Artykuł metodologiczny

Techniki preparacji i histologiczne pobieranie próbek serca w dużych modelach zwierzęcych pod kątem chorób sercowo-naczyniowych

DOI:

10.3791/63809

⸱

16 czerwca 2022

 , 
1Department of Pathology, University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na skomplikowaną anatomię, konsekwentnie powtarzalny protokół sekcji i pobierania próbek sercowych może być trudny do wdrożenia. W niniejszym manuskrypcji przedstawiono kluczowe elementy niektórych standardowych protokołów rozwarstwiania serca, podkreślając zarówno ogólne podejścia do badania, jak i miejsca pobierania próbek powszechnie stosowane w badaniu histopatologicznym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Standardowe badanie brutto i pobieranie próbek są kluczowymi elementami odtwarzalności i sukcesu eksperymentalnych badań chorób sercowo-naczyniowych przeprowadzanych na dużych zwierzętach. Biorąc pod uwagę złożoną anatomię serca, różnice międzygatunkowe oraz rodzaje reakcji kompensacyjnych i patologicznych, spójne protokoły są trudne do wdrożenia. Wykorzystanie wielu protokołów preparacji jest zwykle dostosowywane do doświadczenia prosektora, a osobiste preferencje nadal są źródłem zmienności eksperymentalnej i międzyobserwacyjnej. W niniejszej pracy przedstawiono główne cechy anatomiczne i punkty orientacyjne, protokoły preparacji i standardy histologicznego pobierania próbek serca u niektórych powszechnie stosowanych gatunków (w tym psów, świń, przeżuwaczy i kotów) jako modeli chorób sercowo-naczyniowych.

Tutaj przedstawione są dwa standardowe protokoły egzaminu brutto. Po pierwsze, metoda dopływu-odpływu, która podąża za fizjologicznym kierunkiem przepływu krwi przez serce i duże naczynia krwionośne (często stosowana u psów, przeżuwaczy i świń), a po drugie, technika czterokomorowej sekcji (na przykładzie kotów). Obie techniki można dostosować do dowolnego gatunku w pewnych warunkach eksperymentalnych. Protokoły pobierania próbek obejmują wszystkie obszary zainteresowania (węzeł zatokowo-przedsionkowy, komory, przegroda międzykomorowa, przedsionki, zastawki i aorta), a jeśli są prawidłowo przeprowadzone, poprawiają zarówno odtwarzalność, jak i wiarygodność badań eksperymentalnych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na skomplikowaną anatomię i wczesny rygor, który może przeszkadzać w ocenie grubości ściany serca, ogólne badanie serca jest trudne i podatne na kilka błędów związanych z techniką lub interpretacją. Jest to wzmocnione przez międzygatunkowe różnice morfologiczne oraz przez fakt, że wiele klinicznych, głównych patologii serca (w tym wczesne przypadki choroby niedokrwiennej serca, zwłóknienia, zapalenia tętnic i amyloidozy) nie jest związanych z żadnymi rażącymi zmianami, będącymi w istocie patologiami histologicznymi. Ustandaryzowany protokół sekcji i pobierania próbek histologicznych może zapewnić spójność między obserwatorami, a jednocześnie porównywalność i odtwarzalność badań eksperymentalnych nad chorobami sercowo-naczyniowymi.

Próbki pobrano od dwóch psów (Canis lupus familiaris) (3-letniego, męskiego buldoga francuskiego i 8-letniej samicy rasy mieszanej), kota (Felis catus) (6-letniego, samca europejskiego krótkowłosego), świni domowej (Sus scrofa domesticus) (1-letniego, samca Dużego Białego) i krowy (Bos taurus) (2-miesięczna samica rasy holsztyńskiej). Każdy z wybranych gatunków ma szczególne zastosowanie jako model sercowo-naczyniowy dla innej choroby; Na przykład psy są preferowanym modelem do modelowania arytmii; koty są preferowane w przypadku kardiomiopatii przerostowej (HCM), ponieważ jest to gatunek o największej częstości występowania HCM; świnie są używane jako model ostrego zawału mięśnia sercowego; A przeżuwacze są używane jako model zatrucia ze względu na ich narażenie na toksyny, które można łatwo znaleźć na łąkach11.

