięków. Osusz soczewkę obiektywu ręcznikiem papierowym. Ponownie przymocuj plastikowy stożek do sondy mikroskopu.
        UWAGA: Obrazy mogą być odczytywane, a raport może być generowany i podpisywany przy łóżku pacjenta przez przeszkolonego lekarza. W przypadku braku eksperta, można skonsultować się ze zdalnym ekspertem, przesyłając obrazy za pośrednictwem chmury lub za pośrednictwem sesji telekonfokalnej na żywo26.
    6. Generowanie raportu z konfokalnej oceny diagnostycznej (rysunek uzupełniający S3)
      1. Kliknij Nowa ocena. Wprowadź diagnozę z wstępnie wybranych opcji w menu rozwijanym.
      2. Jeśli wymagana jest kolejna sesja obrazowania, wybierz obrazy, które są nieodpowiednie i muszą zostać ponownie zarejestrowane. Jeśli potrzebna jest diagnoza opisowa, wybierz opcję Inne i opisz ją w polu tekstowym na końcu formularza. Wprowadź kod CPT dla billingu7 (Rysunek uzupełniający S3A). Wybierz odpowiednie cechy widoczne podczas obrazowania z listy kontrolnej raportu (Rysunek uzupełniający S3B). Wybierz odpowiednie zarządzanie z listy kontrolnej.
        UWAGA: Żaden kod rozliczeniowy nie ma zastosowania do obrazowania HH-RCM.
      3. Kliknij Zakończ i podpisz. Wygeneruj raport w formacie PDF i wydrukuj. Uzyskaj raport podpisany przez lekarza i dodaj go do karty pacjenta w celu rozliczenia.
  6. Akwizycja obrazu za pomocą urządzenia HH-RCM (Rysunek 5)
    UWAGA: Urządzenia HH-RCM są w stanie przechwytywać stosy, jednoklatkowe filmy na żywo i obrazy z jedną klatką.
    1. Otoczon zmianę zidentyfikowaną przez lekarza papierowym pierścieniem. Wykonaj czynności opisane w sekcji 3. do ułożenia pacjenta i oczyszczenia miejsca uszkodzenia.
      UWAGA: Wybierz rozmiar papierowego pierścienia (5-15 mm) w zależności od rozmiaru zmiany, aby określić granicę zmiany i upewnić się, że obrazowanie jest wykonane w obrębie zmiany. Jeśli papierowy pierścień nie jest dostępny, użyj taśmy papierowej, aby zdefiniować zmianę.
    2. Zdejmij plastikową nasadkę zakrywającą obiektyw mikroskopu. Nałóż ilość żelu ultradźwiękowego wielkości ziarnka grochu na soczewkę obiektywu HH-RCM i przykryj ją plastikową nasadką (rysunek uzupełniający S3A). Dodaj obfitą kroplę oleju mineralnego z boku plastikowej nakrętki, która będzie dotykać skóry.
      UWAGA: W razie potrzeby zwiększ ilość oleju dla bardzo suchej skóry.
    3. Przyciśnij sondę do miejsca zmiany na skórze ze zdecydowanym naciskiem. Użyj elementów sterujących głębokością z na urządzeniu HH-RCM, aby poruszać się w górę i w dół na różnych głębokościach w obrębie zmiany (rysunek uzupełniający S3B). Uzyskuj wiele obrazów jednoklatkowych i stosów w obszarach zainteresowania. Stosuj zgodnie z opisem w kroku 1.5.4.3.
    4. W przypadku dużych zmian, do których nie można przymocować urządzenia WP-RCM, należy nagrywać ciągłe filmy na różnych warstwach, przesuwając sondę HH-RCM po całej powierzchni zmiany. Kliknij symbol przechwytywania wideo, aby to zrobić. W razie potrzeby rejestruj ruch komórek krwi w naczyniach.
      UWAGA: Te filmy można później zszyć za pomocą oprogramowania, aby uzyskać obrazy o dużym polu widzenia, podobne do mozaik.
