Artykuł metodologiczny

Wizualizacja cech morfologicznych połączenia nerwowo-mięśniowego w mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowym szczura

DOI:

10.3791/63954

⸱

17 maja 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół pokazuje metodę badania korelacji przestrzennej między zakończeniami presynaptycznymi, receptorami postsynaptycznymi i okołosynaptycznymi komórkami Schwanna w mięśniu brzuchatym łydki szczura przy użyciu immunohistochemii fluorescencyjnej z różnymi biomarkerami, a mianowicie: neurofilamentem 200, pęcherzykowym transporterem acetylocholiny, alfa-bungarotoksyną i S100.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Połączenie nerwowo-mięśniowe (NMJ) jest złożoną strukturą służącą do komunikacji sygnału z neuronu ruchowego do mięśnia szkieletowego i składa się z trzech podstawowych elementów histologicznych: presynaptycznych zakończeń aksonów ruchowych, postsynaptycznych nikotynowych receptorów acetylocholiny (AchR) i okołosynaptycznych komórek Schwanna (PSC). W celu wykazania cech morfologicznych NMJ, przyśrodkowy mięsień brzuchaty łydki szczura został wybrany jako tkanka docelowa i zbadany przy użyciu wielu barwień fluorescencyjnych z różnymi rodzajami biomarkerów, w tym neurofilamentem 200 (NF200) i pęcherzykowym transporterem acetylocholiny (VAChT) dla włókien nerwowych ruchowych i ich zakończeń presynaptycznych, alfa-bungarotoksyną (α-BTX) dla postsynaptycznego nikotynowego AchR, i S100 dla pojedynczych punktów kontaktowych. W tym badaniu barwienie przeprowadzono w dwóch grupach: w pierwszej grupie próbki barwiono NF200, VAChT i α-BTX, a w drugiej grupie próbki barwiono NF200, α-BTX i S100. Wykazano, że oba protokoły mogą skutecznie zademonstrować szczegółową strukturę NMJ. Za pomocą mikroskopu konfokalnego zaobserwowano charakterystykę morfologiczną zakończeń presynaptycznych, receptorów postsynaptycznych i PSC, a ich obrazy stosów Z zrekonstruowano w trójwymiarowy wzór, aby dokładniej przeanalizować korelację przestrzenną między różnymi znakowaniami. Z punktu widzenia metodologii protokoły te stanowią cenne odniesienie do badania cech morfologicznych NMJ w warunkach fizjologicznych, które mogą być również odpowiednie do oceny patologicznych zmian NMJ, takich jak uszkodzenie i regeneracja nerwów obwodowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jako trzy podstawowe składniki strukturalne połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ)1,2,3,4, szeroko zbadano morfologiczne aspekty presynaptycznych zakończeń aksonów ruchowych, postsynaptyczną błonę zawierającą nikotynowe receptory acetylocholiny (AchR) oraz okołosynaptyczne komórki Schwanna (PSC). Cienkie przekroje i całe próbki mięśni szkieletowych zostały zbadane za pomocą różnych technik histologicznych, takich jak mikroskopia elektronowa5,6, mikroskopia konfokalna7,8 i mikroskopia arkuszowa9,10. Chociaż cechy morfologiczne NMJ zostały wykazane przez te techniki z różnych aspektów, dla porównania, mikroskopia konfokalna jest nadal idealnym wyborem do obrazowania szczegółowej morfologii NMJ.

Ostatnio opracowano wiele nowych technologii do pokazywania elementów strukturalnych NMJ. Na przykład transgeniczne myszy fluorescencyjne thy1-YFP zostały bezpośrednio wykorzystane do obserwacji aksonów motorycznych i płytek końcowych silnika in vivo i in vitro10,11. Dodatkowo, dożylne wstrzyknięcie fluorescencyjnego α-BTX zostało zastosowane w celu ujawnienia przestrzennego rozkładu płytek końcowych silnika w całych mięśniach szkieletowych myszy fluorescencyjnych typu dzikiego i transgenicznego, poprzez zastosowanie optycznego oczyszczania tkanek do badania za pomocą mikroskopii świetlanej9,12. Jednak poza elementami pre- i postsynaptycznymi, które można oglądać za pomocą tych zaawansowanych metod, PSC nie można wykazać w tym samym czasie.

