Method Article

Pakiet uznanych narzędzi analitycznych do badania zmian w stanie stałym substancji pomocniczych na bazie lipidów

DOI:

10.3791/63993

⸱

August 9th, 2022

 ,  , 
1Research Center Pharmaceutical Engineering, GmbH, 2Institute of Pharmaceutical Sciences, Department of Pharmaceutical Technology and Biopharmacy, University of Graz

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta publikacja pokazuje zastosowanie dyfrakcji rentgenowskiej i różnicowej kalorymetrii skaningowej jako złotych standardów do badania stanu stałego lipidowych substancji pomocniczych (LBE). Zrozumienie zmian w stanie stałym w LBE i ich wpływu na działanie produktów farmaceutycznych jest kluczowym czynnikiem w produkcji solidnych form dawkowania na bazie lipidów.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Substancje pomocnicze na bazie lipidów (LBE) są mało toksyczne, biokompatybilne i pochodzenia naturalnego, a ich zastosowanie wspiera zrównoważony rozwój produkcji farmaceutycznej. Jednak głównym wyzwaniem jest ich niestabilny stan stały, wpływający na stabilność produktu farmaceutycznego. Krytyczne właściwości fizyczne lipidów do ich przetwarzania - takie jak temperatura i lepkość topnienia, reologia itp. - są związane z ich strukturą molekularną i krystalicznością. Dodatki, a także naprężenia termiczne i mechaniczne związane z procesem produkcyjnym, wpływają na stan stały lipidów, a tym samym na działanie ich produktów farmaceutycznych. Dlatego zrozumienie zmian w stanie stałym ma kluczowe znaczenie. W niniejszej pracy przedstawiono połączenie dyfrakcji promieniowania rentgenowskiego w proszku i różnicowej kalorymetrii skaningowej (DSC) jako złoty standard w charakterystyce stanu stałego lipidów. Dyfrakcja rentgenowska jest najskuteczniejszą metodą badania przesiewowego polimorfizmu i wzrostu kryształów. Układ polimorficzny i długość lameli są scharakteryzowane odpowiednio w obszarach dyfrakcji rentgenowskiej o szerokim i małym kącie. Obszar rozpraszania promieniowania rentgenowskiego pod małym kątem (SAXS) może być dalej wykorzystywany do badania wzrostu kryształów. Można wskazać przejście i separację faz. DSC służy do badania przesiewowego zachowania termicznego lipidów, szacowania mieszalności dodatków i/lub aktywnych składników farmaceutycznych (API) w matrycy lipidowej oraz dostarczania diagramów fazowych. Przedstawiono cztery studia przypadków, w których LBE są stosowane jako materiał powlekający lub jako matryca enkapsulacji w celu zapewnienia odpowiednio powlekanych lipidami systemów wielocząsteczkowych i nanozawiesin lipidowych. Lipidowy stan stały i jego potencjalna zmiana podczas przechowywania są badane i korelowane ze zmianą w wydaniu API. Jakościowe metody mikroskopowe, takie jak mikroskopia światła spolaryzowanego i skaningowa mikroskopia elektronowa, są uzupełniającymi narzędziami do badania krystalizacji na poziomie mikro. Należy dodać dalsze metody analityczne w oparciu o wybrany proces produkcyjny. Zależność między strukturą, funkcją i przetwarzalnością powinna być dokładnie zrozumiana, aby móc projektować wytrzymałe i stabilne produkty farmaceutyczne na bazie lipidów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lipidy to klasa materiałów, które zawierają długołańcuchowe węglowodory alifatyczne i ich pochodne. Obejmują one szeroki zakres struktur chemicznych, w tym kwasy tłuszczowe, acyloglicerole, sterole i estry steroli, woski, fosfolipidy i sfingolipidy1. Stosowanie lipidów jako farmaceutycznych substancji pomocniczych rozpoczęło się w 1960 roku do osadzania leków w matrycy woskowej w celu zapewnienia preparatów o przedłużonym uwalnianiu2. Od tego czasu substancje pomocnicze na bazie lipidów (LBE) zyskały dużą uwagę w różnych zastosowaniach, takich jak modyfikowane uwalnianie leków, maskowanie smaku, kapsułkowanie leków i zwiększona biodostępność leków. LBE mogą być stosowane w szerokim zakresie farmaceutycznych postaci dawkowania poprzez wszechstronne procesy produkcyjne, a mianowicie między innymi powlekanie na gorąco, suszenie rozpyłowe, wytłaczanie stałych lipidów, druk 3D, tabletkowanie i homogenizację wysokociśnieniową. Wynikiem są formy dawkowania, takie jak tabletki, folie rozpadające się w jamie ustnej, systemy wielocząsteczkowe, nano i mikrocząsteczki, granulki i formy drukowane w 3D2,3,4.

