Artykuł metodologiczny

Urządzenie do testowania tarcia - bioreaktor do badania biomechaniki stawów maziowych, mechanobiologii i regulacji fizycznej

DOI:

10.3791/63880

⸱

2 czerwca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Columbia University, 2Department of Mechanical Engineering, Columbia University, 3Department of Orthopedic Surgery, Columbia University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje urządzenie do testowania tarcia, które stosuje jednocześnie wzajemne przesuwanie i normalne obciążenie do dwóch stykających się biologicznych powierzchni stykających się.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W pierwotnej chorobie zwyrodnieniowej stawów (OA), normalne "zużycie" związane ze starzeniem się hamuje zdolność chrząstki do podtrzymywania jej funkcji nośnych i smarnych, sprzyjając szkodliwemu środowisku fizycznemu. Interakcje cierne chrząstki stawowej i błony maziowej mogą wpływać na homeostazę stawów poprzez zużycie na poziomie tkanek i mechanotransdukcję komórkową. Aby zbadać te procesy mechaniczne i mechanobiologiczne, opisano urządzenie zdolne do odtworzenia ruchu stawu. Urządzenie do badania tarcia kontroluje dostarczanie obustronnego ruchu transmisyjnego i normalnego obciążenia do dwóch stykających się powierzchni biologicznych. W badaniu tym przyjęto konfigurację błony maziowej na chrząstce, a pomiary współczynnika tarcia przedstawiono dla testów wykonywanych w kąpieli soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) lub płynie stawowym (SF). Testy przeprowadzono dla różnych naprężeń kontaktowych, podkreślając właściwości smarne SF przy dużych obciążeniach. To urządzenie do testowania tarcia może być używane jako bioreaktor biomimetyczny do badania fizycznej regulacji żywych tkanek stawowych w odpowiedzi na zastosowane obciążenie fizjologiczne związane z diastrodialną artykulacją stawu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba zwyrodnieniowa stawów (OA) jest wyniszczającą, zwyrodnieniową chorobą stawów, która dotyka ponad 32 miliony dorosłych Amerykanów, a jej koszty zdrowotne i społeczno-ekonomiczne wynoszą ponad 16,5 miliarda dolarów1. Choroba klasycznie charakteryzowała się degradacją chrząstki stawowej i kości podchrzęstnej; jednak zmiany w błonie maziowej zyskały ostatnio uznanie, ponieważ zapalenie błony maziowej zostało powiązane z objawami i progresją choroby zwyrodnieniowej stawów2,3,4. W pierwotnej (idiopatycznej) chorobie zwyrodnieniowej stawów normalne "zużycie" związane ze starzeniem się hamuje zdolność chrząstki do podtrzymywania jej funkcji nośnych i smarnych. Wykazano, że naprężenia generowane przez długotrwały kontakt ślizgowy warstw chrząstki stawowej lub kontakt ślizgowy chrząstki z materiałami implantu ułatwiają zużycie rozwarstwiające przez podpowierzchniową awarię zmęczeniową5,6. Ponieważ w obrębie joint7,8, interakcje cierne chrząstki stawowej i błony maziowej mogą wpływać na homeostazę stawów poprzez zużycie na poziomie tkanki i mechanotransdukcję komórkową. Aby zbadać te mechaniczne i mechanobiologiczne procesy, zaprojektowano urządzenie, które odtwarza ruch złącza ze ścisłą kontrolą obciążenia ściskającego i ciernego5,6,9,10,11,12,13.

Obecny protokół opisuje urządzenie do testowania tarcia, które dostarcza ruch odwrotny, translacyjny i obciążenie ściskające do stykających się powierzchni eksplantatów żywej tkanki. Sterowane komputerowo urządzenie pozwala użytkownikowi kontrolować czas trwania każdego testu, przyłożone obciążenie, zakres ruchu etapu tłumaczenia oraz prędkość tłumaczenia. Urządzenie jest modułowe, co pozwala na testowanie różnych powierzchni współpracujących, takich jak tkanka na tkance (chrząstka na chrząstce i błona maziowa na chrząstce) oraz tkanka na szkle. Oprócz pomiarów funkcjonalnych uzyskanych przez tester, tkanki i składniki kąpieli smarowej mogą być oceniane przed i po badaniu w celu oceny zmian biologicznych nadanych przez dany schemat doświadczalny.

Badania nad trybologią chrząstki są prowadzone od dziesięcioleci i opracowano kilka technik pomiaru współczynników tarcia między chrząstką a szkłem i chrząstki na chrząstce14,15. Różne podejścia są motywowane przez interesujący nas przegub i/lub mechanizm smarowania. Często istnieje kompromis między kontrolą zmiennych eksperymentalnych a rekapitulacją parametrów fizjologicznych. Urządzenia typu wahadłowego wykorzystują nienaruszone połączenia jako punkt podparcia prostego wahadła, w którym jedna powierzchnia stawu swobodnie przesuwa się nad drugą powierzchnią14,16,17,18. Zamiast używać nienaruszonych połączeń, pomiary tarcia można uzyskać, przesuwając eksplantaty chrząstki po pożądanych powierzchniach14,19,20,21,22,23,24,25. Zgłaszane współczynniki tarcia chrząstki stawowej różniły się w szerokim zakresie (od 0,002 do 0,5) w zależności od warunków pracy14,26. Urządzenia zostały stworzone w celu replikowania ruchu obrotowego23,27,28. Gleghorn et al.26 opracowali wielodołkowy niestandardowy trybometr do obserwacji profili smarowania chrząstki za pomocą analizy krzywej Stribecka, a liniowy oscylacyjny ruch ślizgowy został zastosowany między chrząstką a płaską szklaną powierzchnią czołową.

