Protokół łączy technikę szybkiego odzyskiwania chłodzenia płuc z normotermiczną perfuzją regionalną w jamie brzusznej do pobierania przeszczepów brzusznych u kontrolowanych dawców asystoli, co jest bezpieczną i użyteczną metodą rozszerzania puli dawców.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Szybkie odzyskiwanie płuc w połączeniu z perfuzją regionalną brzucha łonowniczego w kontrolowanym dawstwie po śmierci krążeniowej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Kontrolowane dawstwo po śmierci krążeniowej (cDCD) przyczyniło się do zwiększenia liczby dawców na całym świecie. Doświadczenia opublikowane w ostatnich latach potwierdzają, że wyniki po przeszczepieniu płuc z powodu cDCD są podobne do tych uzyskanych od dawców śmierci mózgu; Jednak wykorzystanie płuc od dawców asystolii pozostaje niskie. Przyczyn może być kilka: różne ramy prawne w różnych krajach i ośrodkach z różnymi interwencjami przedśmiertnymi, nieodpowiednia opieka nad dawcą płuc przed pobraniem, a nawet słabe doświadczenia z procedurami i protokołami cDCD.
Początkowo technika szybkiego odzyskiwania była powszechnie stosowana do pobierania narządów klatki piersiowej i jamy brzusznej w cDCD, ale w ostatniej dekadzie, normotermiczna perfuzja regionalna brzucha (ANRP) z pozaustrojowymi urządzeniami do natleniania membranowego stała się użyteczną metodą przywracania przepływu krwi do narządów jamy brzusznej, umożliwiając poprawę ich jakości i ocenę funkcjonalną przed przeszczepem. To sprawia, że procedura dawstwa jest bardziej złożona i rodzi wątpliwości co do uszkodzenia przeszczepów z powodu podwójnej temperatury.
Celem tego artykułu jest opisanie protokołu opartego na doświadczeniu z jednym ośrodkiem z dawcami z Maastricht III, łączącego chłodzenie płuc, szybką regenerację w klatce piersiowej i normotermiczną perfuzję regionalną w jamie brzusznej. Wyjaśniono porady i wskazówki dotyczące interwencji przedubojowych i technik procedury pobierania płuc. Może to pomóc zminimalizować niechęć profesjonalistów do stosowania tej połączonej techniki i zachęcić inne ośrodki dawstwa do jej stosowania, pomimo zwiększonej złożoności procedury.
Wprowadzenie
Dawstwo po śmierci krążeniowej (DCD) rozpoczęło się w Hiszpanii od niekontrolowanych dawców. W 1996 r. opublikowano pierwszy krajowy dokument konsensusu w sprawie DCD jako przewodnik dla praktyki niekontrolowanego dawstwa po śmierci krążeniowej1 (uDCD), ustanawiając również moratorium na kontrolowane dawstwo po śmierci krążeniowej (cDCD). W 2012 r. pojawił się nowy konsensus ustanawiający podstawę i ramy prawne dla praktyki zarówno uDCD, jak i cDCD2. Obecnie Hiszpania jest jednym z najbardziej aktywnych krajów w DCD, osiągając najwyższy wskaźnik dawców po śmierci krążeniowej na świecie3. Ten typ dawcy stanowił prawie 35% wszystkich dawców w 2021 r. w kraju, przy czym nastąpił wyraźny spadek uDCD, a dawcami byli wyłącznie cDCD4.
Pobieranie narządów w cDCD jest powszechnie wykonywane przy użyciu techniki superszybkiego odzyskiwania5. Po stwierdzeniu zgonu i po upływie okresu bezdotykowego wykonuje się szybką sternotomię i laparotomię. Aorta brzuszna i tętnica płucna są kaniulowane i przepłukiwane zimnymi roztworami perfuzyjnymi w celu zachowania narządów jamy brzusznej i klatki piersiowej, a przed pobraniem przeprowadza się miejscowe chłodzenie6. W tej sytuacji cDCD charakteryzuje się nieprzewidywalnymi konsekwencjami ciepłego niedokrwienia, po odstawieniu terapii podtrzymującej życie. Uszkodzenie niedokrwienne w tym okresie niedociśnienia agonicznego i postępującego niedotlenienia, po którym następuje okres bezdotykowy po zatrzymaniu krążenia, jest dodatkowo pogłębiane przez późniejszy okres zimnego niedokrwienia7. Ta kombinacja ciepłego i zimnego niedokrwienia wydaje się być szkodliwa, szczególnie dla przeszczepów jamy brzusznej8,9,10, generując większą niechęć wśród profesjonalistów do stosowania tych narządów od dawców cDCD.
Aby zminimalizować te ryzyka, z rosnącym zainteresowaniem opracowano model konserwacji in situ, oparty na wcześniejszych doświadczeniach hiszpańskich zespołów pracujących w uCDC11. Zastosowanie pozaustrojowych systemów natleniania membranowego (ECMO) w celu przywrócenia przepływu krwi po śmierci i przed powrotem do zdrowia przeszczepu może odwrócić odchylenia metaboliczne wynikające z niedokrwienia i przywrócić fizjologię komórkową12. Regionalna perfuzja normotermiczna w jamie brzusznej (ANRP) może poprawić jakość uszkodzonych przez niedokrwienie narządów w cDCD13. Funkcja narządów może być oceniana i poprawiana, co pozwala na lepszy wybór przeszczepów jamy brzusznej do przeszczepu.