LBE posiadają status "Powszechnie uznane za bezpieczne", niską toksyczność, dobrą biokompatybilność i lepszą tolerancję pacjenta. Ich naturalne pochodzenie i szeroka dostępność pozwalają im wspierać ekologiczną i zrównoważoną produkcję farmaceutyczną. Niemniej jednak, stosowanie LBE wiąże się z niestabilnymi postaciami dawkowania. Zmiany właściwości produktów na bazie lipidów po przechowywaniu były szeroko zgłaszane. Stan stały LBE i istnienie polimorfizmu lipidów są uważane za główne przyczyny niestabilności form dawkowania opartych na lipidach5,6,7,8.

Mechaniczne i fizyczne właściwości lipidów są ściśle związane z ich właściwościami krystalicznymi i strukturą ich sieci krystalicznej, która pokazuje wyraźne hierarchie organizacji strukturalnej. Gdy lipidy są wykorzystywane do produkcji produktów farmaceutycznych, na strukturę krystaliczną wpływają zastosowane parametry procesu, takie jak temperatura, rozpuszczalniki organiczne, ścinanie i siły mechaniczne, co z kolei wpływa na wydajność produktu farmaceutycznego5,7,9,10,11,12. Aby zrozumieć tę zależność struktura-funkcja, ważne jest poznanie podstaw krystalizacji lipidów i struktury krystalicznej oraz metod analitycznych do ich badań przesiewowych.

Na poziomie molekularnym, najmniejsza jednostka kryształu lipidu jest określana jako "komórka elementarna." Regularne trójwymiarowe powtarzanie komórek elementarnych buduje sieci krystaliczne, z silniejszymi oddziaływaniami molekularnymi wzdłuż ich kierunków bocznych niż podłużne, co wyjaśnia warstwową budowę kryształów lipidowych. Powtarzające się upakowanie łańcuchów węglowodorowych w przekroju poprzecznym jest znane jako sub-cell1,12,13 (Rysunek 1). Blaszki są bocznym upakowaniem cząsteczek lipidów. W pakiecie kryształów interfejsy między różnymi blaszkami są zbudowane z metylowych grup końcowych, podczas gdy polarne grupy glicerolowe są umieszczone w wewnętrznych częściach blaszki14. Aby odróżnić każdy łańcuch kwasu tłuszczowego w blasce, stosuje się termin ulotka, która reprezentuje podwarstwę złożoną z pojedynczych łańcuchów kwasów tłuszczowych. Acyloglicerole mogą być ułożone w podwójne (2L) lub potrójne (3L) długości łańcucha ulotek14. Energia powierzchniowa blaszek powoduje, że epitaksjalnie układają się one względem siebie, tworząc nanokrystality. Różne czynniki przetwarzania, takie jak temperatura i szybkość chłodzenia, wpływają na liczbę ułożonych w stos lameli, a tym samym na grubość krystalitu (~10-100 nm). Agregacja krystalitów prowadzi do powstawania sferulitów w skali mikro, a agregacja sferulitów zapewnia sieci krystalicznej LBE zdefiniowane makroskopowe zachowanie13.

Przejścia w stanie stałym zaczynają się na poziomie molekularnym. Geometryczne przejście z jednej podkomórki do drugiej nazywa się polimorfizmem. Trzy główne polimorfy formy α, β' i β zwykle znajdują się w acyloglicerolach, uporządkowane według zwiększonej stabilności. Przechylenie lameli względem grup końcowych następuje podczas przejść polimorficznych1,13. Przejścia polimorficzne za pośrednictwem magazynowania i stopienia są doświadczane przez LBE. Przejścia spichcjonalne zachodzą, gdy forma metastabilna jest przechowywana poniżej temperatury topnienia, podczas gdy przemiany za pośrednictwem stopienia zachodzą, gdy temperatura wzrasta powyżej temperatury topnienia formy metastabilnej, powodując topnienie i sukcesywną krystalizację bardziej stabilnej formy.

Ponadto, separacja faz i wzrost kryształów mogą również wystąpić. Separacja faz jest napędzana przez początkową krystalizację wielofazową i wzrost jednej lub więcej faz. Interakcje cząstka-cząstka, w tym spiekanie, interakcje molekularne, cechy mikrostrukturalne i składniki obce, mogą również wywoływać wzrost kryształów1,5.

Monitorowanie przejść w stanie stałym LBE i ich wpływu na działanie form dawkowania ma istotne znaczenie. Między innymi różnicowa kalorymetria skaningowa (DSC) i dyfrakcja rentgenowska, a konkretnie symultaniczne rozpraszanie promieniowania rentgenowskiego pod małym i szerokim kątem (SWAXS), to dwa złote standardy oceny lipidowego stanu stałego.