To urządzenie ma na celu izolowanie reakcji tarcia i badanie mechanobiologii żywych tkanek w różnych warunkach obciążenia. Urządzenie wykorzystuje uproszczoną konfigurację testową symulującą artykulację stawu poprzez przesuwanie ściskające, która może przybliżyć zarówno ruch toczny, jak i ślizgowy, przy założeniu, że opór w czystym ruchu toczenia jest znikomy w stosunku do zmierzonego współczynnika tarcia chrząstki stawowej29. Pierwotnie zbudowany do badania wpływu ciśnienia płynu śródmiąższowego na reakcję tarcia chrząstki stawowej9, tester był od tego czasu używany do zgłębiania takich tematów, jak efekty tarcia wynikające z usunięcia powierzchownej strefy chrząstki10, smarowanie wpływu płynu maziowego11, hipotezy zużycia chrząstki5,6,30oraz pomiary tarcia błony maziowej o tkankę13. Bioreaktor do testowania tarcia może przeprowadzać eksperymenty z tarciem w sterylnych warunkach, zapewniając nowy mechanizm do badania, w jaki sposób siły tarcia wpływają na reakcje mechanobiologiczne żywej chrząstki i błony maziowej. Konstrukcja ta może być wykorzystana jako bioreaktor biomimetyczny do badania fizycznej regulacji żywych tkanek stawowych w odpowiedzi na zastosowane obciążenie fizjologiczne związane z diagonalną artykulacją stawu.

To badanie przedstawia konfigurację do testowania tarcia między chrząstką stawową a chrząstką w szerokim zakresie naprężeń kontaktowych i w różnych kąpielach smarowych. Powierzchnia przegubowa większości stawów to w dużej mierze tkanka maziowa31. Podczas gdy ślizganie się błony maziowej na chrząstce nie występuje na pierwotnych powierzchniach nośnych, interakcje tarcia między dwiema tkankami mogą nadal mieć ważne implikacje dla naprawy na poziomie tkanki i mechanotransdukcji komórek. Wcześniej wykazano, że podobne do fibroblastów synowiocyty (FLS) znajdujące się w warstwie wewnętrznej błony maziowej są mechanowrażliwe, reagując na naprężenia ścinające wywołane płynem32. Wykazano również, że stretch33,34 i naprężenie ścinające wywołane płynem35 modulują produkcję smaru FLS. W związku z tym bezpośredni kontakt ślizgowy między błoną maziową a chrząstką może stanowić kolejny bodziec mechaniczny dla komórek rezydujących w błonie maziowej.

Opublikowano tylko kilka raportów na temat współczynników tarcia błony maziowej31,36. Estell et al.13 starali się rozszerzyć poprzednią charakterystykę, wykorzystując biologicznie istotne powierzchnie przeciwstawne. Dzięki zdolności urządzenia do badania tarcia do badania żywych tkanek, możliwe jest naśladowanie fizjologicznych interakcji tkanek podczas artykulacji stawu, aby wyjaśnić rolę kontaktowego naprężenia ścinającego na funkcję synowiocytów i jego wkład w przesłuch między błoną maziową a chrząstką. Ten ostatni jest zaangażowany w pośredniczenie w zapaleniu stawów maziowych w zapaleniu stawów i po urazie. Ze względu na fizyczną bliskość chrząstki do błony maziowej i mazi stawowej, które zawierają synowiocyty wykazujące zdolność multipotencjalną, w tym chondrogenezę, postuluje się, że synowiocyty odgrywają rolę w homeostazie i naprawie chrząstki poprzez wszczepienie do powierzchni stawowej. W tym kontekście, kontakt fizyczny i wzajemne ścinanie chrząstki-błony maziowej i błony maziowej-błony maziowej może zwiększyć dostępność synowacytów do regionów uszkodzenia chrząstki37,38,39,40. Badania wykorzystujące konfiguracje błony maziowej na chrząstce nie tylko dostarczą wglądu w mechanikę tkanek dużych stawów i trybologię, ale mogą również prowadzić do nowych strategii utrzymania zdrowia stawów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do niniejszego badania wykorzystano młodociane stawy kolanowe bydła, uzyskane z lokalnej rzeźni. Badania na takich próbkach bydła są zwolnione z obowiązku Kalifornijskiego Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt (IACUC).

1. Projektowanie urządzenia do testowania tarcia

UWAGA: Schematyczne przedstawienie urządzenia do badania tarcia jest pokazane w Rysunek 1. Urządzenie jest zbudowane na sztywnej płycie podstawy (nie pokazanej), która służy jako platforma do podparcia konstrukcji.

  1. Podłącz silnik krokowy do poziomego stolika translacyjnego (patrz tabela materiałów), tworząc dwuosiowe urządzenie do testowania tarcia, które zapewnia ruch posuwisto-zwrotny na stykające się powierzchnie.
  2. Zamontuj wieloosiowy czujnik wagowy na stoliku translacyjnym (patrz tabela materiałów). Zamontowane ogniwo obciążnikowe zostanie użyte do pomiaru obciążenia normalnego w kierunku z (Fn) i obciążenia stycznego w kierunku x (Ft).
  3. Wyposażyć stolik translacyjny w enkoder liniowy (patrz tabela materiałów) do rejestrowania przemieszczenia poziomego (ux) stolika. Ponadto wyposażyć stolik ładowania w enkoder liniowy (patrz Tabela materiałów) do rejestrowania przemieszczenia pionowego (uz) płyty.
    UWAGA: Enkoder stopnia translacji rejestruje względne przemieszczenie styczne stykających się powierzchni, a informacje te są wykorzystywane do wykrywania początku każdego nowego cyklu przesuwania posuwisto-zwrotnego.
  4. Skonfiguruj płytę obciążeniową (górną powierzchnię styku) jako powierzchnię współpracującą ze szkła, chrząstki lub błony maziowej. Podłącz płytę dociskową do etapu załadunku za pomocą gwintowanego pręta nośnego.
  5. Przymocuj dwuczęściową podstawę magnetyczną do górnej części ogniwa obciążnikowego (patrz tabela materiałów): (1) stała podstawa, która jest na stałe przymocowana do ogniwa obciążnikowego i (2) zdejmowana podstawa, która magnetycznie łączy się ze stałą podstawą. Upewnij się, że obie części tworzą ścisłe połączenie.
    UWAGA: Zdejmowana podstawa utrzyma powierzchnię współpracującą z translacją (dolną powierzchnię stykającą się).
  6. Przepisz normalne obciążenie. Użyj ciężaru własnego zamontowanego na łożyskach liniowych nad płytą ładunkową i prętem nośnym. Alternatywnie, można określić obciążenie za pomocą siłownika cewki drgającej (patrz Tabela materiałów), który może dynamicznie obciążać dolną powierzchnię stykującą41.
  7. Umieść urządzenie w akrylowej obudowie z aluminiową ramą (patrz Tabela materiałów), aby chronić jego otoczenie przed zanieczyszczeniem.
    UWAGA: Niestandardowy program LabVIEW steruje urządzeniem (patrz Dodatkowe pliki kodowania) z kontrolą użytkownika nad czasem trwania każdego testu, a także ścieżką przesuwu etapu, przyspieszeniem (zmianą kierunku) i prędkością. Siła normalna, siła styczna, przemieszczenie stopnia i przemieszczenie pełzania są monitorowane przez cały czas trwania badania za pomocą sprzętu i oprogramowania do gromadzenia danych (patrz tabela materiałów).

