Artykuł metodologiczny

Indukcja i zróżnicowane wskaźniki oceny eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia kręgowego

DOI:

10.3791/63866

⸱

9 września 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Putuo People's Hospital, Shanghai Key Laboratory of Signaling and Disease Research, School of Life Sciences and Technology, Tongji University, 2National Laboratory of Biomacromolecules, CAS Center for Excellence in Biomacromolecules, Institute of Biophysics, Chinese Academy of Sciences, 3Department of Infectious Diseases, Shanghai Key Laboratory of Infectious Diseases and Biosafety Emergency Response, National Medical Center for Infectious Diseases, Huashan Hospital, Fudan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy protokół opisuje indukcję eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia w modelu mysim przy użyciu glikoproteiny oligodendrocytów mieliny i monitorowanie procesu chorobowego za pomocą systemu punktacji klinicznej. Eksperymentalne objawy związane z autoimmunologicznym zapaleniem mózgu i rdzenia kręgowego są analizowane za pomocą analizy mikrotomografii komputerowej kości udowej myszy i testu terenowego w celu kompleksowej oceny procesu chorobowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stwardnienie rozsiane (SM) jest typową chorobą autoimmunologiczną ośrodkowego układu nerwowego (OUN) charakteryzującą się naciekami zapalnymi, demielinizacją i uszkodzeniem aksonów. Obecnie nie ma środków pozwalających na całkowite wyleczenie stwardnienia rozsianego, ale dostępnych jest wiele terapii modyfikujących przebieg choroby (DMT) w celu kontrolowania i łagodzenia postępu choroby. Istnieją znaczące podobieństwa między patologicznymi cechami OUN u pacjentów z eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniem mózgu i rdzenia kręgowego (EAE) a stwardnieniem rozsianym. EAE jest szeroko stosowany jako model reprezentatywny do określania skuteczności leków na stwardnienie rozsiane i badania nad rozwojem nowych terapii choroby stwardnienia rozsianego. Aktywna indukcja EAE u myszy ma stabilny i powtarzalny efekt i jest szczególnie przydatna do badania wpływu leków lub genów na autoimmunologiczne zapalenie nerwów. Najczęściej udostępniana jest metoda immunizacji myszy C57BL/6J glikoproteiną mielinową oligodendrocytów (MOG35-55) oraz codzienna ocena objawów chorobowych za pomocą systemu punktacji klinicznej. Biorąc pod uwagę złożoną etiologię stwardnienia rozsianego z różnorodnymi objawami klinicznymi, istniejący system punktacji klinicznej nie jest w stanie sprostać ocenie leczenia choroby. Aby uniknąć niedociągnięć pojedynczej interwencji, stworzono nowe wskaźniki do oceny EAE na podstawie objawów klinicznych nastrojów podobnych do lęku i osteoporozy u pacjentów ze stwardnieniem rozsianym, aby zapewnić bardziej kompleksową ocenę leczenia stwardnienia rozsianego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby autoimmunologiczne to spektrum zaburzeń spowodowanych reakcją immunologiczną układu odpornościowego na własne antygeny, co prowadzi do uszkodzenia lub dysfunkcji tkanek1. Stwardnienie rozsiane (SM) jest przewlekłą chorobą autoimmunologiczną polegającą na polineuropatii ośrodkowego układu nerwowego (OUN), charakteryzującą się naciekiem zapalnym, demielinizacją i zwyrodnieniem aksonów neuronalnych2,3. Obecnie stwardnienie rozsiane dotyka aż 2,5 miliona osób na całym świecie, głównie młodych i w średnim wieku w wieku 20-40 lat, którzy często stanowią trzon swoich rodzin i społeczeństwa. Spowodowało to znaczny wpływ i szkody dla rodzin i społeczeństwa2,4.

SM jest chorobą wieloczynnikową o zróżnicowanych i złożonych objawach klinicznych. Oprócz klasycznych zaburzeń neurologicznych charakteryzujących się naciekiem zapalnym i demielinizacją, stwardnienie rozsiane często objawia się upośledzeniem wzroku, dyskinezą kończyn oraz zaburzeniami poznawczymi i emocjonalnymi5,6,7. Jeśli pacjenci ze stwardnieniem rozsianym nie otrzymają właściwego i prawidłowego leczenia, połowa z nich po 20 latach będzie mieszkać na wózkach inwalidzkich, a prawie połowa z nich doświadczy objawów depresyjnych i lękowych, co doprowadzi do znacznie wyższego poziomu myśli samobójczych niż populacja ogólna8,9.

