Artykuł metodologiczny

Prosty i niedrogi model koła do jazdy do progresywnego treningu oporowego u myszy

4.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63933

⸱

28 kwietnia 2022

 , 
1Integrative Muscle Physiology Laboratory, Appalachian State University, 2Department of Health and Exercise Science, Appalachian State University, 3Department of Biology, Appalachian State University

W tym artykule

Podsumowanie

Ta procedura opisuje tłumaczalny model treningu oporu z progresywnym kołem do biegania u myszy. Podstawową zaletą tego modelu treningu oporowego jest to, że jest on całkowicie dobrowolny, co zmniejsza stres dla zwierząt i obciążenie badacza.

Streszczenie

Poprzednio opracowane modele ćwiczeń oparte na odporności gryzoni, w tym synergiczna ablacja, stymulacja elektryczna, wspinanie się po drabinie obciążeniowej, a ostatnio ciągnięcie sań z obciążeniem, są bardzo skuteczne w dostarczaniu hipertroficznego bodźca do wywoływania adaptacji mięśni szkieletowych. Chociaż modele te okazały się nieocenione w badaniach nad mięśniami szkieletowymi, są one albo inwazyjne, albo mimowolne i pracochłonne. Na szczęście wiele odmian gryzoni dobrowolnie biega na długich dystansach, gdy ma dostęp do koła do biegania. Modele biegania na obciążonych kołach (LWR) u gryzoni są zdolne do wywoływania adaptacji powszechnie obserwowanych podczas treningu oporowego u ludzi, takich jak zwiększona masa mięśniowa i hipertrofia włókien, a także stymulacja syntezy białek mięśniowych. Jednak dodanie umiarkowanego obciążenia kół albo nie odstrasza myszy od biegania na duże odległości, co bardziej odzwierciedla model treningu wytrzymałościowego/oporowego, albo myszy przestają biegać prawie całkowicie z powodu metody przyłożenia obciążenia. W związku z tym opracowano nowatorski model jazdy po kołach o dużym obciążeniu (HLWR) dla myszy, u których stosuje się i stopniowo zwiększa opór zewnętrzny, umożliwiając myszom kontynuowanie pracy ze znacznie większymi obciążeniami niż wcześniej stosowane. Wstępne wyniki tego nowatorskiego modelu HLWR sugerują, że zapewnia on wystarczający bodziec do wywołania adaptacji przerostowych w ciągu 9-tygodniowego protokołu treningowego. W tym miejscu opisano konkretne procedury wykonywania tego prostego, ale niedrogiego modelu treningu siłowego opartego na progresywnym oporze u myszy.

Wprowadzenie

Masa mięśni szkieletowych stanowi około 40% masy ciała u dorosłych ludzi; dlatego utrzymanie masy mięśniowej szkieletu przez całe życie jest kluczowe. Masa mięśni szkieletowych odgrywa integralną rolę w metabolizmie energetycznym, utrzymaniu temperatury ciała i homeostazy glukozy1. Utrzymanie mięśni szkieletowych to równowaga między syntezą białek a degradacją białek, ale nadal istnieje wiele luk w zrozumieniu skomplikowanych mechanizmów molekularnych, które napędzają te procesy. Aby zbadać mechanizmy molekularne, które regulują utrzymanie i wzrost masy mięśniowej, modele badawcze ludzi często wykorzystują interwencje oparte na ćwiczeniach oporowych, ponieważ bodźce mechaniczne odgrywają integralną rolę w regulacji masy mięśni szkieletowych. Chociaż badania z udziałem ludzi zakończyły się sukcesem, czas niezbędny do wykazania adaptacji i wątpliwości etycznych dotyczących procedur inwazyjnych (tj. biopsji mięśni) ogranicza ilość danych, które można uzyskać. Podczas gdy adaptacje do ćwiczeń oporowych są dość wszechobecne wśród gatunków ssaków, modele zwierzęce zapewniają korzyść w postaci możliwości precyzyjnego kontrolowania diety i schematu ćwiczeń, jednocześnie umożliwiając gromadzenie całych tkanek w całym ciele, takich jak mózg, wątroba, serce i mięśnie szkieletowe.