W tym manuskrypcie przedstawiono jeden protokół sekcji zwłok i dwa protokoły sekcji serca, mające na celu poprawę ogólnego i histologicznego badania serca w eksperymentalnych chorobach sercowo-naczyniowych. Opisane protokoły zostały opracowane w oparciu o informacje z podręczników weterynaryjnych1,2,4,5,6,7,8,9,10,11,12, czasopismo literature3,13,14, oficjalne dokumenty15, oraz webinars16,17. Próbki użyte w tym badaniu zostały pobrane ze zwłok przesłanych do Wydziału Patologii USAMV Cluj-Napoca w celu rutynowej diagnostyki autopsyjnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół eksperymentalny otrzymał zgodę bioetyczną (nr 311 z 2022 roku) i został zatwierdzony przez Komisję Bioetyczną Uniwersytetu Nauk Rolniczych i Medycyny Weterynaryjnej w Klużu-Napoce, zgodnie z prawem krajowym (Ustawa nr 43 z 2014 r.) i europejskim (Dyrektywa UE nr 63 z 2010 r.). Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów i instrumentów użytych w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.

1. Protokół sekcji zwłok

UWAGA: Zaleca się, aby ten sam protokół sekcji zwłok był stosowany dla wszystkich prezentowanych gatunków, ze względu na łatwiejszy dostęp, do którego jest on wykonywany2,12. Poniższe kroki reprezentują sekcję zwłok przeprowadzoną u psa średniej wielkości. Dostosuj kroki podczas wykonywania sekcji zwłok na różnych obiektach.

  1. Zważ badany i połóż go na stole do sekcji zwłok po jego lewej stronie (Rysunek 1A). Przystąp do zewnętrznego badania pacjenta (poprzez oględziny i badanie palpacyjne skóry i błony śluzowej, zwracając uwagę na wszystkie zmiany w kolorze, konsystencji i objętości).
  2. Użyj noża (lub skalpela) i wykonaj nacięcie o długości 7 cm w prawej pachy (Rysunek 1A).
  3. Zlokalizuj skrzyżowanie koksofowo-obowe (Rysunek 1A,B). Otwórz kapsułkę nożem. Przeciąć więzadło głowy kości udowej (Rysunek 1B).
  4. Za pomocą noża przedłuż nacięcie skóry w pachowej części czaszki do spojenia żuchwy i doogonowo do krocza (Ryc. 1B).
  5. Usuń skórę skalpelem i odsłoń ścianę klatki piersiowej i brzucha od brzusznej linii środkowej do poziomu wyrostków poprzecznych kręgów (Ryc. 1B).
  6. Za pomocą skalpela i kleszczy utwórz płat przez ścianę brzucha, brzuszno-ogonowy do prawego łuku żebrowego. Otwórz jamę brzuszną nożyczkami - podążaj za ogonowym aspektem prawego podżebrza (Ryc. 1B).
  7. Przedłuż nacięcie doogonowo wzdłuż prawej okolicy przylędźwiowej, aż do zewnętrznego grzebienia biodrowego. Następnie przedłuż nacięcie aż do pojawienia się linii białej łonowego.
  8. Pokrótce zbadaj narządy jamy brzusznej in situ (zwracając uwagę na wszelkie zmiany w zmianach koloru, konsystencji, objętości i położenia narządów).
  9. Za pomocą skalpela i kleszczyków przebij membranę w najwyższym punkcie (Rysunek 1B).
  10. Dostać się do klatki piersiowej, usuwając prawą klatkę piersiową z dwoma podłużnymi odcinkami za pomocą kleszczy do cięcia kości. Przeciąć przymostkowy segment chrzęstny żeber. Następnie przekrój grzbietowy odcinek żeber, proksymalny do stawów żebrowo-żebrowych (Rysunek 1C).
  11. Zbadaj serce in situ (Rysunek 1C). Zwróć uwagę na rozmiar, położenie, kolor, połączenia z sąsiednimi tkankami, a po badaniu palpacyjnym wszelkie zmiany w konsystencji9.
    UWAGA: Jeśli występuje zakrzepica lub wrodzona wada serca, serce musi zostać wypreparowane in situ (takie podejście pozwala na pełne badanie dużych naczyń).
  12. Za pomocą nożyczek zbadaj i otwórz jamę osierdzia z przekrojem podłużnym od podstawy do wierzchołka serca. Zbadaj jamę osierdzia i nasierdzie (zwracając uwagę na wszelkie zmiany w kolorze, konsystencji i objętości)12.
  13. Uwolnij serce nożyczkami, uzyskując poprzeczne odcinki aorty, pnia płucnego i obu żył głównych. Przekrój żyły głównej górnej co najmniej 1 cm powyżej wejścia do prawego przedsionka, aby zachować crista terminalis11,13.
  14. Zbadaj zewnętrzny kontur narządu, wygląd nasierdzia, wygląd mięśnia sercowego na podstawie przezroczystości nasierdzia oraz zewnętrzny wygląd dużych naczyń (Rycina 2A).
    UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, otwarcie i badanie osierdzia wykazuje pewne różnice między gatunkami. Badanie jamy osierdzia rozpoczyna się od zewnętrznej inspekcji i oceny poprzez przezroczystość osierdzia ogólnej zawartości osierdzia1,2. U kota lub psa osierdzie zazwyczaj zawiera około 0,25 ml/kg cienkiego, przezroczystego, przezroczystego do jasnożółtego płynu9. Jeśli występują jakiekolwiek patologiczne wysięki, należy je pobrać za pomocą sterylnej strzykawki lub probówki próżniowej.

