Artykuł metodologiczny

Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego leczenia ablacyjnego opartego na etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach szczurzych

DOI:

10.3791/64042

⸱

9 grudnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, Michigan State University, 3Department of Pharmacology & Toxicology, Michigan State University, 4College of Osteopathic Medicine, Michigan State University, 5TechInsights Inc., 6IQ Advanced Molecular Imaging Facility, Michigan State University, 7Veterinary Diagnostic Laboratory, College of Veterinary Medicine, Michigan State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano procedurę dostarczania chemicznego roztworu ablacyjnego do drzewa przewodowego sutka szczura w celu profilaktycznego leczenia raka piersi pod kontrolą obrazu. Komórki nabłonka sutka mogą być celowane przy minimalnym uszkodzeniu tkanek pobocznych poprzez kaniulację bezpośrednio do otworu brodawki sutkowej i doprzewodową infuzję 70% roztworu ablacyjnego na bazie etanolu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadal istnieje ograniczona liczba podstawowych interwencji mających na celu zapobieganie rakowi piersi. W przypadku kobiet z wysokim ryzykiem zachorowania na raka piersi najskuteczniejszą interwencją jest profilaktyczna mastektomia. Jest to drastyczny zabieg chirurgiczny, w którym komórki nabłonka sutka, które mogą powodować raka piersi, są całkowicie usuwane wraz z otaczającą tkanką. Celem tego protokołu jest wykazanie wykonalności minimalnie inwazyjnej procedury wewnątrzprzewodowej, która mogłaby stać się nową podstawową interwencją w profilaktyce raka piersi. Ta miejscowa procedura preferencyjnie polegałaby na ablacji komórek nabłonka sutka, zanim staną się złośliwe. Na Uniwersytecie Stanowym Michigan i w innych miejscach opracowano wewnątrzprzewodowe metody dostarczania roztworów bezpośrednio do tych komórek nabłonka w modelach raka piersi u gryzoni. Gruczoł sutkowy szczura składa się z pojedynczego drzewa przewodowego, które ma prostszą i bardziej liniową architekturę w porównaniu z ludzką piersią. Jednak chemicznie indukowane szczurze modele raka piersi oferują cenne narzędzia do badań potwierdzających słuszność koncepcji nowych interwencji zapobiegawczych i skalowalności od modeli mysich do ludzkich. W tym miejscu opisano procedurę wewnątrzprzewodowego dostarczania roztworu ablacyjnego na bazie etanolu zawierającego nanocząstki tlenku tantalu jako rentgenowski środek kontrastowy i etylocelulozę jako środek żelujący do drzewa przewodowego ssaka szczura. Dostarczanie odczynników wodnych (np. związków cytotoksycznych, siRNA, AdCre) przez wstrzyknięcie doprzewodowe zostało opisane wcześniej w modelach mysich i szczurzych. Niniejszy opis protokołu kładzie nacisk na zmiany metodologiczne i kroki, które odnoszą się wyłącznie do dostarczania roztworu ablatywnego, rozważenia formuły w celu zminimalizowania miejscowych i ogólnoustrojowych skutków ubocznych roztworu ablatywnego oraz obrazowania rentgenowskiego do oceny in vivo wypełnienia drzew przewodowych. Techniki fluoroskopii i mikrotomografii komputerowej pozwalają określić powodzenie podania roztworu ablacyjnego oraz stopień wypełnienia drzewa przewodowego dzięki kompatybilności ze środkiem kontrastowym zawierającym tantal.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dla kobiet w USA1, rak piersi (BC) nadal jest najczęściej diagnozowanym typem raka i powoduje więcej zgonów niż jakikolwiek inny typ nowotworu, z wyjątkiem raka płuc. Prognozy na 2022 r. szacują, że u 51 400 kobiet zostanie zdiagnozowany rak in situ, a u 287 850 kobiet zostanie zdiagnozowany rak inwazyjny, a 43 600 kobiet umrze z powodu BC1. Pomimo rozpowszechnienia i śmiertelności związanej z BC, dostępnych jest niewiele opcji prewencji pierwotnej i badań translacyjnych nad nowatorskimi interwencjami, ponieważ prewencja pierwotna nie jest traktowana priorytetowo przez agencje federalne2. Profilaktyczna mastektomia jest najskuteczniejszą interwencją w profilaktyce pierwotnej. Jednak ta procedura jest zalecana tylko dla osób wysokiego ryzyka, ponieważ jest to poważna operacja o konsekwencjach zmieniających życie3. Operacja ta polega na całkowitym usunięciu komórek nabłonka sutka, z których rozwija się kancerogeneza, a także normalnej otaczającej tkanki. Osoby są często zniechęcane do stosowania tej procedury jako pierwszej opcji podstawowej interwencji ze względu na negatywny wpływ stresu fizycznego, psychicznego i społecznego. Z tych powodów nawet niektóre osoby z grupy wysokiego ryzyka decydują się nie poddawać tej procedurze i zamiast tego wybierają czujne oczekiwanie lub podobne strategie nadzoru3. W poprzedniej publikacji dostarczanie 70% etanolu (EtOH) bezpośrednio do drzewa przewodowego modeli mysich było skuteczne w chemicznej ablacji komórek nabłonka sutka z ograniczonym uszkodzeniem sąsiednich normalnych tkanek i w zapobieganiu powstawaniu guza piersi4. EtOH jest stosowany w wielu zastosowaniach klinicznych jako środek ablacyjny do miejscowego leczenia niektórych nowotworów lub środek stwardniający do miejscowego leczenia obrzęku tętniczo-żylnego i wad rozwojowych5,6,7,8,9,10,11,12,13,14. Niska toksyczność i profil bezpieczeństwa EtOH jest dobrze znany, ponieważ w niektórych procedurach można podać do 50 ml 95% EtOH na sesję5,10.

