Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Trening oporowy dostosowany do dawki u myszy ze zmniejszonym ryzykiem uszkodzenia mięśni

1.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64000

⸱

31 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Physical Therapy Program, Department of Health Care Sciences, Eugene Applebaum College of Pharmacy and Health Sciences, Wayne State University, 2Department of Pharmacology, University of Nevada, Reno School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje unikalną technikę zwaną treningiem oporowym dostosowanym do dawki (DART), która może być włączona do precyzyjnych badań rehabilitacyjnych przeprowadzanych na małych zwierzętach, takich jak myszy.

Streszczenie

Progresywny trening oporowy (PRT), który polega na wykonywaniu skurczów mięśni przy coraz większych obciążeniach zewnętrznych, może zwiększyć masę mięśniową i siłę u zdrowych osób i w populacjach pacjentów. W badaniach przedklinicznych na małych i dużych modelach zwierzęcych istnieje zapotrzebowanie na precyzyjne narzędzia rehabilitacyjne w celu przetestowania bezpieczeństwa i skuteczności PRT w utrzymaniu i/lub odbudowie masy i siły mięśniowej. Metodologia i urządzenie PRT opisane w tym artykule mogą być używane do wykonywania treningu oporowego dostosowanego do dawki (DART). Urządzenie DART może być używane jako samodzielny dynamometr do obiektywnej oceny koncentrycznego momentu kurczliwego generowanego przez zginacze grzbietowe kostki u myszy lub może być dodane do istniejącego wcześniej systemu dynamometrii izokinetycznej. Urządzenie DART można wyprodukować za pomocą standardowej drukarki 3D w oparciu o instrukcje i pliki do druku 3D o otwartym kodzie źródłowym dostarczone w tej pracy. W artykule opisano również przebieg pracy w badaniu mającym na celu porównanie uszkodzeń mięśni wywołanych skurczem spowodowanych pojedynczym atakiem DART z uszkodzeniem mięśni spowodowanym porównywalnym atakiem skurczów izometrycznych (ISOM) w mysim modelu dystrofii mięśniowej obręczowo-kończynowej typu 2B / R2 (myszy BLAJ). Dane z ośmiu myszy BLAJ (po cztery zwierzęta na każdy stan) sugerują, że mniej niż 10% mięśnia piszczelowego przedniego (TA) zostało uszkodzone w wyniku pojedynczego ataku DART lub ISOM, przy czym DART jest mniej szkodliwy niż ISOM.

Wprowadzenie

Ćwiczenia przynoszą liczne korzyści zdrowotne mięśniom szkieletowym (recenzowane w Vina et al.1). W szczególności progresywny trening oporowy (PRT), który polega na wykonywaniu skurczów mięśni przy coraz większych obciążeniach zewnętrznych (np. sztangach, hantlach, obwodach liny-bloczka-ciężar), jest znany z tego, że pomaga zwiększyć masę i siłę mięśniową zarówno u osób zdrowych, jak i w populacjach pacjentów (recenzowane w poprzednich publikacjach2,3). PRT opiera się na zasadzie przeciążenia, która mówi, że gdy mięsień kurczy się pod wpływem coraz większych obciążeń zewnętrznych, dostosowuje się, zwiększając swoje fizjologiczne pole przekroju poprzecznego, a także zdolność wytwarzania siły4. Istniejące modele PRT u gryzoni obejmują wspinanie się po drabinie z oporem stawianym ogonowi, współskurcz mięśni agonistycznych przeciwko oporowi ze strony antagonistów, bieganie z uprzężą z obciążeniem, ćwiczenie przysiadu wywołane porażeniem prądem elektrycznym oraz oporne bieganie po kołach5,6,7,8,9,10 (recenzowane w poprzednich publikacjach11,12). Jednak obecnie nie ma narzędzi badawczych do wykonywania precyzyjnie ukierunkowanego, dostosowanego dawki PRT u myszy, które bardzo przypominałyby metody i urządzenia PRT stosowane w badaniach klinicznych i praktyce klinicznej na ludziach12,13. Ogranicza to zdolność badaczy do badania bezpieczeństwa i skuteczności precyzyjnie dozowanego PRT w podstawowych i przedklinicznych badaniach na myszach.

Aby pokonać tę barierę, w tym badaniu opracowano metodologię i urządzenie PRT oparte na projektach obwodów, bloczka i ciężarka stosowanych w sprzęcie do treningu oporowego w nowoczesnych salach gimnastycznych14,15,16. Ta metoda PRT jest określana jako trening oporowy z dostosowaną dawką (DART), a urządzenie nazywa się urządzeniem DART. Oprócz swojej funkcjonalności jako precyzyjne narzędzie do treningu rehabilitacji, urządzenie DART może być również używane jako samodzielny instrument do obiektywnej oceny maksymalnego koncentrycznego momentu skurczowego, który może być generowany przez mięsień piszczelowy przedni (TA) u myszy, podobnie jak maksymalne jedno powtórzenie (1RM, maksymalne obciążenie, które można z powodzeniem podnieść/przenieść/przycisnąć/przykucnąć tylko jeden raz przy zachowaniu dobrej formy) jest oceniane u ludzi17,18. Urządzenie DART może być również połączone z specjalnie skonstruowanym lub komercyjnym dynamometrem izokinetycznym, aby zmierzyć szczytową izometryczną siłę tężcową wytwarzaną przez mięsień TA u myszy (porównywalną do maksymalnego dobrowolnego skurczu [MVC] u ludzi), a następnie wykonać PRT z dostosowaną dawką z oporem opartym na szczytowej sile tężcowej (np. 50% siły szczytowej).

