Method Article

Topograficzne zapisy EEG wizualnych potencjałów wywołanych u myszy przy użyciu wielokanałowych elektrod cienkowarstwowych

DOI:

10.3791/64034

⸱

June 23rd, 2022

 ,  , 
1Institute for Audioneurotechnology, Department of Experimental Otology, Hannover Medical School, 2Institute for Endocrinology and Diabetes, Center of Brain, Behavior and Metabolism, University of Lübeck

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje prostą procedurę pozyskiwania i analizowania topografii epicranialnych potencjałów wywołanych wzrokowo za pomocą 32-wielokanałowych elektrod cienkowarstwowych u myszy.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wizualne potencjały wywołane (VEP) pozwalają na charakterystykę funkcji wzrokowych w przedklinicznych modelach mysich. Istnieją różne metody pomiaru VEP u myszy, od nieinwazyjnego EEG, podskórnych pojedynczych elektrod i ECoG po w pełni inwazyjne wewnątrzkorowe wielokanałowe zapisy kory wzrokowej. Może to być przydatne do uzyskania globalnej, topograficznej charakterystyki reakcji wzrokowych na poziomie EEG przed lokalnymi pomiarami mikroelektrod wewnątrzkorowych w ostrych warunkach eksperymentalnych. Na przykład jednym z przypadków użycia jest ocena globalnych, międzymodalnych zmian w topografii VEP w modelach głuchoty przed zbadaniem ich wpływu na lokalnym poziomie wewnątrzkorowym. Wielokanałowe epicko-czaszkowe EEG jest solidną metodą uzyskiwania takiej całościowej miary aktywności wzrokowej kory mózgowej. Wielokanałowe EEG naczaszkowe zapewnia porównywalne wyniki dzięki ustandaryzowanemu, spójnemu podejściu, na przykład do identyfikacji międzymodalnych, patologicznych lub związanych z wiekiem zmian w funkcji wzrokowej kory mózgowej. W niniejszym badaniu przedstawiono metodę uzyskania topografii rozkładu VEP wywołanych błyskiem za pomocą 32-kanałowego układu cienkowarstwowych elektrod EEG u znieczulonych myszy. W połączeniu z analizą w dziedzinie czasu i częstotliwości, podejście to pozwala na szybką charakterystykę i badania przesiewowe topografii i podstawowych właściwości wizualnych funkcji korowych myszy w korze myszy, które można łączyć z różnymi ostrymi ustawieniami eksperymentalnymi.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Myszy są przedklinicznym modelem procesów zwyrodnieniowych wzroku i chorób okulistycznych1,2,3,4. Wzrokowe potencjały wywołane (VEP) są powszechnie używane do pomiaru funkcji wzrokowych kory mózgowej i, na przykład, do oceny zwyrodnienia wzrokowego w modelach patologicznych5,6. Opóźnienie VEP, czas przewodzenia, amplituda, charakterystyka wieloogniskowa lub ostrość przestrzenna korowych potencjałów wywołanych wzrokowych dostarczają informacji diagnostycznych na temat integralności funkcjonalnej układu wzrokowego7,8,9.

U myszy, potencjały wywołane wzrokowe kory mózgowej mogą być mierzone w różnych skalach przestrzennych za pomocą metod o różnym stopniu złożoności, od nieinwazyjnego EEG, podskórnych elektrod igłowych i z wszczepioną czaszką, przez w pełni inwazyjne podejścia wewnątrzczaszkowe z epicortical ECoG, do wewnątrzkorowych zapisów elektrod10,11,12,13,14,15,16,17. Metody te mają różne mocne i słabe strony. Na przykład niewielka liczba elektrod dostarcza tylko ograniczonych informacji na temat rozkładu VEP w korze mózgowej, podczas gdy podskórne elektrody igłowe często nie zapewniają spójnych miejsc zapisu. Co więcej, wszczepione lub metody w pełni inwazyjne wymagają uszkodzenia, penetracji lub usunięcia czaszki i często dostarczają jedynie informacji miejscowych.

W ostrych eksperymentach często pożądane jest pierwsze globalne spojrzenie na funkcje wzrokowe kory mózgowej, po którym ostatecznie następują dalsze kroki eksperymentalne i porównuje się z lokalnymi zapisami wewnątrzkorowymi. Na przykład, jeden potencjalny przypadek użycia jest najpierw wykorzystywany do zbadania wpływu wizualnej intermodalnej reorganizacji głuchoty lub słuchu na poziomie EEG na topografię VEP i aktywność wzrokową kory mózgowej18, 19 przed zbadaniem wpływu na lokalny poziom wewnątrzkorowy.