Całkowite usunięcie komórek nabłonka sutka, z których rozwija się BC, jest najważniejszym elementem zarówno profilaktycznej mastektomii, jak i miejscowego podania roztworu ablatywnego. Dlatego potwierdzenie całkowitego wypełnienia drzewa przewodowego jest konieczne, aby zagwarantować, że roztwór ablacyjny miał bezpośredni kontakt ze wszystkimi komórkami nabłonka sutka. Dostarczenie roztworu w obrębie drzewa przewodowego (drzew przewodowych) i jego wizualizacja za pomocą fluoroskopii lub duktografii sterowanej obrazem są możliwe dzięki już istniejącym procedurom klinicznym15,16,17. W związku z tym możliwe będzie łatwe wdrożenie i ocena tej procedury w badaniach klinicznych. Kluczowym krokiem w ustaleniu skuteczności i wykonalności translacyjnej ablacji wewnątrzprzewodowej (ID) jako nowej interwencji w prewencji pierwotnej będzie wykazanie wykonalności tego podejścia do wizualizacji rentgenowskiej w modelach zwierzęcych o rosnącym rozmiarze i złożoności architektury drzewa przewodowego4,18,19. Protokół, który skaluje tę procedurę ablacyjną z mouse20 do modeli szczurzych, jest opisany tutaj. Podczas gdy drzewa kanałowe myszy i szczurów mają podobną strukturę liniową i wzór rozgałęzień, drzewo kanałowe szczura jest proporcjonalnie większe i otoczone znacznie gęstszym zrębem. Wdrożyliśmy w laboratorium metodę skutecznego wstrzykiwania każdego gruczołu sutkowego szczurowi w serii cotygodniowych sesji za pomocą roztworu ablacyjnego zawierającego środek kontrastowy. Odstępy między sesjami są konieczne, aby zapewnić, że zwierzęta mają minimalne skutki uboczne EtOH ( Rysunek 1 i Rysunek 2). Zabieg polega na wstrzyknięciu roztworu ablacyjnego bezpośrednio do otworu sutkowego szczura znieczulonego izofluranem za pomocą igły 33 G. Niektóre kluczowe ulepszenia procedury obejmują stosowanie rozszerzonego leczenia przeciwzapalnego, wstrzykiwanie większych objętości na drzewo kanałowe niż sugerowano21 oraz gazoszczelne strzykawki do cieczy i gazów. Czas leczenia karprofenem w dawce 5 mg/kg mc. (NLPZ) od 48 godzin przed wstrzyknięciem do 1 tygodnia po wstrzyknięciu ID jest porównywalny z protokołem przeciwzapalnym stosowanym w leczeniu stwardniającym malformacji żylnych w klinice. Zabieg jest wykonywany u pacjentów w znieczuleniu ogólnoustrojowym, po którym przez 2 dni stosuje się leki przeciwzapalne, takie jak NLPZ. Kuracja przeciwzapalna może zostać przedłużona o kilka kolejnych dni, aby zmniejszyć miejscowy stan zapalny i potencjalny ból13. Podobnie jak u myszy20, dootrzewnowe wstrzyknięcie 5% roztworu sacharozy łagodzi krótkotrwałe skutki zatrucia alkoholem u szczurów. Szczurom można wstrzyknąć do 1 ml 70% EtOH (do 4 przewodów; 0,2 g/dl zawartości EtOH we krwi) podczas jednej sesji, gdy podaje się im ten roztwór sacharozy; zwierzęta w pełni wracają do zdrowia w ciągu 4 godzin po wstrzyknięciu dowodu tożsamości. Wykonujemy sesje sekwencyjne, aby zapewnić wystarczający czas na regenerację przy wstrzykiwaniu więcej niż 4 gruczołów i/lub wyższych stężeń EtOH. Zatrucie alkoholem u kobiet będzie znacznie mniej prawdopodobne, ponieważ wstrzyknięcie ID wszystkich drzew przewodowych w obu piersiach, przy założeniu, że 16 głównych przewodów16,17i 2 ml na kanał22,23, z 70% EtOH skutkowałoby mniej niż 0,1 g/dl zawartości EtOH we krwi i może powodować łagodne upośledzenie.

Obrazowanie rentgenowskie umożliwia określenie, jak skuteczne jest dostarczanie wewnątrzprzewodowe w każdym pojedynczym gruczole i czy całe drzewo kanałowe jest wypełnione (Rysunek 1, Rysunek 2, Rysunek 3). Obrazowanie fluoroskopowe w czasie rzeczywistym w ramach przygotowań do badania mikrotomografią komputerową i/lub rekonstrukcji 3D danych z pliku DICOM może być wykorzystane do oceny zakresu dostarczania roztworu do drzewa kanałowego i ewentualnego wycieku do zrębu. Zastosowanie fluoroskopii może pomóc w ograniczeniu całkowitej dawki promieniowania nałożonej na zwierzę. Technika fluoroskopii jest bardziej zbliżona do zamierzonego zastosowania klinicznego w zakresie obrazowania tego zabiegu ablatywnego. Porównanie zatwierdzonych przez FDA nanocząstek Isovue zawierających jod z nanocząstkami tlenku tantalu (TaOx) zostało przeprowadzone w celu dalszego udoskonalenia użyteczności roztworu ablatywnego4,19. Stwierdzono, że TaOx jest lepszym środkiem kontrastowym mikro-CT niż Isovue do wizualizacji początkowego wypełnienia drzewa przewodowego u myszy4,19. Tutaj pokazujemy, że TaOx jest odpowiednim środkiem kontrastowym do wizualizacji początkowego wypełnienia drzewa przewodowego szczura (Rysunek 2 i Rysunek 3). Zarówno w badaniach translacyjnych, jak i w praktyce klinicznej, środek żelujący etyloceluloza (EC) został dodany do roztworu EtOH w celu zminimalizowania dyfuzji z zamierzonych regionów docelowych13,14,24,25,26,27,28,29. Badania wykazały, że dodanie do 1,5% EC do roztworów ablacyjnych zawierających EtOH jest zgodne z obrazowaniem opartym naTaO x(Rysunek 3). Te, jak również dalsze udoskonalenia roztworu ablacyjnego, mogą pomóc w gotowym przeprowadzeniu tej procedury pod kontrolą obrazu do kliniki.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Stanowym Michigan.

1. Rozszerzone leczenie przeciwzapalne

  1. Przygotuj kubki z żelem sukralozowym jako doustne dawkowanie karprofenu. Zapewnij szczurom to leczenie przeciwzapalne od 2 dni przed otrzymaniem iniekcji ID 70% EtOH do 7 dni po zabiegu.
  2. Rozcieńczyć roztwór roboczy karprofenu w sterylnym PBS do wstrzykiwań do kubka. Z roztworu podstawowego o stężeniu 50 mg/ml przygotować rozcieńczony roztwór o stężeniu 2 mg/ml zabarwiony 1% v/v sterylnym niebieskim barwnikiem spożywczym i wstrzyknąć 500 μl do każdej filiżanki. Dodanie barwnika pomaga w wizualizacji całkowitego wymieszania leku z sukralozą kubka.
  3. Postępuj zgodnie z zaleceniami producenta, aby przygotować kubek na dodanie karprofenu. O ile sprzedawca nie wskaże inaczej, podgrzej kubek w łaźni wodnej o temperaturze 60 °C przez 15 minut i wysusz po wyjęciu, aby zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia.
    1. Wytrzyj pokrywkę kubka z sukralozą z 70% EtOH w tym miejscu i wprowadź igłę strzykawki zawierającej roztwór roboczy karprofenu. Dozować odpowiednią objętość (500 μL).
    2. Przykryj nakłucie naklejką. Potrząsaj filiżanką energicznie przez 15 s, a następnie umieść ją w wirze na dodatkowe 15 sekund. Oceń wizualnie jednorodne i kompletne wymieszanie przed przechowywaniem do późniejszego użycia. Zwróć uwagę na obecność ciemnoniebieskiego koloru.
      UWAGA: Pozwól, aby filiżanki osiągnęły temperaturę pokojową. W razie potrzeby przechowuj kubki w temperaturze pokojowej, ale zwróć uwagę na wskazówki producenta dotyczące skuteczności leku. Alternatywnie przechowuj kubki w temperaturze 4 °C i zużyj w ciągu miesiąca. Datowanie naklejki jest dobrą praktyką pozwalającą śledzić datę wstrzyknięcia bez ryzyka, że długopis lub ostry marker przebije wieczko.
  4. Tuż przed użyciem przetrzyj zewnętrzną część kubka 70% EtOH. Zdejmij pokrywkę przed umieszczeniem kubka w klatce dla zwierząt. Wymieniaj kubki co drugi dzień lub gdy są puste. Codziennie sprawdzaj poziom żelu, aby zapewnić odpowiednią dawkę. Jedna filiżanka może dostarczyć karprofen maksymalnie dwóm szczurom przez okres do 2 dni; Jednak szczury mogą wcześniej spożyć całą filiżankę.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

UWAGA: Upewnij się, że etap przygotowania zwierzęcia poprzedza procedurę wstrzyknięcia ID o 2-3 dni.