2. Protokół sekcji

UWAGA: Do serca stosuje się kilka technik sekcji zwłok, z których każda ma kilka zalet. Dla tego protokołu wybrano dwie z najczęściej stosowanych technik: 1) "metodę dopływu-odpływu", która pozwala na lepsze badanie zastawek i wsierdzia i jest protokołem stosowanym dla większości gatunków2,11,12,16, oraz 2) technika "rozwarstwienia czterech komór"/"płaszczyzny echokardiograficznej", zwykle stosowana u kotów lub małych psów1,17.

  1. "Metoda dopływu-odpływu" w rozwarstwieniu serca2,11,12,16
    1. Umieść serce przedsionkiem skierowanym do góry (Rysunek 2A).
    2. Użyj nożyczek i bezzębnych kleszczy, aby szeroko przeciąć od żyły głównej ogona wzdłuż prawego przedsionka (Ryc. 2B). Kontynuuj cięcie do prawego uszu usznego, aby odsłonić crista terminalis/węzeł zatokowo-przedsionkowy (węzeł SA). Sprawdź zastawkę trójdzielną od strony grzbietowej.
    3. Wytnij odcinek od prawego przedsionka do połączenia prawej komory z przegrodą międzykomorową (Rysunek 2C). Wyświetl prawą zastawkę przedsionkowo-komorową.
    4. Przekrój ścianę wolną od prawej komory wzdłuż przegrody międzykomorowej. Kontynuuj sekcję aż do początku pnia płucnego (Rysunek 2C, D).
    5. Dokładnie zbadaj prawe zastawki przedsionkowo-komorowe, w tym struny ścięgniste i mięśnie brodawkowate (Rysunek 2D). Przetnij struny ścięgniste.
    6. Umieść kleszcze w pniu płucnym i przetnij tułów wzdłuż (Rysunek 2E). Zbadaj drogę odpływu płuc, pochodzenie pnia płucnego i zastawki półksiężycowate.
    7. Przeciąć lewe przedsionek od żył płucnych do końca lewej małżowiny usznej (Ryc. 2F). Sprawdź zastawkę dwupłatkową (mitralną) od strony grzbietowej.
    8. Umieść serce z przegrodą międzykomorową skierowaną w dół (Ryc. 2F). Wykonaj duże nacięcie w wolnej ścianie komory od podstawy komory do wierzchołka serca. Całkowicie wyświetl lewą zastawkę przedsionkowo-komorową.
    9. Przeciąć struny ścięgniste guzka lewej zastawki przedsionkowo-komorowej.
    10. Umieść kleszcze w drodze odpływu lewej komory i użyj jej jako wskazówki do otwarcia aorty (Rysunek 2G).
    11. Użyj roztworu soli fizjologicznej, aby usunąć wszystkie skrzepy krwi. Po usunięciu wszystkich skrzepów krwi oceń i porównaj masę serca z masą ciała lub standardowymi tabelami masy serca (Tabela 1)11,13.
    12. Zważ serce.
    13. Jeśli punktem zainteresowania jest tylko węzeł SA, po badaniu lewej komory umieść całe serce w 10% neutralnie buforowanej formalinie (NBF) na 24 godziny i przyciąć prawy przedsionek, aby pobrać próbkę crista terminalis.
      UWAGA: Dzięki tej technice można łatwo docenić lewą i prawą komorę. Stosunek grubości ściany lewej i prawej komory wynosi 3:1, z niewielkimi różnicami w zależności od gatunku i rasy; W przypadku serca płodu zwierzęcego stosunek ten wynosi 1:112.