DSC jest powszechnie używane do pomiaru zmian entalpii materiału będącego przedmiotem zainteresowania związanych z przepływem ciepła w funkcji czasu i temperatury. Metoda jest szeroko stosowana do badań przesiewowych zachowań termicznych lipidów, takich jak możliwe szlaki topnienia i krystalizacji, odpowiednia temperatura i entalpia różnych form polimorficznych, a także mniejsze i główne frakcje kompozycji lipidowych. Dane te można wykorzystać do zobrazowania niejednorodności, wielu faz i polimorfizmu lipidów5,7,13.

Techniki dyfrakcji rentgenowskiej są najpotężniejszymi metodami określania struktury w stanie stałym. Posiadając uporządkowaną nanostrukturę z powtarzającymi się blaszkami, odbicie wiązki promieniowania rentgenowskiego od kryształów lipidów można badać za pomocą prawa Bragga:

d = λ/2sinθ (Równanie 1)

gdzie λ to długość fali promieniowania rentgenowskiego 1,542 A, θ to kąt dyfrakcji rozproszonej wiązki, a d to międzypłaszczyznowy odstęp powtarzających się warstw, zdefiniowany jako długość lameli w lipidach. Mały kąt promieniowania rentgenowskiego może być doskonale wykorzystany do wykrycia wzoru długich odstępów i obliczenia długości lameli (d). Im większa powtarzana odległość d, tym mniejszy kąt rozpraszania (1-15°, obszar małego kąta), ponieważ d jest odwrotnie proporcjonalne do sin θ. Układ subkomórkowy lipidów można scharakteryzować jako wzór krótkich odstępów w szerokim kącie dyfrakcji rentgenowskiej. Zarówno długie, jak i krótkie wzorce odstępów lipidów (długość blaszek i ułożenie subkomórek) mogą być wykorzystane do wskazania monotropowej transformacji polimorficznej. Na przykład forma α (sześciokątna) może zostać zmieniona na β (trójskośna) ze względu na zmianę kąta nachylenia łańcuchów, ze zmianami długości lameli (długi wzór odstępów, w obszarze małego kąta, 1-15°) oraz w trybie upakowania przekroju poprzecznego (wzór krótkich odstępów, w obszarze szerokokątnym, 16-25°) (Rysunek 2).

Informacje uzyskane z regionu SAXS mogą być dalej wykorzystane do zbadania wzrostu kryształu poprzez pomiar jego grubości (D) za pomocą równania Scherrera15:

D = Kλ/FWHMcosθ (Równanie 2)

Gdzie, FWHM to szerokość w radianach maksimum dyfrakcyjnego mierzonego w połowie wysokości między tłem a szczytem, ogólnie znana jako pełna szerokość w połowie maksimum (FWHM); θ to kąt dyfrakcji; λ to długość fali promieniowania rentgenowskiego (1,542 A), a K (stała Scherrera) to bezwymiarowa liczba, która dostarcza informacji o kształcie kryształu (w przypadku braku szczegółowych informacji o kształcie K = 0,9 jest dobrym przybliżeniem). Należy pamiętać, że równanie Scherrera może być używane do szacowania średnich rozmiarów kryształów do około 100 nm, ponieważ poszerzenie piku jest odwrotnie proporcjonalne do rozmiaru krystalitu. Dlatego jego zastosowanie jest przydatne do określania grubości nanopłytek krwi i pośrednio liczby zagregowanych blaszek. Przykłady zastosowania tego dobrze znanego podejścia do badania przesiewowego właściwości krystalicznych lipidów w procesie opracowywania preparatów farmaceutycznych i związanej z tym niestabilności działania produktu można znaleźć w5,12,16,17,18.

Monitorowanie stanu stałego LBE na każdym etapie rozwoju za pomocą sprawdzonych technik analitycznych zapewnia skuteczną strategię projektowania wysokowydajnych procesów produkcyjnych i stabilnych produktów farmaceutycznych na bazie lipidów.

Ta publikacja przedstawia kluczowe zastosowanie kompleksowej analizy ciała stałego w LBE do monitorowania zmian w stanie stałym i jego korelacji ze zmianą profilu uwalniania aktywnego składnika farmaceutycznego (API) z farmaceutycznej postaci dawkowania. Jako studia przypadków przyjmuje się systemy wielocząsteczkowe oparte na kryształach API pokrytych lipidami za pomocą powłoki topliwej oraz zawiesiny nanolipidowe wytwarzane w procesie homogenizacji wysokociśnieniowej. Publikacja koncentruje się na zastosowaniu dyfrakcji rentgenowskiej proszków i DSC jako narzędzi analitycznych. Pierwsze dwa przykłady pokazują wpływ odpowiednio transformacji polimorficznej i wzrostu kryształów na zmianę uwalniania API z powlekanych próbek. Ostatni przykład ujawnia korelację między stabilnym stanem stałym lipidów a stabilnym działaniem produktu farmaceutycznego w systemach wielocząsteczkowych pokrytych lipidami oraz w zawiesinach nanolipidowych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Różnicowa kalorymetria skaningowa (DSC)