  1. Włącz parownik izofluranu (2%-3% izofluranu, 1,5 l/min tlenu), aby znieczulić szczura. Przenieś zwierzę do stożka nosowego na podkładce rozgrzewającej. Nałóż smar do oczu na szczura, a następnie ułóż zwierzę na grzbiecie. Uważnie monitorować oddech zwierzęcia, aby upewnić się, że płaszczyzna znieczulenia jest utrzymywana na poziomie 1%-3% izofluranu.
    UWAGA: Elektryczna maszynka do golenia może być używana do usuwania nadmiaru sierści przed depilacją. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie uszkodzić sutków maszynką do golenia. Z tego powodu ten krok można pominąć. Szczury są bardziej wrażliwe na krem do depilacji niż myszy, dlatego usunięcie nadmiaru kremu jest bardzo ważne. Unikaj wstrzykiwania roztworu zawierającego etanol w obszar, na którym występuje już otarcie spowodowane depilacją. Niektóre kremy zawierają związki takie jak aloes i lanolina, które mogą pomóc zminimalizować prawdopodobieństwo otarć.
  2. Użyj aplikatora z bawełnianą końcówką, aby rozprowadzić dostępny bez recepty krem do depilacji na obszarze brodawek sutkowych. Za pomocą aplikatora wcieraj krem w obszar przez 10-30 s. Sprawdź, czy futro szybko się poluzowało.
    1. Pozostaw krem na szczurze na jak najkrótszy odstęp czasu i całkowicie usuń, aby uniknąć pieczenia skóry. Szczury są jeszcze bardziej wrażliwe na tę procedurę niż myszy.
  3. Po 10-30 s od aplikacji zwilż gazę ciepłą wodą i użyj jej do spłukania kremu i rozluźnionej sierści zwierzęcia. Wykonaj co najmniej trzy płukania obszaru świeżo zwilżoną gazą i osusz suchą gazą po ostatnim spłukaniu. Upewnij się, że widoczność jest dobra i dostęp do obszaru sutka, z którego usuwane jest futro. W razie potrzeby powtórz procedurę depilacji.
  4. Umieść szczura w czystej klatce na poduszce grzewczej i pozwól mu dojść do siebie. Sprawdź szczura, aby upewnić się, że jest w pełni wyleczony ze znieczulenia, zanim przyniesiesz go z powrotem do stałej klatki.
  5. Umieścić jeden kubek z karprofenem (1 mg / filiżankę) sukralozy w żelu w klatce w celu leczenia przeciwzapalnego. Codziennie sprawdzaj zużycie żelu i w razie potrzeby wymień go na świeży kubek. Nie zostawiaj kubka na dłużej niż 2 dni. Zazwyczaj kubki będą musiały zostać wymienione po 1 dniu.

3. Iniekcja wewnątrzprzewodowa

  1. Przygotować roztwór podstawowy TaOx o stężeniu 333,3 mM zgodnie z opisem19 używając sterylnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS). Podgrzej roztwór, jeśli proszek nie rozpuści się całkowicie. Delikatnie wymieszaj. Nie wirować ani energicznie nie wstrząsać, aby uniknąć tworzenia się pęcherzyków.
  2. Wymieszaj trzy części 333,3 mM TaOx z siedmioma częściami 100% EtOH, aby uzyskać końcowy roztwór 70% EtOH100 mM/TaO x. Opcjonalnie dodaj odpowiednią ilość 0,5%-1,5% etylocelulozy (EC) jako środek żelujący, aby zmaksymalizować miejscową retencję roztworu ablacyjnego. Dodać 1% v/v niebieskiego barwnika spożywczego do roztworu ablacyjnego w celu wizualnego zbadania dostarczania do drzewa przewodowego podczas infuzji.
  3. Przygotuj wolumin odpowiedni do potrzeb eksperymentalnych. Pary gruczołów 1 (szyjka macicy) i 6 (pachwinowa) można wypełnić do 100 μl roztworu, podczas gdy wszystkie pozostałe pary można wypełnić do 300 μl.
  4. Znieczulij szczura jak w kroku 2.1 i przenieś szczura do stożka nosowego po pełnym znieczuleniu. Nałóż smar do oczu na oba oczy, a następnie połóż zwierzę na grzbiecie. W razie potrzeby zabezpiecz szczura pod stereoskopem za pomocą taśmy w pobliżu sutków, które zostaną wstrzyknięte. Waga szczura jest na ogół wystarczająca, aby nie poruszał się znacznie bez taśmy.
  5. Aby przygotować brodawki sutkowe do wstrzyknięcia, należy usunąć martwy naskórek pokrywający otwór brodawki sutkowej cienkimi, spiczastymi kleszkami, jeśli to możliwe. Szczury często mają zatyczkę wystającą z otworu sutka, która może uniemożliwić pomyślną kaniulację brodawki, jeśli nie zostanie usunięta.
    UWAGA: Ważne jest, aby pamiętać, że większe objętości roztworów ablacyjnych stosowane u szczurów mogą z większym prawdopodobieństwem spowodować powierzchowne rany skóry w pobliżu miejsca wstrzyknięcia. Z tego powodu wstrzykiwanie co drugiego sutka podczas jednej sesji jest mniej szkodliwe i drażniące dla zwierzęcia niż wstrzykiwanie sąsiednich sutków. Monitorowanie szczurów pod kątem jakichkolwiek otarć przez 7 dni po wstrzyknięciu pomaga zapewnić, że drapanie zwierzęcia nie ma poważnych skutków zdrowotnych wynikających z drapania zwierzęcia i wprowadzania możliwości zakażenia przez zanieczyszczenie resztkami podłogi klatki. Potrójna maść z antybiotykiem lub płukanie roztworem chlorheksydyny mogą być stosowane w leczeniu wszelkich objawów infekcji, która może wystąpić (Tabela 1).
  6. Za pomocą strzykawki o pojemności 500 μl z igłą 33 G odessać 101-301 μl roztworu ablalacyjnego. Odessać dodatkowy 1 μl roztworu w celu ewentualnego niewielkiego wycieku podczas wyjmowania igły kaniulowanej.
    UWAGA: Są to zalecenia dotyczące objętości mających na celu pełne wypełnienie drzewa (drzew) przewodowych: do 100 μl w gruczołach szyjnych i pachwinowych oraz do 300 μl w pozostałych gruczołach. W przypadku innych zastosowań może być właściwe użycie mniejszych lub większych woluminów.
  7. Użyj pęsety, aby delikatnie przytrzymać sutek i wprowadzić igłę do otworu smoczka. Delikatnie kontynuuj wkładanie igły, aż skos znajdzie się całkowicie wewnątrz smoczka. Aby umieścić igłę w smoczku, należy podnieść sutek w kierunku igły, zamiast wciskać igłę w sutek. (Tabela 1). Uważaj, aby podążać ścieżką otworu smoczka.
    UWAGA: Sutki szczurów są na ogół znacznie łatwiejsze do manipulowania i skutecznego kaniulowania niż te u myszy ze względu na większy rozmiar. Jednak zwiększona ilość tłuszczu otaczająca otwór sutka zwiększa również prawdopodobieństwo omyłkowego wstrzyknięcia poduszeczki tłuszczowej, jeśli igła odchyla się od głównego kanału.
  8. Po całkowitym wprowadzeniu skosu igły należy powoli podawać roztwór ze stałą szybkością około 100 μl/min u szczurów. Nagłe zmiany szybkości infuzji mogą spowodować pęknięcie lub uszkodzenie drzewa przewodowego. Odczekać 30 s po zakończeniu infuzji przed wyjęciem igły z kaniulowanego drzewa z pomocą kleszczy; gwarantuje to, że wstrzyknięta objętość pozostaje w drzewie kanałowym (Rysunek 2) i zmniejsza prawdopodobieństwo wycieku.
  9. Oczyść rozlany roztwór zwilżoną gazą lub chusteczką EtOH, aby uniknąć obcego roztworu kontrastowego na obrazach.
  10. Wstrzyknąć dootrzewnowo PBS zawierający 5% sacharozy (10 ml/kg) w celu złagodzenia skutków zatrucia alkoholem, jeśli etanol znajduje się w roztworach do wstrzykiwań ID. Dawka ta może być podawana na początku i na końcu zabiegu.