3. Protokół pobierania próbek dla histologii16

  1. Za pomocą skalpela wykonaj dwa podłużne, równoległe nacięcia (w odległości około 5 mm od siebie) obejmujące prawy przedsionek, zastawkę trójdzielną i wolną ścianę prawej komory (Rysunek 2I)
  2. Wykonaj dwa równoległe nacięcia podłużne (w odległości około 5 mm od siebie) obejmujące lewy przedsionek, zastawkę mitralną, mięsień brodawkowaty grzbietowy i lewą komorę (Rysunek 2H).
  3. W grzbietowej górnej jednej trzeciej serca przekrój poprzecznie podstawę serca wzdłuż linii, obejmującej przegrodę międzykomorową, prawy przedsionek, aortę, zastawkę aortalną i zastawkę trójdzielną (Rysunek 2J).
  4. Wykonaj dwa równoległe cięcia wzdłużne obejmujące podstawę aorty i przegrodę międzykomorową (Rysunek 2J).
  5. Przytnij prawy przedsionek wokół crista terminalis i zapewnij kilka równoległych odcinków zorientowanych poprzecznie na osi podłużnej crista (około 3-4 mm od siebie), aby uzyskać sześć części węzła SA ( Rysunek 3, Rysunek 4I i Rysunek 5H).
  6. Pobrane tkanki należy przyciąć w kasetach histologicznych.
    UWAGA: Zalecany protokół blokowania: krok 3.1.-blok histologiczny 1 (Rycina 6 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku.), krok 3.2.-blok histologiczny 2 (Rysunek 7 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku), krok 3.4.-blok histologiczny 3 (Rysunek 8 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku), krok 3.5.-blok histologiczny 4 (Rysunek 9 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku).
  7. Zanurz chusteczki w 10% NBF na co najmniej 48 godzin.

4. Pobieranie próbek tętnic wieńcowych3,10,14

  1. Użyj kleszczy i skalpela, aby wyciąć tętnice wieńcowe z rowka okołokanałowego serca (Rysunek 4K). Zamocuj tętnicę wieńcową na noc w 10% NBF.
  2. W razie potrzeby odpowiednio odwapnić w mieszaninie 1:1 8% kwasu mrówkowego i kwasu solnego.
  3. Wykonaj wiele cięć poprzecznych w odstępach co 3 mm. Umieść sekcje w kasecie, a następnie włóż kasetę w 10% NBF do momentu osadzenia.
    UWAGA: Świnie mogą być używane jako model serca dla ludzi, zwłaszcza jeśli chodzi o chorobę niedokrwienną serca. W związku z tym zaleca się dodatkowe próbki i wycinki histologiczne tętnic wieńcowych3,10,14.

5. Technika preparacji serca w "czterech komorach"/"płaszczyźnie echokardiograficznej" class<="xref">1,17

UWAGA: Technika sekcji czterokomorowej polega na cięciu od podstawy do wierzchołka serca w celu uzyskania standardowego widoku1. Technikę "czterokomorową" najlepiej stosować do tkanek utrwalonych.