Ten artykuł opisuje budowę urządzenia DART i wyjaśnia, jak można je połączyć z specjalnie zbudowanym dynamometrem, który został opisany w poprzednich publikacjach19,20,21,22, aby ocenić moment skurczu i wykonać DART. W badaniu opisano również, w jaki sposób urządzenie DART zostało wykorzystane do porównania uszkodzeń mięśni wywołanych wysiłkiem fizycznym spowodowanych pojedynczym atakiem DART (4 serie po 10 koncentrycznie odchylonych skurczów z 50% 1RM) z uszkodzeniami spowodowanymi przez porównywalny atak skurczów izometrycznych (4 zestawy po 10 skurczów izometrycznych) w mysim modelu dystrofii mięśniowej kończynowo-obręczowej typu 2B (LGMD2B, lub LGMDR2)23,24. Badawany model myszy nie zawiera białka zwanego dysferliną, które odgrywa ważną rolę w ochronie mięśni szkieletowych przed uszkodzeniem mięśni o opóźnionym początku w wyniku szkodliwych skurczów ekscentrycznych22,25,26,27,28,29,30. Wykazano również na samcach myszy z niedoborem dysferliny, że wymuszone ćwiczenia z koncentrycznie stronniczymi nie są tak szkodliwe, jak ćwiczenia wymuszone z ekscentrycznie stronniczymi i że wcześniejsza ekspozycja na trening z koncentrycznie stronniczym treningiem zapewnia ochronę przed urazami spowodowanymi kolejnym atakiem ekscentrycznie stronniczych skurczów22. Ponieważ obecne badanie zostało przeprowadzone w celu sprawdzenia wykonalności obecnej metodologii i urządzenia DART w wykonywaniu dostosowanego do dawki, koncentrycznie stronniczego treningu oporowego, do badania wybrano samce myszy z niedoborem dysferliny, aby porównać nowe dane z urządzenia DART z poprzednimi danymi. W przyszłych badaniach samice myszy BLAJ zostaną włączone do badania wpływu płci jako zmiennej biologicznej w odniesieniu do odpowiedzi na DART. Myszy, które miały ~1,5 roku, były badane, ponieważ mają już zmiany dystroficzne w wielu grupach mięśniowych, a zatem modelują stan patofizjologiczny, w którym mogą znajdować się mięśnie u pacjentów, którzy już mają osłabienie i zanik mięśni i szukają opieki rehabilitacyjnej w celu utrzymania masy mięśniowej i siły26.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty opisane w tym artykule zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Wayne State University, Detroit, Michigan, USA, zgodnie z Przewodnikiem dla Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych (1996, opublikowany przez National Academy Press, 2101 Constitution Ave. NW, Washington, DC 20055, USA). Klasa B6. Myszy A-Dysf prmd/GeneJ (znane również jako myszy BLAJ, samce, ~1,5 roku) o modelu LGMD2B/R2 zostały użyte w niniejszym badaniu. Myszy uzyskano ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).

1. Projekt badania

  1. Wybierz szczep myszy odpowiedni dla pytania badawczego (pytań) badawczego - np. badanie B6. Myszy A-Dysf prmd / GeneJ (myszy BLASK), jeśli próbują odpowiedzieć na pytanie, czy koncentrycznie odchylony DART indukuje rozległe uszkodzenie mięśni u myszy modelujących LGMD2B / R2.
  2. Przypisz myszy do grup badawczych na podstawie projektu badania - np. losowo przypisz myszy do grupy treningu oporowego dostosowanego do dawki (DART) lub do grupy treningu izometrycznego (ISOM) i spróbuj jak najlepiej zrównoważyć grupy w oparciu o dopasowanie według miotu i / lub wieku (np. Tabela 1).

2. Produkcja urządzenia DART

  1. Zaprojektuj komponenty urządzenia DART za pomocą odpowiedniego oprogramowania wspomaganego komputerowo (CAD) (Rysunek 1), postępując zgodnie z poniższymi krokami.
    1. Zaprojektowana obudowa do łożyska koła o niskim współczynniku tarcia (patrz tabela materiałów, w oparciu o konstrukcję łożyska stojaka) z wbudowanym kątomierzem (do stosowania jako goniometr do pomiaru kątów stawu skokowego).
    2. Zaprojektuj wieżę do obudowy łożyska koła wraz z kątomierzem.
    3. Zaprojektuj podnóżek do ustawiania stopy myszy. Zaprojektuj oś, która połączy podnóżek z łożyskiem koła.
  2. Wyprodukuj elementy urządzenia DART za pomocą odpowiedniej drukarki 3D (Rysunek 1).
    1. Zapisz projekty utworzone za pomocą oprogramowania CAD jako stereolitografię (. Rozszerzenie STL) pliki.
      UWAGA: Plik . Pliki STL (Supplementary Coding Files 1-4) mogą być używane i modyfikowane poprzez podanie autora korespondencyjnego tego artykułu i zacytowanie tego artykułu.
    2. Otwórz plik . Pliki STL z odpowiednim oprogramowaniem do krojenia (patrz tabela materiałów).
      UWAGA: Oprogramowanie do krojenia przekształca wirtualny model 3D w stos plasterków, które można drukować sekwencyjnie za pomocą drukarki 3D w celu wygenerowania obiektu 3D.
    3. Za pomocą oprogramowania do krojenia generuj produkcję wspomaganą komputerowo G-CODE (CAM, . GCODE), które są specyficzne dla drukarki 3D i filamentu, który będzie używany.
    4. Postępuj zgodnie z instrukcją obsługi drukarki 3D (patrz tabela materiałów), aby wydrukować elementy urządzenia DART za pomocą . Pliki GCODE.
    5. Wybierz odpowiedni filament do drukarki 3D, np. kwas polimlekowy (PLA) 1,75 mm 1 kg/szpulę, Szary (patrz Tabela Materiałów).
  3. Zmontuj urządzenie DART, wykonując poniższe czynności.
    1. Włóż łożysko koła 608 o niskim współczynniku tarcia (średnica otworu 8 mm, średnica zewnętrzna 22 mm, takie jak łożysko z kulkami ceramicznymi z azotku krzemu umieszczonymi w stali nierdzewnej 420, patrz tabela materiałów) do obudowy łożyska koła (Rysunek 1).
    2. Włóż oś do otworu łożyska koła (Rysunek 1).
    3. Przyklej podnóżek do osi za pomocą kleju (patrz Tabela materiałów), który jest odpowiedni do klejenia PLA (Rysunek 1).
    4. Umieść obudowę łożyska koła nad wieżą obudowy łożyska koła i przymocuj cały zespół do akrylowej podstawy za pomocą łączników śrubowych (Rysunek 1).
      UWAGA: Nie ma szczególnych wymagań dotyczących rozmiaru akrylowej podstawy — wystarczy być wystarczająco duża, aby pomieścić zwierzę i urządzenie DART oraz wystarczająco mała, aby zmieścić się na powierzchni roboczej. Akrylowa podstawa użyta w niniejszym badaniu ma około 30 cm szerokości, 45 cm długości i 0,5 cm grubości.