Coraz więcej dowodów wskazuje, że PSC, jako obwodowe komórki glejowe, są ściśle związane z pre-synaptycznymi zakończeniami, przyczyniając się do rozwoju i stabilności NMJ, modulacji aktywności synaptycznej NMJ w warunkach fizjologicznych oraz regeneracji NMJ po uszkodzeniu nerwów13,14,15. Biorąc pod uwagę architekturę komórkową NMJ, protokół ten jest odpowiednim kandydatem do jednoczesnego znakowania PSC, elementów pre- i postsynaptycznych i jest potencjalnie stosowany do oceny integralności i plastyczności NMJ w normalnych i patologicznych warunkach. Na przykład porównaj intensywność NMJ, morfologię i objętość postsynaptycznych płytek końcowych motorycznych, unerwienie i odnerwienie NMJ oraz liczbę PSC w mięśniach o stanie fizjologicznym i patologicznym.

Mięsień brzuchaty łydki jest największym mięśniem tworzącym wybrzuszenie w łydce, które łatwo można usunąć poprzez usunięcie skóry i mięśnia dwugłowego uda z kończyny. Mięsień jest często wybierany do oceny atrofii mięśni, zwyrodnienia nerwowo-mięśniowego, wydajności mięśni i siły jednostki motorycznej ex vivo lub in vivo16,17,18. Jednak technika ta nadaje się również do ujawniania cech morfologicznych NMJ z różnych mięśni szkieletowych. Jednocześnie grube sekcje mięśniowe mogą ujawnić bardziej kompletną morfologię i ilość NMJ w porównaniu z cienkimi sekcjami7,8 i drażnionymi włóknami mięśniowymi19.

Zgodnie z tymi badaniami, przyśrodkowy mięsień brzuchaty łydki szczura został wybrany jako tkanka docelowa w tym badaniu i został pokrojony na grubość 80 μm w celu wielokrotnego barwienia fluorescencyjnego różnymi rodzajami biomarkerów zgodnie ze składnikami strukturalnymi NMJ. Tutaj neurofilament 200 (NF200)20,21, pęcherzykowy transporter acetylocholiny (VAChT)22, alfa-bungarotoksyna (α-BTX)23,24, a S10025,26 zostały użyte do oznaczania włókien nerwowych, zakończeń presynaptycznych, postsynaptycznych AchR i PSC. Ponadto tło tkanki mięśniowej i jąder komórkowych zostało dodatkowo podbarwione falloidyną i DAPI.

W tym badaniu spodziewamy się opracować wyrafinowany protokół jednoczesnego barwienia architektury komórkowej NMJ wraz z odpowiadającymi jej biomarkerami na grubszych utrwalonych próbkach, co jest wygodniejsze do użycia w mikroskopii konfokalnej i pomaga uzyskać znacznie więcej informacji na temat szczegółowej struktury PSC, elementów pre- i postsynaptycznych, a także ich przestrzennej korelacji między sobą. Z punktu widzenia metodologii, protokół ten może być korzystny dla oceny cech morfologicznych NMJ w warunkach normalnych i patologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Etyki Instytutu Akupunktury i Moxibustion, Chińskiej Akademii Chińskich Nauk Medycznych (zatwierdzenie nr 2021-04-15-1). Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (National Academy Press, Waszyngton, D.C., 1996). Wykorzystano trzy dorosłe samce szczurów (Sprague-Dawley, waga 230 ± 15 g). Szczury trzymano w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność z kontrolowaną temperaturą i wilgotnością oraz ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. Instrumenty i materiały do tego badania są pokazane w Rysunek 1.