4. Obrazowanie mikro-CT

  1. Po wstrzyknięciu wszystkich pożądanych gruczołów należy szybko przenieść zwierzę do systemu mikro-CT i kontynuować utrzymywanie znieczulenia za pomocą dołączonego parownika izofluranu.
  2. Wyprostuj kręgosłup zwierzęcia i przyklej każdą tylną nogę w wyprostowanej pozycji, tak aby kości nóg zwierzęcia znajdowały się dalej od dolnych gruczołów będących przedmiotem zainteresowania i nie zachodziły na obszar zainteresowania na zeskanowanym obrazie.
  3. Przyklej taśmę w poprzek brzucha, aby zminimalizować zakłócenia oddychania podczas skanowania dolnych gruczołów.
    UWAGA: Zwierzęta mogą być obrazowane za pomocą różnych parametrów skanowania (np. wysokiej rozdzielczości, skany podłużne), jeśli zostanie zachowana ostrożność w celu określenia odpowiedniej dopuszczalnej dawki promieniowania w ciągu całego życia dla szczurów i upewnienia się, że dawka skumulowana nie przekracza tego poziomu. Narażenie na promieniowanie można dodatkowo zmniejszyć, pobierając zdjęcia i filmy z fluoroskopii bez wykonywania skanów (Rysunek 2).
  4. Wykonaj obrazowanie TaOx drzewa kanałowego szczura z dobrą rozdzielczością i możliwością powtórzenia standardowych (2 min) skanów akwizycyjnych przy użyciu następujących parametrów skanowania: 90 kVp/88 μA; pole widzenia (FOV), 72 mm; liczba warstw, 512; grubość warstwy, 72 μm; rozdzielczość wokseli, 72 μm3. Skany o wysokiej rozdzielczości przez dłuższy czas (4-14 minut) można również uzyskać u zwierząt, które nie będą skanowane wzdłużnie przy użyciu tych samych parametrów.
  5. Po pobraniu danych ostrożnie odsuń szczura od stożka anestezjologicznego i umieść go w nowej, czystej klatce na poduszce grzewczej. Sprawdź szczura, aby upewnić się, że w pełni wyzdrowiał po znieczuleniu, zanim przyniesiesz go z powrotem do stałej klatki. Umieścić kubek z sukralozą zawierającą karprofen i odpowiednio wymienić, jak opisano w kroku 2.5, aby zapewnić, że zwierzęta będą nadal otrzymywać leczenie przeciwzapalne przez następne 7 dni.
  6. Przetwarzaj zeskanowane obrazy na szybkie odwzorowania w oprogramowaniu mikro-CT, aby lepiej dostrzec wszelkie wycieki kontrastu, tylko częściowe wypełnienie lub przepełnienie (Rysunek 2).
  7. Przejdź do następnej sekcji, aby przeprowadzić formalne przetwarzanie obrazu do publikacji lub szczegółowej analizy skanów, jeśli jest to pożądane (Rysunek 3).