    5. Naciśnij przycisk Zakończ obrazowanie po zakończeniu sesji obrazowania. Oczyść zmianę wacikiem nasączonym alkoholem, aby usunąć olej. Usuń żel ultradźwiękowy z soczewki obiektywu sondy, czyszcząc ją chusteczką nasączoną alkoholem i ponownie zakładając plastikową nasadkę.
      UWAGA: W przeciwieństwie do urządzenia WP-RCM, które może być obsługiwane przez technika, HH-RCM powinien być obsługiwany przez czytnik RCM, który może interpretować obrazy w czasie rzeczywistym, aby poruszać się po zmianie i dojść do prawidłowej diagnozy.

2. Połączone urządzenie RCM-OCT i protokół obrazowania

UWAGA: Istnieje tylko jeden prototyp urządzenia RCM-OCT. To urządzenie ma ręczną sondę i może być używane na wszystkich powierzchniach ciała, podobnie jak urządzenie HH-RCM. Pobiera stosy RCM (podobnie jak urządzenie RCM) i rastry OCT (wideo z sekwencyjnymi, przekrojowymi obrazami22). Zarówno obrazy RCM, jak i OCT są w skali szarości. Obrazy RCM mają pole widzenia ~200 μm x 200 μm, podczas gdy obraz OCT ma pole widzenia 2 mm (szerokość) x 1 mm (głębokość). Poniżej znajduje się protokół akwizycji obrazu za pomocą urządzenia RCM-OCT wraz z ich wskazaniami klinicznymi. Rysunek 6 pokazuje obraz urządzenia RCM-OCT, podczas gdy Rysunek 7 pokazuje system oprogramowania urządzenia RCM-OCT.

  1. Selekcja zmian chorobowych
    1. Poszukaj dermoskopowo niejednoznacznej zmiany różowej lub pigmentowej, aby wykluczyć BCC.
    2. Ocenić głębokość raka podstawnokomórkowego do celów leczenia i ocenić pozostałość raka podstawnokomórkowego po leczeniu.
  2. Ułożenie pacjenta do obrazowania: Obrazowanie pojedynczej zmiany może zająć do 20 minut za pomocą urządzenia RCM-OCT. Urządzenie jest również sondą ręczną podobną do urządzenia HH-RCM, dzięki czemu można je swobodnie przesuwać po zmianie. Szczegółowe informacje na temat ułożenia pacjenta znajdują się w punkcie 1.4. ponad.
  3. Przygotowanie miejsca do obrazowania: Podczas korzystania z tej sondy należy upewnić się, że granica zmiany jest wolna od nadmiernego owłosienia i miejscowych zanieczyszczeń oraz jest wyraźnie określona. Patrz krok 1.4.1. powyżej, aby uzyskać więcej informacji.
  4. Akwizycja obrazu za pomocą urządzenia RCM-OCT (Rysunek 6 i Rysunek 7)
    1. Przygotuj sondę podobnie jak tę używaną do HH-RCM (kroki 1.6.1-1.6.2.)
    2. Rejestruj obrazy w trybie obrazowania liniowego i trybie rastrowym.
      1. Kliknij na ustawienia obrazowania (Rysunek 7A). Wybierz tryb obrazowania liniowego, aby uzyskać obraz RCM (rozdzielczość komórkowa) (Rysunek 7B). Ustaw rozmiar kroku na 5 μm, a liczbę kroków na 40 (Rysunek 7A).
      2. Kliknij Chwyć. Zdobądź stosy zgodnie z krokiem 1.5.4.3. Po zakończeniu kliknij przycisk Zamroź.
      3. Kliknij ustawienia obrazowania. Wybierz tryb rastrowy, aby uzyskać korelacyjny obraz OCT dla architektury zmiany chorobowej (Rysunek 7B). Przejdź do zakładki technik (Rysunek 7C). Po zakończeniu kliknij przycisk Grab (Rysunek 7A) i natychmiast naciśnij przycisk zapisz.