Ostatnie międzynarodowe doświadczenia wieloośrodkowe dostarczają dowodów, że ANRP w porównaniu z techniką szybkiego odzyskiwania (RR) pomaga przezwyciężyć tradycyjne ograniczenia w cDCD, zmniejszając częstość powikłań pożółkowych po przeszczepie, ułatwiając udany przeszczep starszych wątrob, oraz poprawiając przeżywalność przeszczepów wątroby14,15. W nerkach wydaje się, że poprawia krótkoterminowe wyniki z niższą funkcją opóźnionego przeszczepu i wyższymi wskaźnikami przeżycia przeszczepu w ciągu 1 roku16. Dzięki tym dowodom, ANRP w cDCD zyskał przewagę nad techniką szybkiego odzyskiwania przy pobieraniu przeszczepów brzusznych i jest obecnie stosowany w kilku krajach europejskich i innych częściach świata17,18.
Wykorzystanie płuc od dawców cDCD zostało jednak szybko przyjęte na całym świecie. Czas czynnego ciepłego niedokrwienia płuc wynoszący do 60 minut nie wydaje się mieć wpływu na przeżycie19. W ciągu ostatniej dekady kilka ośrodków i wieloinstytucjonalnych doświadczeń zgłosiło wyniki po przeszczepie płuc z cDCD porównywalne do tych z DBD20,21. Technika RR jest rutynową metodą pobierania płuc: płuca są miejscowo schładzane i usuwane po przepłukaniu zimnym roztworem konserwującym22.
Pierwsze doświadczenia łączące ANRP i RR płuc w cDCD zostały zgłoszone przez dwie grupy z Wielkiej Brytanii23,24. Wiele lat później opublikowano wariant tej techniki, dodając interwencje przedśmiertne25. Wyniki pokazują, że ta technika podwójnego pobierania jest bezpieczna i skuteczna zarówno w przypadku przeszczepów jamy brzusznej, jak i klatki piersiowej26. Oczywiście procedura dawstwa staje się bardziej złożona. Wymaga zasobów technologicznych i ludzkich, wystarczających zdolności organizacyjnych i wiąże się z wyższymi kosztami ekonomicznymi. Wszystko to może zniechęcić profesjonalistów do rozpoczęcia programu. Celem tego badania jest przedstawienie protokołu szczególnie skoncentrowanego na interwencjach przedśmiertnych, kaniulacji i umieszczaniu balonów okluzyjnych aorty, wraz ze wskazówkami i sztuczkami wyuczonymi z doświadczenia, a także skomentowanie różnych szczegółów technicznych, które należy wziąć pod uwagę podczas pobierania płuc, gdy stosuje się ARNP. Obecnie w Centrum dawcy cDCD stali się głównym źródłem przeszczepów do przeszczepów klatki piersiowej i jamy brzusznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Te interwencje są wykonywane przy łóżku pacjenta na oddziale intensywnej terapii (OIOM). Protokół ten jest zgodny z wytycznymi komisji etycznej Szpitala Uniwersyteckiego Marqués de Valdecilla i jest zgodny z hiszpańskimi ramami prawnymi dotyczącymi procedur dawstwa. Uzyskano świadomą zgodę od najbliższej rodziny na nagranie wideo procedur badawczych. cDCD jest brane pod uwagę u pacjentów z katastrofalnym uszkodzeniem mózgu lub nieuleczalnym sercem lub chorobą neurodegeneracyjną, u których podjęto decyzję o wycofaniu terapii podtrzymującej życie (WSLT). Kryteria wykluczenia i ocena płuc są takie same jak w przypadku dawców śmierci mózgu (Tabela 1).
1. Interwencje przedśmiertne u dawcy
- Heparynizacja: podać donorcie dożylnie bolus 300-500 UI/kg heparyny.
- Kaneulacja
UWAGA: Kaniulacja jest wykonywana przez chirurga sercowo-naczyniowego i jest zabiegiem sterylnym.- Przygotuj sterylny stół z oprzyrządowaniem, ze wszystkimi niezbędnymi urządzeniami (zestaw ECMO i narzędzia chirurgiczne), a także systemem elektrokoagulacji i ssania.
- Przygotować pole operacyjne na wybranej pachwinie za pomocą roztworu dezynfekującego i sterylnych obłożeń.
- Wykonaj podłużne nacięcie o długości 8-10 cm za pomocą ostrza nr 23, tamując krwawienie za pomocą elektrokoagulacji i klipsów Liga. Oddziel brzegi rany za pomocą retraktora i przystąp do sekcji, aby odsłonić tętnicę i żyłę udową. Obejmij oba naczynia pętlami naczyń w celu zatamowania krwawienia.
- Wybierz odpowiednie średnice kaniuli w zależności od rozmiarów naczyń i wystarczająco duże, aby zapewnić wystarczający przepływ do perfuzji narządów i zapobiec problemom z niskim przepływem (zwykle 21 francuskich).
- Kankaniuluj żyłę udową, wprowadzając najpierw metalowy drut jako prowadnicę, a następnie progresywne rozszerzacze, aby na końcu wprowadzić kaniulę. Jeśli zaobserwuje się krwawienie, wykonaj szew sznurkowy z kaniuli peri 4-0 z polipropylenu w celu kontroli.
- Postępuj w ten sam sposób z tętnicą udową, używając w tym przypadku kaniuli o podwójnym prześwicie.
- Odetnij 10-centymetrowy odcinek przewodu wejściowego ECMO. Włóż prosty łącznik z zamkiem Luer z trójdrożnym kranem zamontowanym na jednym końcu elementu i podłącz drugi koniec elementu do kaniuli tętniczej (Rysunek 1).
- Oczyść przewody ECMO. Użyj gruszki irygacyjnej z solą fizjologiczną, aby wypełnić linie podczas łączenia z kaniulami. Podłącz wyjściową linię ECMO do kaniuli żylnej, a wejściową linię ECMO do złącza prostego z kranem trójdrogowym wcześniej zamontowanym do kaniuli tętniczej. Trzydrogowy kran może być używany do przedmuchiwania systemu (Rysunek 2).