Wiele modeli treningu oporowego zostało opracowanych do stosowania u gryzoni: synergiczna ablacja2, stymulacja elektryczna3,4, wspinaczka po drabinie z obciążeniem5, ciągnięcie sań z obciążeniem6, oraz płócienne kucanie7. Oczywiste jest, że wszystkie te modele, jeśli zostaną wykonane prawidłowo, mogą być skutecznymi modelami do wywoływania adaptacji mięśni szkieletowych, takich jak hipertrofia. Jednak wadą tych modeli jest to, że są one w większości mimowolne, nie są częścią normalnego zachowania gryzoni, są czasochłonne/pracochłonne i inwazyjne.

Na szczęście, wiele odmian myszy i szczurów dobrowolnie biega na długich dystansach, gdy mają dostęp do koła do biegania. Co więcej, modele ćwiczeń z kołem swobodnym (FWR) nie opierają się na intensywnym warunkowaniu, pozytywnym/negatywnym wzmocnieniu ani znieczuleniu w celu wymuszenia ruchu lub aktywności mięśni8,9. Aktywność biegowa zależy w dużej mierze od zmęczenia myszy, płci, wieku i indywidualnej podstawy. Lightfoot i in. porównali aktywność biegową 15 różnych szczepów myszy i stwierdzili, że dzienny dystans biegu waha się od 2,93 km do 7,93 km, przy czym myszy C57BL/6 biegają najdalej, niezależnie od płci10. FWR jest powszechnie akceptowany jako doskonały model do wywoływania adaptacji wytrzymałościowych w mięśniach szkieletowych i sercowych11,12,13,14,15,16; Jednak wykorzystanie biegania na kółkach w modelach treningu oporowego jest rzadziej badane.

Jak można by podejrzewać, hipertroficzny efekt biegania na kole może być zwiększony przez dodanie oporu do koła biegowego, określanego jako bieganie na kołach z obciążeniem (LWR), co wymaga większego wysiłku przy bieganiu na kole, aby bardziej naśladować trening oporowy. Wykorzystując różne metody aplikacji obciążenia, poprzednie badania wykazały, że model LWR wykorzystujący szczury i myszy rutynowo wykazywał wzrost masy mięśniowej kończyn o 5%-30% w ciągu 6-8 tygodni17,18,19,20,21. Co więcej, D'hulst i wsp. wykazali, że pojedynczy atak LWR doprowadził do 50% większego wzrostu aktywacji szlaku sygnałowego syntezy białek w porównaniu z FWR22. Opór koła jest najczęściej stosowany za pomocą metody stałego obciążenia opartej na tarciu, w której hamulec magnetyczny lub śruba napinająca jest wykorzystywana do wywierania oporu koła12,19,23,24. Jednym z zastrzeżeń metody stałego obciążenia opartej na tarciu jest to, że po zastosowaniu umiarkowanego lub wysokiego oporu zwierzę nie może pokonać wysokiego oporu, aby zainicjować ruch koła, skutecznie przerywając trening. Co najważniejsze, wiele systemów klatek i kół stosowanych w modelach kół do jazdy dla gryzoni jest dość kosztownych i wymaga specjalistycznego sprzętu.

Niedawno, Dungan i in. opracowali model progresywnego ważonego biegu kołem (PoWeR), który asymetrycznie obciąża koło za pomocą zewnętrznych mas przylegających do jednej strony koła. Uważa się, że niezrównoważone obciążenie kół i zmienny opór modelu PoWeR zachęcają do kontynuowania aktywności biegowej i promują krótsze serie biegania z obciążonym kołem u myszy, bardziej naśladując serie i powtórzenia wykonywane podczas treningu oporowego17. Pomimo tego, że średni dystans biegu wynosił 10-12 km dziennie, model PoWeR przyniósł odpowiednio 16% i 17% wzrost mokrej masy mięśni podeszwowych i pola przekroju poprzecznego włókien (CSA). Pomimo wielu zalet praktycznych, model PoWeR LWR ma pewne ograniczenia. Jak przyznają autorzy, model PoWeR jest "hybrydowym" bodźcem o dużej objętości, który odzwierciedla mieszany model ćwiczeń wytrzymałościowo-oporowych (tj. jednoczesny trening u ludzi), w przeciwieństwie do modelu ściśle opartego na ćwiczeniach oporowych, potencjalnie wprowadzając efekt interferencji i przyczyniając się do mniej wyraźnej hipertrofii lub innych mechanizmów, za pomocą których hipertrofia jest indukowana25. Konieczne jest upewnienie się, że zjawisko treningu równoległego nie występuje w tym, co ma być modelem treningu oporowego. W związku z tym model PoWeR został zmodyfikowany w celu opracowania modelu LWR, który wykorzystuje większe obciążenia niż poprzednio używane, aby bardziej przypominać model treningu oporowego. W tym miejscu przedstawiono szczegółowe informacje na temat prostego i niedrogiego 9-tygodniowego modelu LWR do progresywnego treningu oporowego w myszach C57BL/6.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie to zostało zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Appalachian State (#22-05).