2. Przygotowanie i montaż próbki

  1. Przygotuj się do pobrania sterylnych tkanek, wykonując poniższe czynności.
    UWAGA: Jeśli sterylne zbiory nie są pożądane, przejdź do kroku 2.2.
    1. Sterylizuj metalowe narzędzia w autoklawie. Spryskaj uchwyty jointów 70% etanolem i umieść je w komorze bezpieczeństwa biologicznego (BSC). Zamknij szafkę na jeden cykl ultrafioletowy (UV).
    2. Wyjmij narzędzia z autoklawu. Umieść narzędzia, betadynę, sterylne ostrza skalpela i zlewki zawierające 70% etanolu w BSC.
    3. Wewnątrz BSC otwórz narzędzia i umieść je w zlewkach na 70% etanolu. Przymocuj ostrza skalpela do uchwytów skalpela.
    4. Przygotuj jointa do zbioru. Spryskaj zewnętrzną część jointa 70% etanolem i zawiń w folię aluminiową na 30 minut. Uważaj, aby nie uszkodzić torebki stawowej.
      UWAGA: Młodociane stawy kolanowe bydła otrzymano z kością udową i piszczelową przeciętymi około 15 cm wyżej i niżej od stawu, aby zapewnić nienaruszoną torebkę.
    5. Po 30 minutach umieść owinięte jointy w BSC. Otwórz folię i przymocuj złącze do uchwytu. Przykryj jointa betadyną, delikatnie przecierając betadynę po powierzchni stawu.
      UWAGA: Zapoznaj się z krokami 2.2 i 2.3, aby uzyskać instrukcje dotyczące odpowiednio warstwy maziowej i chrząstki.
  2. Zbierz błonę maziową młodego bydła, wykonując poniższe czynności.
    1. Zabezpiecz torebkę stawu piszczelowo-udowego za pomocą stojaka pierścieniowego (patrz Tabela materiałów) z przednią stroną skierowaną w stronę dysektora. Za pomocą kleszczy i ostrza skalpela przeciąć ścięgno rzepki za pomocą poziomego nacięcia 5-10 cm (w zależności od wielkości stawu) powyżej kości piszczelowej (Rysunek 2A).
    2. Przytrzymaj oderwane ścięgno rzepki za pomocą kleszczy. Wykonaj dwa nacięcia od przodu do tyłu w kształcie litery V (Rysunek 2B,C). Te nacięcia powinny uwolnić rzepkę.
      UWAGA: Gdy staw zaczyna się otwierać, należy uważać, aby nie zerwać więzadła krzyżowego przedniego (ACL), więzadła krzyżowego tylnego (PCL), więzadła pobocznego przyśrodkowego (MCL), więzadła pobocznego bocznego bocznego (LCL) i łąkotki.
    3. Obróć rzepkę za stawem lub całkowicie usuń ją ze stawu. Ostrożnie usuń tkankę powierzchowną do błony maziowej po środkowej i bocznej stronie stawu, aby odsłonić błonę maziową.
    4. Za pomocą ostrza skalpela obrysuj kontur interesującego Cię obszaru błony maziowej. Za pomocą kleszczy chwyć jeden koniec błony maziowej i delikatnie unieś, aby rozciągnąć błonę maziową dystalnie do leżącej poniżej kości. Użyj ostrza skalpela, aby usunąć błonę maziową z kości (Rysunek 2D,E).
    5. Umieścić tkankę w odpowiedniej pożywce hodowlanej lub roztworze do kąpieli testowej. Eksplant błony maziowej może być hodowany do pożądanego eksperymentu lub montowany i używany do testowania.
      UWAGA: Pożywki hodowlane/roztwory kąpieli testowej mogą się różnić w zależności od preferencji grupy badawczej. Aby zapoznać się z tymi wykonanymi na zamówienie, które zostały wykorzystane w niniejszym badaniu, zapoznaj się ze Tabelą materiałów.
  3. Pobrać młodocianą chrząstkę bydlęcą (czopy udowe i paski piszczelowe).
    1. Oddziel kość udową od kości piszczelowej, odcinając ACL, PCL, MCL i LCL. Uważaj, aby nie przeciąć chrząstki kłykcia kości udowej ani nie przeciąć łąkotki do płaskowyżu piszczelowego. Umieścić oddzielone tkanki w odpowiednich uchwytach w celu rozwarstwienia (krok 2.3.2 dla kości udowej i krok 2.3.3 dla kości piszczelowej).
    2. Zabezpiecz kość udową za pomocą stojaka na pierścień. Za pomocą stempla biopsyjnego o pożądanym kształcie i rozmiarze, skieruj instrument normalnie do powierzchni chrząstki stawowej kłykcia kości udowej, aż dotrze do kości (Rysunek 3A).
      1. Poluzuj połączenie wtyczki z kością, przesuwając stempel od lewej do prawej i od przodu do tyłu. Zrób to bez wyjmowania stempla.
        UWAGA: Trzaski mogą być słyszalne, gdy kość oddziela się od chrząstki.
      2. Usuń stempel, a tym samym zatyczkę, z leżącej poniżej kości (Rysunek 3B). W razie potrzeby powtórz kroki 2.3.2, 2.3.2.1 i 2.3.2.2 dla pozostałych nietkniętych miejsc na kłykciu.
        UWAGA: W ramach przygotowań do montażu częga udowego na podstawie testowej, może być konieczne ogolenie głębokiej strony zatyczki na płasko. Można to zrobić za pomocą noża do pudełek lub skalpela.
      3. Umieścić tkankę w odpowiedniej pożywce hodowlanej lub roztworze do kąpieli testowej. Czop udowy może być hodowany do pożądanego eksperymentu lub zamontowany i używany do testów.
    3. Zabezpiecz kość piszczelową w regulowanym uchwycie (patrz Tabela materiałów). Ostrożnie usuń łąkotkę, unikając kontaktu z powierzchnią chrząstki (Rysunek 4A).
      1. Na zewnętrznych krawędziach płaskowyżu piszczelowego użyj noża do pudełek, aby ciąć prostopadle do chrząstki w kierunku kości. Przeciąć całkowicie chrząstkę, aby uzyskać proste krawędzie/boki (Rysunek 4B). Rozpocznij cięcie w odległości około 2 mm od każdej krawędzi płaskowyżu piszczelowego i usuń nadmiar tkanki. Naciąć wewnętrzne krawędzie chrząstki (Rysunek 4C).
        UWAGA: W tym momencie kość musi być widoczna pod chrząstką na zewnętrznych krawędziach płaskowyżu piszczelowego.
      2. Na zewnętrznych krawędziach użyj noża do pudełek, aby wykonać czyste cięcie na styku kości i chrząstki (Rysunek 4D).
        UWAGA: Cięcie musi być równoległe do powierzchni chrząstki i około 5 mm do wewnątrz, wystarczająco głębokie, aby rozpocząć oddzielanie chrząstki i kości.
      3. Aby usunąć pasek piszczelowy z powierzchni płaskowyżu, delikatnie włóż płaski śrubokręt poniżej nacięcia wykonanego w kroku 2.3.3.2. Delikatnie obróć śrubokręt, aby poluzować chrząstkę stawową z kości podchrzęstnej (Rysunek 4E).
        UWAGA: Trzaski mogą być słyszalne, gdy kość oddziela się od chrząstki.