3. Przygotowanie myszy do DART lub ISOM

  1. Umieść każdą mysz w znieczuleniu ogólnym z wziewnym izofluranem podawanym przez odpowiedni system znieczulający (patrz Tabela materiałów, 2%-5% dla indukcji; 1%-4% dla konserwacji; do efektu), aby zmniejszyć stres i ból.
    1. Wywołać znieczulenie w komorze indukcyjnej systemu znieczulającego (2%-5% izofluranu).
    2. Przenieś mysz do stożka nosowego, aby utrzymać znieczulenie podczas wykonywania zabiegów na zwierzęciu (1%-4% izofluranu). Potwierdź skuteczność znieczulenia na podstawie braku wycofania kończyny tylnej do uszczypnięcia palca u nogi za pomocą pęsety.
    3. Zapewnij wsparcie termiczne — np. za pomocą podkładki grzewczej z żelu izotermicznego i lampy grzewczej umieszczonej ~1 m nad myszką. Sprawdź termometrem, czy temperatura na akrylowej podstawie i wokół niej jest utrzymywana na poziomie ~38 °C, aby mysz się nie przegrzała.
  2. Przygotuj skórę nad lewym mięśniem piszczelowym przednim (TA) myszy oraz nad całym przednim i bocznym aspektem lewej kończyny tylnej do DART lub ISOM.
    1. Usuń sierść myszy za pomocą kremu do depilacji (krem do depilacji, patrz Tabela materiałów). Nałóż krem do depilacji i pozwól mu działać przez ~2 min.
    2. Oczyść nogę chusteczkami nasączonymi wodą destylowaną, aby usunąć sierść i wszelkie resztki kremu ze skóry. Kremy do depilacji mogą podrażniać i/lub uszkadzać skórę, jeśli zostaną pozostawione na skórze myszy przez dłuższy czas, a tym samym całkowicie usunięte.
    3. Po usunięciu sierści zdezynfekuj skórę zatwierdzoną metodą szorowania, taką jak roztwór do szorowania powidonem i jodem i 70% etanolem.
  3. Nałóż środek ochronny (np. wazelinę) na oczy i depilowaną skórę za pomocą czystego bawełnianego wacika, aby chronić oczy i depilowaną skórę przed wysuszeniem.
  4. Umieść kołek stabilizujący przez przynasadę piszczeli.
    1. Nałóż 5% krem z lidokainą na piszczel, aby znieczulić ten obszar.
    2. Przełóż 26-gową, półcalową, sterylną igłę podskórną przez najszerszą część bliższej części kości piszczelowej (tj. Przynasadę piszczeli, znaną również jako głowa piszczela). Po zamocowaniu kołka stabilizującego wyjmij plastikową część igły podskórnej, przytrzymując igłę sterylnym hemostatem i zginając plastikową część, aż się oderwie.
  5. Ustaw mysz do treningu DART lub ISOM.
    1. Połóż mysz w pozycji leżącej. Upewnij się, że mysz jest nadal bezpiecznie podłączona do stożka nosowego, aby utrzymać znieczulenie.
    2. Za pomocą pęsety ze sterylną końcówką wsuń szpilkę piszczelową do metalowego zacisku krokodylkowego (patrz Tabela materiałów), tak aby końce szpilki piszczelowej były przytrzymywane przez zacisk krokodylkowy. Przesuń regulowane ramię aligatora clamp aby upewnić się, że stopa myszy jest umieszczona na podnóżku urządzenia DART.
    3. Przymocuj stopkę myszy do stopki urządzenia DART za pomocą samoprzylepnej taśmy laboratoryjnej.
    4. Umieść stopkę myszy pod kątem 90° w stosunku do długiej osi kości piszczelowej myszy. Przy prawidłowym umieszczeniu podnóżek będzie prostopadły do akrylowej podstawy (tj. podłogi lub tego, co jest uważane za płaszczyznę poziomą).
    5. Oprzyj podnóżek na ograniczniku zgięcia podeszwowego utworzonego przez umieszczenie igły podskórnej o długości 18 G, 1,5 cala przez wstępnie wywiercone otwory w kątomierzu urządzenia DART (Rysunek 1).