  1. Przygotowanie instrumentu
    1. Korzystaj z różnicowego kalorymetru skaningowego wyposażonego w chłodnicę końcową, autosampler oraz oprogramowanie do sterowania przyrządami i analizy danych.
    2. Włączyć dopływ azotu gazowego i ustawić ciśnienie w zakresie 0,2–0,5 bara, a następnie włączyć przyrząd DSC i automatyczny zmieniacz próbek.
    3. Otwórz oprogramowanie i aktywuj tryb czuwania, klikając przycisk Tak. Pozwól na zrównoważenie urządzenia przez co najmniej jedną godzinę
    4. Oczyść piec azotem, kliknij ikonę Nowa metoda i przejdź do Definicji metody. Aktywuj opcję Modulacja temperatury w oknie przeglądu. Przejdź do zakładki nagłówek i wybierz metodę, klikając na "próbka".
    5. Przejdź do zakładki Program temperatury, wybierz Purge 2 MFC i na Protective MFC, oba przy 50 mL/min.
    6. Wprowadzić następującą metodę pomiaru: czuwanie w temperaturze 20 °C, cykl ogrzewania przy 5 K/min od 20 °C do temperatury powyżej temperatury topnienia lipidów, izotermiczne utrzymywanie w tej temperaturze przez 5 minut, cykl chłodzenia do 0 °C przy 5 K/min do -20 °C, końcowa temperatura resetu awaryjnego do temperatury o 10 °C wyższej od najwyższej temperatury programu, i końcowej temperatury czuwania w temperaturze 20 °C.
    7. Przejdź do zakładki kalibracja i wybierz odpowiedni plik z temperaturą i czułością. Zapisz metodę
  2. Przygotowanie i pomiar próbki
    1. Odważyć 3–4 mg każdej próbki w tyglach aluminiowych. Zapisz dokładną masę załadowaną do każdego tygla i zamknij tygiel aluminiowy przekłutą pokrywą.
    2. Umieść tygle w tacce automatycznego podajnika próbek i aktywuj tryb automatycznego podajnika próbek w oprogramowaniu i metodzie związanej z ładowaniem dla każdej próbki.
    3. Wprowadź pozycję próbki, nazwę próbki i masę każdej próbki oraz pozycję tygla referencyjnego w oknie Widok tacy na próbki i rozpocznij pomiary.
  3. analiza danych
    1. Otwórz surowe dane za pomocą oprogramowania do analizy danych i wykreśl temperaturę w funkcji przepływu ciepła, klikając przycisk "X-time / X-temperature"
    2. W wyskakującym oknie kliknij "Ukryj segmenty izotermiczne". Po lewej stronie ekranu zaznacz tylko te krzywe, które mają być analizowane (np. odznacz dane "Dodatkowe").
    3. Sprawdź zachowanie termiczne lipidów jako zdarzenia endotermiczne i egzotermiczne pochłoniętej lub uwolnionej energii w postaci ciepła, odpowiednio, w funkcji temperatury.
    4. Kliknij krzywą, a następnie Ocena i Powierzchnia, aby obliczyć entalpię topnienia jako obszar pod krzywą endoterm.
    5. Wybierz granice całkowania, przesuwając pionowe linie o około 2 do 3 stopni Celsjusza przed i po początku i punkcie końcowym szczytu.
    6. Wybierz liniową linię bazową dla całkowania pików. Pole między krzywą a linią bazową jest proporcjonalne do zmiany entalpii. Kliknij Zastosuj, aby zakończyć obliczenia. Podobnie oblicz entalpię krystalizacji jako obszar pod krzywą egzotermów
    7. Określ początek temperatury topnienia (To), klikając krzywą do analizy, a następnie Ocena i początek.
    8. Wybierz granice kwantyfikacji, przesuwając linie pionowe do najbardziej prostego przekroju krzywej. Zwykle jest to około 5-10°C przed i po szczycie. Następnie określ temperaturę topnienia, klikając krzywą do analizy, a następnie Ocena i Szczyt. Uzyskana wartość jest maksimum piku.