1. Zwierzęta

  1. Pozyskać myszy C57BL/6 z wewnętrznej kolonii mysiej.
    UWAGA: W badaniu zastosowano samce myszy w wieku 5–8 miesięcy na początku eksperymentu. Dzienna aktywność biegowa osiąga szczyt i stabilizuje się w okolicach 9–10 tygodnia życia26. Wcześniejsze badania wykazały, że starsze myszy (22–24 miesiące) również będą wykonywać bieg na kołowrotku z obciążeniem27.
  2. Utrzymywać myszy indywidualnie w standardowej klatce dla gryzoni z drucianą pokrywą w kontrolowanym środowisku (20–24 °C przy 12:12 h cyklu światło:ciemność).
  3. Zapewnić standardową karmę dla gryzoni oraz wodę ad libitum.

2. Aparatura z kołowrotkiem

  1. Konfiguracja koła biegowego:
    UWAGA: Koła biegowe są montowane/konfigurowane w podobny sposób dla wszystkich protokołów biegania, z wyjątkiem dodawania magnesów obciążeniowych o masie 1 g lub 2,5 g.
    1. Przyklej pojedynczy magnes czujnika 1 g do zewnętrznej części środkowej obwodu koła biegowego (Rysunek 1).
    2. Używaj tego koła z pojedynczym magnesem czujnika 1 g wyłącznie przez pierwszy tydzień aklimatyzacji do koła.
    3. Bieganie na kole obciążonym (LWR; protokół obciążania identyczny jak w PoWeR17): Postępuj zgodnie z krokami 2.1.4-2.1.6.
    4. Tydzień 2 dla LWR wymaga obciążenia 2 g (patrz Tabela 1).
    5. Przyklej dwa magnesy 1 g obok siebie na zewnętrznym obwodzie koła (Rysunek 2A).
      UWAGA: W tym przypadku pomocne jest użycie taśmy, aby utrzymać magnesy na miejscu do czasu całkowitego wyschnięcia kleju; w przeciwnym razie mogą one zostać przyciągnięte do magnesu czujnika i odkleić się.
    6. Zastosuj dodatkowe obciążenie w tygodniach 3, 4 i 6, umieszczając kolejny magnes 1 g na którymkolwiek z już obecnych magnesów.
      UWAGA: Klej nie jest konieczny, ponieważ magnesy mocno przywierają do siebie. Na przykład przy obciążeniu 6 g w tygodniu 6, magnesy będą ułożone w stosy po trzy (Rysunek 2B).
    7. Bieganie na kole silnie obciążonym (HLWR): Postępuj zgodnie z krokami 2.1.8-2.1.11.
      UWAGA: Protokół HLWR wymaga trzech zestawów kół. Montaż różnych zestawów kół pozwala badaczowi na ponowne wykorzystanie konfiguracji kół dla innych myszy po dokładnym oczyszczeniu i dezynfekcji koła (liczba zestawów powinna zostać określona przez badacza na podstawie wielkości kohorty/grupy).
    8. Pierwszy zestaw kół (wymagany tylko w tygodniu 2) będzie posiadał pojedynczy magnes 2,5 g; przyklej (patrz UWAGA pod krokiem 2.1.5) jeden magnes 2,5 g do zewnętrznego obwodu koła (Rysunek 3A).
    9. Drugi zestaw kół (wymagany tylko w tygodniu 3) będzie posiadał dwa magnesy 2,5 g; przyklej (patrz UWAGA pod krokiem 2.1.5) dwa magnesy 2,5 g obok siebie na zewnętrznym obwodzie koła (Rysunek 3B).
    10. Trzeci zestaw kół (wymagany od tygodnia 4 wzwyż) będzie posiadał trzy magnesy 2,5 g obok siebie; przyklej (patrz UWAGA pod krokiem 2.1.5) trzy magnesy 2,5 g obok siebie na zewnętrznym obwodzie koła (Rysunek 3C).
    11. Zastosuj dodatkowe obciążenie w tygodniach 6 i 8, umieszczając kolejny magnes 2,5 g na którymkolwiek z już obecnych magnesów (Rysunki 3D, E).