Wielokanałowe zapisy EEG z cienkowarstwowymi matrycami wieloelektrodowymi mogą dostarczyć usystematyzowaną topografię VEP z czaszki myszy20,21,22,23,24. Takie nagrania czaszkowe mogą mieć przewagę nad zapisami ECoG, pozostawiając nienaruszoną integralność czaszki i unikając bezpośredniej manipulacji powierzchni kory mózgowej. Ponadto, cienkowarstwowe wieloelektrody zapewniają ustandaryzowaną konfigurację elektrod, co pozwala na porównanie wizualnej czasoprzestrzennej aktywności mózgu między eksperymentami podobnymi do standaryzowanego systemu EEG u ludzi25. Ustandaryzowana struktura ułatwia również korzystanie z popularnych zestawów narzędzi do analizy EEG (np. Fieldtrip, Chronux, EEGLAB i ERPLAB) do analizy EEG myszy w dziedzinie czasu i częstotliwości lub pod względem łączności26,27,28,29,30,31.

Obecny protokół opisuje procedurę topograficznych zapisów VEP u myszy przy użyciu 32-kanałowej elektrody cienkowarstwowej. Można to wykorzystać jako część ostrych eksperymentów, po których następują dodatkowe etapy eksperymentalne, takie jak wewnątrzkorowe zapisy mikroelektrod z określonych obszarów mózgu. Pokazano tutaj, jak niezawodnie rejestrować epicranial flash wywołane VEP za pomocą 32-kanałowych elektrod cienkowarstwowych z myszy. Ponadto przedstawiono przykładową analizę topograficzną zapisów VEP w dziedzinie czasu i częstotliwości.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie zwierzęta były traktowane i trzymane zgodnie z niemieckimi (TierSchG, BGBl. I S. 1206, 1313) i europejskimi (ETS 123; Dyrektywa 2010/63/UE) dotyczące badań na zwierzętach. Doświadczenia na zwierzętach zostały zatwierdzone przez niemieckie władze państwowe (Krajowy Urząd Ochrony Konsumentów i Bezpieczeństwa Żywności Dolnej Saksonii, LAVES) i były monitorowane przez uniwersyteckiego inspektora ds. dobrostanu zwierząt. Do niniejszego badania wykorzystano 3-miesięcznego samca myszy C57BL/6J.

1. Szczegóły dotyczące zwierząt

  1. Wykonaj pomiary VEP na myszach odpowiednie do konkretnego pytania badawczego.
  2. Należy pamiętać o osobliwościach szczepu myszy w fizjologii, które mogą wpływać na eksperyment poprzez zmienioną wrażliwość na znieczulenie, podatność na napady, wiek lub tło genetyczne.
    UWAGA: U szczepów myszy o różnym pochodzeniu genetycznym mogą często rozwijać się inne zaburzenia sensoryczne (np. postępujący ubytek słuchu C57BL/6), które mogą pozostać niezauważone, ale pośrednio wpływają na przetwarzanie wzrokowe (np. wpływy międzymodalne19).

2. Indukcja znieczulenia ogólnego

  1. Przygotuj pole operacyjne w miejscu nagrania. Określ przedchirurgiczną wagę myszy.
  2. Wywołać znieczulenie ketaminą/ksylazyną, i.p., w dawce 100 mg/kg chlorowodorku ketaminy, 4 mg/kg chlorowodorku ksylazyny i 5 mg/kg karprofenu (patrz tabela materiałów).
  3. Natychmiast po wstrzyknięciu należy umieścić mysz z powrotem w klatce.
  4. Umieść ogrzewanie na podczerwień lamp (patrz Tabela materiałów) w odpowiedniej odległości i poczekaj na pełną indukcję znieczulenia ogólnego przez co najmniej 5 minut.
  5. Obserwuj zatrzymanie spontanicznych ruchów i utratę odruchu prostowania. Sprawdź, czy nie zanikł odruch szczypania palców u stóp.