      4. Gdy próbka się poluzuje, powoli popchnij śrubokręt do przodu, aż pasek chrząstki odłączy się od kości. Popchnij śrubokręt w kierunku kości, a nie w kierunku chrząstki. Powtarzaj ten proces w wielu miejscach, aż chrząstka stawowa plateau piszczelowego zostanie całkowicie usunięta z leżącej poniżej kości (Rysunek 4F).
      5. Za pomocą noża do pudełek przetnij powierzchnię płaskowyżu piszczelowego, aby uzyskać prostokątne próbki o pożądanym rozmiarze i grubości.
        UWAGA: W niniejszym badaniu wycięto paski o wymiarach 10 mm x 30 mm, ale wymiar ten można zmieniać w zależności od pożądanego eksperymentu i konfiguracji testowej.
      6. Umieścić tkankę w odpowiedniej pożywce hodowlanej lub roztworze do kąpieli testowej. Pasek piszczelowy może być hodowany do pożądanego eksperymentu lub zamontowany i używany do testów.
      7. Jeśli to konieczne, powtórz kroki 2.3.3.1-2.3.3.6 dla drugiego plateau piszczelowego.
  4. Zamontuj błonę maziową i chrząstkę, wykonując poniższe czynności.
    1. W razie potrzeby wybierz próbkę paska piszczelowego do przetestowania.
      UWAGA: Taśma może być testowana jako dolna powierzchnia współpracująca.
      1. Zdejmij zdejmowaną podstawę magnetyczną (patrz Tabela materiałów) i przyklej szalkę Petriego o średnicy 60 mm do górnej powierzchni zdejmowanej podstawy.
      2. Po przyklejeniu szalki Petriego przymocuj zdejmowaną podstawę do stałej podstawy i zaznacz szalkę Petriego, aby wskazać kierunek przesuwania.
      3. Nałóż niewielką ilość cyjanoakrylanu (patrz Tabela materiałów) na środek naczynia. Wyrównać pasek piszczelowy z kierunkiem przesuwania stolika (zgodnie ze znakiem na szalce Petriego z ppkt 2.4.1.2). Delikatnie dociśnij pasek chrząstki do naczynia. Uważaj, aby nie zarysować powierzchni chrząstki.
        UWAGA: Narzędzie ssące (patrz Tabela materiałów) może wywierać delikatny nacisk na chrząstkę bez uszkadzania badanej powierzchni.
      4. Przywróć zdejmowaną podstawę magnetyczną (z dołączonym paskiem chrząstki) do sparowanej magnetycznej stałej podstawy w testerze tarcia. Napełnij szalkę Petriego żądanym roztworem kąpieli testowej. Roztwór do kąpieli testowej musi całkowicie pokryć chrząstkę.
    2. W razie potrzeby wybierz czop chrząstki udowej do przetestowania.
      UWAGA: Wtyczkę można przetestować jako dolną lub górną powierzchnię współpracującą.
      1. Jeśli kłykieć kości udowej jest używany jako dolna powierzchnia współpracująca, usuń zdejmowaną podstawę magnetyczną i przyklej szalkę Petriego o średnicy 60 mm do górnej powierzchni zdejmowanej podstawy.
        1. Nałóż niewielką ilość cyjanoakrylanu na środek naczynia. Delikatnie dociśnij zatyczkę chrząstki do naczynia.
          UWAGA: Narzędzie ssące może wywierać delikatny nacisk na chrząstkę bez uszkadzania powierzchni, która ma być testowana pod kątem tarcia.
        2. Przywróć zdejmowaną podstawę magnetyczną (z dołączoną zatyczką chrząstkową) do sparowanej stałej podstawy magnetycznej w testerze tarcia. Napełnij szalkę Petriego żądanym roztworem kąpieli testowej. Roztwór do kąpieli testowej musi całkowicie pokryć chrząstkę.
      2. Jeśli chrząstka udowa jest używana jako górna powierzchnia współpracująca, usuń płytę obciążeniową i pręt nośny z testera tarcia. W razie potrzeby wyjmij istniejącą płytę dociskową i wybierz nową płytę odpowiednią do montażu chrząstki.
        1. Nałóż niewielką ilość cyjanoakrylanu na powierzchnię płyty. Delikatnie dociśnij korek chrząstki do płyty.
          UWAGA: Narzędzie ssące może wywierać delikatny nacisk na chrząstkę bez uszkadzania powierzchni, która ma być testowana pod kątem tarcia.
        2. Przywróć płytę obciążeniową (z dołączoną zatyczką chrząstkową) i pręt nośny do testera tarcia. Wyreguluj pionową wysokość płyty ładunkowej w taki sposób, aby korek chrząstki unosił się nad dolną powierzchnią współpracującą i był zanurzony w kąpieli testowej. W razie potrzeby dodaj więcej roztworu do kąpieli testowej.
    3. W razie potrzeby wybierz próbkę błony maziowej do przetestowania.
      UWAGA: Błona maziowa może być testowana jako dolna lub górna powierzchnia współpracująca.
      1. Jeśli błona maziowa jest używana jako dolna powierzchnia współpracująca, usuń zdejmowaną podstawę magnetyczną i przyklej szalkę Petriego o średnicy 60 mm do górnej powierzchni zdejmowanej podstawy.
        1. Przyklej do środka naczynia specjalnie obrobiony okrągły słupek akrylowo-silikonowy o pożądanej średnicy.
        2. Za pomocą kleszczy umieść błonę maziową na słupku. Aby zabezpieczyć błonę maziową, rozprowadź O-ring (patrz Tabela materiałów) na jego obwodzie.
        3. Za pomocą kleszczy delikatnie pociągnij za błonę maziową, aby rozciągnąć tkankę nauczoną i płasko pod O-ringiem. Przytnij nadmiar tkanki nożyczkami chirurgicznymi.
        4. Przywróć zdejmowaną podstawę magnetyczną (z dołączoną błoną maziową) do sparowanej stałej podstawy magnetycznej w testerze tarcia. Napełnij szalkę Petriego żądanym roztworem kąpieli testowej. Roztwór kąpieli testowej musi całkowicie pokrywać błonę maziową.
      2. Jeśli błona maziowa jest używana jako górna powierzchnia współpracująca, zdejmij płytę obciążeniową i pręt nośny z testera tarcia. W razie potrzeby wyjmij istniejącą płytę dociskową i wybierz nową okrągłą płytę odpowiednią do montażu błony maziowej.
        1. Za pomocą kleszczy umieść błonę maziową na okrągłej płycie. Aby zabezpieczyć błonę maziową, rozprowadź O-ring na jej obwodzie.
        2. Za pomocą kleszczy delikatnie pociągnij za błonę maziową, aby rozciągnąć tkankę nauczoną i płasko pod O-ringiem. Przytnij nadmiar tkanki nożyczkami chirurgicznymi.
        3. Przywróć płytę obciążeniową (z dołączoną mazią stawową) i pręt nośny do testera tarcia. Wyreguluj pionową wysokość płyty załadowczej w taki sposób, aby błona maziowa unosiła się nad dolną powierzchnią współpracującą i była zanurzona w kąpieli testowej. W razie potrzeby dodaj więcej roztworu do kąpieli testowej.