      4. Zdobądź wiele stosów i filmów w oparciu o zainteresowanie lekarza.
      5. Oczyść zmianę i maszynę zgodnie z opisem w kroku 1.6.5.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroskopia konfokalna refleksyjna (RCM)
Interpretacja obrazu na RCM:
Obrazy RCM są interpretowane w sposób, który naśladuje ocenę preparatów histopatologicznych. Mozaiki są oceniane jako pierwsze, aby uzyskać ogólne szczegóły architektoniczne i zidentyfikować obszary budzące obawy, podobnie jak w przypadku oceny sekcji histologicznych w powiększeniu skaningowym (2x). Następnie następuje powiększenie mozaiki w celu oceny szczegółów komórkowych, podobnie jak w przypadku oceny slaj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule opisaliśmy protokoły akwizycji obrazu za pomocą urządzeń in vivo RCM i RCM-OCT. Obecnie na rynku dostępne są dwa urządzenia RCM: urządzenie RCM (WP-RCM) z szeroką sondą lub ramieniem montowane na ramieniu oraz ręczne urządzenie RCM (HH-RCM). Bardzo ważne jest, aby zrozumieć, kiedy należy używać tych urządzeń w warunkach klinicznych. Rodzaj i lokalizacja nowotworu to główne czynniki decydujące o wyborze urządzenia.

Urządzenie WP-RCM doskonale nadaje się do zmian na płask...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ucalene Harris nie ma konkurencyjnego interesu finansowego. Dr Jain jest konsultantem w Enspectra Health Inc. Dr Milind Rajadhyaksha jest byłym pracownikiem i właścicielem udziałów w Calibre ID (dawniej Lucid Inc.), firmie produkującej i sprzedającej mikroskop konfokalny VivaScope. VivaScope to komercyjna wersja oryginalnego prototypu laboratoryjnego, który został opracowany przez dr Rajadhyaksha, gdy pracował w Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Specjalne podziękowania kierujemy do Kwami Ketosugbo i Emily Cowen za to, że są wolontariuszami do obrazowania. Badania te są finansowane z grantu National Cancer Institute / National Institutes of Health (P30-CA008748) przyznanego Memorial Sloan Kettering Cancer Center.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Olej mineralny Crystal Plus 500FGfirmy STE Oil Company, Inc.Spożywczy olej mineralny o wysokiej lepkości stosowany z naszymi różnymi urządzeniami podczas obrazowania in vivo em.
RCM-OCTNauki fizyczne Inc.-A " multimodalny" Połączone urządzenie RCM-OCT jednocześnie obrazuje zmiany skórne zarówno w trybie poziomym, jak i pionowym.
Vivascope 1500Kaliber ID-Urządzenie RCM (WP-RCM) z szeroką sondą, które mocuje się do skóry do urządzeń campture in vivo.
Vivascope 3000Kaliber ID-Ręczne urządzenie RCM (HH-RCM), które przesuwa się po skórze w celu przechwytywania obrazów in vivo.

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Argenziano, G., et al. Accuracy in melanoma detection: A 10-year multicenter survey. Journal of the American Academy of Dermatology. 67 (1), 54-59 (2012).
  2. Vestergaard, M. E., Macaskill, P., Holt, P. E., Menzies, S. W. Dermoscopy compared with naked eye examination for the diagnosis of primary melanoma: A meta-analysis of studies performed in a clinical setting. British Journal of Dermatology. 159 (3), 669-676 (2008).
  3. Reiter, O., et al. The diagnostic accuracy of dermoscopy for basal cell carcinoma: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1380-1388 (2019).
  4. Abhishek, K., Khunger, N. Complications of skin biopsy. Journal of Cutaneous and Aesthetic Surgery. 8 (4), 239-241 (2015).