Lampa w połowie czerwona, a w połowie biała, stosowana w optogenetyce do aktywacji światłem w eksperymentach biologicznych.
Rysunek 1: Podstawowe koło biegowe z pojedynczym magnesem czujnika 1 g przyklejonym do środkowej części zewnętrznego obwodu koła. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Układ separacji magnetycznej z czujnikiem i magnesami obciążającymi, widok z góry i z boku, schemat eksperymentu.
Rysunek 2: Obciążone koło biegowe (LWR) z magnesem czujnika i magnesami obciążającymi 1 g. (A) Przykład obciążenia 2 g, dwa magnesy 1 g przyklejone obok siebie do zewnętrznej krawędzi koła; (B) przykład obciążenia 6 g, dwa magnesy 1 g przyklejone obok siebie do zewnętrznej krawędzi koła z dodatkowym obciążeniem 4 g. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat dwukolorowej zabawki magnetycznej pokazujący pozycje równowagi i demonstrację równowagi obrotowej.
Rycina 3: Koło biegowe z dużym obciążeniem (HLWR) z magnesem czujnika i magnesami obciążającymi 2,5 g. (A) przykład obciążenia 2,5 g, jeden magnes 2,5 g przyklejony do zewnętrznej krawędzi koła; (B) przykład obciążenia 5 g, dwa magnesy 2,5 g przyklejone obok siebie do zewnętrznej krawędzi koła; (C) przykład obciążenia 7,5 g, trzy magnesy 2,5 g przyklejone obok siebie do zewnętrznej krawędzi koła; (D) przykład obciążenia 10 g, trzy magnesy 2,5 g przyklejone obok siebie do zewnętrznej krawędzi koła, z dodatkowym obciążeniem 2,5 g; (E) przykład obciążenia 12,5 g, trzy magnesy 2,5 g przyklejone obok siebie do zewnętrznej krawędzi koła, z dodatkowym obciążeniem 5 g. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

3. Montaż klatki

  1. Zmontuj koła treningowe, używając klatki wyposażonej w cyfrowy licznik rowerowy w celu monitorowania czasu ćwiczeń (h) i przebytego dystansu (km). Średnią prędkość (km/h) oblicza się arytmetycznie.
    1. Przed montażem upewnij się, że do licznika rowerowego włożono nową baterię.
    2. Podczas wstępnego programowania licznika rowerowego ustaw rozmiar koła (zgodnie z instrukcją producenta); oblicz dystans na jeden obrót, mierząc obwód zewnętrzny koła treningowego (np. 3 580 mm dla rodzaju koła użytego w niniejszej procedurze).
  2. Umieść czujnik licznika rowerowego na sztywnej powierzchni na zewnątrz pokrywy klatki, bezpośrednio nad miejscem, w którym znajduje się magnes czujnika koła. Upewnij się, że wszystkie elementy licznika i czujnika znajdują się za solidną barierą na zewnątrz klatki, aby zapobiec przegryzaniu komponentów przez myszy.
    1. Wykorzystaj pokrywę pustego pudełka na końcówki do pipet z wyciętym małym prostokątem, w którym znajdzie się magnetyczny czujnik rowerowy, a główną część pudełka (po usunięciu rastra na końcówki) do utrzymania licznika rowerowego i przewodu (Rysunek 4A).
    2. Wywierć dwa otwory w narożnikach sztywnej powierzchni, aby przymocować magnetyczny czujnik rowerowy i uchwyt koła treningowego na zewnątrz klatki (Rysunek 4A).
  3. Wsuń podstawę koła treningowego dnem do góry przez szczeliny w pokrywie klatki, ale nad sztywną powierzchnią opisaną w punkcie 3.2 (Rysunek 4B).
    1. Przymocuj podstawę koła i czujnik licznika do góry klatki za pomocą elementów montażowych (Rysunek 4C, D).
  4. Upewnij się, że odległość między magnesem a czujnikiem licznika nie przekracza 1 cm, aby umożliwić prawidłowe rejestrowanie ruchu koła (większość standardowych czujników liczników rowerowych jest dwukierunkowa i zarejestruje pozytywny ruch koła w każdym kierunku obrotu).
  5. Zamocuj odpowiednie koło treningowe (zgodnie z powyższym opisem) do podstawy koła od wewnętrznej strony pokrywy klatki, a następnie szczelnie zamknij klatkę pokrywą (Rysunek 4E, F).
  6. Przy kole zwisającym z pokrywy klatki zapewnij co najmniej 2,5 cm odstępu od dna klatki. Umieść w klatce minimalną ilość materiału ściółkującego, aby koło obracało się swobodnie i nie było blokowane przez nagromadzenie ściółki.
  7. Podczas eksperymentu zapisuj dane z licznika rowerowego w stałych odstępach czasu, aby zapewnić dokładne monitorowanie aktywności.
    1. Należy pamiętać, że myszy są gatunkiem nocnym; w związku z tym większość ich naturalnej aktywności w klatce (w tym bieganie w kołowrotku) odbywa się podczas ciemnych godzin cyklu oświetlenia.