  1. Umieść całe serce w 10% NBF na co najmniej 48 godzin.
  2. Po unieruchomieniu serca w 10% NBF przez co najmniej 48 godzin (Ryc. 10A), umieść dwa bezzębne proste kleszcze preparacyjne, jeden przez jamę czaszki - prawy przedsionek - zastawkę trójdzielną - prawą komorę, a drugi przez żyłę płucną - lewy przedsionek - zastawkę mitralną - lewą komorę (Ryc. 10B).
  3. Wykorzystaj przestrzeń między ramionami kleszczy jako prowadnicę ostrza tnącego od podstawy do wierzchołka serca (Rysunek 10C). Zapewnić dodatkowy przekrój wzdłużny w odległości około 5 mm od przekroju opisanego w kroku 5.2. na segmencie serca, który obejmuje aortę.
  4. Z nacięciem poprzecznym całkowicie oddziel podstawę serca od wierzchołka. Umieść każdy segment tkanki w kasecie histologicznej.
    UWAGA: Zalecany protokół blokowania: blok wierzchołkowo-histologiczny serca 5 (Rysunek 11A pokazuje wynikowy slajd z tego bloku), sercowy blok histologiczny podstawy 6 (Rysunek 11B pokazuje wynikowy slajd z tego bloku).
  5. Umieść kasety w 10% NBF do momentu osadzenia. Utrwal wszystkie próbki serca w 10% NBF (ponad 10 razy objętość tkanki), rutynowo przetwarzaj je w wosku parafinowym, sekcji o grubości 4 μm i zabarwiaj hematoksyliną i barwnikiem eozyny (barwienie H&E) zgodnie z wcześniej opisanym protokołem10.
    UWAGA: W przypadku podejrzenia zapalenia mięśnia sercowego, "fragment świeżej tkanki serca powinien być przechowywany w sterylnych warunkach ze sterylnym materiałem chirurgicznym i sterylnym pojemnikiem na próbki do badań mikrobiologicznych i wirusowych"13.

6. Dokumentacja fotograficzna

UWAGA: Dokumentacja fotograficzna jest opcjonalnym krokiem w badaniu sekcji zwłok. Jednak fotografia i nagrania wideo są niezbędne, aby mieć "dokładną dokumentację normalnej i nieprawidłowej anatomii"3.

  1. Aby uzyskać prawidłową dokumentację fotograficzną, wykonaj zdjęcia cyfrowe podczas wykonywania "postępującej sekcji tkanek serca"13. Zapoznaj się z wytycznymi dotyczącymi dokumentacji fotograficznej i photograph15 ogólny widok przedni i tylny; kawałek serca; i wszelkie podejrzewane zmiany chorobowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół został użyty do wizualizacji cech anatomicznych i pobrania próbek do badania histologicznego serca u czterech różnych gatunków (pies, kot, świnia i krowa). Protokół sekcji zwłok powtórzono u każdego z wyżej wymienionych gatunków, ale zilustrowano go tylko u psów. Protokół sekcji zwłok rozpoczyna się od obszernego zewnętrznego badania ciała (Ryc. 1A) (w tym skóry, węzłów chłonnych i zewnętrznej błony śluzowej), pomiaru całkowitej masy ciała i oceny ogólnego stanu zwierzęcia. Po badaniu zew...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podczas wykonywania obecnego protokołu należy dokładnie rozważyć kilka krytycznych kroków, aby uzyskać spójne wyniki. U młodych zwierząt pomiary serca różnią się od tych u dorosłych (w tym grubość ścianki komory) i ogólnie rzecz biorąc, serce stanowi większą część masy ciała11,12. Stopień przerostu komór można określić ilościowo, stosując ogólny wzór na masę, stosunek między lewą komorą a przegrodą podzielony przez masę wolnej prawej komory, który w normalnych wa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% roztwór soli fizjologicznejB. BRAUN MELSUNGEN AGDo mycia całej krwi i skrzepów krwi z serca.
10% neutralna buforowana formalina (NBF)  Q Path11699404Materiały do pobierania próbek histopatologicznych.
Kleszczyki do cięcia kościHELEN SRLLS109HVSolidny instrument do cięcia kości.
Deska do krojeniaAmbition86304Dla łatwiejszej manipulacji i cięcia narządów.
Roztwór odwapniającyThermo Scientific TBD-26764004mieszanina 1:1 8% kwasu mrówkowego i kwasu solnego.
Aparat cyfrowyCanon Inc.PowerShot SX540 HSDo dokumentacji fotograficznej i filmowej.
KleszczeMKD-Medicale15-430Narzędzia preparacyjne.
Kasety histologiczne  Q Path720-2215Materiały do pobierania próbek histopatologicznych.
Wymiary: 3 × 2,5 × 0,4 cm
NóżTEHNO FOOD COM SERV SRLD2006/15Ostre ostrze do cięcia tkanek miękkich.
Rękawice lateksoweMKD-MedicaleSANTEX-S Sprzętochronny.
MaskaMKD-Medicale21221Sprzęt ochronny.
SzalkiPetriego MKD-Medicale0598-1VMateriały do pobierania próbek do badań pomocniczych.
Pojemniki plastikoweCorning GosselinTP200-02Materiały do pobierania próbek histopatologicznych.
WagaESPERANZAMEEKS008Do ważenia narządów.
SkalaWhite Deals72Do ważenia badanych.
SkalpelMKD-Medicale10322EOstre ostrze do cięcia tkanek miękkich.
NożyczkiMKD-Medicale13-260Narzędzia do preparacji.
ScrubMKD-Medicale410100-52Sprzęt ochronny.
StrzykawkiMKD-Medicale10573EUMateriały do pobierania próbek do badań pomocniczych.
W04479004