3. Testy tarcia

UWAGA: Do tych testów używany jest niestandardowy program LabVIEW i związany z nim sprzęt (zobacz Dodatkowe pliki kodowania). Należy pamiętać, że kod niestandardowy został zbudowany w programie LabVIEW 2010 i został zachowany w tej samej starszej wersji. W związku z tym kod może nie być zgodny z najnowszą wersją oprogramowania. Następujące ostrzeżenia przycisków i odwołania do interfejsu użytkownika będą miały zastosowanie tylko do kodu niestandardowego. W przypadku pracy z inną wersją oprogramowania podobny program niestandardowy można napisać, modyfikując kod.

  1. Włóż zamontowane próbki (krok 2.4) do testera tarcia.
    UWAGA: Próbki muszą być zanurzone w roztworze kąpieli testowej, ale nie mogą się ze sobą stykać.
  2. Otwórz program i określ parametry testu: prędkość stopnia, przyspieszenie stopnia, ścieżkę ruchu (odległość) i czas trwania testu (Rysunek 5).
    1. Otwórz trzy okna w programie: Analog Data Build MFDAQ, Initialize Load PID i Trigger Dynamic Caller.
    2. Uruchom okno Analog Data Build MFDAQ, naciskając przycisk Uruchom (biała strzałka).
    3. Uruchom okno Initialize Load PID, naciskając przycisk Uruchom (biała strzałka).
    4. Przejdź do zakładki Stepper w oknie Trigger Dynamic Caller (Wyzwalanie dynamicznego wywoływania). Określ przyspieszenie, szybkość i odległość etapu tłumaczenia w polach wprowadzania danych przez użytkownika.
      UWAGA: Wartość odległości określa połowę długości ścieżki zużycia. Innymi słowy, stolik przesunie się z określonego położenia zerowego (krok 3.5) do ustawionej wartości odległości zarówno w dodatnim, jak i ujemnym kierunku x.
    5. Na karcie Stepper określ czas trwania testu, wybierając ścieżkę do pliku Stepper Time Index. Kliknij przycisk Otwórz folder w prawym dolnym rogu tabeli Time-State i wybierz plik.
    6. Określ czas trwania testu również w zakładce Cewka drgająca. Przejdź do zakładki Cewka drgająca w oknie Wyzwalaj dynamicznego rozmówcę. Podobnie jak w kroku 3.2.5, wybierz ścieżkę do pliku Indeks cewki drgającej, klikając przycisk Otwórz folder w prawym dolnym rogu tabeli Time-State i wybierz plik. Czas trwania musi być zgodny z czasem trwania karty Stepper.
  3. Przepisz normalne obciążenie. W przypadku korzystania z ciężarków własnych należy umieścić żądane obciążniki na łożyskach liniowych powyżej płyty ładunkowej. Upewnij się, że przyłożone obciążenie oraz ciężar płyty ładunkowej i pręta nośnego nie przekraczają nośności znamionowej ogniwa obciążnikowego.
  4. Wybierz ścieżkę i nazwę pliku do przechowywania danych za pomocą przycisku otwierania folderu po prawej stronie przycisku Zapisać do pliku?pudełko. Zapisz plik z rozszerzeniem ".txt".
  5. Wyśrodkuj dolną powierzchnię współpracującą pod górną powierzchnią współpracującą. Ustaw to jako zerową pozycję x.
    1. Uruchom okno Wyzwalaj wywołanie dynamiczne, naciskając przycisk Uruchom (biała strzałka). W zakładce Stepper kliknij przycisk Home, aby przesunąć scenę do ostatnio zapisanej pozycji zerowej x.
    2. Jeśli powierzchnie współpracujące nie są wyrównane, przesuń stół montażowy, klikając zielone przyciski strzałek w lewo i w prawo. Po osiągnięciu żądanej lokalizacji kliknij przycisk Zero, aby zapisać bieżącą lokalizację etapu jako nową pozycję zerową x. Zatrzymaj okno Wyzwalaj rozmówcę dynamicznego, klikając przycisk Zatrzymaj.
      UWAGA: Położenie stołu montażowego można zapisać tylko wtedy, gdy uruchomione jest okno Wyzwalaj wywoływanie dynamiczne, ale scena nie porusza się jeszcze zgodnie z ustawieniami programu. Naciśnięcie przycisku Uruchom (biała strzałka) w kroku 3.5.1 zainicjuje 15-sekundowy przedział czasu, zanim stage zacznie się poruszać. Użyj tego 15-sekundowego przedziału czasu, aby przesunąć scenę i zapisać żądaną lokalizację zerową.
    3. Jeśli żądana pozycja x zera nie zostanie uzyskana za pierwszym razem, powtórz krok 3.5.1.
      UWAGA: Pomocne może być sporadyczne naciskanie przycisku Zero w celu zapisania pozycji stołu montażowego, gdy użytkownik przesuwa dolną powierzchnię współpracującą pod górną powierzchnię współpracującą. Przypomnij sobie, że kliknięcie przycisku Home przesunie scenę na ostatnią pozycję zapisaną przez przycisk Zero.
  6. Po wyśrodkowaniu górnej i dolnej powierzchni współpracującej należy rozpocząć badanie tarcia próbek, rozpoczynając cykliczny ruch stolika. Aby to zrobić, uruchom okno Wyzwalaj dynamicznego rozmówcę, naciskając przycisk Uruchom (biała strzałka).
  7. Gdy stolik się przesunie, powoli doprowadź górną powierzchnię współpracującą do zetknięcia się z dolną.
    UWAGA: Przyłożoną wartość obciążenia można potwierdzić, przeglądając wykres Fz w czasie rzeczywistym w oknie oprogramowania (Rysunek 5A).
  8. Pozwól testowi działać, zbierając dane z testów tarcia.
    UWAGA: Wszystkie dane zarejestrowane w kroku 3.5 zostaną nadpisane. Histerezę w czasie rzeczywistym można wyświetlić w oknie Trigger Dynamic Caller (Rysunek 5C).
  9. Po upływie żądanego czasu trwania badania należy zatrzymać test, naciskając przycisk Stop i rozładowując próbki, podnosząc górną powierzchnię współpracującą i przesuwając ją w taki sposób, aby nie stykała się z dolną powierzchnią współpracującą.