Układ pomiaru temperatury z termometrami; schematy A-F; warunki laboratoryjne.
Rysunek 4: Montaż klatki z kołem biegowym. (A) Komputer rowerowy i czujnik magnetyczny umieszczone w twardej powierzchni/tacy; (B) odwrócona podstawa koła umieszczona na twardej powierzchni/tacy i czujniku (widok z góry; zwróć uwagę na dwa otwory w powierzchni/tacy czujnika służące do przymocowania podstawy do pokrywy klatki za pomocą elementów montażowych), (C) odwrócona podstawa koła z zamontowanymi elementami montażowymi (widok z dołu); (D) odwrócona podstawa koła z zamontowanymi elementami montażowymi (widok z góry); (E) pełny montaż klatki (widok z góry); oraz (F) pełny montaż klatki (widok z boku). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

4. Protokoły obciążeń treningowych

  1. Przechowuj myszy siedzące (SED) indywidualnie przez 9 tygodni w klatkach z zablokowanym kołem biegowym, aby zapobiec jakiejkolwiek aktywności biegowej.
    UWAGA: Tabela 1 przedstawia harmonogram obciążeń dla protokołów LWR (PoWeR) i HLWR zastosowanych w planie eksperymentalnym.
  2. W razie potrzeby zmniejsz obciążenie dla grup LWR i HLWR, aby zapewnić myszom kontynuowanie ćwiczeń przez cały 9-tygodniowy protokół.

Tydzień
123456789
LWR (n = 4)Obciążenie (g)0.02.03.04.05.05.06.06.06.0
%BM--8%11%15%19%19%23%23%23%
HLWR (n = 7)Obciążenie (g)0.02.55.07.57.510.010.012.512.5
%BM--10%19%28%28%38%38%48%48%

Tabela 1. Protokoły biegania na kołowrotku z obciążeniem

5. Badanie funkcji mięśni in situ, pobieranie i analiza tkanek

  1. Po 9-tygodniowej interwencji treningowej podać myszom znieczulenie za pomocą wziewnego izofluranu (4% indukcja; 2% podtrzymanie) z dodatkiem tlenu, zapewniając odpowiedni monitoring głębokości znieczulenia przez cały czas trwania procedury.
  2. Przeprowadzić test funkcji mięśni in situ kompleksu mięśnia brzuchatego, płaszczowatego i solealnego (GPS), aby zbadać izometryczną siłę mięśniową28. Wyznaczyć krzywą siła-częstotliwość poprzez bezpośrednią stymulację nerwu kulszowego elektrodami igłowymi 27 G przy 11 rosnących częstotliwościach w zakresie 1-300 Hz, przy czym skurcze tężcowe występują w okolicach 100-150 Hz29.
  3. Bezpośrednio po teście funkcji mięśni uśmiercić myszy via zwichnięcie szyi i potwierdzić eutanazję poprzez usunięcie serca. Ostrożnie wyciąć mięśnie płaszczowate i solealne, a następnie zapisać masę tkanek na mokro.
  4. Każdą próbkę mięśnia pokryć medium do zatapiania (OCT) i zamocować na korku. Zamrozić w izopentanie chłodzonym ciekłym azotem i przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu przeprowadzenia dalszej analizy immunohistochemicznej (IHC) na przekrojach tkanki mięśniowej (o grubości 10 µm).
  5. Przeanalizować pole przekroju poprzecznego (CSA) włókien mięśniowych przy użyciu immunofluorescencji dla lamininy. Zmierzyć CSA włókien za pomocą automatycznej platformy kwantyfikacji obrazów30.