- Utrzymuj przewody ECMO zaciśnięte. Przymocuj obie kaniule do pachwiny za pomocą jedwabnych szwów w rozmiarze 1, aby uniknąć przemieszczenia podczas przenoszenia.
- Umieścić monitorowany przewód ciśnieniowy w kaniuli tętnicy udowej i w lewej tętnicy promieniowej dawcy.
- Umieszczenie balonu okluzyjnego aorty
- Jako odniesienie weź odległość między wyrostkiem mieczykowatym dawcy a dystalnym końcem kaniuli tętniczej i określ długość cewnika, który należy wprowadzić, aby dotrzeć do aorty piersiowej zstępującej. Ustaw znak odniesienia w balonie za pomocą jedwabnego szwu lub markera.
- Wprowadzić metalowy prowadnik drutu przez wolne światło kaniuli tętnicy udowej. Kontynuuj z cewnikiem w ten sam sposób, prowadzony przez metalowy drut i wprowadzaj go aż do wspomnianego znaku.
- Potwierdź prawidłową pozycję balonu okluzyjnego za pomocą przenośnej radiografii klatki piersiowej lub fluoroskopii (sprawdź nieprzepuszczające promieni rentgenowskich ślady cewnika nad przeponą).
- Sprawdź poprawność działania balonu okluzyjnego, wypełniając go strzykawką stożkową o pojemności 50 ml z solą fizjologiczną tylko na 4-5 sekund, potwierdzając, że ciśnienie tętnicze z kaniuli udowej znika, podczas gdy ciśnienie z lewej tętnicy promieniowej jest utrzymywane (Rysunek 3).
- Gdy tętno udowe zaniknie, zapisz objętość wypełnienia jako minimalną objętość, która ma być użyta do zablokowania aorty piersiowej podczas ARNP. Jeśli zostanie wykryty przepływ w kaniuli udowej, sprawdź ponownie, czy jest prawidłowo umieszczony lub wypełniony.
2. Wycofanie terapii podtrzymującej życie (WLST) i stwierdzenie zgonu
- Przenieść dawcę podłączonego do systemu ECMO na salę operacyjną. Przygotuj i udrapuj dawcę w sterylny sposób.
- Przygotuj roztwory i linie do ochrony płuc i jamy brzusznej. Utrzymuj zespół chirurgiczny wyszorowany, sterylny i gotowy do pracy na sąsiedniej sali operacyjnej.
- Użyj chronometru, aby zarejestrować czasy ciepłego niedokrwienia.
UWAGA: Funkcjonalny ciepły czas niedokrwienny (FWIT), zdefiniowany jako czas od skurczowego ciśnienia krwi <60 mmHg do ANRP, rozpoczyna się w przypadku przeszczepów jamy brzusznej i podawania roztworu do konserwacji płuc przez tętnicę płucną (obejmuje to 5-minutowy okres bezdotykowy). Rozważane są górne granice 30 minut dla wątroby i trzustki oraz 60 minut dla nerek i płuc. - Pozwól krewnym być z ukochaną osobą podczas WLST aż do stwierdzenia śmierci.
- Inicjowanie WLST. Ekstubacja jest opcjonalna, zgodnie z życzeniem krewnego. Po stwierdzeniu zgonu należy wyprowadzić bliskich z sali operacyjnej.
- Po 5-minutowym okresie bezdotykowym napełnij balon okluzji aorty wcześniej określoną minimalną objętością, która zapewnia zstępujący blok aorty piersiowej.
- Jeśli ciśnienie z lewej tętnicy promieniowej zniknie, zainicjuj ANRP. Ciśnienie z kaniuli udowej zamieni się w ciągły, niepulsacyjny przepływ zapewniany przez ECMO.
- Jeśli przepływ w linii promieniowej wzrasta równolegle do ciśnienia w kości udowej, zatrzymaj ANRP i sprawdź prawidłową pozycję i wypełnienie lub zaciśnij aortę piersiową po kolejnych 5 minutach bezdotykowego okresu przed przywróceniem ANRP. ANRP nie rozpoczyna się, dopóki niedrożność aorty nie zostanie w pełni potwierdzona.
UWAGA: WLST można wykonać na sali operacyjnej lub na OIOM-ie zgodnie z preferencjami krewnych i bliskich. Jeśli jest wykonywany na OIOM, po 5-minutowym okresie bezdotykowym balon jest napełniany i sprawdzany pod kątem działania, inicjowany jest ARNP, a dawca jest przenoszony na salę operacyjną, gdzie zespół chirurgiczny jest gotowy do rozpoczęcia. W przypadku wykrycia nieprawidłowego działania balonu okluzyjnego, ARNP zostaje zatrzymany do momentu zaciśnięcia aorty piersiowej na sali operacyjnej.
3. Technika odzyskiwania i pobierania płuc
UWAGA: Techniki odzyskiwania i pobierania płuc są wykonywane przez chirurga klatki piersiowej i koordynatora transplantacji (Rysunek 4).
- Wykonaj średnią sternotomię: kontynuuj środkowe pionowe nacięcie skóry od wcięcia nadmostkowego do końca wyrostka mieczykowatego. Przedłuż nacięcie do powięzi piersiowej i okostnej mostka za pomocą elektrokoagulacji.
- Podziel więzadło międzyobojczykowe i utwórz płaszczyznę przez rozwarstwienie palca za mostkiem, zarówno na poziomie wcięcia nadmostkowego, jak i wyrostka mieczykowatego. Podziel mostek piłą elektryczną. Umieść zwijacz mostka i ostrożnie otwórz, uwalniając osierdzie z tylnej powierzchni mostka. Kontroluj każdy punkt krwawienia za pomocą elektrokoagulacji.
- W tym samym czasie należy ponownie zaintubować i przewietrzyć dawcę 100% tlenem i dodatnim ciśnieniem końcowo-wydechowym wynoszącym 5 cmH2O.