4. Przetwarzanie danych

UWAGA: Do przetwarzania danych używany jest niestandardowy program MATLAB (zobacz Dodatkowe pliki kodowania). Kod wywołuje pliki wyjściowe określone przez niestandardowy kod LabVIEW.

  1. Użyj niestandardowego kodu, aby obliczyć współczynnik tarcia i przemieszczenie pełzania (odkształcenie tkanki zależne od czasu) na cykl.
    1. Upewnij się, że wszystkie odpowiednie kody są zapisane w tym samym folderze: "frictioncycle_fun.m", "frictioncycle_Hysteresis_plot.m", "frictioncycle_MU_plot.m" i "frictioncycle_run.m".
      UWAGA: Te kody MATLAB zostały napisane do użycia z określonymi danymi wyjściowymi z wyżej wymienionego kodu LabVIEW. Jeśli użytkownik utworzył własny kod lub wprowadził modyfikacje do opisanego tutaj, może być konieczne edytowanie skryptów MATLAB w celu uwzględnienia tych zmian.
    2. Otwórz plik frictioncycle_run.m. Kliknij przycisk Uruchom (zielona strzałka) w skrypcie. Wybierz plik danych surowych do analizy i żądaną lokalizację zapisu danych wyjściowych MATLAB.
      UWAGA: Oprogramowanie może potrzebować kilku minut na przetworzenie danych w zależności od czasu trwania testu.
  2. W razie potrzeby należy przeprowadzić standardowe oceny tkanek i analizy pożywek na badanych eksplantatach i podwielokrotnościach roztworu kąpieli testowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Konfiguracja synovium-on-chrząstka została użyta do badania tarcia eksplantatów młodego bydła. Błona maziowa została zamontowana na akrylowej płycie obciążeniowej o średnicy 10 mm w taki sposób, aby warstwa wewnętrzna stykała się z leżącą poniżej chrząstką. Jako powierzchnię współpracującą z chrząstką zastosowano pasek piszczelowy (Rysunek 6A). Paski piszczelowe zostały nacięte na głębokość około 1,4 mm i rozmiar 10 mm x 30 mm. Próbki badano przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C w kąpieli soli fizjolog...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W stawie istnieje dynamiczne środowisko mechaniczne, w którym chrząstka jest poddawana siłom ściskającym, rozciągającym i ścinającym oraz ciśnieniom hydrostatycznym i osmotycznym44,45. Chociaż chrząstka jest główną tkanką nośną stawu, błona maziowa ulega również interakcjom tarcia z powierzchnią chrząstki i z samą sobą w regionach, w których tkanka się fałduje. Fizyczne interakcje między chrząstką a błoną maziową są prawdopodobnie odpowiedzialne za przenoszenie k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Orthopaedic Scientific Research Foundation, NIH 5R01 AR068133, NIH TERC 5P41EB027062 i NIGMS R01 692 GM083925 (ID fundatora: 10.13039/100000057).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Folia aluminiowaReynolds Group HoldingsReynolds WrapSterylne zbieranie tkanek
Obudowa akrylowa z aluminiową ramąWykonanyElement testera tarcia
Autoklawowalne woreczki do sterylizacji z natychmiastowym uszczelnieniemFisherbrand01-812-54Sterylizacja narzędzi
AutoklawBuxtonSterylizacja narzędzi
Zlewka (250 mL)Pyrex Vista70000Pobieranie tkanek
Betadine (roztwór do przygotowania jodu powidonu)Medline Industries, LPMDS093906Sterylne pobieranie tkanek
Szafa bezpieczeństwa biologicznegoLabconcoPurifier Logic+ Klasa II, typ A2 BSCSterylne pobieranie tkanek
Stempel BiospySteritool Inc.50162Pobieranie tkanek
Nóż do pudełekAmerican Safety Razor Company94-120-71Pobieranie tkanek
Okrągły słupek akrylowo-silikonowy (synovium)WykonaneMocowanie tkanek
Pożywkihodowlane WykonaneDMEM (nr kat. 11-965-118; Gibco) uzupełnione o 50 μ g/ml L-proliny (Kat. Nr P5607; Sigma), 100 μ g/ml pirogronianu sodu (Kat. Nr S8636; Sigma), 1% ITS (Kat. Nr 354350; Corning) i 1% antybiotyku– przeciwgrzybicze (Kat. Nr 15-240-062, Gibco)
Cyjanoakrylan (Loctite 420 Clear)Henkel135455Montaż tkanek
Ciężary własneOHAUSNormalne obciążenie
Etanol 200 proofDecon Labs, Inc.2701Rozcieńczony do 70 %
stałej bazyThorLabs, Inc.SB1TElement testera tarcia
Kleszcze (zbiór błony maziowej)Fine Science Tools11019-12Kleszcze do pobierania tkanek
(montaż błony maziowej)Excelta3C-S-PIMontaż tkanek
Poziomy enkoder liniowy (do etapu translacji)RSF Electronics, Inc.MSA 670.63Tester tarcia; rozdzielczość systemu 1 µ m
Pistolet do klejenia na gorąco i klejFPC CorporationSurebonder Pro 4000AMontaż tkanek
LabVIEWNational Instruments CorporationLabVIEW  2010Program testowania tarcia
Ogniwo obciążnikoweJR3 Inc.20E12A-M25BTester tarcia; rozdzielczość 0.0019 lbs w x& y, rozdzielczość 0,0038 funta w z
Płyta dociskowaWykonaneO-ring do montażu tkanek
ParkerS1138AS568-009Montaż tkanek
szalce Petriego (60 mm)Falcon351007Montaż tkanek
Pozycjoner roboczy PivotLok (uchwyt piszczeli)Industry Depot, Pivot LokPL325Pobieranie tkanek
Zdejmowana podstawaThorLabs, Inc. SB1BElement testera tarcia
StojakZbieranie tkanek
Ostrza skalpelaHavel's Inc.FSC22Uchwyt do zbioru tkanek
Rękojeść skalpelaFEATHER Safety Razor Co., Ltd.Nr 4Śrubokręt do zbierania tkanek
Wera3334Etap pobierania tkanek
JMARElement testera tarcia
Silnik krokowyOriental Motor Co., Ltd.PK266-03BElement testera tarcia
Narzędzie ssąceVirtual Industries, Inc.PEN-VAC Pióro próżnioweMontaż tkanek
Pręt nośnyWykonaneMontaż tkanek
Nożyczki chirurgiczneFine Science Tools14061-09Montaż tkanek
Płyn maziowy (bydlęcy)Animal Technologies, Inc.Kąpiel do badania tarcia
Kąpiel testowaSpecjalnie wykonanafizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) z inhibitorami proteazy: 0,04% biocyd na bazie izotiazolonu (Proclin 950 Cat. Nr 46878-U; Sigma) i 0,1% inhibitor proteazy - 0,05 M kwas etylenodiaminotetraoctowy, EDTA (Kat. Nr 0369; Sigma)
Inkubator do hodowli tkankowychFisher ScientificIsotempSterylna kultura
Pionowy enkoder liniowy (do etapu ładowania)RenishawT1031-30AElement testera tarcia; Rozdzielczość 20 nm
Siłownik cewki drgającejH2W TechnologiesNCC20-15-027-1RCElement testera tarcia
na zamówienie na zamówienie na zamówienie na zamówienie na pierścieniowy na zamówienie sól