Pomimo długiego okresu badań, etiologia SM pozostaje nieuchwytna, a patogeneza SM nie została jeszcze wyjaśniona. Modele zwierzęce stwardnienia rozsianego pozwoliły służyć jako narzędzia testowe do badania rozwoju choroby i nowych podejść terapeutycznych, pomimo znacznych różnic między układem odpornościowym gryzoni i człowieka, a jednocześnie dzielą się kilkoma podstawowymi zasadami. Eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia kręgowego (EAE) jest obecnie idealnym modelem zwierzęcym do badania stwardnienia rozsianego, który wykorzystuje odporność autoantygenową z białek mieliny do indukowania autoimmunizacji składników OUN u podatnych myszy, z dodatkiem pełnego adiuwanta Freunda (CFA) i toksyny krztuścowej (PTX) w celu wzmocnienia humoralnej odpowiedzi immunologicznej. W zależności od tła genetycznego i antygenów immunologicznych uzyskuje się różne procesy chorobowe, w tym ostre, rzutowo-remisyjne lub przewlekłe, w celu naśladowania różnych postaci klinicznych MS10,11,12. Odpowiednie immunogeny powszechnie stosowane w budowie modeli EAE pochodzą z białek własnego OUN, takich jak zasadowe białko mielinowe (MBP), białko proteolipidowe (PLP) lub glikoproteina mieliny oligodendrocytów (MOG). Myszy SJL/L zaszczepione MBP lub PLP rozwijają przebieg rzutowo-remisyjny, a MOG wywołuje przewlekłe postępujące EAE u myszy C57BL/611,12,13.

Głównym celem terapii modyfikującej chorobę (DMT) jest zminimalizowanie objawów choroby i poprawa funkcji6. Kilka leków jest stosowanych klinicznie w celu złagodzenia stwardnienia rozsianego, ale żaden lek nie został jeszcze użyty do całkowitego wyleczenia, co ujawnia konieczność leczenia synergicznego. Myszy C57BL/6 są obecnie najczęściej wykorzystywane do konstruowania myszy transgenicznych, a w tej pracy do monitorowania postępu choroby wykorzystano model EAE indukowany przez MOG35-55 u myszy C57BL/6J w 5-punktowej skali. Modele EAE cierpią również na nastroje podobne do lęku i utratę masy kostnej oraz powszechnie znane zmiany demielinizacyjne. W tym miejscu opisano również metodę oceny objawów EAE z wielu perspektyw za pomocą testu otwartego pola i analizy mikrotomografii komputerowej (Micro-CT).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Tongji zatwierdził obecną pracę i wszystkie wytyczne dotyczące opieki nad zwierzętami były przestrzegane. Do eksperymentów wykorzystano samce lub samice myszy C57BL/6J w wieku od 8 do 12 tygodni. Upewniono się, że wiek i płeć były takie same w grupach eksperymentalnych; W przeciwnym razie wpłynęło to na podatność na chorobę. Myszy trzymano w specyficznym środowisku wolnym od patogenów z naprzemiennymi 12-godzinnymi cyklami światła i ciemności w stałych warunkach (temperatura pokojowa 23 ± 1 °C, wilgotność 50% ± 10%), ze swobodnym dostępem do pokarmu i wody dla myszy.