6. Analiza statystyczna

  1. Wszystkie dane przedstawić jako średnią ± SD.
  2. Analizy statystyczne przeprowadzić przy użyciu oprogramowania do analizy statystycznej, przyjmując poziom istotności p ≤ 0,05.
  3. Dane dotyczące biegania w kołowrotku oraz objętości treningowej porównać za pomocą dwuczynnikowej analizy wariancji (ANOVA) z powtarzanymi pomiarami.
  4. Masę ciała, masę tkanek, CSA oraz funkcje mięśni porównać za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). W przypadku uzyskania istotnych wartości F, różnice wewnątrzgrupowe porównać za pomocą analizy post hoc testem Fishera LSD.
  5. Obliczyć wielkości efektu, a następnie interpretować wartości 0,01, 0,06 i 0,14 odpowiednio jako mały, średni i duży efekt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym badaniu 24 myszy C57BL/6 (6,3 ± 0,7 miesiąca w chwili rozpoczęcia badania) przydzielono losowo do jednej z trzech grup badawczych: siedzącej (SED), biegania na kole z obciążeniem (LWR; analogicznie do metody PoWeR opisanej przez Dungana i wsp.17) lub wysokiego LWR (HLWR), po czym zwierzęta przeszły odpowiedni 9-tygodniowy protokół. Po tygodniu aklimatyzacji (tydzień 1) nie stwierdzono różnic między grupami ani w interakcji grupa x czas w odniesieniu do dystansu biegowego lub objętości...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Istniejące modele ćwiczeń oporowych u gryzoni okazały się nieocenione w badaniach nad mięśniami szkieletowymi; Jednak wiele z tych modeli jest inwazyjnych, mimowolnych i/lub czasochłonnych i pracochłonnych. LWR jest doskonałym modelem, który nie tylko wywołuje podobne adaptacje mięśniowe, jak te obserwowane w innych dobrze akceptowanych modelach treningu ćwiczeń oporowych, ale także zapewnia zwierzęciu przewlekły, niskostresowy bodziec do ćwiczeń przy minimalnym zaangażowaniu czasu / pracy przez badacza. Dodatkowo, ponie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Stowarzyszeniu Samorządu Studenckiego, Biuru Badań Studenckich oraz Departamentowi Zdrowia i Nauki o Ćwiczeniach na Uniwersytecie Stanowym Appalachów za wsparcie tego projektu. Dodatkowo chcielibyśmy podziękować Monique Eckerd i Therin Williams-Frey za nadzorowanie codziennej działalności ośrodka badawczego na zwierzętach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Magnesy neodymowe dyskowe 1 gZastosowane magnesyND018-6Używany do wszystkich magnesów czujnikowych i przyrostów 1 g obciążenia koła
Magnesy neodymowe dyskowe 2,5 gZastosowane magnesyND022Używany do przyrostów co 2,5 g obciążenia koła
ze stali nierdzewnej 8-32 x 1"Amazonhttps://www.amazon.com/gp/product/B07939RS23/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&psc=1
8-32 Nakrętki motylkoweAmazonhttps://www.amazon.com/gp/product/B07YYWW2SB/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&th=1
10 i mikro; L pudełko na końcówki do pipet (puste)Thermo Scientific2140Użyliśmy pustych pudełek na końcówki do pipet ART, ale wystarczą pudełka / tace o podobnych rozmiarach
Extreme Liquid GlueLoctite
Laminin przeciwciało pierwszorzędoweNovus BiologicalsNB300-144AF647pierwszorzędowe sprzężone z AF657; 1:200 w PBS zawierające 10% normalnej koziej surowicy
Bateria litowa 3 Vn/aCR2032
Podkładki błotników M10 (3/16" x 1 1/4") ze stali nierdzewnejAmazonhttps://www.amazon.com/gp/product/B00OHUHEU8/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&th=1
MyoVision: Zautomatyzowana platforma kwantyfikacji obrazu Wen et al. (2017)v1.0https://www.uky.edu/chs/center-for-muscle-biology/myovision
Klatka dla gryzoni z poliwęglanu (430 mm dł. x 290 mm szer. x 201 mm wys.), z wąską pokrywą drucianą ze stali nierdzewnejOrchid ScientificKlatka dla szczurów z poliwęglanu Typ IIhttps://orchidscientific.com/product/rat-cage/ - 1519974600758-c29bc1c5-6dfa
Sigma Sport 509 Licznik rowerowySigma SportNie musi to być ten model w szczególności, ale musi mieć możliwość monitorowania odległości i czasu
Koło jezdne Silent Spinner (mini 11,4 cm)KayteeSKU# 100079369https://www.kaytee.com/all-products/small-animal/silent-spinner-wheel
przeciwciało