5. Analiza obrazu

  1. Użyj specjalistycznych pakietów oprogramowania, aby stworzyć renderingi wypełnionego drzewa kanałowego.
    UWAGA: Najlepiej jest podzielić poduszeczkę tłuszczową sutka, aby uzyskać najlepsze odwzorowanie wstrzykniętego drzewa przewodowego. Splajn Śledź ciemne granice poduszeczki tłuszczowej na całej grubości zwierzęcia, aby osiągnąć tę segmentację.
  2. Aby podzielić poduszeczkę tłuszczową (w przeciwieństwie do myszy, granice tego przedziału nie są tak łatwe do odróżnienia od jamy otrzewnej, mięśni udowych i skóry ze względu na podobne jednostki Hounsfielda), w której znajduje się interesujące nas drzewo przewodowe, wybór opcji "ślad splajnu" z menu ręcznego jest pierwszym krokiem do stworzenia renderingu.
  3. Splajn Śledź kontur poduszeczki tłuszczowej w co trzecim plasterku. Kliknij opcję Propaguj obiekty w menu półautomatycznym. Spowoduje to rozpowszechnienie i połączenie wszystkich plasterków w jeden podzielony na segmenty obiekt zainteresowania.
    UWAGA: Zmiana progu w podzielonym na segmenty obszarze umożliwia wizualizację sygnału tylko w pewnym zakresie jednostek Hounsfielda (HU); W przypadku innych środków kontrastowych lub parametrów obrazowania zakres ten może wymagać korekty. Pakiet oprogramowania lub analiza sztucznej inteligencji mogą być wykorzystane do wykonania innych pomiarów i obrazów, aby pokazać, jak bardzo drzewo kanałowe zostało wypełnione.
  4. Ustaw wartości HU na najniższy punkt 300 i najwyższy punkt 3,000 w menu półautomatycznym pod zakładką głośności progowej. Pozwala to na stworzenie odwzorowania wyświetlającego tylko kontrast (TaOx) w obrębie drzewa przewodowego.
  5. Ustaw wersję jako podstawową za pomocą przycisku "widok". Spowoduje to zmianę wyświetlacza tak, aby pokazywał tylko odwzorowanie 3D drzewa kanałowego.
    UWAGA: Wykonaj rekonstrukcję drzewa kanałowego w celu dalszej analizy.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Każdy z 12 gruczołów sutkowych samicy szczura zawiera pojedyncze drzewo przewodowe, które otwiera się przy ujściu sutków. Pomimo różnic w wielkości między myszą a szczurem, czas rozwoju gruczołów sutkowych i czas, w którym zwierzęta te osiągają dorosłość, są bardzo podobne30,31. Przedstawiono krótki opis kluczowych etapów rozwoju gruczołu mlekowego u szczurów jako reprezentatywnych dla obu gatunków gryzoni. Pąki końcowe (TEB) to wysoce proliferacyjne struktury na końcach wydłużonego drzewa przewodowego, które kierują rozgałęzieniami przewodowymi30,31. Szczyt proliferacji i zagęszczenia TEB występuje w wieku 3-4 tygodni podczas fazy wydłużania drzewa przewodowego w okresie dojrzewania30. W wieku 9-10 tygodni pozostaje niewiele TEB, ponieważ drzewo kanałowe urosło i zajmuje całą długość poduszeczki tłuszczowej30. Następnie wzrost i ekspansja drzewa przewodowego jest proporcjonalna do wzrostu i rozrostu poduszeczki tłuszczowej i zwierzęcia32. Końcowe przewodowe jednostki zrazikowe (TDLU) w ludzkiej piersi pełnią podobną rolę jak TEB u gryzoni. TDLU są głównym źródłem inicjacji kancerogenezy i progresji do BC33,34. Możemy wstrzyknąć do 300 μl 70% roztworu EtOH, aby wypełnić całe drzewo przewodowe gruczołów piersiowych i brzusznych 9-tygodniowego szczura Sprague-Dawley (Rycina 1, Rycina 2, Rycina 3). W przeciwieństwie do myszy20, sutki gruczołów szyjnych i pachwinowych szczurów Sprague-Dawley są zazwyczaj odpowiednie do wstrzykiwań u ponad 80% zwierząt, a do wypełnienia całego drzewa przewodowego potrzeba do 100 μl 70% roztworu EtOH (Rysunek 2). Rutynowo wstrzykujemy do 10 gruczołów sutkowych badanemu roztworowi ablacyjnemu. Typowy projekt eksperymentalny składa się z dwóch niezależnych cotygodniowych sesji iniekcji ID, w których pięć naprzemiennych gruczołów jest podawanych roztworem ablacyjnym zawierającym rentgenowski środek kontrastowy i/lub EC jako środek żelujący (Ryc. 2). W przypadku roztworu ablacyjnego zawierającegoTaO x (50-200 mM) fluoroskopia i/lub mikrotomografia komputerowa są wykonywane po zakończeniu każdej sesji w celu określenia i zarejestrowania indywidualnego sukcesu infuzji każdego drzewa przewodowego częściową lub pełną ilością roztworu w infuzji (Rysunek 2). Natychmiastowe i podłużne obrazowanie po wstrzyknięciu umożliwia ocenę, w jaki sposób zmiany w składzie, zwłaszcza stężenie środka żelującego EC, wpływają i ograniczają dyfuzję roztworu ablacyjnego na zewnątrz w funkcji wstrzykniętej objętości (Rysunek 3). Ta analiza obrazowa dostarcza informacji pozwalających zrozumieć optymalne parametry w celu osiągnięcia maksymalnej ablacji przy minimalnym uszkodzeniu tkanek pobocznych.

figure-results-1
Rysunek 1: Schematy procedury wstrzykiwania dokanałowego i analizy obrazu u szczurów. Przedstawiono procedurę krok po kroku iniekcji dokanałowej i analizę obrazu. Zobacz wideo, aby uzyskać więcej informacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Przykłady kaniulacji brodawek sutkowych i wyników dostarczania roztworu ablacyjnego do wielu gruczołów sutkowych. (A) Typowa prezentacja kształtów sutków u szczepu szczurów Sprague-Dawley. Długość brodawki sutkowej koreluje z prawdopodobieństwem udanej kaniulacji. Dłuższe sutki są łatwiejsze do kaniulacji niż krótkie sutki, podczas gdy zbyt krótkie lub szczątkowe sutki nie mogą być kaniulowane. Po kaniulacji roztworem można wstrzyknąć zarówno długie, jak i krótkie sutki, osiągając podobne wskaźniki powodzenia porodu. Niebieski barwnik spożywczy w wstrzykniętym roztworze może być stosowany jako dowód in vivo na udane wypełnienie i dostarczenie drzewa przewodowego (najbardziej widoczne, tworzenie kopuły, w przypadku nieudanego wstrzyknięcia poduszeczki tłuszczowej). Fluoroskopia w czasie rzeczywistym (B) i mikrotomografia komputerowa 3D generowana po pozyskaniu obrazu (C) dostarczają dowodów in vivo na powodzenie dostarczania i bardziej ilościową ocenę roztworu docierającego do TEB. (B) Każdy gruczoł sutkowy w jamie brzusznej pierwszej pary (#4, #10) otrzymał roztwór ablacyjny z 1% EC (pomarańczowy kontur) lub bez niego (zielony kontur) (C) Pomyślne dostarczenie (niebieski kontur) roztworu ablacyjnego w prawej szyjce macicy (#7), drugiej parze gruczołów piersiowych (#3, #9) i pierwszej parze gruczołów piersiowych (#4, #10) oraz nieudane wstrzyknięcie (przerywany biały kontur) w lewy gruczoł piersiowy (#1). Paski skali odpowiadają 1 mm na obrazach przy różnym powiększeniu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Rekonstrukcja 3D i ocena napełniania i dyfuzji roztworu ablacyjnego. 70% nanocząstek EtOH/100 mMTaO x z 1% EC (na górze) lub bez EC (na dole) wstrzyknięto doprzewodowo do drugiej pary gruczołów sutkowych w jamie brzusznej (#4 i #10) i natychmiast zobrazowano za pomocą mikro-tomografii komputerowej. Każdy szczur Sprague-Dawley otrzymywał coraz większą ilość obu roztworów. Poszczególne drzewa kanałowe zostały zrekonstruowane przy użyciu pakietu oprogramowania do analizy obrazu (śledzenie splajnu + propagacja obiektu + odwzorowanie progu). Przy 1% EC można zauważyć, że roztwór dociera do końców końcowych. Wraz ze wzrostem dostarczanej objętości liczba wypełnionych TEB jest bardziej widoczna. Podziałka odpowiada 10 mm we wszystkich wersjach. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