1. Przygotowanie emulsji MOG35-55

  1. Dodać inaktywowane termicznie liofilizowane Mycobacterium tuberculosis (MTB, H37Ra) do kompletnego adiuwantu Freunda (zawierającego 1 mg/ml inaktywowanego termicznie MTB, H37Ra), dając końcowe stężenie MTB 5 mg/ml (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Cała operacja musi zostać zakończona w komorze bezpieczeństwa biologicznego; Nie otwieraj nadmuchiwanego powietrza.
  2. Rozpuścić liofilizowany peptyd MOG35-55 (patrz tabela materiałów) w sterylnym, wstępnie schłodzonym roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) (bez jonów wapnia i magnezu, pH 7,4) w celu przygotowania roztworu antygenu o stężeniu 2 mg/ml.
  3. Weź czystą probówkę do mikrowirówki o pojemności 2 ml i dodaj jedną wysterylizowaną stalową kulkę o średnicy 5 mm (patrz tabela materiałów) do każdej probówki.
  4. Dodać 500 μl kompletnego adiuwantu Freunda zawierającego 5 mg/ml MTB i 500 μl roztworu antygenu MOG35-55 do powyższej probówki mikrowirówkowej zawierającej jedną stalową kulkę.
  5. Oscylować powyższą probówką na TissueLyser (patrz Tabela Materiałów) przez 10 minut, schłodzić na lodzie przez 10 minut i powtórzyć cztery razy, aby dobrze wymieszać i ostatecznie utworzyć biały lepki roztwór.
    UWAGA: Dobra emulgacja jest kluczowym etapem przygotowania emulsji MOG35-55, dlatego wymagane jest dokładne wymieszanie. TissueLyser jest ustawiony na prędkość 28 Hz.

2. Przygotowanie toksyny krztuścowej (PTX)

  1. Przygotować PTX z ddH2O w stężeniu 100 μg/ml i przechowywać w temperaturze 4 °C.
  2. Rozcieńczyć roztwór podstawowy PTX 50 razy sterylnym 1x PBS (bez jonów wapnia i magnezu, pH 7,4), aby uzyskać roztwór o stężeniu 200 ng/100 μl do użycia.

3. Ustanowienie modelu zwierzęcego EAE

  1. Skonstruuj model EAE przy użyciu 8-12-tygodniowych samców lub samic myszy C57BL/6J. Upewnij się, że myszy są odpowiednio zaaklimatyzowane do środowiska żywieniowego przed szczepieniem.
  2. Odwirować przygotowaną emulsję MOG35-55 (krok 1) w temperaturze 4 °C przez 2-3 sekundy, naciskając przycisk Pulse na urządzeniu (patrz Tabela materiałów), aby wytrącić wszystkie emulsje na dnie probówki.
    UWAGA: Emulsja MOG35-55 może być przechowywana w temperaturze -20 °C przez kilka dni. Aby uniknąć niepowodzenia leku, zaleca się jego jak najszybsze zastosowanie.
  3. Podłączyć igłę 22 G do cylindra strzykawki o pojemności 1 ml, odessać emulsję MOG35-55 i przenieść emulsję MOG35-55 do nowego cylindra strzykawki o pojemności 1 ml. Zabezpieczyć połączenie między cylindrem strzykawki o pojemności 1 ml a igłą 26 G za pomocą folii uszczelniającej (patrz Tabela materiałów).
    UWAGA: Należy unikać pęcherzyków powietrza podczas ładowania emulsji MOG35-55 do cylindrów strzykawek o pojemności 1 ml.
  4. Przetrzeć i zdezynfekować miejsce wstrzyknięcia 70% etanolem.
  5. Emulsję MOG35-55 wstrzyknąć podskórnie z każdej strony grzbietowego odcinka kręgosłupa myszy, po 100 μl z każdej strony. Obserwuj automatyczne tworzenie się bulwiastych mas pod skórą grzbietu myszy po zakończeniu operacji wstrzyknięcia.
    UWAGA: Upewnij się, że doświadczeni eksperymentatorzy przeprowadzają proces immunizacji i że wstrzyknięcie jest wykonywane delikatnie i powoli, aby zminimalizować nacisk na myszy.
  6. Wstrzyknij powyższym myszom dootrzewnowo 100 μl PTX (krok 2).
    UWAGA: Dniem szczepienia jest dzień 0. Upewnij się również, że myszy można dokładnie zidentyfikować w celu późniejszej codziennej oceny, na przykład za pomocą kolorowego markera na ogonie myszy.
  7. Tę samą dawkę PTX należy wstrzyknąć w 2. dniu po szczepieniu.
  8. Przygotuj grupę nieuodpornionych myszy jako myszy typu dzikiego (WT).

4. Kliniczne monitorowanie myszy

  1. Codziennie rejestruj masę ciała myszy EAE i WT.
    UWAGA: Nasilenie EAE jest dodatnio skorelowane z utratą masy ciała myszy, więc masa ciała jest również bardzo ważnym wskaźnikiem monitorowania.
  2. Monitoruj stan myszy od 0 do 21 dni po szczepieniu, korzystając z systemu punktacji 0-5 wymienionego w tabeli 1.
    UWAGA: Objawy pośrednie są liczone jako plus minus 0,5 punktu.