Bibliografia

  1. Frontera, W. R., Ochala, J. Skeletal muscle: A brief review of structure and function. Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).
  2. Goldberg, A. L. Protein synthesis during work-induced growth of skeletal muscle. Journal of Cell Biology. 36 (3), 653-658 (1968).
  3. Baar, K., Esser, K. Phosphorylation of p70S6k correlates with increased skeletal muscle mass following resistance exercise. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 276 (1), 120-127 (1999).
  4. Wong, T. S., Booth, F. W. Skeletal muscle enlargement with weight-lifting exercise by rats. Journal of Applied Physiology. 65 (2), 950-954 (1988).
  5. Hornberger Jr, T. A., Farrar, R. P. Physiological hypertrophy of the FHL muscle following 8 weeks of progressive resistance exercise in the rat. Canadian Journal of Applied Physiology. 29 (1), 16-31 (2004).
  6. Zhu, W. G., et al. Weight pulling: A novel mouse model of human progressive resistance exercise. Cells. 10 (9), 2459(2021).
  7. Tamaki, T., Uchiyama, S., Nakano, S. A weight-lifting exercise model for inducing hypertrophy in the hindlimb muscles of rats. Medicine and Science in Sports and Exercise. 24 (8), 881-886 (1992).
  8. De Bono, J. P., Adlam, D., Paterson, D. J., Channon, K. M. Novel quantitative phenotypes of exercise training in mouse models. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 290 (4), 926-934 (2006).
  9. Goh, J., Ladiges, W. Voluntary wheel running in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (4), 283-290 (2015).
  10. Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Daves, M., Vordermark, A., Kleeberger, S. R. Genetic influence on daily wheel running activity level. Physiological Genomics. 19 (3), 270-276 (2004).
  11. Allen, D. L., et al. Cardiac and skeletal muscle adaptations to voluntary wheel running in the mouse. Journal of Applied Physiology. 90 (5), 1900-1908 (2001).
  12. Ishihara, A., et al. Effects of running exercise with increasing loads on tibialis anterior muscle fibres in mice. Experimental Physiology. 87 (2), 113-116 (2002).
  13. Kurosaka, M., et al. Effects of voluntary wheel running on satellite cells in the rat plantaris muscle. Journal of Sports Science and Medicine. 8 (1), 51-57 (2009).
  14. Lambert, M. I., Noakes, T. D. Spontaneous running increases VO2max and running performance in rats. Journal of Applied Physiology. 68 (1), 400-403 (1990).
  15. Rodnick, K. J., Reaven, G. M., Haskell, W. L., Sims, C. R., Mondon, C. E. Variations in running activity and enzymatic adaptations in voluntary running rats. Journal of Applied Physiology. 66 (3), 1250-1257 (1989).
  16. Sexton, W. L. Vascular adaptations in rat hindlimb skeletal muscle after voluntary running-wheel exercise. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 287-296 (1995).
  17. Dungan, C. M., et al. Elevated myonuclear density during skeletal muscle hypertrophy in response to training is reversed during detraining. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 316 (5), 649-654 (2019).
  18. Ishihara, A., Roy, R. R., Ohira, Y., Ibata, Y., Edgerton, V. R. Hypertrophy of rat plantaris muscle fibers after voluntary running with increasing loads. Journal of Applied Physiology. 84 (6), 2183-2189 (1998).
  19. Konhilas, J. P., et al. Loaded wheel running and muscle adaptation in the mouse. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (1), 455-465 (2005).