1. Perfuzja

  1. Wstrzyknąć dootrzewnowo roztwór tribromoetanolu w dawce 250 mg/kg mc. w celu wywołania eutanazji szczurów.
  2. Gdy oddech ustanie, otwórz klatkę piersiową, aby uzyskać dostęp do serca za pomocą nożyczek i kleszczy. Wprowadzić cewnik dożylny z lewej komory serca w kierunku aorty, a następnie przeciąć prawą małżowinę uszną.
  3. Przelej eksperymentalne szczury w kapturze. Zacznij od perfuzji ze 100 ml 0,9% soli fizjologicznej, aż krew wychodząca z prawej małżowiny usznej będzie czysta, a następnie kontynuuj perfuzję z 250-300 ml 4% paraformaldehydu w 0,1 M buforze fosforanowym (PB, pH 7,4) przez około 10 minut, aż ogon będzie trudny do zgięcia.

2. Anatomia regionalna

  1. Po perfuzji usuń skórę obustronnej kończyny tylnej za pomocą ostrza chirurgicznego (Rysunek 2A) i odsłonij obustronny nerw kulszowy i mięsień brzuchaty łydki przyśrodkowej (Rysunek 2B).
  2. Ostrożnie wyciąć obustronny mięsień brzuchaty łydki przyśrodkowej od kończyny tylnej za pomocą ostrza (Ryc. 2C) i umieścić cały mięsień w 10 ml 4% paraformaldehydu w 0,1 M PB przez 2 godziny.
  3. Usunąć mięsień z roztworu i kriochronić mięsień w 10 ml 25% sacharozy w 0,1 M PB przez 1 dzień w temperaturze 4 °C, aż mięsień zostanie całkowicie zanurzony w roztworze.

3. Kriosekcja mięśnia

  1. Po zanurzeniu tkanki mięśniowej w roztworze, utrwalić ją na etapie zamrażania w przesuwanym systemie mikrotomowym za pomocą zamrożonego podłoża sekcyjnego. Przeciąć mięsień poziomo wzdłuż długiej osi mięśnia o grubości 80 μm.
  2. Umieść siedem kriosekcji na studzience w uporządkowany sposób na sześciodołkowej płytce hodowlanej z 10 ml 0,1 M PB (pH 7,4) za pomocą pędzla.
    UWAGA: Sekcje są ułożone w takiej kolejności, aby sekcje w różnych studzienkach przylegały do siebie, co sprawia, że sekcje używane do różnych plam są bardziej spójne.

4. Wielokrotne barwienie fluorescencyjne za pomocą NF200, VAChT, α-BTX i Pha

UWAGA: Wielokrotne barwienie fluorescencyjne za pomocą NF200, VAChT, α-BTX i Pha zostało zastosowane w celu ujawnienia włókien nerwowych, zakończeń presynaptycznych, postsynaptycznych nikotynowych receptorów acetylocholiny i włókien mięśniowych.

  1. Inkubować cztery sekcje na studzienkę z 1,5 ml 0,1 M PB zawierającego 75 μl 10% Triton X-100 (0,5%) i 45 μl normalnej surowicy osła (3%) na wytrząsarce orbitalnej przy 20 obr./min przez 30 min.
  2. Przenieść skrawki do 1,5 ml zmieszanego roztworu pierwszorzędowych przeciwciał zawierających króliczy anty-NF200 (1:1,000), kozi anty-VAChT (1:500) w 0,1 M PB (pH 7,4) z 1% normalną surowicą osła i 0,5% Triton X-100 i inkubować przez noc w temperaturze 4 °C. Następnego dnia umyj sekcje 3x po 5 minut w 0,1 M PB (pH 7,4) na wytrząsarce orbitalnej z prędkością 20 obr./min.
  3. Inkubować skrawki w 1,5 ml mieszanego roztworu przeciwciał drugorzędowych zawierających AF488 (1:500) (1:500) i anty-kozi AF546 (1:500), a także biomarkery α-BTX, AF647 (1:500) i falloidyny 350 (1:500) w 0,1 M PB (pH 7,4) zawierającym 1% normalnej surowicy osła i 0,5% Triton X-100 przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Chronić przed światłem.
  4. Po umyciu 3x po 5 min w 0,1 M PB (pH 7,4), zamontuj sekcje na szkiełkach mikroskopowych. Nałóż szkło nakrywkowe na sekcje, używając 50% gliceryny w wodzie destylowanej do obserwacji.