  5. Navarrete-Dechent, C., Fischer, C., Tkaczyk, E., Jain, M. Chapter 5: Principles of non-invasive diagnostic techniques in dermatology. Moschella and Hurley's Dermatology. Rao, B. K. 1, Jaypee Brothers Medical Publishers. New Delhi, India. (2019).
  6. Wassef, C., Rao, B. K. Uses of non-invasive imaging in the diagnosis of skin cancer: An overview of the currently available modalities. International Journal of Dermatology. 52 (12), 1481-1489 (2013).
  7. Rajadhyaksha, M., Marghoob, A., Rossi, A., Halpern, A. C., Nehal, K. S. Reflectance confocal microscopy of skin in vivo: From bench to bedside. Lasers in Surgery and Medicine. 49 (1), 7-19 (2017).
  8. Jain, M., Pulijal, S. V., Rajadhyaksha, M., Halpern, A. C., Gonzalez, S. Evaluation of bedside diagnostic accuracy, learning curve, and challenges for a novice reflectance confocal microscopy reader for skin cancer detection in vivo. JAMA Dermatology. 154 (8), 962-965 (2018).
  9. Sattler, E., Kästle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224(2013).
  10. Wang, Y. -J., Huang, Y. -K., Wang, J. -Y., Wu, Y. -H. In vivo characterization of large cell acanthoma by cellular resolution optical coherent tomography. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 26, 199-202 (2019).
  11. Balu, M., et al. Distinguishing between benign and malignant melanocytic nevi by in vivo multiphoton microscopy. Cancer Research. 74 (10), 2688-2697 (2014).
  12. Balu, M., et al. In vivo multiphoton microscopy of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 151 (10), 1068-1074 (2015).
  13. Lentsch, G., et al. Non-invasive optical biopsy by multiphoton microscopy identifies the live morphology of common melanocytic nevi. Pigment Cell and Melanoma Research. 33 (6), 869-877 (2020).
  14. Dimitrow, E., et al. Sensitivity and specificity of multiphoton laser tomography for in vivo and ex vivo diagnosis of malignant melanoma. Journal of Investigative Dermatology. 129 (7), 1752-1758 (2009).
  15. Ruini, C., et al. Line-field optical coherence tomography: In vivo diagnosis of basal cell carcinoma subtypes compared with histopathology. Clinical and Experimental Dermatology. 46 (8), 1471-1481 (2021).
  16. Suppa, M., et al. Line-field confocal optical coherence tomography of basal cell carcinoma: A descriptive study. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 35 (5), 1099-1110 (2021).
  17. Wang, Y. J., Wang, J. Y., Wu, Y. H. Application of cellular resolution full-field optical coherence tomography in vivo for the diagnosis of skin tumours and inflammatory skin diseases: A pilot study. Dermatology. 238 (1), 121-131 (2022).
  18. Jain, M., et al. Rapid evaluation of fresh ex vivo kidney tissue with full-field optical coherence tomography. Journal of Pathology Informatics. 6, 53(2015).
  19. Mehta, P. P., et al. Patterns of use of reflectance confocal microscopy at a tertiary referral dermatology clinic. Journal of the American Academy of Dermatology. , (2021).
  20. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing cutaneous melanoma in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  21. Dinnes, J., et al. Reflectance confocal microscopy for diagnosing keratinocyte skin cancers in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2018).
  22. Iftimia, N., et al. Handheld optical coherence tomography-reflectance confocal microscopy probe for detection of basal cell carcinoma and delineation of margins. Journal of Biomedical Optics. 22 (7), 76006(2017).
  23. Monnier, J., et al. Combined reflectance confocal microscopy and optical coherence tomography to improve the diagnosis of equivocal lesions for basal cell carcinoma. Journal of the American Academy of Dermatology. 86 (4), 934-936 (2021).
  24. Navarrete-Dechent, C., et al. Management of complex head-and-neck basal cell carcinomas using a combined reflectance confocal microscopy/optical coherence tomography: a descriptive study. Archives of Dermatological Research. 313 (3), 193-200 (2021).