4. Szkolenie DART lub ISOM

  1. Zoptymalizuj rozmieszczenie elektrod, umieszczając dwubiegunową, przezskórną, nerwowo-mięśniową elektrodę do stymulacji elektrycznej (NMES, patrz tabela materiałów) na dolno-bocznym aspekcie stawu kolanowego myszy (Rysunek 1B).
    1. Za pomocą pojedynczych impulsów (1 Hz) z laboratoryjnego stymulatora elektrycznego (patrz Tabela materiałów) stymuluj gałąź strzałkową nerwu kulszowego, która zapewnia unerwienie motoryczne mięśni zginacza grzbietowego kostki (Rysunek 1B).
    2. Ponieważ mięsień piszczelowy przedni (TA) odpowiada za ponad 90% całkowitej siły skurczu wytwarzanej przez mięśnie zginacza grzbietowego stawu skokowego31, obserwuj mięsień TA brzucha i ścięgna pod kątem śladów skurczów wywołanych elektrycznie.
      UWAGA: Niewielka wypukłość kostna, która odpowiada kości strzałkowej, może pomóc w umieszczeniu elektrody, jeśli tester może ją wyczuć przez elektrodę. Wymaga to pewnej praktyki i nauki ze strony testera, aby wyczuć optymalne umiejscowienie elektrody.
    3. Przesuń ogranicznik zgięcia podeszwowego do otworu w kątomierzu, który odpowiada 20° zgięciu podeszwowemu od pozycji, w której stopa jest prostopadła (90°) do kości piszczelowej — jest to pozycja, w której zwykle obserwuje się maksymalny moment skurczu mięśnia TA na podstawie poprzednich raportów21. Może to wymagać dostosowania przez użytkownika w oparciu o czynniki specyficzne dla badanych myszy.
    4. Wizualizuj moment drgań za pomocą dynamometru myszy, łącząc stopkę urządzenia DART z płytką dynamometru — np. połącz stopkę urządzenia DART z niestandardową zrobotyzowaną stopką dynamometru skokowego z nieelastycznym jedwabnym szwem (podobnie jak Rysunek 1A) i przymocuj szew do podstawy dynamometru (patrz Tabela materiałów).
      UWAGA: Podnóżek ma otwory wbudowane w projekt druku 3D. Umieszczenie szwu przez parę otworów, które znajdują się w drugim rzędzie od końca palca podnóżka, umieszcza szew na ~20 mm od osi zgięcia grzbietowego/podeszwowego (Rysunek 1A, B). Hamownia została opisana w poprzednich raportach19,20,21,22.
  2. Zoptymalizuj napięcie wyjściowe ze stymulatora NMES.
    1. Po zoptymalizowaniu umieszczenia elektrody zoptymalizuj amplitudę napięcia wyjściowego ze stymulatora elektrycznego - jest to konieczne, aby ograniczyć NMES do wspólnego nerwu strzałkowego i mięśnia TA oraz zmniejszyć ryzyko wywołania współskurczów w zginaczach podeszwowych.
      UWAGA: Jeśli wywołane są współskurcze, można je uwidocznić za pomocą momentu obrotowego wyjściowego z dynamometru, a także zobaczyć w zgięciu podeszwowym palców u stóp.
  3. Ustaw stymulator NMES do treningu DART lub ISOM.
    UWAGA: Następujące ustawienia mogą wymagać dostosowania przez użytkownika w oparciu o czynniki specyficzne dla badanych myszy i celu badań.
    1. Ustaw stymulator tak, aby wytwarzał powtarzające się ciągi impulsów o częstotliwości 125 Hz — ta częstotliwość powoduje maksymalne skurcze tężcowe bez przelewania NMES do innych grup mięśni u myszy BLAJ21. W tym celu należy dostosować pokrętła częstotliwości impulsów (125 Hz), czasu trwania pociągu (500 ms) i pociągów na sekundę (1 pociąg/s) oraz włączyć przełącznik do powtarzania ciągów impulsów.
    2. Zestaw stymulatora do wytwarzania ciągów impulsów o czasie trwania 500 ms przeplatanych 500 ms odpoczynku między ciągami impulsów.
    3. Przesuń ogranicznik zgięcia podeszwowego do otworu w kątomierzu, który odpowiada 160° do długiej osi kości piszczelowej (zgięcie podeszwowe 70° od stopy prostopadłej do kości piszczelowej). Jest to pozycja, do której stopa myszy BLAJ może być przesuwana pasywnie bez oporu tkanek miękkich21.
    4. W przypadku DART należy zastosować odpowiedni opór, przeciwko któremu mięsień TA musi pracować koncentrycznie — np. 5 g, jak pokazano w Rysunek 1A, B; patrz krzywa kalibracji masy do momentu obrotowego w pliku uzupełniającym 1.
    5. Zastosuj opór, zawieszając ciężarek za pomocą nieelastycznego jedwabnego szwu, który jest przywiązany do podstawy urządzenia DART (Rysunek 1A, B).
    6. Dostosuj opór - tj. zastosuj ~50% maksymalnego jednego powtórzenia (1RM) (np. 5 g, jeśli mysz może podnieść maksymalny ciężar 10 g przy jednym skurczu), co przeciąga stopę przez co najmniej połowę dostępnego aktywnego zakresu zgięcia grzbietowego.
    7. Wykonaj odpowiedni trening DART na myszach przypisanych do grupy DART - np. wykonaj pojedynczy trening DART, który obejmuje cztery serie po 10 powtórzeń koncentrycznych skurczów z 2-minutowym odpoczynkiem między seriami, podobnie jak w przypadku progresywnych programów treningu oporowego stosowanych u ludzi32 (patrz Dodatkowe wideo 1).
    8. Wykonaj odpowiedni trening ISOM na myszach przypisanych do grupy ISOM - np. wykonaj pojedynczy trening ISOM, który obejmuje cztery serie po 10 powtórzeń skurczów izometrycznych z 2-minutowym odpoczynkiem między seriami, podobnie jak w przypadku DART (patrz film uzupełniający 2).
    9. W przypadku treningu ISOM umieść stopę myszy pod kątem 160° do długiej osi kości piszczelowej (zgięcie podeszwowe 70° od stopy prostopadłej do kości piszczelowej) i utrzymuj tę statyczną pozycję, przyklejając jedwabny szew do podstawy dynamometru automatycznego.
      UWAGA: Ponieważ szew nie może się przesuwać, podstawka urządzenia DART nie może przesunąć się do zgięcia grzbietowego, ograniczając w ten sposób zginacze grzbietowe do izometrycznego kurczenia się.

5. Opieka pozabiegowa nad myszami

  1. Podejmij środki ostrożności w celu utrzymania prawidłowej higieny ćwiczonej kończyny tylnej i zmniejszenia bólu w miejscu igły.
    1. Po treningu DART lub ISOM pokryj widoczną część szpilki piszczelowej maścią z potrójnym antybiotykiem (400 U/g bacytracyny, 3,5 mg/g neomycyny i 5000 U/g polimiksyny-B, patrz Tabela Materiałów), a następnie ostrożnie wyjmij szpilkę z przyśrodkowej strony kości piszczelowej. Spłucz skórę na bocznej stronie uda i górnej części nogi jodowidonem i sterylną wodą. Nałóż 5% krem z lidokainą na piszczel, aby kontrolować ból w miejscu igły.
  2. Pozwól myszom dojść do siebie po znieczuleniu.
    1. Wyjmij mysz ze stożka nosowego i pozwól jej dojść do siebie po znieczuleniu w klatce regeneracyjnej, która jest wolna od ściółki. Zapewnij myszce wsparcie termiczne podczas rekonwalescencji po znieczuleniu, np. za pomocą izotermicznej żelowej podkładki grzewczej.
  3. Przywróć mysz do jej pierwotnej klatki po całkowitym wyzdrowieniu ze znieczulenia. Następnie należy zwrócić klatkę do obiektu dla zwierząt, w którym badane myszy są trzymane do czasu przeprowadzenia dalszych eksperymentów. Monitoruj myszy codziennie.