5. Test w otwartym polu

UWAGA: Zwierzęta doświadczalne wybrane do tego kroku to myszy EAE we wczesnym okresie początku, szczytu i remisji. Ponadto myszy WT zostały użyte jako kontrola. Należy zauważyć, że wszystkie myszy zostały przetestowane pod kątem zachowań podobnych do lęku przed modelowaniem, aby wykluczyć myszy z zaburzeniami lękowymi do modelowania EAE. Ponadto z badania wykluczono myszy EAE w okresach szczytu i remisji z całkowitą niezdolnością motoryczną.

  1. Przygotować komorę reakcyjną o wymiarach 40 × 40 × 40 cm3 oraz system analizy wideo aktywności lokomocyjnej (w terenie otwartym) (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Kamera jest zainstalowana w pozycji, która całkowicie zakrywa pudełko, pomieszczenie reakcyjne jest równomiernie oświetlone, a pomieszczenie testowe musi być cichym obszarem.
  2. Umieść myszy testowe w pomieszczeniu testowym w celu przyzwyczajenia się na 1 godzinę przed rozpoczęciem eksperymentu.
  3. Spryskaj cały obszar 70% etanolem i wytrzyj czystym ręcznikiem papierowym, aby upewnić się, że komora reakcyjna jest czysta przed rozpoczęciem testu.
  4. Wyjmij każdą mysz z osobna z klatki i umieść ją w tym samym rogu areny przed rozpoczęciem eksploracji.
    UWAGA: Dolna część pudełka jest podzielona na 16 siatek, z których środkowy obszar czterech siatek jest obszarem centralnym, a obszar otaczający jest obszarem peryferyjnym.
  5. Kliknij przycisk Rozpocznij przechwytywanie na pasku menu systemu analizy wideo, nagraj czas i rozpocznij nagrywanie.
  6. Zachowaj ciszę w pokoju testowym.
  7. Pozwól myszy poruszać się swobodnie przez 5 minut podczas procesu nagrywania.
  8. Zatrzymaj system akwizycji i zapisz wideo.
  9. Zabierz mysz z areny, włóż ją z powrotem do klatki i przejdź do następnej myszy.
    UWAGA: Oczyść obszar testowy 70% etanolem między seriami, aby usunąć zapachy i inne substancje.
  10. Analizuj wyniki za pomocą systemu analizy wideo.