3. Fizjologiczne monitorowanie i utrzymanie znieczulenia ogólnego

  1. Przenieś mysz do miejsca nagrywania na poduszkę grzewczą.
  2. Użyj sondy temperatury doodbytniczej podłączonej do systemu kontroli temperatury, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37.6-37.8 °C.
  3. Zadbaj o optymalną temperaturę ciała myszy. Oprócz poduszki grzewczej zminimalizuj straty ciepła, zwiększając w razie potrzeby temperaturę w pomieszczeniu.
  4. Umieść dwie podskórne elektrody ze srebrnego drutu (o średnicy 0.2 mm, patrz Tabela materiałów) w pobliżu prawego ramienia i lewej tylnej nogi w celu monitorowania EKG.
  5. Podłącz elektrody EKG ze srebrnym drutem do wzmacniacza EKG.
  6. Monitoruj tętno i fale EKG na oscyloskopie (patrz Tabela materiałów) podczas eksperymentu.
    UWAGA: Podczas odpowiedniego znieczulenia ketaminą/ksylazyną tętno może wahać się między 160-250 uderzeń na minutę32,33. Tętno może się różnić w zależności od obciążenia myszy, wieku i stanu fizjologicznego.
  7. Sprawdź odruch szczypania palców u nóg i parametry życiowe. Brak reakcji odruchu szczypania palców u nóg wskazuje na wystarczający poziom znieczulenia.
  8. Uważnie monitoruj stan i jakość oczu podczas zabiegu i stosuj krople lub żel okulistyczny .
  9. Monitoruj odpowiedni poziom znieczulenia, regularnie sprawdzając parametry fizjologiczne, tętno, odruchy i aktywność EEG.
  10. Jeśli poziom znieczulenia ogólnego stanie się zbyt niski, zastosuj dodatkową dawkę ketaminy/ksylazyny (i.p.).
  11. Postępuj szybko z krokami eksperymentalnymi, aby zminimalizować czas trwania znieczulenia ogólnego i liczbę kolejnych dawek dodatkowej ketaminy/ksylazyny stosowanych w celu utrzymania znieczulenia ogólnego.

4. Umiejscowienie elektrod i ustawienie nagrywania

  1. W miejscu nagrania ponownie oceń odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając odruch szczypania palców u stóp.
  2. Ogol czubek głowy golarką elektryczną.
  3. Aby zapewnić swobodne pole widzenia, nie należy fiksować myszy w ramie stereotaktycznej podczas eksperymentu.
  4. Zastosuj lidokainę (jeśli jest to dodatkowo wymagane przez lokalne wytyczne instytucjonalne dotyczące opieki nad zwierzętami).
  5. Wykonaj 1 cm nacięcie w linii środkowej skóry głowy.
  6. Cofnij skórę na obie strony za pomocą małych zacisków naczyń, aby utrzymać skórę na miejscu i odsłonić czaszkę.
  7. Oczyść powierzchnię czaszki bawełnianym wacikiem i solą fizjologiczną NaCl (0,9%).
  8. Przymocuj elektrodę referencyjną ze srebrnego drutu (średnica 0,2 mm) do EEG podskórnie nad nosem (odniesienie do nosa) lub za uchem (wyrostek sutkowaty).
  9. Podłącz odniesienie do nosa przez złącze sondy do wyjścia referencyjnego głowicy (patrz Tabela materiałów).
  10. Następnie przymocuj elektrodę EEG do sceny głównej za pomocą adaptera przymocowanego do sceny za pomocą złącza sondy i przymocowanego do uchwytu elektrody (patrz Tabela materiałów).
  11. Umieść wielokanałową cienkowarstwową elektrodę EEG (patrz Tabela materiałów) na czaszce z bregmą jako pozycją odniesienia, aby zapewnić znormalizowaną pozycję elektrody dla każdego eksperymentu.
  12. Użyj kropli soli fizjologicznej, aby wyregulować położenie elektrody. Podczas gdy powierzchnia czaszki jest nadal mokra, elektroda jest łatwo ruchoma. Następnie dokładnie osusz czaszkę bawełnianym wacikiem.
  13. Poczekaj, aż roztwór soli wyschnie, a elektroda mocno przymocuje się do czaszki.
  14. Przykryj elektrodę niewielką kroplą oleju silikonowego, aby uniknąć przylegania elektrody do leżącej na niej skóry. Ten krok pomaga łatwo usunąć elektrodę po nagraniu.
    UWAGA: Uważaj, aby nie nałożyć zbyt dużej ilości oleju silikonowego, aby uniknąć pogorszenia kontaktu elektrody z czaszką.
  15. Zamknij skórę nad elektrodą w celu ochrony i zminimalizowania szumów elektrycznych.
  16. Nałóż niewielką kroplę kleju tkankowego (patrz Tabela materiałów) na skórę, aby zapobiec ponownemu otwarciu nacięcia skóry.