6. Pobieranie tkanek

  1. Zbierz mięsień TA myszy w całości i zamroź w celu kriokonserwacji, wykonując poniższe czynności.
    1. Na podstawie pytania badawczego, w odpowiednim czasie po treningu (np. 3 dni po DART lub ISOM), należy poddać myszy eutanazji zgodnie z zatwierdzonymi protokołami.
      UWAGA: W niniejszym badaniu myszy zostały poddane eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy w znieczuleniu ogólnym (wziewny izofluran, 2%-5% do skutku). Obustronna torakotomia gwarantowała śmierć.
    2. Rozwiń tylne kończyny myszy, aby usunąć ćwiczony mięsień TA (po lewej) i niećwiczony mięsień TA (po prawej). Zważ zebrane mięśnie. Następnie zanurz każdy mięsień w oleju mineralnym w celu krioprotekcji i umieść mięsień na czystej chusteczce laboratoryjnej, aby usunąć nadmiar oleju21.
  2. Umieść mięsień na kawałku folii aluminiowej. Przytrzymaj krawędź folii długim hemostatem i szybko zanurz folię i mięsień w ciekłym azocie zawartym w odpowiednim plastikowym pojemniku, aby zatrzasnąć mięsień.
    1. Po około 2 minutach zanurzenia w ciekłym azocie przenieś zamrożony mięsień do znakowanych fiolek kriogenicznych. Przechowywać fiolki w zamrażarce w temperaturze -80 °C do czasu, gdy będą potrzebne do dalszych badań.

7. Badania histologiczne tkanki mięśniowej

  1. Przygotuj skrawki kriostatu mięśnia TA o grubości 5 μm. Zebrać skrawki kriostatu na naładowane szkiełka mikroskopowe. Przymocuj sekcje acetonem, który jest utrzymywany w niskiej temperaturze -30 °C i pozostaw sekcje do wyschnięcia na powietrzu.
  2. Wybarwić skrawki tkanki mięśniowej hematoksyliną, a następnie eozyną (barwienie H&E, patrz tabela materiałów).
    1. Zanurz skrawki na 5 minut w hematoksylinie (ciemnoniebieska plama jądrowa) w szklanym słoiku do barwienia. Usuń nadmiar hematoksyliny, spłukując skrawki wodą z kranu, aż nie będzie widać dalszego niebieszczenia wody.
    2. Zanurz skrawki na 5 minut w odczynniku do niebieszczenia w szklanym słoiku. Odessać nadmiar odczynnika do niebieszczenia z sekcji za pomocą szklanej pipety ssącej.
    3. Zanurz skrawki na 5 minut w eozynie (różowa plama cytoplazmatyczna) w szklanym słoiku do barwienia. Usuń nadmiar eozyny, zanurzając sekcje szybko i wielokrotnie (~10 razy) w 95% etanolu w szklanym słoiku do barwienia.
    4. Pozostaw skrawki do wyschnięcia na powietrzu i przystąp do wizualizacji pod mikroskopem świetlnym.
  3. Przygotuj kafelkowe obrazy o wysokiej rozdzielczości całych przekrojów poprzecznych mięśni TA za pomocą obrazowania mikroskopowego.
    UWAGA: Użytkownik może być zmuszony do dostosowania kolejnych etapów obrazowania i analizy obrazu w oparciu o mikroskop oraz oprogramowanie do akwizycji i analizy obrazów.
    1. Rejestruj obrazy cyfrowe za pomocą soczewki obiektywowej 10x mikroskopu świetlnego i kamery cyfrowej zamontowanej na mikroskopie.
    2. Uchwyć około 15-20 obrazów, poruszając się wzdłuż przekroju każdego mięśnia w sposób przypominający siatkę, tak aby każdy nowy obraz nakładał się na ~25% z poprzednim obrazem.
      UWAGA: Ten proces pomaga uchwycić zestaw obrazów, które można cyfrowo kafelkować (znane również jako łączenie obrazów) w celu stworzenia złożonego obrazu o wysokiej rozdzielczości całego przekroju poprzecznego mięśnia TA (Rysunek 2).
    3. Zapisywanie obrazów cyfrowych w programie . Format TIFF.
    4. Otwórz obrazy cyfrowe za pomocą odpowiedniego oprogramowania do przetwarzania i analizy obrazów (patrz Spis materiałów).
    5. Ułóż lub zszyj poszczególne obrazy w złożony obraz całego mięśnia TA, wykonując następujące czynności: po otwarciu wszystkich indywidualnych nakładających się obrazów każdego mięśnia TA w oprogramowaniu kliknij Plik > Wybierz opcję Automatyzuj > Wybierz opcję Photomerge > Wybierz opcję Kolaż > Wybierz Dodaj otwarte pliki > Kliknij przycisk OK.
    6. Po przygotowaniu i wyświetleniu nowego kafelkowego/zszytego obrazu mięśnia TA, zapisz obraz w programie . Format TIFF do dalszych analiz.
  4. Określ ilościowo uszkodzenia mięśni poprzez analizę wizualną na kafelkowych obrazach całego mięśnia TA za pomocą odpowiedniego oprogramowania do analizy obrazu.
    1. W oprogramowaniu do analizy obrazu wybierz funkcję Zmierz w menu Analizuj, aby obrysować i zmierzyć obszar całego przekroju poprzecznego mięśnia TA (Rysunek 2).
    2. W oprogramowaniu do analizy obrazu wybierz funkcję Zmierz w menu Analizuj, aby nakreślić i zmierzyć obszary każdego mięśnia TA, które są uszkodzone — tj. obszary, które wykazują cytoplazmatyczne zakłócenie włókien mięśniowych, brak włókien mięśniowych i infiltrację komórek zapalnych22 (Rysunek 2).
    3. Wyraź sumę całkowitego obszaru uszkodzenia jako procent całego pola przekroju poprzecznego mięśnia TA (Rysunek 2, Tabela 2).

8. Analizy statystyczne

  1. Uporządkuj dane zgodnie z tabelami 1-3 i wykonaj niesparowane testy T (jeśli testy normalności i jednorodnych wariancji zostały zaliczone)33 lub testy sumy rang Manna-Whitneya (jeśli testy normalności i jednorodnych wariancji nie zostały zaliczone)21 z odpowiednim oprogramowaniem (patrz Tabela materiałów).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Badaniu poddano samce myszy szczepu BLAJ w wieku około 1,5 roku. Myszy BLAJ stanowią model ludzkiej choroby mięśni LGMD2B/R2. Myszy te są szczególnie podatne na opóźnione wystąpienie uszkodzeń mięśni po pojedynczej serii ekscentrycznych skurczów mięśni22,29. Dlatego też do tych badań wybrano myszy BLAJ, aby sprawdzić, czy DART można przeprowadzić w sposób niepowodujący urazów poprzez precyzyjną regulację oporu, przeciwko któremu mięsień TA musi pracować w sposób ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule przedstawiono instrukcje krok po kroku, jak skonstruować urządzenie do wykonywania rodzaju precyzyjnego treningu rehabilitacyjnego zwanego treningiem oporowym z dostosowaną dawką (DART). W pracy opisano również zastosowanie urządzenia i metodologii DART w badaniu treningowym w celu porównania uszkodzenia mięśni 3 dni po pojedynczym ataku DART (grupa DART) z uszkodzeniem 3 dni po porównywalnym treningu izometrycznym (grupa ISOM).