5. Wielokrotne barwienie fluorescencyjne za pomocą NF200, S100, α-BTX i DAPI

UWAGA: Procedury są podobne do tej z kroku 4; główna różnica polega na tym, że przeciwciała pierwszorzędowe a odpowiadającymi im przeciwciała drugorzędowe.

  1. Należy użyć następujących przeciwciał pierwszorzędowych: anty-NF200 kurczaka (1:6 000), królika anty-S100 (1:2 500) w kroku 4.2 i odpowiadających im przeciwciał drugorzędowych: AF488 przeciwko kurczakowi osła (1:500) i przeciwko królikowi AF546 (1:500), a także biomarkery α-BTX AF647 (1:500) i DAPI (1:50000) w kroku 4.3.

6. Obserwacja i analizy

  1. Obserwuj preparat i rób zdjęcia za pomocą systemu obrazowania konfokalnego wyposażonego w następujące soczewki obiektywowe: soczewka 20x z NA 0,75 i soczewka 40x z NA 0,95.
  2. Stosować długości fal wzbudzenia i emisji 350 nm (Pha), 488 nm (NF200), 546 nm (VAChT i S100), 647 nm (α-BTX) lub DAPI odpowiadających wielokrotnemu barwieniu fluorescencyjnemu. Ustaw rozdzielczość przechwytywania obrazu na 640 x 640 pikseli.
    UWAGA: Rozdzielczość 640 x 640 pikseli została wybrana, ponieważ obrazy zostały przechwycone w stosach Z. Rozdzielczość 1024 x 1024 pikseli powoduje powolne obrazowanie i fotowybielanie w stosach Z.
  3. Ustaw początkową płaszczyznę ogniskowej i końcową płaszczyznę ogniskowej. Ustaw rozmiar kroku na 1 μm lub 2 μm. Wybierz wzorzec głębi, przechwytywanie obrazu i serię Z.
  4. W przypadku obrazów o mniejszym powiększeniu wykonanych przy powiększeniu 20x, uchwyć 40 obrazów (stosy Z) w odstępach co 2 μm z każdego odcinka o grubości 80 μm za pomocą otworu 105 μm. Wybierz tryb projekcji/topografii i projekcji intensywności na osi Z, aby zintegrować wszystkie obrazy w jednym ostrym miejscu.
  5. Aby uzyskać obrazy o większym powiększeniu wykonane przy powiększeniu 40x, uchwyć 80 obrazów (stosy Z) w kroku 1 μm z każdego odcinka o grubości 80 μm z zoomem ustawionym na 2 i otworkiem 105 μm. Zintegruj wszystkie obrazy w jednym ostrym miejscu.
  6. Zrekonstruuj obrazy we wzorcu trójwymiarowym za pomocą systemu przetwarzania obrazu, jak opisano wcześniej w27.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po wielokrotnym barwieniu fluorescencyjnym, odpowiednie oznakowanie zostało uporządkowane na odcinkach mięśnia brzuchatego łydki szczura o grubości 80 μm z włóknami nerwowymi NF200-dodatnimi, VAChT-dodatnimi zakończeniami presynaptycznymi, α-BTX-dodatnimi postsynaptycznymi AchR, S100-dodatnimi PSC, włóknami mięśniowymi faloidynowo-dodatnimi i jądrami komórkowymi znakowanymi DAPI (Rysunek 3 i Rysunek 4).