6. Analiza fenotypu kości

  1. Poddaj eutanazji myszy EAE i WT przez zwichnięcie szyjki macicy 21 dnia.
    UWAGA: Personel wykonujący operacje zwichnięcia szyjki macicy musi być dobrze przeszkolony, aby zminimalizować ból odczuwany podczas śmierci zwierzęcia.
  2. Spraw, aby mysz leżała płasko na tacy sekcyjnej i napraw kończyny.
  3. Przytrzymaj skórę tylnych kończyn myszy kleszczami i otwórz skórę myszy i tkankę mięśniową nożyczkami.
  4. Ostrożnie oddziel kość udową od kości piszczelowej i biodrowej nożyczkami.
  5. Usuń mięsień przylegający do kości udowej nożyczkami i umieść kość udową w 70% etanolu w temperaturze pokojowej.
  6. Zeskanuj dystalną część kości udowej za pomocą systemu mikro-CT (patrz tabela materiałów) o izotropowym rozmiarze woksela 10 μm, ze szczytowym napięciem lampy rentgenowskiej 70 kV i natężeniem promieniowania rentgenowskiego 0,114 mA.
    UWAGA: Filtr Gaussa 3D umożliwia odszumianie obrazów progowych 2D.
  7. Przeanalizuj 100 wycinków zeskanowanych ze środkowego trzonu kości udowej, aby zmierzyć parametry kości udowej, w tym objętość kości, objętość tkanki, gęstość mineralną kości, separację beleczkową, liczbę beleczkowaną, gęstość połączeń beleczkowych oraz grubość beleczki i kory mózgowej.
    UWAGA: Zaczynając od bliższego końca dystalnej płytki wzrostu kości udowej u myszy, znaleziono sekcje całkowicie pozbawione struktur czapeczki nasadowej i kontynuowano rozciąganie się na 100 warstw w kierunku bliższej części kości udowej, które zostały ręcznie nakreślone konturami w odległości kilku wokseli od wewnętrznej powierzchni kory mózgowej w celu zidentyfikowania beleczków nasadowych.
  8. Twórz rekonstrukcje 3D, układając w stos progowe obrazy 2D z obszarów konturu w systemie micro-CT.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po immunizacji myszy, masa ciała myszy jest rejestrowana codziennie, a ich objawy kliniczne są oceniane zgodnie z protokołem opisanym powyżej (krok 4). U myszy C57BL / 6J immunizowanych peptydem MOG, ponieważ lokalizacja zmiany jest głównie ograniczona do rdzenia kręgowego, patogeneza myszy EAE rozprzestrzenia się od końca ogona do głowy. Na początku choroby myszy EAE wykazują osłabienie i opadanie ogona, a następnie osłabienie kończyn tylnych, nieskoordynowane ruchy i paraliż. W miarę pogarszania się choroby stopniowo p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stwardnienie rozsiane jest demielinizacyjną chorobą zapalną OUN i jest jednym z najczęstszych zaburzeń neurologicznych powodujących przewlekłą niepełnosprawność u młodych ludzi, stanowiąc ogromne obciążenie dla rodzin i społeczeństwa 3,4. Stwardnienie rozsiane zawsze było klasyfikowane jako choroba autoimmunologiczna zależna od limfocytów T, indukująca układ autoimmunologiczny do powolnej erozji OUN, która obejmuje wiele układów wcałym ciele.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują za wsparcie ze strony Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (32070768, 31871404, 31900658, 32270754) oraz Państwowego Kluczowego Laboratorium Badań nad Lekami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 ml (z igłą 26 G)Shanghai Kindly Medical Instruments Co., Ltd60017031
probówka do mikrowirówek 2 mlHAIKELASIKY-LXG2A
Igła 22 GShanghai Kindly Medical Instruments Co., Ltd60017208
Complete Freund' s AdiuwantSigmaF5881Przechowywany w temperaturze 4 & stopni; C, 1 mg inaktywowanego termicznie MTB (H37Ra) na ml
Klimatyzowany system preferencji miejscaShanghai Jiliang Software Technology Co., LtdZachowanie zwierząt
EtanolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10009218Przechowywany w RT
System analizy wideo aktywności lokomocji (w otwartym polu)Shanghai Jiliang Software Technology Co., LtdDigBehv-002Zachowanie zwierząt
Peptyd MOG35-55Gill Biochemical Co., LtdGLS-Y-M-03590Przechowywany w temperaturze -20 stopni; C
Mycobacterium tuberculosis H37RaBD231141Przechowywany w temperaturze 4 & st.; C
Otwarta komora reakcyjnaShanghai Jiliang Software Technology Co., LtdZachowanie zwierząt
Toksyna krztuścowaCalbiochem516560Przechowywana w temperaturze 4 & stopni; C
Sól fizjologicznaWykonane w naszym laboratorium
NożyceShanghai Medical Instrument (grupa) Co., LtdJ21010
Folia uszczelniającaHeathrow ScientificHS 234526B
Mikrowirówka Sorvall Legend Micro 21RThermo Scientific75002447
Kula stalowaQIAGEN69975
Pęseta TissueLyser IIQIAGEN85300
Shanghai Medical Instrument (grupa) Co., LtdJD1060
μ Stacjonarny skaner mikrotomograficzny CT 35Scanco Medical AG, Bassersdorf, Szwajcaria
buforowana fosforanami