Krytycznymi etapami protokołu są prawidłowa konstr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane z grantów od Jain Foundation Inc., R03HD091648 z NICHD, Pilotażowego Grantu od AR3T w ramach NIH P2CHD086843, Nagrody FRAP od EACPHS na Wayne State University, Faculty Startup Package z Wayne State University, oraz podwykonawstwa od 1R01AR079884-01 (Peter L. Jones PI) dla JAR. Badanie to zostało również sfinansowane z grantu badawczego American Physical Therapy Association - Michigan (APTA-MI) dla JMB, MEP i JAR. Autorzy dziękują dr Renuce Roche (profesor nadzwyczajny, Eastern Michigan University, MI) za krytyczną lekturę manuskryptu i przekazanie informacji zwrotnych. Autorzy dziękują panu Anselmowi D. Motha za porady dotyczące druku 3D. Autorzy dziękują pacjentom z dysferlinopatią, którzy podzielili się swoimi historiami na stronie internetowej Fundacji Jain na https://www.jain-foundation.org/patient-physician-resources/patient-stories, w szczególności ich doświadczeniami z ćwiczeniami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ceramiczne łożysko kulkowe AnMiao Star 608Anmiao Star (Nie dotyczy / A)AMS127Łożysko koła o wysokiej precyzji i niskim współczynniku tarcia. Jeśli marka i model nie są dostępne na rynku, alternatywna wersja łożyska koła 608 o niskim współczynniku tarcia, średnica otworu 8 mm,   Średnica zewnętrzna 22 mm, z kulkami ceramicznymi z azotku krzemu w obudowie ze stali nierdzewnej 420 powinna wystarczyć. Nadmierne tarcie w łożysku koła wpłynie niekorzystnie na działanie urządzenia DART i zwiększy ogólną odporność na skurcze mięśni.
Mikroskop Axio Scope.A1Carl Zeiss (Peabody, MA)Zakres #Axio produktu.A1Mikroskop świetlny i fluorescencyjny
B6. A-Dysfprmd/GeneJ (a.k.a. myszy BLAJ)Laboratorium Jacksona (Bar Harbor, ME).  Specjalna kolonia utrzymywana przez The Jain Foundation Inc. dla współpracowników, którzy badają dysferlinę.Stock #012767Myszy z niedoborem dysferliny, które modelują dystrofię mięśniową obręczy kończyn człowieka typu 2B / R2.
Dwubiegunowa, przezskórna, elektroda do stymulacji elektrycznej nerwowo-mięśniowej (NMES)Aparat Harvarda, Holliston, MABS4 50– 6824Elektroda do NMES.  Jeśli ta elektroda nie jest dostępna na rynku, skontaktuj się z autorem korespondencyjnym w celu uzyskania alternatyw.
Naczynie barwiące CoplinThermoFisher (Waltham, MA)Numer katalogowy S17495Naczynie barwiące do hematoksyliny i eozyny (H& E) barwienie przekrojów
Cura 4.4.1. SoftwareUltimaker, Utrecht, HolandiaUltimaker Cura 4.4.1.Oprogramowanie do krojenia do konwersji plików stereolitografii na pliki G-CODE
Poduszka grzewcza w żelu izotermicznym DeltaphaseBraintree Scientific (Braintree, MA)Pozycja #39DPPoduszka grzewcza zapewniająca wsparcie termiczne zwierzętom pod narkozą
Eosin YMillipore Sigma (Burlington, MA)HT110132-1LRóżowa plama cytoplazmatyczna
Gorilla Super GlueThe Gorilla Glue Company (Cincinnati, OH)Gorilla Super Glue Micro Precyzyjnyklej cyjanoakrylowy do łączenia elementów PLA
Roztwór hematoksyliny, Gill No.3Millipore Sigma (Burlington, MA)GHS332-1LCiemnoniebieski barwnik do jąder
HM525NX kriostatuThermoFisher (Waltham, MA)Katalog #HM525NXKriostat do wytwarzania zamrożonych odcinków chusteczek laboratoryjnych do mięśni.
  Kimberly-Clark Professional Kimtech Science Kimwipes Delikatne wycieraczki do kół, 1-warstwoweThermoFisher (Waltham, MA)Numer katalogowy 06-666.  Producent #34120Chusteczki laboratoryjne do osuszania oleju mineralnego z tkanki mięśniowej przed zamrożeniem i do innych celów.
Labview 2014National Instruments, Austin, Teksas, USALabview 2014Oprogramowanie do niestandardowych programów/procedur, które obsługują dynamometr i uruchamiają stymulator NMES.
Termosy Dewara HDPE z ciekłym azotemThermoFisher (Waltham, MA)S34074B.  Thermo Scientific 41502000/EMDKolba do przechowywania ciekłego azotu do szybkiego zamrażania mięśni lub innych tkanek
Magiczny krem do depilacjiSoftsheen Carson (Nowy Jork, NY)Nie dotyczykremu do depilacji bez brzytwy
Metalowy klips krokodylkowyJINSHANGTOPK (biznes internetowy)24 sztuk 51mm Metalowy zacisk sprężynowy z zaciskiem krokodylkowymZacisk sprężynowy do przytrzymywania sworznia piszczelowego
Prowadnice MicrscopeGlobe Scientific (Mahwah, NJ)1354W. Diamentowe szkiełka z białego szkłaNaładowane szkiełka mikroskopowe
Olej mineralnyThermoFisher (Waltham, MA)BP26291Olej mineralny do krioochrony tkanki mięśniowej przed zatrzaskowym zamrożeniem
Monoprice Premium Filament do drukarki 3D PLAMonoprice (Rancho Cucamonga, CA)#11778Premium Filament do drukarki 3D PLA 1,75mm 1 kg/szpula, szary.  Jest to materiał używany do drukowania elementów urządzeń w 3D.
Drukarka 3D Monoprice Select Mini V2Monoprice (Rancho Cucamonga, CA)Drukarka 3D 3D Mini V2do komputerowego wspomagania wytwarzania elementów urządzeń.
Oprogramowanie do obrazowania NIHNational Instritues of Health (NIH, Bethesda, MD)Obraz NIH dla systemu WindowsOprogramowanie do przetwarzania i analizy obrazów używane do ilościowego określania obszaru uszkodzenia mięśni.  Obraz NIH jest również znany jako obraz J.
Photoshop CS4Adobe (San Jose, Kalifornia)Pakiet Creative Suite (CS4). Wersja 64-bitowa dla systemu WindowsOprogramowanie do przetwarzania i analizy obrazów służące do generowania kafelkowych/szytych obrazów całego przekroju mięśniowego na podstawie obrazów poszczególnych nakładających się pól
Jednostka izolacyjna stymulacji PSIU6Grass Instruments (West Warwick, RI)Jednostkaizolacyjna PSIU6Jednostka izolacyjna dla NMES.  Stymulatory, takie jak model 4100 firmy AM, są dostarczane z wbudowaną jednostką izolacyjną
Roboz 4-0 jedwabny pleciony materiał do szwówRoboz Surgical (Gaithersburg, MD)Roboz Surgical SUT152Materiał do łączenia podstawy urządzenia DART z podstawą dynamometru lub oporem do treningu oporowego
S48 kwadratowy stymulator impulsówGrass Instruments (West Warwick, RI)StymulatorS48Laboratoryjny stymulator elektryczny do NMES .  Jeśli ten stymulator nie jest dostępny na rynku, alternatywą może być izolowany stymulator dużej mocy model 4100 firmy AM. Aby uzyskać więcej informacji, skontaktuj się ze współautorem Jonesem.
Scotta' s odczynnik do niebieszczeniaRicca Chemical Company (Arlington, TX)6697-32Roztwór do niebieszczenia, który intensyfikuje barwienie jądrowe hematoksyliny
SigmaStat wersja 3.5Systat Software (San Jose, CA)SigmaStat wersja 3.5Pakiet oprogramowania statystycznego do analiz statystycznych
Waporyzator izoflawanuVetEquip (Livermore, CA)Pozycja #901801Wziewny system
znieczulenia stołowegoMaść pierwszej pomocy z potrójnym antybiotykiem GlobalHealth Products (biznes z siedzibą w małżeństwie)Maść pierwszej pomocy Globe Triple Antibiotic, 1 uncja (2 sztuki) Maść antybiotykowa pierwszej pomocyMaść antybiotykowa nakładana na sworzeń piszczelowy w ramach opieki pozabiegowej