2. Rozpraszanie promieniowania rentgenowskiego pod małym i szerokim kątem (SWAXS)

  1. Przygotowanie instrumentu
    1. Użyj systemu rozpraszania promieniowania rentgenowskiego, składającego się z kamery punktowej przymocowanej do generatora promieniowania rentgenowskiego z uszczelnioną rurką i wyposażonej w jednostkę sterującą i powiązane oprogramowanie.
    2. Użyj miedzi (λ = 1,54 A) przy napięciu 50 kV i 1 mA jako źródła promieniowania rentgenowskiego i dwóch liniowo ustawionych czułych detektorów, aby pokryć zarówno małe, jak i szerokokątne obszary rozpraszania promieniowania rentgenowskiego.
    3. Zapewnij wymagania bezpieczeństwa w celu ochrony przed narażeniem na promieniowanie rentgenowskie.
    4. Włączyć układ wody chłodzącej na jednostce sterującej, pompie próżniowej, zaworach gazowych oraz układzie sterowania zasilaniem i bezpieczeństwem.
    5. Włączyć zawory regulacji napięcia i odpowietrzania detektorów przy przepływie gazu w zakresie 10–20 ml/min.
    6. Włącz lampę rentgenowską i opcję czuwania i odczekaj około 10 minut. Wyłącz tryb czuwania i włącz lampę rentgenowską do pełnej mocy (>50 kV) i odczekaj co najmniej 30 minut.
    7. Uruchom oprogramowanie sterujące i kliknij RESETUJ TPF. Wybierz filtr Tugsten i ustaw pozycję. Przejdź do pozycji, aby ustalić pozycję filtra wolframowego
  2. Przygotowanie i pomiar próbki
    1. Upewnij się, że próbki są dostępne w postaci drobnego proszku. W razie potrzeby delikatnie zmielić próbki w niskich temperaturach, aby uzyskać drobny proszek.
    2. Próbki należy napełniać specjalnymi szklanymi kapilarnami o średnicy zewnętrznej około 2 mm, unikając uwięzienia powietrza w naczyniach włosowatych. Uszczelnij szklaną kapilarnę woskiem i ostrożnie umieść ją w uchwycie kapilary.
    3. Włączyć silnik w celu obracania próbki i zamknąć zawór podciśnienia, aż ciśnienie spadnie poniżej 5 mbar.
    4. W oprogramowaniu napraw ustawienie pomiarów, wybierając rozdzielczość pozycji 1024. Ustal czas naświetlania na 1200 s.
    5. Ustaw limity energii, klikając na kranNarzędzia, a następnie kliknij energię i rozdzielczość, a następnie kliknij uruchom ponownie. Ustaw limity energii w odpowiednim zakresie w zakresie 400-900.
    6. Otwórz migawkę bezpieczeństwa i rozpocznij pomiary. Upewnij się, że okno pomiaru pokazuje maksymalnie 80 zliczeń na sekundę. Jeśli nie zostanie to podane, dostosuj położenie filtra.
  3. analiza danych
    1. Eksportuj dane jako pliki p00. Dane składają się z intensywności transmisji i absorpcji w stosunku do numeru kanału i kąta dyfrakcji.
    2. Przenieś dane do oceny do oprogramowania statystycznego i skoryguj dane, normalizując natężenia przy użyciu masy rozpraszającej zmierzonej za pomocą filtra wolframowego.
    3. Utwórz wykres o znormalizowanej intensywności w funkcji dwukrotności kąta dyfrakcji [(2Θ) 2xtheta].
    4. Użyj funkcji "czytnika ekranu", aby znaleźć piki dyfrakcyjne w obszarach SAXS i WAXS.
    5. Zastosuj równanie Bragga, aby obliczyć piki dyfrakcyjne z maksymalną intensywnością w krótkich i długich odstępach d odpowiednio dla regionów WAXS i SAXS.
    6. Oblicz stosunki położenia piku w regionie SAXS, aby określić symetrię krystaliczną lipidów (np. blaszkowata, sześciokątna, sześcienna).
    7. Użyj głównego piku dyfrakcyjnego obszaru SAXS, aby określić ilościowo grubość krystalitu (D). Dopasuj pik do funkcji Gaussa za pomocą klasycznej metody najmniejszych kwadratów i uzyskaj FWHM, klikając Analiza, Piki i linie bazowe, Analizator pików, Otwórz okno dialogowe.
    8. W wyskakującym oknie wybierz opcję "Dopasuj Szczyty Pro". Wybierz stałą linię bazową z y = 0 i wybierz główny pik dyfrakcyjny regionu SAXS i kliknij "Kontrola dopasowania", aby wybrać parametry dopasowania piku.
    9. Wybierz funkcję GaussAmp. Ustaw parametry y_0, xc_1 i A_1 jako stałe i uzyskaj FWHM z pasowania. Użyj równania Scherrera, aby obliczyć grubość krystalitu.