5. Zapis EEG i pomiar VEP

  1. Filtruj sygnały EEG podczas akwizycji za pomocą szerokiego filtra w zakresie 1-9000 Hz. Użyj szerokich ustawień filtra do kontroli artefaktów. Wykonaj szum i odpowiednie filtrowanie później podczas przetwarzania w trybie offline.
  2. Sprawdź jakość sygnału trwającej aktywności EEG, sprawdzając, czy nie ma szumów elektrycznych o wysokiej częstotliwości, artefaktów 50/60 Hz i artefaktów EKG. Zastosować odpowiednie połączenia uziemiające i odniesienia do zwierzęcia i sprzętu lub zastosować odpowiednią osłonę.
  3. Sprawdź głębokość znieczulenia, obserwując aktywność EEG. Staraj się unikać "zbyt głębokiego" stanu znieczulenia, który charakteryzuje się występowaniem aktywności EEG z tłumieniem impulsów. Weź pod uwagę przebieg czasowy eksperymentu i upewnij się, że znieczulenie nie jest zbyt lekkie podczas nagrywania.
  4. Użyj stroboskopu LED (lub innego rodzaju stymulacji wizualnej), aby wytworzyć ultrakrótkie błyski (patrz Tabela Materiałów) (Rysunek 1).
  5. Umieść stroboskop w odległości 30 cm w celu obuocznej stymulacji wzrokowej przed myszą.
    UWAGA: Podczas eksperymentu mysz i stroboskop są umieszczane w ciemnej i dźwiękoszczelnej komorze.
  6. Dostosuj myszy do ciemności przez 5 minut przed stymulacją.
  7. Wywołaj błyski stroboskopowe, wyzwalając stroboskop impulsem TTL.
    UWAGA: Artefakt stymulacji może wystąpić z powodu wysokiego napięcia stroboskopu. Można to zniwelować, zwiększając odległość lub ekranując elektrodę.
  8. Generuj sprzętowe wyzwalacze TTL za pomocą wielofunkcyjnego urządzenia I/O (patrz tabela materiałów) sterowanego przez komputer stymulacyjny w celu wyzwolenia źródła światła (tj. stroboskopu).
  9. Wysyłaj sygnał TTL równolegle do systemu akwizycji, aby zapewnić bardzo precyzyjne znaczniki czasu dla początku bodźca.
  10. Wyślij wyjście TTL, które jest zsynchronizowane z lampą błyskową, ze stroboskopu LED jako sprzężenie zwrotne i jako drugie sterowanie w celu dokładnego określenia czasu rozpoczęcia bodźca. Zarejestruj to razem z nagraniami.
  11. Ustaw częstotliwość bodźca (np. interwał między bodźcami = 2 s). Ustaw liczbę powtórzeń bodźca (np. n = 150 powtórzeń)
  12. Dostosuj intensywność ręcznie na stroboskopie (np. czas trwania błysku 512 μs przy stałej wartości 3000 lm).
    UWAGA: To jednak musi być dostosowane do konkretnego pytania eksperymentalnego.
  13. Rozpocznij prezentację bodźca, zarejestruj sygnały EEG za pomocą oprogramowania rejestrującego (patrz tabela materiałów) i zapisz dane na komputerze rejestrującym.

6. Zakończenie eksperymentu, usunięcie elektrod i ich czyszczenie

  1. Jeśli nagranie jest częścią dłuższego protokołu, kontynuuj dalsze kroki eksperymentalne.
  2. Na zakończenie eksperymentu poddaj zwierzę eutanazji zgodnie z wytycznymi instytucji23,34.
  3. Ostrożnie wyjmij elektrodę EEG (ponieważ można jej ponownie użyć).
  4. Powoli, po nałożeniu płynu, wyjmij elektrodę z czaszki.
    UWAGA: Elektrody mogą przyklejać się do powierzchni czaszki; Unikaj uszkodzenia miejsc platynowych podczas usuwania.
  5. Oczyść elektrodę po eksperymencie izotonicznym roztworem soli fizjologicznej NaCl (0,9%) i zanurz ją w roztworze do usuwania białek i dezynfekcji (patrz tabela materiałów) na 30 minut.
  6. Przechowuj zestaw elektrod w suchym, chronionym miejscu.