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zhernakova, A., Withoff, S., Wijmenga, C. Clinical implications of shared genetics and pathogenesis in autoimmune diseases. Nature Reviews Endocrinology. 9 (11), 646-659 (2013).
  2. Filippi, M., et al. Multiple sclerosis. Nature Reviews Disease Primers. 4 (1), 43(2018).
  3. Dobson, R., Giovannoni, G. Multiple sclerosis - a review. Europen Journal of Neurology. 26 (1), 27-40 (2019).
  4. Rietberg, M. B., Veerbeek, J. M., Gosselink, R., Kwakkel, G., van Wegen, E. E. Respiratory muscle training for multiple sclerosis. Cochrane Database of Systematic Reviews. 12 (12), (2017).
  5. O'Brien, K., Gran, B., Rostami, A. T-cell based immunotherapy in experimental autoimmune encephalomyelitis and multiple sclerosis. Immunotherapy. 2 (1), 99-115 (2010).
  6. Feinstein, A., Freeman, J., Lo, A. C. Treatment of progressive multiple sclerosis: what works, what does not, and what is needed. Lancet Neurology. 14 (2), 194-207 (2015).
  7. Li, H., Lian, G., Wang, G., Yin, Q., Su, Z. A review of possible therapies for multiple sclerosis. Molecular and Cellular Biochemistry. 476 (9), 3261-3270 (2021).
  8. Lewis, V. M., et al. depression and suicide ideation in people with multiple sclerosis. Journal of Affective Disorders. 208, 662-669 (2017).
  9. Boeschoten, R. E., et al. Prevalence of depression and anxiety in Multiple Sclerosis: A systematic review and meta-analysis. Journal of the Neurological Sciences. 372, 331-341 (2017).
  10. Constantinescu, C. S., Farooqi, N., O'Brien, K., Gran, B. Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) as a model for multiple sclerosis (MS). British Journal of Pharmacology. 164, 1079-1106 (2011).
  11. Glatigny, S., Bettelli, E. Experimental Autoimmune Encephalomyelitis (EAE) as Animal Models of Multiple Sclerosis (MS). Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 8 (11), 028977(2018).
  12. Procaccini, C., De Rosa, V., Pucino, V., Formisano, L., Matarese, G. Animal models of Multiple Sclerosis. European Journal of Pharmacology. 759, 182-191 (2015).
  13. Mix, E., Meyer-Rienecker, H., Hartung, H. P., Zettl, U. K. Animal models of multiple sclerosis-potentials and limitations. Progress in Neurobiology. 92 (3), 386-404 (2010).
  14. DiToro, D., et al. Insulin-like growth factors are key regulators of T helper 17 regulatory T cell balance in autoimmunity. Immunity. 52 (4), 650-667 (2020).
  15. Jain, R., et al. Interleukin-23-induced transcription factor Blimp-1 promotes pathogenicity of T helper 17 cells. Immunity. 44 (1), 131-142 (2016).
  16. Du, C., et al. Kappa opioid receptor activation alleviates experimental autoimmune encephalomyelitis and promotes oligodendrocyte-mediated remyelination. Nature Communications. 7, 11120(2016).
  17. Yang, C., et al. Betaine Ameliorates Experimental Autoimmune Encephalomyelitis by Inhibiting Dendritic Cell-Derived IL-6 Production and Th17 Differentiation. The Journal of Immunology. 200 (4), 1316-1324 (2018).
  18. McGinley, A. M., et al. Interleukin-17A serves a priming role in autoimmunity by recruiting IL-1β-producing myeloid cells that promote pathogenic T cells. Immunity. 52 (2), 342-356 (2020).
  19. Kocovski, P., et al. Differential anxiety-like responses in NOD/ShiLtJ and C57BL/6J mice following experimental autoimmune encephalomyelitis induction and oral gavage. Laboratory Animals. 52 (5), 470-478 (2018).
  20. Seibenhener, M. L., Wooten, M. C. Use of the Open Field Maze to measure locomotor and anxiety-like behavior in mice. Journal of Visualized Experiments. (96), e52434(2015).
  21. Walsh, R. N., Cummins, R. A. The Open-Field Test: a critical review. Psychological Bulletin. 83 (3), 482-504 (1976).
  22. Tauil, C. B., et al. Depression and anxiety disorders in patients with multiple sclerosis: association with neurodegeneration and neurofilaments. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 54 (3), 10428(2021).
  23. Gentile, A., et al. Interaction between interleukin-1beta and type-1 cannabinoid receptor is involved in anxiety-like behavior in experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Neuroinflammation. 13, 231(2016).
  24. Hearn, A. P., Silber, E. Osteoporosis in multiple sclerosis. Multiple Sclerosis. 16, 1031-1043 (2010).