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. US Department of Health and Human Services. The Cost of Arthritis in US Adults. Centers for Disease Control and Prevention. , Available from: https://www.cdc.gov/arthritis/data_statistics/cost.htm (2020).
  2. Buckwalter, J. A., Mankin, H. J. Instructional course lectures, the American academy of orthopaedic surgeons - articular cartilage. Part II: degeneration and osteoarthrosis, repair, regeneration, and transplantation. JBJS. 79 (4), 612-632 (1997).
  3. Berenbaum, F. Osteoarthritis as an inflammatory disease (osteoarthritis is not osteoarthrosis). Osteoarthritis and Cartilage. 21 (1), 16-21 (2013).
  4. Sellam, J., Berenbaum, F. The role of synovitis in pathophysiology and clinical symptoms of osteoarthritis. Nature Reviews Rheumatology. 6 (11), 625-635 (2010).
  5. Durney, K. M., et al. Immature bovine cartilage wear by fatigue failure and delamination. Journal of Biomechanics. 107, 109852(2020).
  6. Oungoulian, S. R., et al. Wear and damage of articular cartilage with friction against orthopedic implant materials. Journal of Biomechanics. 48 (10), 1957-1964 (2015).
  7. Ateshian, G. A. The role of interstitial fluid pressurization in articular cartilage lubrication. Journal of Biomechanics. 42 (9), 1163-1176 (2009).
  8. Sophia Fox, A. J., Bedi, A., Rodeo, S. A. The basic science of articular cartilage. Sports Health. 1 (6), 461-468 (2009).
  9. Krishnan, R., Kopacz, M., Ateshian, G. A. Experimental verification of the role of interstitial fluid pressurization in cartilage lubrication. Journal of Orthopaedic Research. 22 (3), 565-570 (2004).
  10. Krishnan, R., et al. Removal of the superficial zone of bovine articular cartilage does not increase its frictional coefficient. Osteoarthritis and Cartilage. 12 (12), 947-955 (2004).
  11. Caligaris, M., Ateshian, G. A. Effects of sustained interstitial fluid pressurization under migrating contact area, and boundary lubrication by synovial fluid, on cartilage friction. Osteoarthritis and Cartilage. 16 (10), 1220-1227 (2008).
  12. Caligaris, M., Canal, C. E., Ahmad, C. S., Gardner, T. R., Ateshian, G. A. Investigation of the frictional response of osteoarthritic human tibiofemoral joints and the potential beneficial tribological effect of healthy synovial fluid. Osteoarthritis and Cartilage. 17 (10), 1327-1332 (2009).
  13. Estell, E. G., et al. Attachment of cartilage wear particles to the synovium negatively impacts friction properties. Journal of Biomechanics. 127, 110668(2021).
  14. Ateshian, G. A., Mow, V. C. Friction, lubrication, and wear of articular cartilage and diarthrodial joints. Basic Orthopaedic Biomechanics and Mechano-Biology. 3, 447-494 (2005).
  15. Bonnevie, E. D., Bonassar, L. J. A century of cartilage tribology research is informing lubrication therapies. Journal of Biomechanical Engineering. 142 (3), 031004(2020).
  16. Unsworth, A., Dowson, D., Wright, V. Some new evidence on human joint lubrication. Annals of the Rheumatic Diseases. 34 (4), 277-285 (1975).
  17. Unsworth, A., Dowson, D., Wright, V. The frictional behavior of human synovial joints-part I: natural joints. Journal of Lubrication Technology. 97 (3), 369-376 (1975).
  18. Shirley Jones, E. Joint Lubrication. The Lancet. 227 (5879), 1043-1045 (1936).
  19. Ateshian, G. A., et al. The role of osmotic pressure and tension-compression nonlinearity in the frictional response of articular cartilage. Transport in Porous Media. 50 (1), 5-33 (2003).
  20. Forster, H., Fisher, J. The influence of loading time and lubricant on the friction of articular cartilage. Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part H: Journal of Engineering in Medicine. 210 (2), 109-119 (1996).
  21. McCutchen, C. W. The frictional properties of animal joints. Wear. 5 (1), 1-17 (1962).
  22. Pickard, J., Ingham, E., Egan, J., Fisher, J. Investigation into the effect of proteoglycan molecules on the tribological properties of cartilage joint tissues. Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part H: Journal of Engineering in Medicine. 212 (3), 177-182 (1998).
  23. Wang, H., Ateshian, G. A. The normal stress effect and equilibrium friction coefficient of articular cartilage under steady frictional shear. Journal of Biomechanics. 30 (8), 771-776 (1997).
  24. Walker, P. S., Dowson, D., Longfield, M. D., Wright, V. Boosted lubrication in synovial joints by fluid entrapment and enrichment. Annals of the Rheumatic Diseases. 27 (6), 512-520 (1968).