problemwyglądRozwiązanie
Krótki smoczek (rys. 2)Sutek ma niski profil – trudny do uchwyceniaCzasami łatwiej jest przytrzymać skórę w pobliżu brodawki sutkowej i skierować igłę na środek brodawki. Igła prawdopodobnie zanurkuje pod skórą. Powolne podciąganie może ujawnić, że sutek znajduje się nieco ponad końcem igły i dać miejsce na chwycenie i pociągnięcie go do końca na igłę. Zachowaj szczególną ostrożność podczas nurkowania pod skórą co do kąta igły. Łatwo jest przypadkowo dostać zastrzyk z poduszki tłuszczowej, dźgając pod niewłaściwym kątem.
Wstrzyknięcie poduszeczki tłuszczowej (rys. 2)Obrzęk wokół brodawki sutkowej i prawdopodobnie w samym brodawce sutkowej – najłatwiej zauważyć, jeśli do roztworu do wstrzykiwań dodano kolorJeśli sutek puchnie po wstrzyknięciu pierwszych kilku ul, wyjmij igłę i spróbuj włożyć ponownie, zwracając uwagę na kąt. Ponownie rozpocząć wstrzykiwanie i obserwować, czy nie ma dalszego obrzęku. Jeśli obrzęk nie ustąpi, porzuć próbę. Bardzo rzadko udaje się skutecznie wstrzyknąć sutek, który rozpoczął się jako wstrzyknięcie poduszeczki tłuszczowej.
Rany/strupyOtwarta rana lub strup w pobliżu miejsca wstrzyknięcia roztworu EtOHSzczury są bardziej narażone na powstawanie ran lub strupów w pobliżu miejsca wstrzyknięcia niż myszy. Jeśli zostaną znalezione rany, nałóż potrójną maść z antybiotykiem na otwarte rany, ale pozostaw rany pokryte strupami w spokoju. Nałożenie maści na strupki może zwiększyć prawdopodobieństwo, że zwierzę będzie przeszkadzać parchowi i go usunie. Sprawdzaj co 1-2 dni, aż się zagoi, w zależności od ciężkości rany. Karprofen należy podawać do czasu wygojenia, nawet jeśli wykracza poza normalne okno.
Wstrzykiwanie naprzemiennych gruczołówN/aWiększe objętości wstrzyknięć u szczurów zwiększają prawdopodobieństwo powodowania otarć skóry przy wstrzykiwaniu kolejnych gruczołów. Aby zmniejszyć prawdopodobieństwo urazu miejsca wstrzyknięcia, wstrzyknięte są naprzemiennie gruczoły w ciągu jednej sesji (tj. wstrzyknąć #1, 3, 4 i 6, a nie #1-4). Odstępy między trzecią (#3 i #9) a czwartą (#4 i #10) parą gruczołów umożliwiają wstrzyknięcie obu tych gruczołów podczas jednej sesji.

Tabela 1: Pomocne wskazówki i rozwiązywanie problemów

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jak pokazano tutaj, dostarczanie ID 70% EtOH preferencyjnie abluje komórki nabłonka sutka z ograniczonym uszkodzeniem ubocznym otaczającego zrębu i naczyń krwionośnychu myszy 4. Miejscowa ablacja drzewa przewodowego jest skuteczna w zapobieganiu powstawaniu nowotworów w modelach mysich4. Tutaj pokazujemy, że ta procedura ablacyjna może być skalowana na szczury.

Jest to kolejny krok na drodze do zastosowania tej procedury ablacyjnej jako alternatywnej interwencji wobec profilaktycznej mastektomii w prewencji pierwotnej raka piersi u osób z grupy wysokiego ryzyka. Dodanie nanocząstek TaOx jako rentgenowskiego środka kontrastowego do roztworu ablacyjnego pozwala ocenić skuteczność roztworu w zapobieganiu powstawaniu nowotworu, ponieważ można określić, czy zabieg zakończył się sukcesem, czy też nie, w całkowitym wypełnieniu drzewa przewodowego. Użycie fluoroskopii do wizualizacji wstrzykniętego gruczołu sutkowego odzwierciedla to, co prawdopodobnie zostanie zrobione w klinice, aby pokierować tą procedurą identyfikacji. Wskazówki obrazowe dotyczące tego, jak bardzo roztwór wypełnił drzewo przewodowe i kiedy należy przerwać infuzję, będą kluczowym aspektem wdrożenia klinicznego w celu zapewnienia maksymalnego wypełnienia każdego drzewa przewodowego. Rozwiązywanie problemów i pomocne wskazówki są wymienione w Tabeli 1. Skuteczność tej procedury ablacyjnej wymaga, aby podawany roztwór miał bezpośredni kontakt ze wszystkimi komórkami nabłonka, aby zmaksymalizować szybkość zabijania komórek. Zapasowe komórki nabłonkowe w jednym lub kilku drzewach mogą ostatecznie służyć jako źródło rozwoju BC. Pozostałe grupy zgłosiły dostarczanie ID cząstek wirusa (np. składników systemów Cre/LoxP i/lub Cas9/CRISPR), hormonów i antagonistów hormonów (np. prolaktyny, fulwestrantu), środków chemioterapeutycznych (np. cisplatyny), siRNA i/lub przeciwciał lub innych czynników celujących u myszy 4,19,21,35,36,37,38,39,40 ,41,42,43,44,45, szczury 21,33,46,47,48 i/lub króliki 18,49,50,51,52,53. Pomyślne kaniulowanie do ośmiu drzew przewodowych na ludzką pierś w celu miejscowego dostarczania chemioterapii zostało zgłoszone w niezależnych badaniach klinicznych 47,54,55. Wskazówki obrazowe dotyczące infuzji tych innych rozwiązań mających na celu zapobieganie nowotworom lub ukierunkowanych na leczenie miejscowe w podobny sposób zmaksymalizowałyby ich skuteczność.