7. Podstawowe przetwarzanie sygnału VEP: Dziedzina czasu i częstotliwości

  1. Zaimportuj pliki danych surowych do oprogramowania analitycznego (patrz Tabela materiałów).
  2. Filtruj sygnały EEG za pomocą filtra pasmowoprzepustowego Butterwortha z zerową fazą w zakresie 1-100 Hz.
    UWAGA: Wybierz odpowiednie typy filtrów i parametry w zależności od odpowiedniego pytania badawczego27,35,36.
  3. Zmniejsz próbkowanie sygnałów do 1000 Hz.
  4. Podziel sygnały EEG na próby i uśrednij próby, aby uzyskać wizualne potencjały wywołane i określić opóźnienie szczytowe N1.
    UWAGA: W razie potrzeby można przeprowadzić referencję w trybie offline (np. wspólne odniesienie do średniej, odniesienie do dwubiegunowej, odniesienie do lokalnej średniej "Laplace'a)23.
  5. Określ wartości napięcia w określonych punktach czasowych i narysuj mapy rozkładu napięcia za pomocą oprogramowania analitycznego.
  6. Oblicz globalne pole power37, obliczając przestrzenne odchylenie standardowe wszystkich kanałów elektrod.
  7. Oblicz spektrogram czasowo-częstotliwościowy z wieloma stożkami za pomocą Chronux Toolbox28,31. Użyj iloczynu przepustowości TW = 3 i K = 5 stożków o rozmiarze okna 300 ms i kroku 30 ms.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rejestrowanie wizualnych potencjałów wywołanych za pomocą wielokanałowego EEG pozwala na ocenę topografii amplitud, opóźnień lub składowych częstotliwości VEP u myszy. Rysunek 2A pokazuje przykład topografii VEP wywołanej błyskiem zarejestrowanej za pomocą 32-kanałowego EEG z 3-miesięcznego samca myszy C57BL/6J. Najsilniejsza aktywność wywołana wzrokowa występuje w okolicy potylicznej powyżej kory wzrokowej.

Rysunek 2B pokazuje rozkład ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano metodę rejestrowania wielokanałowego EEG epiczaszkowego za pomocą elektrod cienkowarstwowych oraz sposób uzyskania spójnej reprezentacji topograficznej wizualnych potencjałów wywołanych u myszy. Tutaj przykładowo pokazaliśmy dwuoczną stymulację błyskiem, ale takie podejście można zastosować również do innych rodzajów bodźców wzrokowych (tj. monokularów, siatek przestrzennych, ogniskowego pola widzenia) z wykorzystaniem np. większego wyświetlacza.

Krytycznym krokiem w protoko...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych lub innych konfliktów interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Niemiecką Fundację Badawczą (Deutsche Forschungsgemeinschaft, Klaster Doskonałości 2177 "Hearing4all", numer projektu 390895286).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Bepanthen 5% DexpantheolBayerŻel oftamiczny
Oprogramowanie Gepard 5.11NeuralnyxWersja 5.11Oprogramowanie do nagrywania sygnałów neurofizjologicznych
Digital Lynx SXNeuralynxDigital Lynx 16SXSystem nagrywania
EKG wzmacniacz różnicowyOtoconsultWDA2 V1.0
Golarka elektrycznaAesculapGT420
Uchwyt elektrody TSESystems430005-HE
Lampa badawczaHeineHL 5000Lampa źródła zimnego światła
Poduszka grzewcza + System kontroli temperaturyCWETC-1000 Mysz
Histoacryl 0,5 mlB.BraunKlej tkankowy
Lampa grzewcza na podczerwień SanitasSIL 06
Ketamina 10% Stroboskop LED WDTKetaminhydrochlorek
 MonarchNova Strobe PBLStymulacja wizualna
Matlab 2021aThe Mathworks2021aKontrola i analiza bodźców
Zacisk naczynia MoriaNarzędzia do nauki pięknej18320-11
Elektroda EEG dla myszy NeuroNexusH32 (siatkowa)32-kanałowa elektroda EEG. Grubość: 20 μ m; długość: 8,6 mm; szerokość 6,8 mm. Miejsca platynowe: 500 μ
Rama myszy o średnicy m WykonaneInformacje dostępne na żądanie
Wielofunkcyjne urządzenie I/ONational InstrumentsPCIe-6353 z BNC 2090AAnalogowe generowanie, wyprowadzanie i wyzwalanie bodźców
NaCl 0,9%B.BraunIsotonic, sterylne, niepirogenne
Neuralynx HS36 NeuralynxHS-36Headstage
Neuronexus złącze sondyNeuralynxADPT-HS36-N2T-32A Złączeelektrody
OscyloskopTektronixTDS 2014B
Progent Intensive CleanerMeniconRoztwór do usuwania i dezynfekcji białek do sztywnych soczewek przepuszczalnych dla gazów
Nagrywanie PC Komputer nagrywający HPHP Z800
Rimadyl (Carprofen)ZoetisCarprofen
Silicon Oil M 1000Carl Roth4045.1
Srebrny drut Science ProductsAG-8WŚrednica 203 i mikro; m; EKG i elektroda referencyjna
Komora dźwiękoszczelnaAkustyka
Mikromanipulator stereotaktycznySystemy TSE430005-M/PDo umieszczania elektrod EEG
Komputer do stymulacjiDellDell Precision T5810Komputer do stymulacji
Mikroskop chirurgicznyZeissOp-Mi Focus
Taśma chirurgiczna3M1527-01,25 cm x 9,1 m
Thilo-Tears 3 mg/gAlcon Pharma GmbHŻel oftamiczny
Vaselin LichtensteinWinthropBiała maść vaselin
Xylazin 2%   BernburgKsylazynochlorowodorek
Xylocaine w sprayu (10 mg/puff)OsikaLidokaina
na zamówienie IAC