Wykazano, że NF200-dodatnie włókna ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisaliśmy szczegóły techniczne wymagane do przeprowadzenia udanego wielokrotnego barwienia wycinków mięśni i zastosowania immunohistochemii fluorescencyjnej w celu ujawnienia cech morfologicznych NMJ na grubych odcinkach przyśrodkowego mięśnia brzuchatego łydki szczura. Dzięki zastosowaniu tego podejścia, drobne szczegóły i korelacja przestrzenna PSC oraz elementów pre- i postsynaptycznych mogą być analizowane i oceniane pod mikroskopią konfokalną, a następnie rekonstruowane w trójwymiarowym wzorze. W tym przypadku zast...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane przez Fundusz Innowacji CACMS (No. CI2021A03407), Chińska Narodowa Fundacja Nauk Przyrodniczych (nr 82004299) oraz fundusze badań podstawowych dla Centralnych Instytutów Badawczych Opieki Społecznej (nr ). ZZ13-YQ-068; ZZ14-YQ-032; ZZ14-YQ-034; ZZ201914001; ZZ202017006; ZZ202017015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dichlorowodorek 4',6-diamidino-2-fenyloindoluThermoFisherD3571
Konfokalny laserowy mikroskop skaningowyOlympusFV1200
Osioł anty-kurczak AF488Jackson149973 (703-545-155)
Osioł anty-koza AF546ThermoFisherA11056
Osioł anty-królik AF488ThermoFisherA21206
Osioł anty-królik AF546ThermoFisherA10040
Sekcja mrożona ŚredniaThermoFisherNeg-50Bezbarwna
szklana osłona mikroskopuCitotest10212450C
Mikrotom YamatoREM-710
Neurofilament 200Sigma-AldrichN4142Królik
Neurofilament 200Abcamab4680Kurczak
Normalna surowica osłaJackson ImmunoResearch Laboratories017-000-1210 ml
soli fizjologicznejShandong Hualu Pharmaceutical Co.LtdH37022750250 ml
ParaformaldehydMacklin P804536500g
Falloidyna AF350ThermoFisherA22281
Precyzyjna pompa perystaltycznaLongerBT100-2J
S100-βAbcamab52642
Królik Fosforan sodu dbasic dwunastowodnyMacklinS818118 500g
Fosforan sodu jednozasadowy dwuwodnyMacklinS817463 500g
SacharozaMacklinS818046500g
Szkiełka mikroskopowe Superfrost plusThermoFisher4951PLUS-001E
Triton X-100Solarbio Nauki Biologiczne9002-93-1100 ml
Transporter acetylocholiny pęcherzykowejMiliporeANB100Koza
i alfa-bungarotoksyna AF647 sprzężonaThermoFisherB35450