  25. Gibson, J. C., Summers, G. D. Bone health in multiple sclerosis. Osteoporosis International. 22, 2935-2949 (2011).
  26. Ye, S., Wu, R., Wu, J. Multiple sclerosis and fracture. The International Journal of Neuroscience. 123, 609-616 (2013).
  27. Zamvil, S. S., et al. Lupus-prone' mice are susceptible to organ-specific autoimmune disease, experimental allergic encephalomyelitis. Pathobiology. 62 (3), 113-119 (1994).
  28. Oh, J., Vidal-Jordana, A., Montalban, X. Multiple sclerosis: clinical aspects. Current Opinion in Neurology. 31 (6), 752-759 (2018).
  29. Smith, P. Animal models of multiple sclerosis. Current Protocols. 1 (6), 185(2021).
  30. Aharoni, R., Globerman, R., Eilam, R., Brenner, O., Arnon, R. Titration of myelin oligodendrocyte glycoprotein (MOG)-Induced experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) model. Journal of Neuroscience Methods. 351, 108999(2021).
  31. Lassmann, H., Bradl, M. Multiple sclerosis: experimental models and reality. Acta Neuropathological. 133 (2), 223-244 (2017).
  32. Goverman, J., Perchellet, A., Huseby, E. S. The role of CD8(+) T cells in multiple sclerosis and its animal models. Current Drug Targets. Inflammation and Allergy. 4 (2), 239-245 (2005).
  33. Schultz, V., et al. Acutely damaged axons are remyelinated in multiple sclerosis and experimental models of demyelination. Glia. 65 (8), 1350-1360 (2017).
  34. McRae, B. L., et al. Induction of active and adoptive relapsing experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) using an encephalitogenic epitope of proteolipid protein. Journal of Neuroimmunology. 38 (3), 229-240 (1992).
  35. Zamvil, S., et al. T-cell clones specific for myelin basic protein induce chronic relapsing paralysis and demyelination. Nature. 317 (6035), 355-358 (1985).
  36. Jackson, S. J., Lee, J., Nikodemova, M., Fabry, Z., Duncan, I. D. Quantification of myelin and axon pathology during relapsing progressive experimental autoimmune encephalomyelitis in the Biozzi ABH mouse. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 68 (6), 616-625 (2009).
  37. Gudi, V., Gingele, S., Skripuletz, T., Stangel, M. Glial response during cuprizone-induced de- and remyelination in the CNS: lessons learned. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 73(2014).
  38. Yu, Q., et al. Strain differences in cuprizone induced demyelination. Cell & Bioscience. 7, 59(2017).
  39. Dehghan, S., Aref, E., Raoufy, M. R., Javan, M. An optimized animal model of lysolecithin induced demyelination in optic nerve; more feasible, more reproducible, promising for studying the progressive forms of multiple sclerosis. Journal of Neuroscience Methods. 352, 109088(2021).
  40. Kuypers, N. J., James, K. T., Enzmann, G. U., Magnuson, D. S., Whittemore, S. R. Functional consequences of ethidium bromide demyelination of the mouse ventral spinal cord. Experimental Neurology. 247, 615-622 (2013).
  41. Haji, N., et al. TNF-alpha-mediated anxiety in a mouse model of multiple sclerosis. Experimental Neurology. 237, 296-303 (2012).
  42. Butler, E., Matcham, F., Chalder, T. A systematic review of anxiety amongst people with Multiple Sclerosis. Multiple Sclerosis and Related Disorders. 10, 145-168 (2016).
  43. Peres, D. S., et al. TRPA1 involvement in depression- and anxiety-like behaviors in a progressive multiple sclerosis model in mice. Brain Research Bulletin. 175, 1-15 (2021).
  44. Bouxsein, M. L., et al. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. Journal of Bone and Mineral Research. 25 (7), 1468-1486 (2010).
  45. Chappard, D., Retailleau-Gaborit, N., Legrand, E., Baslé, M. F., Audran, M. Comparison insight bone measurements by histomorphometry and microCT. Journal of Bone and Mineral Research. 20 (7), 1177-1184 (2005).
  46. Akhter, M. P., Lappe, J. M., Davies, K. M., Recker, R. R. Transmenopausal changes in the trabecular bone structure. Bone. 41 (1), 111-116 (2007).
  47. Wei, H., et al. Identification of Fibroblast Activation Protein as an Osteogenic Suppressor and Anti-osteoporosis Drug Target. Cell Reports. 33 (2), 108252(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model stwardnienia rozsianegoglikoproteina mieliny oligodendrocyt wsystem oceny klinicznejtest otwartej przestrzenig sto mineralna ko cicytometria przep ywowaanaliza kom rek odporno ciowychzachowania l koweocena osteoporozy

Powiązane artykuły