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Haider, N. B., Ikeda, A., Naggert, J. K., Nishina, P. M. Genetic modifiers of vision and hearing. Human Molecular Genetics. 11 (10), 1195-1206 (2002).
  2. Joiner, M. A., Lee, A. Voltage-gated Cav1 channels in disorders of vision and hearing. Current Molecular Pharmacology. 8 (2), 143-148 (2015).
  3. Krebs, M. P., et al. Mouse models of human ocular disease for translational research. PLOS One. 12 (8), 0183837(2017).
  4. Won, J., et al. Mouse model resources for vision research. Journal of Ophthalmology. 2011, 1-12 (2011).
  5. Peachey, N. S., Ball, S. L. Electrophysiological analysis of visual function in mutant mice. Documenta Ophthalmologica. 107 (1), 13-36 (2003).
  6. Tokashiki, N., et al. Reliable detection of low visual acuity in mice with pattern visually evoked potentials. Scientific Reports. 8 (1), 15948(2018).
  7. Creel, D. J. Visually evoked potentials. Handbook of Clinical Neurology. 160, 501-522 (2019).
  8. Sutter, E. E. Imaging visual function with the multifocal m-sequence technique. Vision Research. 41 (10-11), 1241-1255 (2001).
  9. Porciatti, V., Pizzorusso, T., Maffei, L. The visual physiology of the wild type mouse determined with pattern VEPs. Vision Research. 39 (18), 3071-3081 (1999).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Translational Vision Science & Technology. 4 (2), 15(2015).
  11. Tomiyama, Y., et al. Measurement of Electroretinograms and Visually Evoked Potentials in Awake Moving Mice. PLOS One. 11 (6), 0156927(2016).
  12. You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).
  13. Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. Visual evoked potential recordings in mice using a dry non-invasive multichannel scalp EEG sensor. Journal of Visualized Experiments. (131), e56927(2018).
  14. Liu, S., et al. An optimized procedure to record visual evoked potential in mice. Experimental Eye Research. 218, 109011(2022).
  15. Ryu, S. B., et al. Spatially confined responses of mouse visual cortex to intracortical magnetic stimulation from micro-coils. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056036(2020).
  16. Słowiński, P., et al. Background EEG connectivity captures the time-course of epileptogenesis in a mouse model of epilepsy. eNeuro. 6 (4), (2019).
  17. Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice. Journal of Neuroscience Methods. 97 (1), 51-58 (2000).
  18. Land, R., et al. Cross-modal plasticity in higher-order auditory cortex of congenitally deaf cats does not limit auditory responsiveness to cochlear implants. Journal of Neuroscience. 36 (23), 6175-6185 (2016).
  19. Land, R., Radecke, J. -O., Kral, A. Congenital deafness reduces, but does not eliminate auditory responsiveness in cat extrastriate visual cortex. Neuroscience. 375, 149-157 (2018).
  20. Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. Journal of Neurophysiology. 104 (3), 1825-1834 (2010).
  21. Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode. Journal of Visualized Experiments. (47), e2562(2010).
  22. Jonak, C. R., Lovelace, J. W., Ethell, I. M., Razak, K. A., Binder, D. K. Reusable multi-electrode array technique for electroencephalography in awake freely moving mice. Frontiers in Integrative Neuroscience. 12, 53(2018).
  23. Land, R., Kapche, A., Ebbers, L., Kral, A. 32-channel mouse EEG: Visual evoked potentials. Journal of Neuroscience Methods. 325, 108316(2019).
  24. Kim, D., Yeon, C., Kim, K. Development and experimental validation of a dry non-invasive multichannel mouse scalp EEG sensor through visual evoked potential recordings. Sensors. 17 (2), 326(2017).