  25. Sahu, A., et al. Evaluation of a combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography device for detection and depth assessment of basal cell carcinoma. JAMA Dermatology. 154 (10), 1175-1183 (2018).
  26. Rubinstein, G., Garfinkel, J., Jain, M. Live, remote control of an in vivo reflectance confocal microscope for diagnosis of basal cell carcinoma at the bedside of a patient 2500 miles away: A novel tele-reflectance confocal microscope approach. Journal of the American Academy of Dermatology. 81 (2), 41-42 (2019).
  27. Scope, A., et al. In vivo reflectance confocal microscopy imaging of melanocytic skin lesions: Consensus terminology glossary and illustrative images. Journal of the American Academy of Dermatology. 57 (4), 644-658 (2007).
  28. Calzavara-Pinton, P., Longo, C., Venturini, M., Sala, R., Pellacani, G. Reflectance confocal microscopy for in vivo skin imaging. Photochemistry and Photobiology. 84 (6), 1421-1430 (2008).
  29. Rajadhyaksha, M., Grossman, M., Esterowitz, D., Webb, R. H., Anderson, R. R. In vivo confocal scanning laser microscopy of human skin: Melanin provides strong contrast. Journal of Investigative Dermatology. 104 (6), 946-952 (1995).
  30. Gonzalez, S., Gonzalez, E., White, W. M., Rajadhyaksha, M., Anderson, R. R. Allergic contact dermatitis: Correlation of in vivo confocal imaging to routine histology. Journal of the American Academy of Dermatology. 40 (5), 708-713 (1999).
  31. Sahu, A., et al. Combined PARP1-targeted nuclear contrast and reflectance contrast enhances confocal microscopic detection of basal cell carcinoma. Journal of Nuclear Medicine. 63 (6), 912-918 (2021).
  32. González, S., Sackstein, R., Anderson, R. R., Rajadhyaksha, M. Real-time evidence of in vivo leukocyte trafficking in human skin by reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 117 (2), 384-386 (2001).
  33. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for nonmelanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 80 (5), 1414-1427 (2019).
  34. Navarrete-Dechent, C., et al. Reflectance confocal microscopy terminology glossary for melanocytic skin lesions: A systematic review. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (1), 102-119 (2021).
  35. Sattler, E., Kastle, R., Welzel, J. Optical coherence tomography in dermatology. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 061224(2013).
  36. Park, E. S. Skin-layer analysis using optical coherence tomography. Medical Lasers. 3 (1), 1-4 (2014).
  37. Marra, D. E., Torres, A., Schanbacher, C. F., Gonzalez, S. Detection of residual basal cell carcinoma by in vivo confocal microscopy. Dermatologic Surgery. 31 (5), 538-541 (2005).
  38. Alarcon, I., et al. In vivo reflectance confocal microscopy to monitor the response of lentigo maligna to imiquimod. Journal of the American Academy of Dermatology. 71 (1), 49-55 (2014).
  39. Guitera, P., et al. Surveillance for treatment failure of lentigo maligna with dermoscopy and in vivo confocal microscopy: new descriptors. British Journal of Dermatology. 170 (6), 1305-1312 (2014).
  40. Menge, T. D., Hibler, B. P., Cordova, M. A., Nehal, K. S., Rossi, A. M. Concordance of handheld reflectance confocal microscopy (RCM) with histopathology in the diagnosis of lentigo maligna (LM): A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 74 (6), 1114-1120 (2016).
  41. Chen, C. S., Elias, M., Busam, K., Rajadhyaksha, M., Marghoob, A. A. Multimodal in vivo optical imaging, including confocal microscopy, facilitates presurgical margin mapping for clinically complex lentigo maligna melanoma. British Journal of Dermatology. 153 (5), 1031-1036 (2005).