- Jeśli bronchoskopia nie została wykonana podczas pobytu dawcy na OIT jako krytyczny manewr postępowania z pacjentem, może ją wykonać w tym momencie drugi chirurg z zespołu klatki piersiowej. Do bronchoskopii wprowadź elastyczny bronchoskop przez rurkę dotchawiczą i oceń anatomię, wygląd błony śluzowej i klarowne wydzieliny.
- Otwórz obie jamy opłucnej przez podłużne nacięcia w opłucnej śródpiersia.
- Jeśli istnieją wątpliwości lub problemy z odpowiednią blokadą naczyń nadaortalnych za pomocą balonu okluzyjnego, cofnij lewe płuco przyśrodkowo, aby odsłonić i zacisnąć aortę piersiową jak najniżej w bezpośrednim widzeniu.
- Zbadaj płuca, przeprowadzając ocenę wzrokową i palpacyjną. Sprawdź, czy nie ma pęcherzy, stłuczeń, niedodmy, zapalenia płuc i guzów utajonych. Dostarczyć 1 l soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C do obu jam opłucnowych.
- Zmniejsz wdychaną frakcję tlenu do 50%. Otwórz osierdzie z odwróconym nacięciem w kształcie litery T. Cofnij bocznie krawędzie osierdzia za pomocą jedwabnych szwów 2-0 przymocowanych do skóry za pomocą kleszczy komarów, aby odsłonić struktury serca.
- Umieść polipropylenowy szew sznurkowy 4-0 na głównej tętnicy płucnej poniżej rozwidlenia. Wykonaj arteriotomię za pomocą ostrza nr 11 i rozszerz za pomocą zakrzywionych kleszczy do komarów.
- Kanulować tętnicę płucną (PA) za pomocą prostokątnej prostej kaniuli zaciśniętej na końcu. Podłącz kaniulę tętnicy płucnej do linii systemu irygacyjnego, montując prosty łącznik z zamkiem Luer i trójdrożnym kranem. Podłącz system irygacyjny do roztworu do konserwacji płuc. Wyczyść linie.
- Rozpocznij spłukiwanie 50-60 ml/kg zimnego roztworu konserwującego w sposób wsteczny. Rozpocząć płukanie 500 μg prostaglandyn rozcieńczonych w 100 ml soli fizjologicznej w tym samym czasie przez trójdrożny kran odcinający.
- Otwórz uszek lewego przedsionka lub lewy przedsionek bezpośrednio, aby umożliwić swobodny drenaż. Jeśli zostaną znalezione obszary niedodmy, rekrutuj je za pomocą krótkich chwytów wdechowych pod ciśnieniem 25-30 cmH2O.
- Po zakończeniu konserwacji wyjmij kaniulę PA. Ogłoś reszcie zespołu zamiar zaciśnięcia żyły głównej i rozpoczęcia wycięcia serca.
- Podaj dawcy 1-1,2 l roztworu soli fizjologicznej przed zaciśnięciem żył głównych, aby uniknąć zmniejszenia przepływu pompy z powodu utraty powrotu krwi żylnej z klatki piersiowej.
- Umieść zacisk krzyżowy w dolnej żyle jawy, upewniając się, że jest wystarczająco dużo kikuta dla wątroby. Podwiązać i podzielić dolną żyłę główną za pomocą nici jedwabiu nr 3.
- Zawiąż i podziel żyłę główną górną ogonową do azygotycznej pasmem jedwabiu nr 3. Zabezpiecz dystalny kikut za pomocą zacisku.
- Pozostaw zaciski pozostające w polu operacyjnym, uważając, aby nie usunąć ich przypadkowo, ponieważ w przeciwnym razie ANRP zostanie naruszony. Wytnij resztę serca w standardowy sposób.
- Po wycięciu serca należy usunąć płuca zgodnie z tą samą procedurą, co w przypadku dawców śmierci mózgu, jak opisano poniżej.
- Podziel dolne więzadła płucne, otwórz tylną osierdzie i odsłoń przełyk. Uwolnij tylne przyczepy śródpiersia płuca za pomocą rozwarstwienia, zapewniając ostrożną hemostazę.
- Wypreparuj tętnice płucne z dala od aorty. Odizoluj tchawicę nad cariną i przełóż zszywacz TA.
- Napompuj płuca do 50%-60% objętości oddechowej przed wyjęciem rurki dotchawiczej i podziel tchawicę. Usuń wszelkie pozostałe nasadki i wyjmij blok płucny od dawcy.
- Dokładnie sprawdź klatkę piersiową, aby wykryć wszelkie punkty krwawienia, zwłaszcza podwiązanie żyły azygotycznej i kauteryzację naczyń lub naczyń włosowatych z tylnego śródpiersia, struktur przytchawiczych i otaczających tkanek. Ciągła utrata krwi może zmniejszyć przepływ pompy.
- Przenieś blok płuc na tylny stół i przystąp do operacji na ławce. Oddziel lewe i prawe płuco.
- Za pomocą cewnika Foleya z napompowaną bańką na końcu wykonaj kolejno, przez każdą żyłę płucną, płukanie wsteczne 0,2-0,25 l zimnego roztworu konserwującego.
- Zapakować każde płuco do pierwszej sterylnej torby zawierającej tylko zimny roztwór konserwujący, otoczony dwoma innymi plastikowymi torebkami i przechowywać w przenośnej lodówce zawierającej lodowatą sól fizjologiczną w temperaturze 4 °C.
- Gdy wskazany jest system perfuzji płuc ex vivo, należy postępować zgodnie z poniższymi krokami, aby uzyskać połączenia urządzenia z tętnicą płucną i tchawicą podczas pobierania płuc.
- Zachowaj główny pień tętnicy płucnej, a nie tylko jej rozwidlenie podczas pobierania.