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kawabuchi, M., et al. The spatiotemporal relationship among Schwann cells, axons and postsynaptic acetylcholine receptor regions during muscle reinnervation in aged rats. TheAnatomical Record. 264 (2), 183-202 (2001).
  2. Nishimune, H., Shigemoto, K. Practical anatomy of the neuromuscular junction in health and disease. Neurologic Clinics. 36 (2), 231-240 (2018).
  3. Guarino, S. R., Canciani, A., Forneris, F. Dissecting the extracellular complexity of neuromuscular junction organizers. Frontiers in Molecular Biosciences. 6, 156(2020).
  4. Cruz, P. M. R., Cossins, J., Beeson, D., Vincent, A. The neuromuscular junction in health and disease: molecular mechanisms governing synaptic formation and homeostasis. Frontiers in Molecular Neuroscience. 13, 610964(2020).
  5. Matthews-Bellinger, J., Salpeter, M. Fine structural distribution of acetylcholine receptors at developing mouse neuromuscular junctions. The Journal of Neuroscienc : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 3 (3), 644-657 (1983).
  6. Desaki, J., Uehara, Y. Formation and maturation of subneural apparatuses at neuromuscular junctions in postnatal rats: a scanning and transmission electron microscopical study. Developmental Biology. 119 (2), 390-401 (1987).
  7. Marques, M., Santo Neto, H. Imaging neuromuscular junctions by confocal fluorescence microscopy: individual endplates seen in whole muscles with vital intracellular staining of the nerve terminals. Journal of Anatomy. 192, 425-430 (1998).
  8. Magill, C. K., et al. Reinnervation of the tibialis anterior following sciatic nerve crush injury: a confocal microscopic study in transgenic mice. Experimental Neurology. 207 (1), 64-74 (2007).
  9. Yin, X., et al. Spatial distribution of motor endplates and its adaptive change in skeletal muscle. Theranostics. 9 (3), 734-746 (2019).
  10. Cai, R., et al. Panoptic imaging of transparent mice reveals whole-body neuronal projections and skull-meninges connections. Nature Neuroscience. 22 (2), 317-327 (2019).
  11. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).
  12. Chen, W. T., et al. In vivo injection of -bungarotoxin to improve the efficiency of motor endplate labeling. Brain and Behavior. 6 (6), 00468(2016).
  13. Sugiura, Y., Lin, W. Neuron-glia interactions: the roles of Schwann cells in neuromuscular synapse formation and function. Bioscience Reports. 31 (5), 295-302 (2011).
  14. Alvarez-Suarez, P., Gawor, M., Proszynski, T. J. Perisynaptic schwann cells - The multitasking cells at the developing neuromuscular junctions. Seminars in Cell & Developmental Biology. 104, 31-38 (2020).
  15. Walker, C. L. Progress in perisynaptic Schwann cell and neuromuscular junction research. Neural Regeneration Research. 17 (6), 1273-1274 (2022).
  16. Michaud, M., et al. Neuromuscular defects and breathing disorders in a new mouse model of spinal muscular atrophy. Neurobiology of Disease. 38 (1), 125-135 (2010).
  17. Sharma, S., et al. Heat-induced endoplasmic reticulum stress in soleus and gastrocnemius muscles and differential response to UPR pathway in rats. Cell Stress Chaperones. 26 (2), 323-339 (2021).
  18. Raikova, R., Celichowski, J., Angelova, S., Krutki, P. A model of the rat medial gastrocnemius muscle based on inputs to motoneurons and on an algorithm for prediction of the motor unit force. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1973-1987 (2018).
  19. Marinello, M., et al. Characterization of neuromuscular junctions in mice by combined confocal and super-resolution microscopy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (178), e63032(2021).
  20. Perrot, R., Berges, R., Bocquet, A., Eyer, J. Review of the multiple aspects of neurofilament functions, and their possible contribution to neurodegeneration. Molecular Neurobiology. 38 (1), 27-65 (2008).
  21. Yuan, A., Rao, M. V., Nixon, R. A. Neurofilaments and neurofilament proteins in health and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 9 (4), 018309(2017).
  22. Petrov, K. A., Proskurina, S. E., Krejci, E. Cholinesterases in tripartite neuromuscular synapse. Frontiers in Molecular Neuroscience. 14, 811220(2021).
  23. Karlin, A. Emerging structure of the nicotinic acetylcholine receptors. Nature Reviews. Neuroscience. 3 (2), 102-114 (2002).
  24. Rudolf, R., Straka, T. Nicotinic acetylcholine receptor at vertebrate motor endplates: Endocytosis, recycling, and degradation. Neuroscience Letters. 711, 134434(2019).
  25. Barik, A., Li, L., Sathyamurthy, A., Xiong, W. C., Mei, L. Schwann cells in neuromuscular junction formation and maintenance. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 36 (38), 9770-9781 (2016).
  26. Kang, H., Tian, L., Thompson, W. J. Schwann cell guidance of nerve growth between synaptic sites explains changes in the pattern of muscle innervation and remodeling of synaptic sites following peripheral nerve injuries. Journal of Comparative Neurology. 527 (8), 1388-1400 (2019).
  27. Wang, J., et al. A new approach for examining the neurovascular structure with phalloidin and calcitonin gene-related peptide in the rat cranial dura mater. Journal of Molecular Histology. 51 (5), 541-548 (2020).
  28. Hughes, B. W., Kusner, L. L., Kaminski, H. J. Molecular architecture of the neuromuscular junction. Muscle Nerve. 33 (4), 445-461 (2006).
  29. Boehm, I., et al. Comparative anatomy of the mammalian neuromuscular junction. Journal of Anatomy. 237 (5), 827-836 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Barwienie fluorescencyjnemikroskopia konfokalnaobrazowanie Z stackkom rki Schwannareceptory acetylocholinyneurofilament 200p cherzykowy transporter acetylocholiny

Powiązane artykuły