  42. Yelamos, O., et al. Handheld reflectance confocal microscopy for the detection of recurrent extramammary Paget disease. JAMA Dermatology. 153 (7), 689-693 (2017).
  43. Ardigo, M., Longo, C., Gonzalez, S. Multicentre study on inflammatory skin diseases from The International Confocal Working Group: Specific confocal microscopy features and an algorithmic method of diagnosis. British Journal of Dermatology. 175 (2), 364-374 (2016).
  44. Moscarella, E., Argenziano, G., Lallas, A., Pellacani, G., Longo, C. Confocal microscopy: A new era in understanding the pathophysiologic background of inflammatory skin diseases. Experimental Dermatology. 23 (5), 320-321 (2014).
  45. Bertrand, C., Corcuff, P. In vivo spatio-temporal visualization of the human skin by real-time confocal microscopy. Scanning. 16 (3), 150-154 (1994).
  46. Saknite, I., et al. Features of cutaneous acute graft-versus-host disease by reflectance confocal microscopy. British Journal of Dermatology. 181 (4), 829-831 (2019).
  47. Aleissa, S., et al. Presurgical evaluation of basal cell carcinoma using combined reflectance confocal microscopy-optical coherence tomography: A prospective study. Journal of the American Academy of Dermatology. 82 (4), 962-968 (2020).
  48. Bang, A. S., et al. Noninvasive, in vivo, characterization of cutaneous metastases using a novel multimodal RCM-OCT imaging device: A case-series. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. , (2022).
  49. Dickensheets, D. L., Kreitinger, S., Peterson, G., Heger, M., Rajadhyaksha, M. Wide-field imaging combined with confocal microscopy using a miniature f/5 camera integrated within a high NA objective lens. Optics Letters. 42 (7), 1241-1244 (2017).
  50. Kose, K., et al. Automated video-mosaicking approach for confocal microscopic imaging in vivo: an approach to address challenges in imaging living tissue and extend field of view. Scientific Reports. 7 (1), 10759(2017).
  51. Zhao, J., et al. Deep learning-based denoising in high-speed portable reflectance confocal microscopy. Lasers in Surgery and Medicine. 53 (6), 880-891 (2021).
  52. Curiel-Lewandrowski, C., Stratton, D. B., Gong, C., Kang, D. Preliminary imaging of skin lesions with near-infrared, portable, confocal microscopy. Journal of the American Academy of Dermatology. 85 (6), 1624-1625 (2021).
  53. Freeman, E. E., et al. Feasibility and implementation of portable confocal microscopy for point-of-care diagnosis of cutaneous lesions in a low-resource setting. Journal of the American Academy of Dermatology. 84 (2), 499-502 (2021).
  54. Peterson, G., et al. Feasibility of a video-mosaicking approach to extend the field-of-view for reflectance confocal microscopy in the oral cavity in vivo. Lasers in Surgery and Medicine. 51 (5), 439-451 (2019).
  55. Kurugol, S., et al. Automated delineation of dermal-epidermal junction in reflectance confocal microscopy image stacks of human skin. Journal of Investigative Dermatology. 135 (3), 710-717 (2015).
  56. Kose, K., et al. Utilizing machine learning for image quality assessment for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 140 (6), 1214-1222 (2020).
  57. Campanella, G., et al. Deep learning for basal cell carcinoma detection for reflectance confocal microscopy. Journal of Investigative Dermatology. 142 (1), 97-103 (2022).
  58. Wodzinski, M., Skalski, A., Witkowski, A., Pellacani, G., Ludzik, J. Convolutional neural network approach to classify skin lesions using reflectance confocal microscopy. 41st Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society EMBC 2019. , Berlin, Germany. (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Reflectance Confocal MicroscopyOptical Coherence TomographySkin Cancer DiagnosisNoninvasive ImagingImage AcquisitionBasal Cell CarcinomaConfocal MosaicsDermoscopy ImagingHistopathological ResolutionMelanoma Detection

Powiązane artykuły