- Jeśli nie jest to możliwe, weź 3-4 cm kawałek aorty, aby zszyć go z tyłu do rozwidlenia tętnicy płucnej w celu zastąpienia pnia tętnicy płucnej.
- Podziel tchawicę od czterech do pięciu pierścieni powyżej cariny, aby mieć wystarczającą długość do intubacji.
- Utrzymuj i przechowuj płuca w bloku.
4. Normotermiczna perfuzja regionalna w jamie brzusznej
- Zainicjuj ANRP po napełnieniu balonu okluzji aorty i sprawdzeniu, czy działa prawidłowo.
- Ustaw następujące punkty docelowe monitorowania: przepływ pompy = 2-2,5 l/min, ciągłe ciśnienie 60-65 mmHg w kaniuli tętnicy udowej, temperatura = 37 °C, pH = 7,35-7,45, hematokryt >25%.
- Próbki krwi należy pobrać z kaniuli tętnicy udowej za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml po rozpoczęciu ANRP i co 30 minut w celu analizy biochemicznej wątroby i nerek, poziomu mleczanu w surowicy, gazu tętniczego krwi i wartości hematokrytu. Utrzymuj ARNP przez co najmniej 90-120 minut.
- Wątrobę należy odrzucić, jeśli wartości aminotransferazy alaninowej (AlAT) lub aminotransferazy asparaginianowej (AspAT) są ponad czterokrotnie wyższe od górnej granicy normy podczas ANRP.
5. Regeneracja wątroby i nerek
UWAGA: Regeneracja wątroby i nerek jest wykonywana odpowiednio przez chirurga wątroby i chirurga nerek.
- Wykonaj średnią laparotomię: kontynuuj z środkowym pionowym nacięciem skóry wzdłuż linii białej, od wyrostka mieczykowatego (połącz się z poprzednią sternotomią) do łona, zakrzywiając nacięcie wokół pępka. Użyj elektrokoagulacji, aby wypreparować podskórną warstwę tłuszczu i powierzchowne warstwy powięzi aż do pochewki mięśnia prostego.
- Przeprowadź sekcję przez przednią i tylną część pochewki mięśnia prostego i otwórz otrzewną, aby uzyskać dostęp do jamy otrzewnej. Poszerz nacięcie, wkładając palce w utworzony otwór, uważając, aby nie uszkodzić leżących pod spodem struktur. Umieść zwijacze tak, aby mieć odpowiednią ekspozycję brzucha.
- Oceń makroskopową jakość narządów jamy brzusznej, wykonując ocenę wzrokową i palpacyjną. W przypadku jakichkolwiek obaw można wykonać biopsję wątroby, tak jak w przypadku dawców śmierci mózgu.
- Jeśli wartości chemiczne są prawidłowe, a makroskopowy wygląd jest normalny, sprawdź poprawność narządów.
- Zatrzymaj urządzenie ECMO. Przepłukać roztwór konserwujący narządy jamy brzusznej przez kaniulę tętniczą kości udowej i użyć kaniuli żylnej kości udowej do wykrwawienia.
- Pozyskaj narządy jamy brzusznej nadające się do przeszczepu w standardowy sposób, jak w DBD27,28.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Przeprowadziliśmy analizę opisową 30 przeszczepów płuc wykonanych w University Hospital Marqués de Valdecilla z wykorzystaniem płuc pobranych od dawców cDCD w ciągu ostatnich 2 lat, 2020 i 2021. Przedstawiono tutaj charakterystykę demograficzną dawców i biorców, dane techniczne, wyniki pooperacyjne oraz efekty krótkoterminowe. Wyniki te zaprezentowano jako liczby bezwzględne i wartości procentowe dla zmiennych kategorialnych oraz jako miary tendencji centralnej i dyspersji dla zmiennych ciągłych. Do sprawdzenia rozkładu ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Chociaż zastosowanie jednoczesnej zimnej perfuzji płuc z ARNP w cDCD zostało po raz pierwszy opublikowane w 2014 roku, opisano bardzo niewiele doświadczeń w tym zakresie 25,26,29. Co więcej, wykorzystanie płuc z cDCD, niezależnie od zastosowanej techniki, pozostaje niskie w większości krajów.
Kluczowymi etapami w ramach tego protokołu są zastosowanie interwencji przedubojowych; specyficzną metodykę za...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują, że nie ma konfliktu interesów.