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ashworth, M. Pathology of Heart Disease in the Fetus, Infant and Child: Autopsy, Surgical and Molecular Pathology. , Cambridge University Press. Cambridge. (2019).
  2. Barone, R. Anatomie Comparée des Mammifères Domestiques: Angiologie. Vigot, , Lyon. (2011).
  3. Basso, C., et al. Guidelines for autopsy investigation of sudden cardiac death: 2017 update from the Association for European Cardiovascular Pathology. Virchows Archiv. 471 (6), 691-705 (2017).
  4. Bishop, S. P. Chapter 37 - Necropsy Techniques for the Heart and Great Vessels. Textbook of Canine and Feline Cardiology: Principles and Clinical Practice,.2nd ed. Fox, P. R., Sisson, D., Moïse, N. S. , W. B. Saunders. Philadelphia, PA. 846-848 (1999).
  5. Joseph, D. R. The ratio between the heart-weight and body weight in various animals. Journal of Experimental Medicine. 10 (4), 521-522 (1908).
  6. Keenan, C. M., Vidal, J. D. Standard morphologic evaluation of the heart in the laboratory dog and monkey. Toxicologic Pathology. 34 (1), 67-74 (2006).
  7. Latimer, H. B. Variability in body and organ weights in the newborn dog and cat compared with that in the adult. The Anatomical Record. 157 (3), 449-456 (1967).
  8. Lee, J. C., Taylor, F. N., Downing, S. E. A comparison of ventricular weights and geometry in newborn, young, and adult mammals. Journal of Applied Physiology. 38 (1), 147-150 (1975).
  9. McDonough, S. P., Southard, T. Necropsy Guide for Dogs, Cats, and Small Mammals. , John Wiley & Sons. 9(2016).
  10. Prophet, E. B., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. Laboratory Methods in Histotechnology. , Armed Forces Institute of Pathology-American Registry of Pathology. Washington, DC. 29-58 (1992).
  11. Robinson, W. F., Robinson, N. A. Chapter 1 - Cardiovascular System. Jubb, Kennedy & Palmer's Pathology of Domestic Animals, 6th ed. Grant Maxie, M., Saunders, W. B. 3, 12-49 (2016).
  12. Tabaran, A. F. Autopsie et Medecine Legale: Guide de Travaux Pratiques. , Academic Press. 21-86 (2020).
  13. Autopsypathology.net. , Available from: http://autopsypathology.net/wpcontent/uploads/2016/02/rcpath_cardiacdeath_jul2015.pdf (2021).
  14. Pathology.ucla.edu. , Available from: http://pathology.ucla.edu/workfiles/Education/Residency%20Program/Gross%20Manual/Endomyocardial%20Biopsy%20(EMB).pdf (2021).
  15. Arbeitsgruppen Sudden Cardiac Death. , Available from: http://www.sgrm.ch/medizin/arbeitsgruppen/sudden-cardiac-death.html (2021).
  16. Toxpath.org. , Available from: https://www.toxpath.org/Trimming-N-Collection-Training.asp (2021).
  17. YouTube.com. , Available from: httpswwwyoutubecomwatchvxkJ2WGqi2Qw&t2494s (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Heart DissectionHistological SamplingLarge Animal ModelsCardiovascular DiseasesGross ExaminationInflow Outflow MethodFour Chamber DissectionHeart AnatomyCardiac Tissue SamplingSinoatrial Node

Powiązane artykuły