  20. Legerlotz, K., Elliott, B., Guillemin, B., Smith, H. K. Voluntary resistance running wheel activity pattern and skeletal muscle growth in rats: Wheel running activity pattern and muscle growth. Experimental Physiology. 93 (6), 754-762 (2008).
  21. Mobley, C. B., et al. Progressive resistance-loaded voluntary wheel running increases hypertrophy and differentially affects muscle protein synthesis, ribosome biogenesis, and proteolytic markers in rat muscle. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition. 102 (1), 317-329 (2018).
  22. D'Hulst, G., Palmer, A. S., Masschelein, E., Bar-Nur, O., De Bock, K. Voluntary resistance running as a model to induce mTOR activation in mouse skeletal muscle. Frontiers in Physiology. 10, 1271(2019).
  23. Soffe, Z., Radley-Crabb, H. G., McMahon, C., Grounds, M. D., Shavlakadze, T. Effects of loaded voluntary wheel exercise on performance and muscle hypertrophy in young and old male C57Bl/6J mice: Exercise and muscle hypertrophy in old mice. Scandinavian Journal of Medicine and Science in Sports. 26 (2), 172-188 (2016).
  24. White, Z., et al. Voluntary resistance wheel exercise from mid-life prevents sarcopenia and increases markers of mitochondrial function and autophagy in muscles of old male and female C57BL/6J mice. Skeletal Muscle. 6 (1), 45(2016).
  25. Murach, K. A., McCarthy, J. J., Peterson, C. A., Dungan, C. M. Making mice mighty: Recent advances in translational models of load-induced muscle hypertrophy. Journal of Applied Physiology. 129 (3), 516-521 (2020).
  26. Swallow, J. G., Garland, T., Carter, P. A., Zhan, W. -Z., Sieck, G. C. Effects of voluntary activity and genetic selection on aerobic capacity in house mice (Mus domesticus). Journal of Applied Physiology. 84 (1), 69-76 (1998).
  27. Murach, K. A., et al. Late-life exercise mitigates skeletal muscle epigenetic aging. Aging Cell. 21 (1), 13527(2022).
  28. Mackay, A. D., Marchant, E. D., Louw, M., Thomson, D. M., Hancock, C. R. Exercise, but not metformin prevents loss of muscle function due to doxorubicin in mice using an in situ method. International Journal of Molecular Sciences. 22 (17), 9163(2021).
  29. Godwin, J. S., Hodgman, C. F., Needle, A. R., Zwetsloot, K. A., Andrew, R. Whole-body heat shock accelerates recovery from impact- induced skeletal muscle damage in mice. Conditioning Medicine. 2 (4), 184-191 (2020).
  30. Wen, Y., et al. MyoVision: Software for automated high-content analysis of skeletal muscle immunohistochemistry. Journal of Applied Physiology. 124 (1), 40-51 (2018).
  31. Manzanares, G., Brito-da-Silva, G., Gandra, P. G. Voluntary wheel running: Patterns and physiological effects in mice. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 52 (1), 7830(2019).
  32. Bartling, B., et al. Sex-related differences in the wheel-running activity of mice decline with increasing age. Experimental Gerontology. 87, 139-147 (2017).
  33. Zwetsloot, K. A., Westerkamp, L. M., Holmes, B. F., Gavin, T. P. AMPK regulates basal skeletal muscle capillarization and VEGF expression, but is not necessary for the angiogenic response to exercise: AMPK and the skeletal muscle angiogenic response to exercise. The Journal of Physiology. 586 (24), 6021-6035 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Trening oporowy myszybieganie na obci onym ko owrotkubieganie na ko owrotku z du ym obci eniemhipertrofia mi nidobrowolne wiczenia myszyadaptacja mi ni szkieletowychpomiar masy mi niowejprotok wicze dla myszytest funkcji mi ni

Powiązane artykuły