Podziękowania
Autorzy dziękują wszystkim członkom zaangażowanym w Program Transplantacji Płuc w Szpitalu Uniwersyteckim Marqués de Valdecilla.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Fiolka 5 ml Heparyna 1000 UI/ml | ROVI | Do heparynizacji dawcy | |
| ECMO KIT (MATERIAŁY DO KANIULACJI) | |||
| Przewody ciśnieniowe tętnic | BEXEN MEDICAL | 137.15 | Przewód ciśnieniowy tętnicy por tętnica promieniowa i kaniula udowa |
| Nożyczki do bandaży | SURGIMEDIC | BC-881R | Nożyce do przecinania linii |
| ECMOBio-medicus Kaniula żylna 21 Fr (7,0 mm) x 27,5 cala (69,9 cm) | MEDTRONIC | 96670-121 | Kaniula żylna |
| Roztwór klarheksydyny 2% | roztwór dezynfekujący | ||
| Urządzenie ECMO Maquet Rotaflow | Maquet, Rasttat, Niemcy | System ECMO | |
| Uchwyt do elektrokoagulacji | DEXTRO | SW12200 | |
| Zestaw kaniuli tętniczej EndoReturn 21-23F | Edwards Lifesciences | ER21B, ER23B | Kaniula tętnicza z podwójnym światłem do połączenia ECMO i do wprowadzenia balonu okluzyjnego aorty |
| Ethicon LigaClip med/short 20 tytan średni | ETHICON | MCS30 | Ligaclips do tamowania krwawienia podczas rozwarstwienia pachwiny |
| Ethicon LigaClip med/short 20 titanium small | ETHICON | MCS20 | Ligaclips do tamowania krwawienia podczas rozwarstwienia |
| pachwinyZestaw do wprowadzania Bio-medicus 180cm | MEDTRONIC | 96551 | Zestaw do wprowadzania kaniul ECMO, z cewnikiem, prowadnicą drutu metalowego i rozszerzaczami |
| Gruszka do nawadniania | MEDLINE | DYNDE 20125 | Gruszka do napełnienia solą fizjologiczną i przepłukania przewodów ECMO w miejscu połączenia z kaniulami |
| Strzykawka stożkowa Luer 50cc | CARDIONATUR | 60ML | Strzykawka wypełniona solą fizjologiczną do wypełnienia balonu |
| okluzyjnegoMersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm | ETHICON | W562H | Jedwabny szew zakrzywiony do mocowania kaniul ECMO |
| Prolene 4/0 | ETHICON | W8355 | szew polipropylenowy do sznurka torebkowego w naczyniach udowych lub szwu naczyniowego |
| Prolene 5/0 , 60 cm | ETHICON | 8325 | polipropylenowy do szwu naczyniowego |
| Prolene 5/0, 90 cm | ETHICON | 8720 | szew polipropylenowy do szwu naczyniowego |
| Cewnik balonowy do przeszczepu stentu Reliant 12F | Medtronic, Irlandia | AB46 | Balon okluzji aorty wprowadzony przez tętnicę udową. Służy jako endozacisk |
| Ostrze skalpela nr 11 | INTRAVEN | 150011 | |
| Ostrze Scapel nr 23 | INTRAVEN | 150023 | |
| Rurka silikonowa | IBERHOSPITEX | 0027224-P | Silikonowa rurka do podłączenia systemu ssącego |
| Jedwab pleciony z sofjedwabiu nr 1 nitki | COVIDIEN L-12 | Jedwabna nić do podwiązania lub tamowania krwawienia | |
| Jedwab pleciony z sofjedwabiu nr 3 nici | COVIDIEN | L-115 | Jedwabna nić do podwiązania lub tamowania krwawienia |
| łącznik prosty 3/8"x3/8" z blokadą Luer | ANDOCOR | 04CS0022 | Element do połączenia kaniuli tętniczej z linią ECMO i trójdrożnym kurkiem odcinającym do przewodu ciśnieniowego i pobierania krwi |
| Zestaw podkładek chirurgicznych | TEXPOL | 146500 | |
| Zszywacz chirurgiczny | COVIDIEN | 8886803712 | Zszywacz do zamykania rany pooperacyjnej |
| Trójdrożny kran | BD CONNECTA | 394501 | Trójdrożny kurek do połączenia kaniuli farterialnej z przewodem ciśnieniowym |
| Pętla naczynia duża | MEDLINE | VLMAXR | Pętla naczyniowa obejmująca tętnicę udową i żyłę w celu zatamowania krwawienia. |
| Pętla naczynia mała | MEDLINE | VLMINR | Pętla naczyniowa obejmująca tętnicę udową i żyłę w celu zatamowania krwawienia. |
| Końcówka ssąca Yankauer 50 V | DEXTROMEDICA | 349701 | Końcówka ssąca do ssania podczas sekcji chirurgicznej |
| NARZĘDZIA CHIRURGICZNE DO KANNULACJI | |||
| Adson retraktor 20 cm i 33 cm | |||
| Zacisk | |||
| Nożyczki Boyd 18 cm | |||
| Kleszcze preparacyjne bez szczęk 21 cm | |||
| Zwijacz Farabeuf małe | |||
| nożyczki Mayo proste 14 cm i 16 cm | |||
| Nożyczki Metzembaum 18 cm, 20 cm i 23 cm | |||
| Kleszczyki do komarów proste i zakrzywione | |||
| Uchwyt na igły 18 cm i 23 cm | |||
| Kleszcze preparacyjne Russ 15 cm | |||
| Rękojeść skalpela nr 23 i nr 21, 21 cm | |||
| Dyssekcja chirurgiczna 23 cm | |||
| MATERIAŁY DO POBIERANIA PŁUC | |||
| 10 cc strzykawka | BD DISCARDIT | 309110 | |
| Alprostadil 500 mcgs roztwór do wstrzykiwań | PFIZER | Prostaglandyna wstrzyknięta z roztworem do konserwacji płuc | |
| Jednorazowy wkład GIA Steril 6/Ca | MEDTRONIC | 1141634 | |
| Jednorazowy zszywacz GIA 60/3,8 3/Ca | MEDTRONIC | 2802122 | Zszywacz do podziału tchawicy i oskrzeli |
| Cewnik Foleya 18 Ch Folysil | Folysil, Coloplast | AA6118 | cewnik moczowy stosowany do kanonulowanych żył płucnych w celu perfuzji |
| wstecznejRoztwór do konserwacji płuc Perfadex 1000 mL | Medisan, Uppsala, Szwecja | 19811 (pudełko 10 sztuk) | Roztwór do konserwacji płuc |
| Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm | ETHICON | W562H | Jedwabny zakrzywiony szew do szwów osierdzia |
| Kaniula żylna dziecięca | SORIN GROUP | V132-12 | Kaniula używana do kaniulacji tętnicy płucnej |
| Prolene 4/0 | ETHICON | W8355 | szew polipropylenowy do sznurka torebkowego w tętnicy płucnej |