3. Testy rozpuszczania

  1. Uwalnianie substancji czynnych (API) z powlekanych układów wielocząsteczkowych
    1. Użyj aparatu USP 2 (łopatka) do badań rozpuszczania.
    2. Napełnić naczynia do badania rozpuszczania buforem fosforanowym o pH 6,8 i podgrzać do temperatury 37 °C.
    3. Zważyć trzykrotnie próbki powlekanych cząstek w ilości odpowiadającej pojedynczej dawce substancji czynnej (API) i umieścić próbki w naczyniach do badania rozpuszczania.
    4. Uruchom łopatkę z prędkością 100 obr./min.
    5. Ustaw automatyczny próbnik tak, aby pobierał próbki o objętości 1 ml w następujących punktach poboru próbek: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h i 24 h.
    6. Przeanalizuj próbki za pomocą odpowiedniej metody HPLC5,7,17.
    7. Analizowanie danych przez wykreślenie skumulowanej wersji interfejsu API w funkcji czasu.
    8. Przeprowadzić doświadczenia dla próbek przechowywanych w warunkach długotrwałych (25 °C, 60% wilgotności względnej) i przyspieszonych (40 °C i 70% wilgotności względnej).
  2. Uwalnianie API ze stałych nanocząstek lipidowych (SLN)
    1. Przygotować symulowany płyn płucny (SLF) przez zmieszanie 0,02% (m/m) dipalmitoilofosfatydylocholiny z solą fizjologiczną buforu fosforanowego Dulbecco (D-PBS) o następującym składzie: KCl (2,683 mM), KH2PO4 (1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na2HPO4·2H2O (8,058 mM), CaCl2·2H2O (0,884 mM) i MgCl2·6H2O (0,492 mM). Podgrzej go w temperaturze 37 °C.
    2. Dla każdej próbki należy stosować kasety dializacyjne z workiem z membraną celulozową o kontrolowanym odcięciu 7 000 Da w trzech egzemplarzach.
    3. Przypisz jedną kasetę dializacyjną na każdy czas pobierania próbek: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h i 24 h. Nawadniaj kasety dializacyjne przez 2 minuty, zanurzając je w SLF. Następnie ostrożnie osusz ich powierzchnię miękkimi ręcznikami papierowymi.
    4. Wstrzyknąć 3 ml próbki (nanozawiesina lipidowa), co odpowiada 600 μg deksametazonu, do każdej kasety.
    5. Zanurz każdą kasetę w 200 ml SLF w temperaturze 37 °C (warunki zlewu) i mieszaj system przy 125 obr./min.
    6. Pobrać 200 mg próbek z wnętrza kasety za pomocą strzykawki w każdym ustalonym czasie pobierania próbek.
    7. Określ zawartość API za pomocą opracowanej metody HPLC-MS18.
    8. Oblicz API uwolniony z SLN przez bilans masy, zgodnie z18, w skrócie jako różnicę między całkowitą ilością API w SLN a pozostałą ilością API po próbkowaniu.
    9. Powtórzyć ten proces dla przechowywanych próbek.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korelacja między polimorficznym przejściem lipidów a uwalnianiem API w kryształach API pokrytych lipidami:
Kryształy API pokryte monostearynianem glicerolu są mierzone za pomocą DSC i promieniowania rentgenowskiego bezpośrednio po powlekaniu i po 3 miesiącach przechowywania w przyspieszonych warunkach (40 °C, 75% wilgotności względnej)7. Monostearynian glicerolu to wielofazowy system zawierający 40%-55% monoglicerydów, 30%-45% diglicerydów i 5%-15% glicerydów, głównie...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dyfrakcja promieniowania rentgenowskiego w proszku i DSC zostały opisane w tym manuskrypcie jako złote standardy w analizie ciała stałego LBE. Dyfrakcja promieniowania rentgenowskiego w proszku ma tę wyjątkową zaletę, że przetwarza pomiary in situ, przy minimalnej manipulacji próbkami w stanie stałym podczas pomiarów. Co więcej, kapilary o tym samym napełnieniu mogą być przechowywane w różnych warunkach po wstępnych pomiarach w celu zbadania zmian stanu stałego podczas przechowywania. W tej pracy skupiliśmy się ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy ujawniają wszelkie konflikty interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Centrum Badawcze Inżynierii Farmaceutycznej (RCPE) jest finansowane w ramach COMET - Centrów Kompetencji dla Doskonałych Technologii przez BMK, BMDW, Land Steiermark i SFG. Program COMET jest zarządzany przez FFG.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
CaCl2· 2H2OSigma-Aldrich223506
Kasety z workiem z membraną celulozową z odcięciem 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7KFisher Scientific Inco, USA
Oprogramowanie sterujące systemu rentgenowskiegoHECUS dedykowane wyposażenie
Jednostka sterująca systemu rentgenowskiegoDedykowane wyposażenie
domu HECUSRóżnicowy kalorymetr skaningowy (DSC) aluminiowe tygle i pokrywkiNetzsch, Niemcy
Różnicowy kalorymetr skaningowy DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Niemcy).Netzsch, Niemcy
Dipalmitoylfosfatydylocholina (DPPC)Sigma-Aldrich850355P
Aparat łopatkowy do rozpuszczania II, Erweka DT 828 LHErweka GmbH, Langen, Niemcy
Dynasan 116IOI OLEOTripalmityna
GeleolGattefosseMonosteranian glicerolu 
KCl Sigma-Aldrich529552
KH2PO4Sigma-AldrichP0662
Kolliphor P 188BASF Chem TradePoloxamer 188 
MgCl2 i kropka środkowa; 6H2OSigma-AldrichM2670
Na2HPO4· 2H2OSigma-AldrichS9763
NaClSigma-AldrichS9888
Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1Netzsch, Niemcy6.239.2-64.51.00
Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (oprogramowanie statystyczneOriginLab, Northampton, MA
Oprogramowanie do analizy proteousNetzsch, Niemcy
Tween 65Polysorbate 65
Witepsol PMF 1683IOI OLEOEster triglicerolu kwasu stearatycznego/palmitynowego (częściowo estryfikowany)
Witepsol PMF 282IOI OLEOEster diglicerolu kwasu stearynowego 
System rentgenowski HECUS składający się z kamery punktowej i dwóch liniowo ustawionych czułych detektorówHECUS dedykowane wyposażenie
domu domowe

