Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Izolacja i hodowla trzech rodzajów mezenchymalnych komórek macierzystych pępowiny

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64065

⸱

23 sierpnia 2022

 ,  , 
1Department of Obstetrics and Gynecology, the Third Affiliated Hospital, Soochow University, 2Department of Obstetrics and Gynecology, Nanjing First Hospital, Nanjing Medical University, 3Center for Reproductive Medicine and Obstetrics and Gynecology, Nanjing Drum Tower Hospital, Nanjing University Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje izolację i hodowlę mezenchymalnych komórek macierzystych z tętnic pępowinowych, żyły i galaretki Whartona.

Streszczenie

Mezenchymalne komórki macierzyste z pępowiny (UC-MSC) są ważnym źródłem komórek dla medycyny regeneracyjnej. UC-MSC można wyizolować z galaretki Whartona z pępowiny, a także z tętnic pępowinowych i żyły pępowinowej. Są one znane jako okołonaczyniowe komórki macierzyste uzyskane z tętnic pępowinowych (UCA-PSC), okołonaczyniowe komórki macierzyste uzyskane z żyły pępowinowej (UCV-PSC) oraz mezenchymalne komórki macierzyste uzyskane z galaretki Whartona (WJ-MSCs). UCA-PSC i UCV-PSC to perycyty pochodzące z regionów okołonaczyniowych, które są przodkami MSC. Izolacja i hodowla tych trzech rodzajów komórek jest ważnym źródłem do badania przeszczepu i naprawy komórek macierzystych. Obecny protokół koncentruje się na izolacji i hodowli komórek poprzez separację mechaniczną, hodowlę przylegającą i wypełzanie komórek. Dzięki tej technice można uzyskać trzy różne typy komórek macierzystych. Markery powierzchniowe komórek wykryto za pomocą cytometrii przepływowej. U komórek macierzystych wykryto potencjał różnicowania wieloliniowego poprzez różnicowanie adipogenne, osteogenne i neuronalne, co jest zgodne z fenotypem MSCs. Ten eksperymentalny protokół rozszerza źródło UC-MSC. Ponadto metoda izolacji komórek stanowi podstawę do dalszych badań nad medycyną regeneracyjną i innymi zastosowaniami.

Wprowadzenie

Ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste z pępowiny (UC-MSC) są szeroko stosowane w medycynie regeneracyjnej ze względu na ich nieinwazyjną działanie, niską immunogenność i brak sporów etycznych1. W wielu badaniach UC-MSC wyizolowane z galaretki Whartona (WJ) mogą przyczepiać się do ściany, ulegać wieloróżnicowaniu i wyrażać markery mezenchymalnych komórek macierzystych (MSCs)2. Jednak prawie wszystkie MSCs pochodzą z obszaru okołonaczyniowego3. Perycyty, jako podzbiór komórek okołonaczyniowych, są komórkami progenitorowymi MSCs4. Dlatego UC-MSC można wyizolować z pępowiny WJ, tętnic pępowinowych (UCA) i żyły pępowinowej (UCV), znanych odpowiednio jako UCA-PSC, UCV-PSC i WJ-MSCs5. Metoda ta miała na celu wyizolowanie i hodowlę trzech różnych typów komórek macierzystych. Izolacja i kultura UCA-PSC, UCV-PSC i WJ-MSC są bardzo ważne dla zapewnienia większej liczby źródeł MSC.

Obecne badanie opisuje izolację, kulturę i przyszłe zastosowanie UCA-PSC, UCV-PSC i WJ-MSC, które mają adhezję komórkową, wyrażają markery MSCs i mają wielokierunkowe różnicowanie. Wyizolowane komórki macierzyste obserwowano pod mikroskopią i poddano hodowli komórek, pasażowi komórkowemu, krioprezerwacji komórek i regeneracji komórek. Uzasadnieniem zastosowania tej techniki było wypełzanie komórek z tkanki. W porównaniu z poprzednimi metodami, takimi jak cytometria przepływowa lub techniki kulek immunomagnetycznych, które były skomplikowane i kosztowne6, US-MSC można masowo izolować za pomocą metody adherentnej separacji i pełzania komórek; Zostały one użyte w poprzednim badaniu5. Przeprowadzono analizę cytometrii przepływowej na uzyskanych komórkach macierzystych w celu ustalenia, czy komórki te wykazują ekspresję markerów MSC. Wprowadzono wielokierunkowe różnicowanie komórek macierzystych, aby wykryć, czy te trzy rodzaje komórek mają potencjał do różnicowania się w adipocyty, osteoblasty i neuroblasty. Izolacja i hodowla trzech typów komórek macierzystych z pępowiny były ważne w zastosowaniach klinicznych i pomocne dla naukowców w różnych przyszłych zastosowaniach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Badań Klinicznych, Trzeci Szpital Stowarzyszony, Uniwersytet Soochow. Uzyskano świadomą pisemną zgodę od ludzi. Osoby, u których doszło do donoszonego porodu drogą pochwową lub cesarskiego cięcia, zostały włączone do niniejszego badania w celu uzyskania pępowiny. Pępowina pochodzi od zdrowych noworodków bez uprzedzeń płciowych. Noworodek miał wynik w skali Apgar 8-10. Skala Apgar to szybki test dla noworodków, podawany wkrótce po urodzeniu. Ten test sprawdza napięcie mięśniowe, tętno i inne objawy dziecka, aby sprawdzić, czy potrzebna jest dodatkowa pomoc medyczna lub w nagłych wypadkach7. Z drugiej strony, pacjenci z poważnymi chorobami, takimi jak serce, wątroba, nerki lub inne choroby zakaźne, zostali wykluczeni z niniejszego badania.