| Ostrze skalpela nr 11 | INTRAVEN | 150011 | |
| Jedwab pleciony z sofjedwabiu nr 1 nitki | COVIDIEN | L-12 | Jedwabna nić do mocowania kaniuli tętniczej z opaską uciskową |
| Jedwab pleciony z ofjedwabiu nr 3 nitek | COVIDIEN | L-115 | Jedwabna nić do podwiązania naczyń |
| Sterylne worki | Do przechowywania i przechowywania płuc. | ||
| Łącznik prosty 1,4"/1,4" z luer lock | ANDOCOR | 04CS0032 | Łącznik do połączenia kaniuli tętniczej tętnicy płucnej z przewodem ochronnym i trójdrożnym kurkiem odcinającym do prostaglandyn |
| Zawór odcinający trójdrogowy | BD CONNECTA | 394501 | Zawór odcinający trójdrogowy do połączenia kaniuli farterialnej z przewodem ciśnieniowym |
| Zestaw Uromatic do irygacji dwuprzewodowy | MEDISAVE | TRC4007N | System irygacyjny do roztworu do konserwacji płuc |
| Zestaw Uromatic do irygacji pojedynczej elektrody | MEDISAVE | TRC4002 | System irygacyjny do roztworu do konserwacji płuc |
| < mocnych> NARZĘDZI CHIRURGICZNYCH DO POBIERANIA PŁUC | |||
| Zacisk | |||
| Piła chirurgiczna | |||
| Cooley Zacisk | |||
| Kleszcze preparacyjne 18 cm i 27,9 cm | |||
| Retraktor | |||
| Nożyczki Metzembaum 20 cm i 23 cm | |||
| Kleszcze do komarów zakrzywione 12,5 cm | |||
| Zaciski | |||
| NARZĘDZIA CHIRURGICZNE DO NARZĄDU JAMY BRZUSZNEJ ZAOPATRZENIE | |||
| Zwijacze przegubowe Adson Kleszcze | |||
| Allis 16 cm | |||
| Zaciski | |||
| Nożyczki Boyd 17 cm | |||
| Uchwyt | |||
| Cooley Zaciski naczyniowe | |||
| Kleszcze Crile zakrzywione 18 cm | |||
| Retraktor Davis 24,5 cm | |||
| Kleszcze preparacyjne DeBakey 19,7 cm i 24,1 cm | |||
| Zaciski naczyniowe DeBakey Kleszcze | |||
| preparacyjne 18 cm i 27,9 cm | |||
| Kleszcze Duval 23 cm | |||
| Zwijacze Farabeuf | |||
| Tace nerkowe 300 cc i 500 cc | |||
| Kleszcze Kocher proste 18 cm | |||
| Zwijacze Langenbeck 21 cm i 23 cm | |||
| Nożyczki Mayo proste i zakrzywione , 17 cm | |||
| Kleszczyki do komarów proste i zakrzywione, 12,5 cm | |||
| Uchwyty na igły 15 cm, 18 cm, 23 cm i 23 cm. | |||
| Kleszcze grochowe 16 cm | |||
| Nożyczki do garnków 19 cm | |||
| Kleszcze Rochester zakrzywione 24 cm | |||
| Kleszcze Rochester proste 24 cm | |||
| Russ Kleszcze preparacyjne 15 cm i 20 cm | |||
| Rękojeści skalpela | |||
| Zwijacz Senn-mueller 16 cm |
Bibliografia
- Matesanz, R. Spanish National Consensus Document on the recovery of organs from non-heart beating donors. Nefrología. 16, 48-53 (1996).
- Donation after circulatory death in Spain: State of the art and recommendations. Consensus Document 2012, Organización Nacional de Trasplantes. , Available from: htpp://www.ont.es/infesp/DocumentoDeConsenso/DONACION%20EN%20ASISTOLIA%20EN%20ESPEÑA%20SITUACION%20ACTUAL%20Y%20RECOMENDACIONES.pdf (2017).
- Global Observatory on Donation and Transplantation. , Available from: htpp://www.transplant-observatory.org (2022).
- Organización Nacional de Trasplantes. Memoria de actividad donación y trasplante. Organización Nacional de Trasplantes. , Spain. (2020).
- Bellingham, J. M., et al. Donation after cardiac death: A 29-year experience. Surgery. 150 (4), 692-702 (2011).
- Algahim, M. F., Love, R. B. Donation after circulatory death: The current state and technical approaches to organ procurement. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (2), 127-133 (2015).
- Lepoittevin, M., et al. Preservation of organs to be transplanted: An essential step in the Transplant process. International Journal of Molecular Sciences. 23 (9), 4989(2022).
- Wadei, H. M., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
- Jay, C., et al. A comprehensive risk assessment of mortality following donation after cardiac death liver transplant-An analysis of the national registry. Journal of Hepatology. 55 (4), 808-813 (2011).
- O'Neill, S., Roebuck, A., Khoo, E., Wigmore, S. J., Harrison, E. M. A meta-analysis and meta-regression of outcomes including biliary complications in donation after cardiac death liver transplantation. Transplant International. 27 (11), 1159-1174 (2014).
- Fondevila, C., et al. Applicability and results of Maastricht type 2 donation after cardiac death liver transplantation. American Journal of Transplantation. 12 (1), 162-170 (2012).
- Hessheimer, A. J., Riquelme, F., Fudora-Suarez, Y., García Pérez, R., Fondevila, C. Normothermic perfusion and outcomes after liver transplantation. Transplantation Reviews. 33 (4), 200-208 (2019).
- Oniscu, G. C., et al. In situ normothermic regional perfusion for controlled donation after circulatory death- The United Kingdom Experience. American Journal of Transplantation. 14 (12), 2846-2854 (2014).
- Watson, C. J. E., et al. et al. In situ normothermic perfusion of livers in controlled circulatory death donation may prevent ischemic cholangiopahy and improve graft survival. American Journal of Transplantation. 19 (6), 1745-1758 (2019).
- Hessheimer, A. J., et al. Abdominal normothermic regional perfusion in controlled DCD liver transplantation: outcomes and risk factors for graft loss. American Journal of Transplantation. 22 (4), 1169-1181 (2022).