Bibliografia

  1. Vina, J., Sanchis-Gomar, F., Martinez-Bello, V., Gomez-Cabrera, M. C. Exercise acts as a drug; The pharmacological benefits of exercise. British Journal of Pharmacology. 167 (1), 1-12 (2012).
  2. Murton, A. J., Greenhaff, P. L. Resistance exercise and the mechanisms of muscle mass regulation in humans: Acute effects on muscle protein turnover and the gaps in our understanding of chronic resistance exercise training adaptation. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 45 (10), 2209-2214 (2013).
  3. Pepin, M. E., Roche, J. A., Malek, M. H. Strength Training for Special Populations. Conditioning for Strength and Human Performance. Chandler, T. J., Brown, L. E. , Routledge. Oxfordshire, UK. Chapter 20 547-570 (2019).
  4. Helland, C., et al. Training strategies to improve muscle power: Is Olympic-style weightlifting relevant. Medicine and Science in Sports and Exercise. 49 (4), 736-745 (2017).
  5. Souza, M. K., et al. l-Arginine supplementation blunts resistance exercise improvement in rats with chronic kidney disease. Life Sciences. 232, 116604(2019).
  6. Schmoll, M., et al. SpillOver stimulation: A novel hypertrophy model using co-contraction of the plantar-flexors to load the tibial anterior muscle in rats. PloS One. 13 (11), 0207886(2018).
  7. Adams, G. R., Haddad, F., Bodell, P. W., Tran, P. D., Baldwin, K. M. Combined isometric, concentric, and eccentric resistance exercise prevents unloading-induced muscle atrophy in rats. Journal of Applied Physiology. 103 (5), 1644-1654 (2007).
  8. Guedes, J. M., et al. Muscular resistance, hypertrophy and strength training equally reduce adiposity, inflammation and insulin resistance in mice with diet-induced obesity. Einstein. 18, (2019).
  9. Zhu, W. G., et al. Weight pulling: A novel mouse model of human progressive resistance exercise. Cells. 10 (9), 2459(2021).
  10. Call, J. A., McKeehen, J. N., Novotny, S. A., Lowe, D. A. Progressive resistance voluntary wheel running in the mdx mouse. Muscle & Nerve. 42 (6), 871-880 (2010).
  11. Strickland, J. C., Smith, M. A. Animal models of resistance exercise and their application to neuroscience research. Journal of Neuroscience Methods. 273, 191-200 (2016).
  12. Greising, S. M., Basten, A. M., Schifino, A. G., Call, J. A. Considerations for Small Animal Physical Rehabilitation. Regenerative Rehabilitation: From Basic Science to the Clinic. Greising, S. M., Call, J. A. , Springer International Publishing. New York, NY. 39-59 (2022).
  13. Roche, J. A. Regenerative Rehabilitation for Nonlethal Muscular Dystrophies. Regenerative Rehabilitation: From Basic Science to the Clinic. Greising, S. M., Call, J. A. , Springer International Publishing. New York, NY. 61-84 (2022).
  14. Schott, N., Johnen, B., Holfelder, B. Effects of free weights and machine training on muscular strength in high-functioning older adults. Experimental Gerontology. 122, 15-24 (2019).
  15. Naples, R. Dr. Gustav Zander's Victorian-Era Exercise Machines Made the Bowflex Look Like Child's Play. , Smithsonian. Washington, D.C. Available from: https://www.smithsonianmag.com/smithsonian-institution/gustav-zander-victorian-era-exercise-machines-bowflex-180957758/ (2016).
  16. Hansson, N., Ottosson, A. Nobel prize for physical therapy? Rise, fall, and revival of medico-mechanical institutes. Physical Therapy. 95 (8), 1184-1194 (2015).
  17. ACSM. American College of Sports Medicine position stand. Progression models in resistance training for healthy adults. Medicine and Science in Sports and Exercise. 41 (3), 687-708 (2009).
  18. Suchomel, T. J., Nimphius, S., Bellon, C. R., Hornsby, W. G., Stone, M. H. Training for muscular strength: Methods for monitoring and adjusting training intensity. Sports Medicine. 51 (10), 2051-2066 (2021).
  19. Bloch, R. J., et al. Small-Animal Unit for Muscle Injury, Muscle Testing and Muscle Training in Vivo. US Patent. , CA2745550A1 patents.google.com/patent/CA2745550A1/en (2012).
  20. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments. (51), e2782(2011).
  21. Begam, M., et al. Diltiazem improves contractile properties of skeletal muscle in dysferlin-deficient BLAJ mice, but does not reduce contraction-induced muscle damage. Physiological Reports. 6 (11), 13727(2018).
  22. Begam, M., et al. The effects of concentric and eccentric training in murine models of dysferlin-associated muscular dystrophy. Muscle and Nerve. 62 (3), 393-403 (2020).
  23. Straub, V., Murphy, A., Udd, B. 229th ENMC international workshop: Limb girdle muscular dystrophies - Nomenclature and reformed classification Naarden, the Netherlands. Neuromuscular Disorders. 28 (8), 702-710 (2018).
  24. Kniffin, C. L. DYSFERLIN. , OMIM. Available from: https://www.omim.org/entry/603009 (2021).