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sato, K. Crystallization behaviour of fats and lipids a review. Chemical Engineering Science. 56 (7), 2255-2265 (2001).
  2. Becker, K., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. Solvent-free melting techniques for the preparation of lipid-based solid oral formulations. Pharmaceutical Research. 32 (5), 1519-1545 (2015).
  3. Rosiaux, Y., Jannin, V., Hughes, S., Marchaud, D. Solid lipid excipients - Matrix agents for sustained drug delivery. Journal of Controlled Release. 188, 18-30 (2014).
  4. Siepmann, J., et al. Lipids and polymers in pharmaceutical technology: lifelong companions. International Journal of Pharmaceutics. 558, 128-142 (2019).
  5. Lopes, D., et al. Microphase separation in solid lipid dosage forms as the cause of drug release instability. International Journal of Pharmaceutics. 517 (1-2), 403-412 (2017).
  6. Reitz, C., Kleinebudde, P. Solid lipid extrusion of sustained release dosage forms. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 67 (2), 440-448 (2007).
  7. Salar-Behzadi, S., Corzo, C., Schaden, L., Laggner, P., Zimmer, A. Correlation between the solid state of lipid coating and release profile of API from hot melt coated microcapsules. International Journal of Pharmaceutics. 565, 569-578 (2019).
  8. Windbergs, M., Gueres, S., Strachan, C. J., Kleinebudde, P. Two-step solid lipid extrusion as a process to modify dissolution behavior. AAPS PharmSciTech. 11 (1), 2-8 (2010).
  9. Schertel, S., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. Impact of surface properties of core material on the stability of hot melt-coated multiparticulate systems. Pharmaceutics. 13 (3), 366(2021).
  10. Tang, D., Marangoni, A. G. Microstructure and fractal analysis of fat crystal networks. Journal of the American Oil Chemists' Society. 83, 377-388 (2006).
  11. Corzo, C., et al. Lipid-microparticles for pulmonary delivery of active pharmaceutical ingredients: Impact of lipid crystallization on spray-drying processability. International Journal of Pharmaceutics. 610, 121259(2021).
  12. Acevedo, N. C. Characterization of the nanostructure of triacylglycerol crystal networks. Structure-Function Analysis of Edible Fats. Marangoni, A. G. , AOCS Press. Urbana, USA. (2012).
  13. Marangoni, A. G. Structure-function analysis of edible fats. Structure-Function Analysis of Edible Fats. , (2018).
  14. Sato, K. Crystallization of lipids. Fundamentals and Applications in Food, Cosmetics, and Pharmaceuticals. Sato, K. , Wiley. Blackwell, NJ, USA. (2018).
  15. Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. Toward nanoscale engineering of triacylglycerol crystal networks. Crystal Growth and Design. 10 (8), 3334-3339 (2010).
  16. Lopes, D. G., et al. Role of lipid blooming and crystallite size in the performance of highly soluble drug-loaded microcapsules. Journal of Pharmaceutical Sciences. 104 (12), 4257-4265 (2015).
  17. Salar-Behzadi, S., et al. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 2: Application of polyglycerol esters of fatty acids as hot melt coating excipients. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 107-117 (2020).
  18. Corzo, C., Meindl, C., Lochmann, D., Reyer, S., Salar-Behzadi, S. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 3: Application of polyglycerol esters of fatty acids for the next generation of solid lipid nanoparticles. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 152, 44-55 (2020).
  19. Tylor, A. K. Glyceryl monostearate. Handbook of Pharmaceutical Excipients. Rowe, R. C., Sheskey, P. J., Quinn, M. E. , Pharmaceutical Press and American Pharmacists Association. UK, USA. 290-293 (2009).
  20. Lutton, R. S., Jackson, F. L. The polymorphism of 1- monostearin and 1-monopalmitin. Journal of the American Chemical Society. 70 (7), 2445-2449 (1948).
  21. Fang, W., Mayama, H., Tsujii, K. Spontaneous formation of fractal structures on triglyceride surfaces with reference to their super water-repellent properties. The Journal of Physical Chemistry. B. 111 (3), 564-571 (2007).
  22. Maleky, F., Marangoni, A. Nanoscale effects on oil migration through triacylglycerol polycrystalline colloidal networks. Soft Matter. 7, 6012-6024 (2011).