- Padilla, M., et al. Improved short-term outcomes of kidney transplants in controlled donation after the circulatory determination of death with the use of normothermic regional perfusion. American Journal of Transplantation. 21 (11), 3618-3628 (2021).
- Lomero, M., et al. Donation after circulatory death today: An updated overview of the European Landscape. Transplant International. 33 (1), 76-88 (2020).
- Dominguez-Gil, B., et al. Expanding controlled donation after the circulatory determination of death: Statement from an international collaborative. Intensive Care Medicine. 47 (3), 265-281 (2021).
- Levvey, B., et al. Influence of lung donor agonal and warm ischemic times on early mortality: Analyses from the ISHLT DCD Lung Transplant Registry. Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 26-34 (2019).
- Van Raemdonck, D., et al. Donation after circulatory death in lung transplantation- Five-year follow-up form ISHLT Registry. Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (12), 1235-1245 (2019).
- Palleschi, A., et al. Lung transplantation from donation after controlled cardiocirculatory death. Systematic review and meta-analysis. Transplantation Reviews. 34 (1), 100513(2020).
- Keshavamurthy, S., Rodgers-Fishl, P. Donation after circulatory death (DCD)-Lung procurement. Indian Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 37, 425-432 (2021).
- Oniscu, G. C., Siddique, A., Dark, J. Dual temperature multiorgan recovery from a Maastricht category III donor after circulatory death. American Journal of Transplantation. 14 (9), 2181-2186 (2014).
- Perera, M. T., Clutton-Brock, T., Muiesan, P. One donor, two types of preservation: First description of a donation after circulatory death donor with normothermic abdominal perfusion and simultaneous cold perfusion of lungs. Liver Transplantation. 20 (8), 1012-1015 (2014).
- Miñambres, E., et al. Improving the outcomes of organs obtained from controlled donation after circulatory death donors using abdominal normothermic regional perfusion. American Journal of Transplantation. 17 (8), 2165-2172 (2017).
- Miñambres, E., et al. Combined lung and liver procurement in controlled donation after circulatory death using normothermic abdominal perfusion. Initial experience in two Spanish centers. American Journal of Transplantation. 20 (1), 231-240 (2020).
- He, B., Han, X., Fink, M. A. Procurement of Abdominal Organs in Multi-Organ Donation in Deceased Donor. Organ Donation and Transplantation - Current Status and Future Challenges. Tsoulfas, G. , IntechOpen. London, UK. (2018).
- Baranski, A. Surgical Technique of the Abdominal Organ Procurement. , Springer London. London, UK. (2009).
- Tanaka, S., et al. Effect on the donor lungs of using abdominal normothermic regional perfusion in controlled donation after circulatory death. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 59 (2), 359-366 (2021).
- Wind, J., Faut, M., Van Smaalen, T. C., Van Heurn, E. L. Variability in protocols on donation after circulatory death in Europe. Critical Care. 17 (5), 217(2013).
- Perez-Villares, J. M., Rubio, J. J., Del Río, F., Miñambres, E. Validation of a new proposal to avoid donor resuscitation in controlled donation after circulatory death with normothermic regional perfusion. Resuscitation. 117, 46-49 (2017).
- Ausania, F., White, S. A., Pocock, P., Manas, M. Kidney damage during organ recovery in donation after circulatory death donors: Data from UK National Transplant Database. American Journal of Transplantation. 12 (4), 932-936 (2012).
- Ausania, F., White, S. A., Coctes, R., Hulme, W., Manas, D. M. Liver damage during organ donor procurement in donation after circulatory death compared with donation after brain death. British Journal of Surgery. 100 (3), 381-386 (2013).
- Palleschi, A., et al. Successful preservation and transplant of warm ischaemic lungs from controlled donors after circulatory death by prolonged in situ ventilation during normothermic regional perfusion of abdominal organs. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 29 (5), 699-705 (2019).
- Caralt, M., et al. 34;Non-touch" vena cava technique as an improvement in combined lung and liver procurement in controlled donation after circulatory death. Transplantation Proceedings. 51 (1), 9-11 (2019).
- Miñambres, E., Rubio, J. J., Coll, E., Dominguez-Gil, B. Donation after circulatory death and its expansion in Spain. Current Opinion in Organ Transplantation. 23 (1), 120-129 (2021).
- Perez-Villares, J. M., et al. Mobile ECMO team for controlled donation after circulatory death. American Journal of Transplantation. 18 (5), 1293-1294 (2018).
- Rubio Muñoz, J. J., Domínguez-Gil, G., Miñambres García, E., del Rio Gallegos, F., Pérez-Villares, J. M. Papel de la perfusión normo térmica con oxigenación de membrana extracorpórea en la donación en asistolia controlada en España. Role of normothermic perfusion with ECMO in donation after controlled cardiac death in Spain. Medicina Intensiva. 46 (1), 31-41 (2021).
- Miñambres, E., et al. Spanish experience with heart transplants from controlled donation after the circulatory determination of death using thoraco-abdominal normothermic regional perfusion and cold storage. American Journal of Transplantation. 21 (4), 1597-1602 (2021).
- Messer, S., et al. Human heart transplantation from donation after circulatory-determined death donors using normothermic regional perfusion and cold storage. Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (7), 865-869 (2018).
- Suberviola, B., et al. Excellent long-term outcome with lungs obtained from uncontrolled donation after circulatory death. American Journal of Transplantation. 19 (4), 1195-1201 (2019).
- Actividad de donación y trasplante pulmonar España Organización Nacional de Trasplantes. , Spain. Available from: htpp://www.ont.es/infesp/Memorias/ACTIVIDAD%20DE%20DONACI%C3%93N%20Y%20TRANSPLANTE%20PULMONAR%20ESPA%C3%91A.pdf (2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