Wykazano tutaj skalowalność i udoskonalenie tej procedury od drzewa przewodowego myszy do szczura. Nanocząstka TaOx w mysim drzewie przewodowym 4,19 i szczura (dane niepublikowane) zapewnia obrazowanie o wysokiej rozdzielczości, które przewyższa zatwierdzone przez FDA rentgenowskie środki kontrastowe zawierające jod. Podobnie, nie jesteśmy świadomi innych podejść do obrazowania drzew przewodowych u myszy40,41 lub innych modeli zwierzęcych18, które mogą zapewnić rozdzielczość porównywalną do TaOx. Istotny dla tłumaczenia klinicznego jest fakt, że efekt żelowania EC w tych średnich modelach szczurów umożliwia udoskonalenie preparatu w celu zminimalizowania ubocznych uszkodzeń tkanek. Kontynuując ocenę tej ablacyjnej procedury ID pod kątem jej zdolności do zapobiegania BC, będziemy w stanie dokładniej określić, z których gruczołów rozwija się BC dzięki dodatkowym informacjom dostarczonym przez obrazowanie po dostarczeniu ID w chemicznie indukowanych i innych szczurzych modelach BC. Dane te określą bezpieczeństwo tej procedury i wskażą wszelkie obawy lub niedociągnięcia dotyczące tego, czy częściowe lub nieudane leczenie drzew kanałowych może być bardziej podatne na rozwój BC u kobiety wysokiego ryzyka.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez granty National Cancer Institute R21 CA226579 i R01 CA258314 dla LFS oraz przez National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering R01 EB029418 grant dla EMS. Jesteśmy wdzięczni ośrodku MSU Institute for Quantitative (IQ) Health Science and Engineering Imaging Core za wykorzystanie ich systemów obrazowania i wiedzy technicznej. Dziękujemy dr Danielle Ferguson za zapoznanie się z treścią filmu i danymi liczbowymi pod kątem przestrzegania wytycznych dotyczących dobrostanu zwierząt.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AnalyzeDirect  v12.0Suwmiarkan/aDo przetwarzania obrazu mikro-CT
Carprieve, Carprofen 50 mg/mLAllivet50647Do leczenia przeciwzapalnego
EtylocelulozaAcros Organics9004-57-3Do iniekcji doprzewodowych
Evans blueSigmaE2129-50GDo wizualizacji iniekcji
Gorąca woda wannaToolotsYidu_HH-S2Do przygotowania kubków z karprofenem
MediGel SucraloseCups ClearH2O74-02-5022Do dostarczania karprofenu
Model 1750 TTL, PTFE Luer Lock Strzykawka, 500μ LHamilton81220Do iniekcji wewnątrzprzewodowej
Photoshop 2021Adoben/aDo przetwarzania obrazu
System obrazowania Quantum GX2 microCTPerkin Elmer CLS149276Do akwizycji obrazu mikro-CT
Metalowa igła piasty, rozmiar 33, niestandardowa (kąt ukosu 30&stopni, 0,4 cala, styl punktowy 4)Hamilton7747-01Do iniekcji wewnątrzprzewodowych
Mikroskop stereoskopowy serii SZMAmScopeSM-4TPZ-144Do iniekcji wewnątrzprzewodowych
Sterylny niebieski barwnik spożywczyMcCormick930641Do wizualizacji
iniekcjiSterylny sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)ThermoFisher14190250Do przygotowania roztworu
NaklejkiDOT ScientificDOTSCI-C50Do przygotowania kubków karprofenu
SacharozaCalbiochem8550-5KGDo wstrzykiwań wewnątrzprzewodowych
StrzykawkiFisher14-826-79Do przygotowania kubków karprofenowych
VortexVWR10153-834Do przygotowania kubków karprofenu
Pompa/podkładki rozgrzewająceBraintreeScientificHTP-1500 120V; AP-R 26EDo iniekcji doprzewodowych/przygotowania przedoperacyjnego