  25. Millay, D. P., et al. Genetic manipulation of dysferlin expression in skeletal muscle: Novel insights into muscular dystrophy. American Journal of Pathology. 175 (5), 1817-1823 (2009).
  26. Nagy, N., et al. Hip region muscular dystrophy and emergence of motor deficits in dysferlin-deficient Bla/J mice. Physiological Reports. 5 (6), 13173(2017).
  27. Roche, J. A., Lovering, R. M., Bloch, R. J. Impaired recovery of dysferlin-null skeletal muscle after contraction-induced injury in vivo. Neuroreport. 19 (16), 1579-1584 (2008).
  28. Roche, J. A., et al. Extensive mononuclear infiltration and myogenesis characterize recovery of dysferlin-null skeletal muscle from contraction-induced injuries. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 298 (2), 298-312 (2010).
  29. Roche, J. A., Ru, L. W., Bloch, R. J. Distinct effects of contraction-induced injury in vivo on four different murine models of dysferlinopathy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 134031(2012).
  30. Roche, J. A., et al. Myofiber damage precedes macrophage infiltration after in vivo injury in dysferlin-deficient A/J mouse skeletal muscle. American Journal of Pathology. 185 (6), 1686-1698 (2015).
  31. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Zhang, J. Z., Hamilton, S. L., Armstrong, R. B. Dihydropyridine and ryanodine receptor binding after eccentric contractions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 96 (5), 1619-1625 (2004).
  32. Dutton, M. Orthopaedics for the Physical Therapist Assistant. , Jones & Bartlett Publishers. Burlington, MA. 238(2011).
  33. Begam, M., Abro, V. M., Mueller, A. L., Roche, J. A. Sodium 4-phenylbutyrate reduces myofiber damage in a mouse model of Duchenne muscular dystrophy. Applied Physiology, Nutrition, and Metabolism. Physiologie Appliquée, Nutrition et Métabolisme. 41 (10), 1108-1111 (2016).
  34. Tully, J. J., Meloni, G. N. A scientist's guide to buying a 3D printer: How to choose the right printer for your laboratory. Analytical Chemistry. 92 (22), 14853-14860 (2020).
  35. Schwiening, C. 3D printing primer for physiologists. Physiology News. (101), (2015).
  36. Begam, M., Roche, J. A. Damaged muscle fibers might masquerade as hybrid fibers - A cautionary note on immunophenotyping mouse muscle with mouse monoclonal antibodies. European Journal of Histochemistry. 62 (3), 2896(2018).
  37. Lott, D. J., et al. Safety, feasibility, and efficacy of strengthening exercise in Duchenne muscular dystrophy. Muscle & Nerve. 63 (3), 320-326 (2021).
  38. Lindsay, A., Larson, A. A., Verma, M., Ervasti, J. M., Lowe, D. A. Isometric resistance training increases strength and alters histopathology of dystrophin-deficient mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 126 (2), 363-375 (2019).
  39. Dalkin, W., Taetzsch, T., Valdez, G. The fibular nerve Injury method: A reliable assay to identify and test factors that repair neuromuscular junctions. Journal of Visualized Experiments. (114), e54186(2016).
  40. Amend, S. R., Valkenburg, K. C., Pienta, K. J. Murine hind limb long bone dissection and bone marrow isolation. Journal of Visualized Experiments. (110), e53936(2016).
  41. Gerlinger-Romero, F., et al. Non-invasive assessment of dorsiflexor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (143), e58696(2019).
  42. Brightwell, C. R., et al. In vivo measurement of knee extensor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (169), e62211(2021).
  43. Pratt, S. J. P., Lawlor, M. W., Shah, S. B., Lovering, R. M. An in vivo rodent model of contraction-induced injury in the quadriceps muscle. Injury. 43 (6), 788-793 (2012).
  44. Shields, R. K. Precision rehabilitation: How lifelong healthy behaviors modulate biology, determine health, and affect populations. Physical Therapy. 102 (1), 248(2022).
  45. Medical Rehabilitation Research Resource Network (MR3N). Precision Rehabilitation - Inaugural Scientific Retreat. , Available from: https://ncmrr.org/education-training/archived-presentations/precision-rehab-archive (2021).
  46. Roche, J. A., et al. Minimally invasive muscle embedding generates donor-cell-derived muscle fibers that express desmin and dystrophin. Military Medicine. 185, 423-429 (2020).
  47. Roche, J. A., et al. Minimally invasive muscle embedding (MIME), facilitates the development of functional muscle fibers of human cadaveric origin, in host mice. The FASEB Journal. 33, 602(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Progresywny trening oporowymodel mysimi sie piszczelowy przedniskurcze izometryczneskurcze koncentrycznechoroba nerwowo mi niowaocena dynamometremstymulacja elektryczna
Trening oporowy dostosowany do dawki u myszy ze zmniejszonym ryzykiem uszkodzenia mięśni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.