  25. Walker, P. S., Unsworth, A., Dowson, D., Sikorski, J., Wright, V. Mode of aggregation of hyaluronic acid protein complex on the surface of articular cartilage. Annals of the Rheumatic Diseases. 29 (6), 591-602 (1970).
  26. Gleghorn, J. P., Bonassar, L. J. Lubrication mode analysis of articular cartilage using Stribeck surfaces. Journal of Biomechanics. 41 (9), 1910-1918 (2008).
  27. Malcom, L. An experimental investigation of the frictional and deformational responses of articular cartilage interfaces to static and dynamic loading. , dissertation (1976).
  28. Schmidt, T. A., Sah, R. L. Effect of synovial fluid on boundary lubrication of articular cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 15 (1), 35-47 (2007).
  29. Ateshian, G. A., Wang, H. Rolling resistance of articular cartilage due to interstitial fluid flow. Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part H: Journal of Engineering in Medicine. 211 (5), 419-424 (1997).
  30. Oungoulian, S. R., et al. Articular cartilage wear characterization with a particle sizing and counting analyzer. Journal of Biomechanical Engineering. 135 (2), 0245011-0245014 (2013).
  31. Radin, E. L., Paul, I. L., Swann, D. A., Schottstaedt, E. S. Lubrication of synovial membrane. Annals of the Rheumatic Diseases. 30 (3), 322-325 (1971).
  32. Estell, E. G., et al. Fibroblast-like synoviocyte mechanosensitivity to fluid shear is modulated by Interleukin-1α. Journal of Biomechanics. 60, 91-99 (2017).
  33. Momberger, T. S., Levick, J. R., Mason, R. M. Hyaluronan secretion by synoviocytes is mechanosensitive. Matrix Biology: Journal of the International Society for Matrix Biology. 24 (8), 510-519 (2005).
  34. Momberger, T. S., Levick, J. R., Mason, R. M. Mechanosensitive synoviocytes: A Ca2+-PKCα-MAP kinase pathway contributes to stretch-induced hyaluronan synthesis in vitro. Matrix Biology. 25 (5), 306-316 (2006).
  35. Yanagida-Suekawa, T., et al. Synthesis of hyaluronan and superficial zone protein in synovial membrane cells modulated by fluid flow. European Journal of Oral Sciences. 121 (6), 566-572 (2013).
  36. Cooke, A. F., Dowson, D., Wright, V. Lubrication of synovial membrane. Annals of the Rheumatic Diseases. 35 (1), 56-59 (1976).
  37. Goldring, M. B., Berenbaum, F. Emerging targets in osteoarthritis therapy. Current Opinion in Pharmacology. 22, 51-63 (2015).
  38. Jones, E. A., et al. Synovial fluid mesenchymal stem cells in health and early osteoarthritis: Detection and functional evaluation at the single-cell level. Arthritis and Rheumatism. 58 (6), 1731-1740 (2008).
  39. Sampat, S. R., et al. Growth factor priming of synovium-derived stem cells for cartilage tissue engineering. Tissue Engineering. Part A. 17 (17-18), 2259-2265 (2011).
  40. Kurth, T. B., et al. Functional mesenchymal stem cell niches in adult mouse knee joint synovium in vivo. Arthritis and Rheumatism. 63 (5), 1289-1300 (2011).
  41. Krishnan, R., Mariner, E. N., Ateshian, G. A. Effect of dynamic loading on the frictional response of bovine articular cartilage. Journal of Biomechanics. 38 (8), 1665-1673 (2005).
  42. Bonnevie, E. D., Baro, V., Wang, L., Burris, D. L. In-situ studies of cartilage microtribology: roles of speed and contact area. Tribology Letters. 41 (1), 83-95 (2011).
  43. Bian, L., et al. Dynamic mechanical loading enhances functional properties of tissue-engineered cartilage using mature canine chondrocytes. Tissue Engineering. Part A. 16 (5), 1781-1790 (2010).
  44. Mow, V. C., Wang, C. C., Hung, C. T. The extracellular matrix, interstitial fluid and ions as a mechanical signal transducer in articular cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 7 (1), 41-58 (1999).
  45. Wang, C. C. -B., et al. The functional environment of chondrocytes within cartilage subjected to compressive loading: a theoretical and experimental approach. Biorheology. 39 (1-2), 11-25 (2002).
  46. Carter, M. J., Basalo, I. M., Ateshian, G. A. The temporal response of the friction coefficient of articular cartilage depends on the contact area. Journal of Biomechanics. 40 (14), 3257-3260 (2007).
  47. Jones, B. K., Durney, K. M., Hung, C. T., Ateshian, G. A. The friction coefficient of shoulder joints remains remarkably low over 24 h of loading. Journal of Biomechanics. 48 (14), 3945-3949 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Friction Testing DeviceCartilage MechanobiologySynovium Cartilage InteractionFriction Coefficient MeasurementJoint LubricationArticular CartilageSynovial Fluid BathTissue Explant Testing

Powiązane artykuły