  23. Corzo, C., et al. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 1: Screening of solid-state and physical properties of polyglycerol esters of fatty acids as advanced pharmaceutical excipients. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 134-147 (2020).
  24. Gordillo-Galeano, A., Mora-Huertas, C. E. Solid lipid nanoparticles and nanostructured lipid carriers: A review emphasizing on particle structure and drug release. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 133, 285-308 (2018).
  25. Fan, Y., Marioli, M., Zhang, K. Analytical characterization of liposomes and other lipid nanoparticles for drug delivery. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 192, 113642(2021).
  26. Peyronel, F., Pink, D. A., Marangoni, A. G. Triglyceride nanocrystal aggregation into polycrystalline colloidal networks: Ultra-small angle X-ray scattering, models and computer simulation. Current Opinion in Colloid & Interface Science. 19 (5), 459-470 (2014).
  27. Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. Functionalization of non-interesterified mixtures of fully hydrogenated fats using shear processing. Food and Bioprocess Technology. 7 (2), 575-587 (2014).
  28. Dong, Y. D., Boyd, B. J. Applications of X-ray scattering in pharmaceutical science. International Journal of Pharmaceutics. 417 (1-2), 101-111 (2011).
  29. Di Cola, E., Grillo, I., Ristori, S. Small angle X-ray and neutron scattering: Powerful tools for studying the structure of drug-loaded liposomes. Pharmaceutics. 8 (2), 10(2016).
  30. Lopez, C., Lesieur, P., Bourgaux, C., Ollivin, M. Thermal and structural behavior of anhydrous milk fat. 3. Influence of cooling rate. Journal of Dairy Science. 88 (2), 511-526 (2005).
  31. Kalnin, D., Garnaud, G., Amenitsch, H. Ollivon. Monitoring fat crystallization in aerated food emulsions by combined DSC and time-resolved synchrotron X-ray diffraction. Food Research International. 35 (10), 927-934 (2002).
  32. Bugeat, S., et al. Unsaturated fatty acid enriched vs. control milk triacylglycerols: Solid and liquid TAG phases examined by Synchrotron radian X-ray diffraction coupled with DSC. Food Research International. 67, 91-101 (2015).
  33. Brubach, J. B., et al. Structural and thermal characterization of glyceryl behenate by X-ray diffraction coupled to differential calorimetry and infrared spectroscopy. International Journal of Pharmaceutics. 336 (2), 248-256 (2007).
  34. Chong, C. L., et al. Thermal and structural behaviour of crude palm oil: Crystallisation at very low cooling rate. European Journal of Lipid Science and Technology. 109 (4), 410-421 (2007).
  35. Askin, S., et al. A simultaneous differential scanning calorimetry-X-ray diffraction study of olanzapine crystallization from amorphous solid dispersions. Molecular Pharmaceutics. 17 (11), 4364-4374 (2020).
  36. Clout, A., et al. Simultaneous differential scanning calorimetry - synchrotron X-ray powder diffraction: A powerful technique for physical form characterization in pharmaceutical materials. Analytical Chemistry. 88 (20), 10111-10117 (2016).
  37. Jendrzejewska, I., Goryczka, T., Pietrasik, E., Klimontko, J., Jampilek, J. X-ray and thermal analysis of selected drugs containing acetaminophen. Molecules. 25 (24), 5909(2020).
  38. Righetti, M. C. Crystallization of Polymers Investigated by Temperature-Modulated DSC. Materials. 10 (4), 442(2017).
  39. Sauer, B. B., Kampert, W. G., Neal Blanchard, E., Threefoot, S. A., Hsiao, B. S. Temperature modulated DSC studies of melting and crystallization in polymers exhibiting multiple endotherms. Polymer. 41 (3), 1099-1108 (2000).
  40. Ali, F., Kumar, R., Lal Sahu, P., Singh, G. N. Physicochemical characterization and compatibility study of roflumilast with various pharmaceutical excipients. Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 130, 1627-1641 (2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Lipid Based ExcipientsSolid State AlterationDifferential Scanning CalorimetryPowder X Ray DiffractionSmall Angle X Ray ScatteringPolymorphic TransformationCrystal GrowthPhase TransitionLipid CrystallinityPharmaceutical Stability

Related Articles