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer statistics, 2022. A Cancer Journal for Clinicians. 72 (1), 7-33 (2022).
  2. Wild, C. P. The global cancer burden: necessity is the mother of prevention. Nature Reviews. Cancer. 19 (3), 123-124 (2019).
  3. Padamsee, T. J., Wills, C. E., Yee, L. D., Paskett, E. D. Decision making for breast cancer prevention among women at elevated risk. Breast Cancer Research. 19 (1), 34(2017).
  4. Kenyon, E., et al. Ductal tree ablation by local delivery of ethanol prevents tumor formation in an aggressive mouse model of breast cancer. Breast Cancer Research. 21 (1), 129(2019).
  5. Kuang, M., et al. Ethanol ablation of hepatocellular carcinoma Up to 5.0 cm by using a multipronged injection needle with high-dose strategy. Radiology. 253 (2), 552-561 (2009).
  6. Ansari, D., Andersson, R. Radiofrequency ablation or percutaneous ethanol injection for the treatment of liver tumors. World Journal of Gastroenterology. 18 (10), 1003-1008 (2012).
  7. Zhang, W. Y., Li, Z. S., Jin, Z. D. Endoscopic ultrasound-guided ethanol ablation therapy for tumors. World Journal of Gastroenterology. 19 (22), 3397-3403 (2013).
  8. Chin, M., Chen, C. L., Chang, K., Lee, J., Samarasena, J. Ethanol ablation of a peripheral nerve sheath tumor presenting as a small bowel obstruction. ACG Case Reports Journal. 3 (1), 31-32 (2015).
  9. Gueng, M. -K., Chou, Y. -H., Tiu, C. -M., Chiou, S. -Y., Cheng, Y. -F. Pseudoaneurysm of the breast treated with percutaneous ethanol injection. Journal of Medical Ultrasound. 22 (2), 114-116 (2014).
  10. Zhang, J., et al. Comparison between absolute ethanol and bleomycin for the treatment of venous malformation in children. Experimental and Therapeutic Medicine. 6 (2), 305-309 (2013).
  11. Wohlgemuth, W. A., et al. Ethanolgel sclerotherapy of venous malformations improves health-related quality-of-life in adults and children - results of a prospective study. European Radiology. 27 (6), 2482-2488 (2017).
  12. Steiner, F., FitzJohn, T., Tan, S. T. Ethanol sclerotherapy for venous malformation. ANZ Journal of Surgery. 86 (10), 790-795 (2016).
  13. Sannier, K., et al. A new sclerosing agent in the treatment of venous malformations. Study on 23 cases. Interventional Neuroradiology. 10 (2), 113-127 (2004).
  14. Dompmartin, A., et al. Radio-opaque ethylcellulose-ethanol is a safe and efficient sclerosing agent for venous malformations. European Radiology. 21 (12), 2647-2656 (2011).
  15. Faguy, K. Ductography: When, how, and why. Radiologic Technology. 92 (5), 487-503 (2021).
  16. Slawson, S. H., Johnson, B. A. Ductography: how to and what if. Radiographics. 21 (1), 133-150 (2001).
  17. Sheiman, L. S., Levesque, P. H. The in's and out's of ductography: A comprehensive review. Current Problems in Diagnostic Radiology. 45 (1), 61-70 (2016).
  18. Clark, A., Bird, N. K., Brock, A. Intraductal delivery to the rabbit mammary gland. Journal of Visualized Experiments. (121), e55209(2017).
  19. Chakravarty, S., et al. Tantalum oxide nanoparticles as versatile contrast agents for X-ray computed tomography. Nanoscale. 12 (14), 7720-7734 (2020).
  20. Kenyon, E., et al. Intraductal delivery and x-ray visualization of ethanol-based ablative solution for prevention and local treatment of breast cancer in mouse models. Journal of Visualized Experiments. (182), e63457(2022).
  21. Murata, S., et al. Ductal access for prevention and therapy of mammary tumors. Cancer Research. 66 (2), 638-645 (2006).
  22. King, B. L., Love, S. M. The intraductal approach to the breast: raison d'etre. Breast Cancer Research. 8 (2), 206(2006).
  23. Love, S. M., Barsky, S. H. Anatomy of the nipple and breast ducts revisited. Cancer. 101 (9), 1947-1957 (2004).
  24. Lai, Y. E., Morhard, R., Ramanujam, N., Nolan, M. W. Minimally invasive ethyl cellulose ethanol ablation in domesticated cats with naturally occurring head and neck cancers: Six cats. Veterinary and Comparative Oncology. 19 (3), 492-500 (2021).
  25. Mueller, J. L., et al. Optimizing ethyl cellulose-ethanol delivery towards enabling ablation of cervical dysplasia. Scientific Reports. 11 (1), 16869(2021).
  26. Nief, C., et al. Polymer-assisted intratumoral delivery of ethanol: Preclinical investigation of safety and efficacy in a murine breast cancer model. PLoS One. 16 (1), 0234535(2021).
  27. Chelales, E., et al. Radiologic-pathologic analysis of increased ethanol localization and ablative extent achieved by ethyl cellulose. Scientific Reports. 11 (1), 20700(2021).
  28. Morhard, R., et al. Understanding factors governing distribution volume of ethyl cellulose-ethanol to optimize ablative therapy in the liver. IEEE Trans Biomedical Engineering. 67 (8), 2337-2348 (2020).
  29. Morhard, R., et al. Development of enhanced ethanol ablation as an alternative to surgery in treatment of superficial solid tumors. Scientific Reports. 7 (1), 8750(2017).
  30. Russo, I. H., Russo, J. Developmental stage of the rat mammary gland as determinant of its susceptibility to 7,12-dimethylbenz[a]anthracene. Journal of the National Cancer Institute. 61 (6), 1439-1449 (1978).
  31. Paine, I. S., Lewis, M. T. The terminal end bud: The little engine that could. Journal of Mammary Gland Biology Neoplasia. 22 (2), 93-108 (2017).
  32. Hinck, L., Silberstein, G. B. Key stages in mammary gland development: the mammary end bud as a motile organ. Breast Cancer Research. 7 (6), 245-251 (2005).
  33. Sivaraman, L., et al. Effect of selective ablation of proliferating mammary epithelial cells on MNU induced rat mammary tumorigenesis. Breast Cancer Research Treatment. 73 (1), 75-83 (2002).
  34. Cardiff, R. D., Wellings, S. R. The comparative pathology of human and mouse mammary glands. Journal of Mammary Gland Biology Neoplasia. 4 (1), 105-122 (1999).
  35. Brock, A., et al. Silencing HoxA1 by intraductal injection of siRNA lipidoid nanoparticles prevents mammary tumor progression in mice. Scientific Translational Medicine. 6 (217), (2014).
  36. de Groot, J. S., et al. Intraductal cisplatin treatment in a BRCA-associated breast cancer mouse model attenuates tumor development but leads to systemic tumors in aged female mice. Oncotarget. 8 (37), 60750-60763 (2017).
  37. Wang, G., et al. Intraductal fulvestrant for therapy of ERalpha-positive Ductal Carcinoma in Situ (DCIS) of the breast - A preclinical study. Carcinogenesis. 40 (7), 907-913 (2019).
  38. Yoshida, T., et al. Effective treatment of ductal carcinoma in situ with a HER-2- targeted alpha-particle emitting radionuclide in a preclinical model of human breast cancer. Oncotarget. 7 (22), 33306-33315 (2016).
  39. Chun, Y. S., et al. Intraductally administered pegylated liposomal doxorubicin reduces mammary stem cell function in the mammary gland but in the long term, induces malignant tumors. Breast Cancer Research Treatment. 135 (1), 201-208 (2012).
  40. Markiewicz, E., et al. High resolution 3D MRI of mouse mammary glands with intra-ductal injection of contrast media. Magnetic Resonance Imaging. 33 (1), 161-165 (2015).
  41. Markiewicz, E., et al. MRI ductography of contrast agent distribution and leakage in normal mouse mammary ducts and ducts with in situ cancer. Magnetic Resonance Imaging. 40, 48-52 (2017).
  42. Annunziato, S., et al. Comparative oncogenomics identifies combinations of driver genes and drug targets in BRCA1-mutated breast cancer. Nature Communications. 10 (1), 397(2019).
  43. Rutkowski, M. R., et al. Initiation of metastatic breast carcinoma by targeting of the ductal epithelium with adenovirus-cre: a novel transgenic mouse model of breast cancer. Journal of Visualized Experiments. (85), e51171(2014).
  44. Xiang, D., Tao, L., Li, Z. Modeling breast cancer via an intraductal injection of cre-expressing adenovirus into the mouse mammary gland. Journal of Visualized Experiments. (148), e59502(2019).
  45. Barham, W., Sherrill, T., Connelly, L., Blackwell, T. S., Yull, F. E. Intraductal injection of LPS as a mouse model of mastitis: signaling visualized via an NF-kappaB reporter transgenic. Journal of Visualized Experiments. (67), e4030(2012).
  46. Chun, Y. S., et al. Intraductal administration of a polymeric nanoparticle formulation of curcumin (NanoCurc) significantly attenuates incidence of mammary tumors in a rodent chemical carcinogenesis model: Implications for breast cancer chemoprevention in at-risk populations. Carcinogenesis. 33 (11), 2242-2249 (2012).
  47. Stearns, V., et al. Preclinical and clinical evaluation of intraductally administered agents in early breast cancer. Science Translational Medicine. 3 (106), (2011).
  48. Okugawa, H., et al. Effect of perductal paclitaxel exposure on the development of MNU-induced mammary carcinoma in female S-D rats. Breast Cancer Research Treatment. 91 (1), 29-34 (2005).
  49. Falconer, I. R. The distribution of 131 I- or 125 I-labelled prolactin in rabbit mammary tissue after intravenous or intraductal injection. Journal of Endocrinology. 53 (3), 58-59 (1972).
  50. Fiddler, T. J., Birkinshaw, M., Falconer, I. R. Effects of intraductal prolactin on some aspects of the ultrastructure and biochemistry of mammary tissue in the pseudopregnant rabbit. Journal of Endocrinology. 49 (3), 459-469 (1971).
  51. Fiddler, T. J., Falconer, I. R. The effect of intraductal prolactin on protein and nucleic acid biosynthesis in the rabbit mammary gland. The Biochemical Journal. 115 (5), 58(1969).
  52. Bourne, R. A., Bryant, J. A., Falconer, I. R. Stimulation of DNA synthesis by prolactin in rabbit mammary tissue. Journal of Cell Science. 14 (1), 105-111 (1974).
  53. Chadwick, A. Detection and assay of prolactin by the local lactogenic response in the rabbit. The Journal of Endocrinology. 27, 253-263 (1963).
  54. Mahoney, M. E., et al. Intraductal therapy of ductal carcinoma in situ: a presurgery study. Clinical Breast Cancer. 13 (4), 280-286 (2013).
  55. Love, S. M., et al. A feasibility study of the intraductal administration of chemotherapy. Cancer Preview Research (Phila). 6 (1), 51-58 (2013).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wtryskiwanie wewn trzprzewodoweablacja etanolemprofilaktyka raka piersigruczo piersiowy szczuraobrazowanie mikro CTanaliza fluoroskopowaetylocelulozatlenek tantalukom rki nab onka gruczo u piersiowego

Powiązane artykuły