  25. Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A., Kiss, J., Michel, C. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591(2008).
  26. Lee, C., et al. Dipole source localization of mouse electroencephalogram using the Fieldtrip toolbox. PLOS ONE. 8 (11), 79442(2013).
  27. Oostenveld, R., Fries, P., Maris, E., Schoffelen, J. M. FieldTrip: Open source software for advanced analysis of MEG, EEG, and invasive electrophysiological data. Computational Intelligence and Neuroscience. 2011, 156869(2011).
  28. Bokil, H., Andrews, P., Kulkarni, J. E., Mehta, S., Mitra, P. P. Chronux: A platform for analyzing neural signals. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 146-151 (2010).
  29. Delorme, A., Makeig, S. EEGLAB: An open source toolbox for analysis of single-trial EEG dynamics including independent component analysis. Journal of Neuroscience Methods. 134 (1), 9-21 (2004).
  30. Lopez-Calderon, J., Luck, S. J. ERPLAB: An open-source toolbox for the analysis of event-related potentials. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 213(2014).
  31. Bokil, H., Tchernichovsky, O., Mitra, P. P. Dynamic phenotypes: Time series analysis techniques for characterizing neuronal and behavioral dynamics. Neuroinformatics. 4 (1), 119-128 (2006).
  32. Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
  33. Hart, C. Y. T., Burnett, J. C., Redfield, M. M. Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 281 (5), 1938-1945 (2001).
  34. Land, R., Kral, A. Temporal acuity is preserved in the auditory midbrain of aged mice. Neurobiology of Aging. 110, 47-60 (2022).
  35. Widmann, A., Schröger, E., Maess, B. Digital filter design for electrophysiological data - A practical approach. Journal of Neuroscience Methods. 250, 34-46 (2015).
  36. Widmann, A., Schröger, E. Filter effects and filter artifacts in the analysis of electrophysiological data. Frontiers in psychology. 3, 233(2012).
  37. Skrandies, W. Global field power and topographic similarity. Brain Topography. 3 (1), 137-141 (1990).
  38. Hamburger, H. L., Michelle, M. A. G. Global Field Power measurement versus classical method in the determination of the latency of evoked potential components. Brain Topography. 3 (3), 391-396 (1991).
  39. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Response properties of local field potentials and multiunit activity in the mouse visual cortex. Neuroscience. 254, 141-151 (2013).
  40. Kappenman, E. S., Luck, S. J. The effects of electrode impedance on data quality and statistical significance in ERP recordings. Psychophysiology. 47 (5), 888-904 (2010).
  41. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  42. Land, R., Engel, A., Kral, A. Auditory influences in V1 of mice induced by varying anesthesia level. i-Perception. 2 (8), 755(2011).
  43. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Auditory evoked bursts in mouse visual cortex during isoflurane anesthesia. PLOS One. 7 (11), 49855(2012).
  44. Hudetz, A. G., Imas, O. A. Burst activation of the cerebral cortex by flash stimuli during isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 107 (6), 983-991 (2007).
  45. Imas, O. A., Ropella, K. M., Ward, B. D., Wood, J. D., Hudetz, A. G. Volatile anesthetics enhance flash-induced gamma oscillations in rat visual cortex. Anesthesiology. 102 (5), 937-947 (2005).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Visual Evoked PotentialsTopographical EEGMultichannel EEGThin Film ElectrodesMouse Visual CortexFlash Evoked VEPsCortical Visual FunctionFrequency Domain AnalysisCross Modal PlasticityPreclinical Mouse Models
Video Coming Soon

Related Articles