1. Pobranie ludzkiej pępowiny

  1. Umieścić pępowinę noworodka w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) i przetransportować w temperaturze 4 °C.
    UWAGA: W niniejszym badaniu wykorzystano trzy pępowiny od trzech dawców.
  2. Krew pępowinową należy natychmiast usunąć w sterylnych warunkach i przeciąć wzdłuż długiej osi naczyń krwionośnych w odległości 20 cm od pępowiny. Oddziel odpowiednie 20 cm tętnic pępowinowych i żyły i ostrożnie usuń galaretkę Whartona z powierzchni.
    UWAGA: Z każdego regionu uzyskano kultury eksplantatów, zmielone na małe kawałki (1-2 mm3), aby uniknąć zanieczyszczenia krzyżowego między trzema typami komórek macierzystych.
  3. Przeciąć tętnice pępowinowe, żyłę i galaretkę Whartona do rozmiaru 1-2 mm3 i zaszczepić je w 100-milimetrowych szalkach do hodowli komórkowych. Wykonaj inokulację tętnic pępowinowych, żyły i galaretki Whartona za pomocą pęsety zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem5. Nie pokrywaj wstępnie płytek hodowlanych 100 mm.
    UWAGA: Odstęp między tętnicami pępowinowymi, żyłą lub galaretką Whartona wynosił około 1 cm. Zbyt długi czas pobierania komórek przed oddzieleniem komórek może wpłynąć na żywotność i ilość komórek. Zaleca się natychmiastowe oddzielenie tętnic i żyły od pępowiny. Czas odbioru wynosił do 4 godzin.

2. Izolowanie i hodowla UCA-PSC, UCV-PSC i WJ-MSCs

  1. Umieść szalki z kulturami komórkowymi do góry nogami na 3 godziny w inkubatorze o stężeniu 5% CO2 w temperaturze 37 °C, aby upewnić się, że tętnice pępowinowe, żyła i galaretka Whartona ściśle przylegają do szalek do hodowli komórkowych przed dodaniem pożywki hodowlanej.
    1. Po 3 godzinach przywróć szalki do hodowli komórkowych do normalnego umieszczenia. Dodać 5 ml pożywki do hodowli komórkowych (LG-DMEM, 10% FBS, 100 j.m./ml penicyliny i 100 μg/ml streptomycyny, patrz tabela materiałów) do naczynia do hodowli komórkowych.
  2. Dodać 3 ml i 2 ml pożywki do naczynia do hodowli komórkowej odpowiednio 3 i 7 dnia pierwszego tygodnia. Uważaj, aby nie dotykać bloków tkankowych tętnic pępowinowych, żyły i galaretki Whartona.
  3. Zmień połowę płynnego podłoża dwa razy w drugim tygodniu i całe płynne podłoże dwa razy w trzecim tygodniu.
  4. Obserwuj komórki wypełzające z bloków tkankowych po około 7 dniach od hodowli, a następnie wyrzuć bloki tkankowe, gdy komórki są w 80% połączone po ~ 2 tygodniach.
    1. Gdy komórki są w 100% połączone, pasażuj je w stosunku 1:3 z 2 ml 0,05% trypsyny po odwirowaniu w 600 x g przez 4 minuty w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: Pierwotne komórki wyizolowane z pępowiny miały około 2 x 106 UCA-PSC, 1 x 106 UCV-PSC i 2 x 106 WJ-MSC. 2 x 106 UCA-PSC, 1 x 106 UCV-PSC i 2 x 106 WJ-MSC wyizolowano z 20 cm pępowiny. Komórki wypełzły we wszystkich trzech pępowinach, co wskazywało, że wyniki między izolacjami były powtarzalne.
    2. Wysiewaj komórki, utrzymując stężenie 5 x 105/100cm2 w naczyniu hodowlanym. Zachowaj 5 x 105 komórek w 1 ml roztworu do kriokonserwacji (90% FBS, 10% DMSO). W niniejszym badaniu wykorzystano komórki od trzeciego do piątego pasażu.

3. Wykrywanie markerów powierzchniowych MSC za pomocą cytometrii przepływowej

  1. Trawić komórki trzeciej generacji za pomocą 0,05% trypsyny, aby uzyskać zawiesinę jednokomórkową. Odwirować komórki przy 600 x g przez 4 minuty w temperaturze pokojowej i odrzucić supernatant komórek za pomocą pipety Pasteura. Następnie ponownie zawieś 1 x 105 komórek w 100 μl PBS (1% FBS). Ocenia liczbę komórek, zliczając komórki za pomocą hemocytometru zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem8.
  2. Inkubować 1 x 105 komórek z różnymi przeciwciałami fikoerytryny przeciwko CD13 (FITC, 0,1 mg / ml), CD34 (FITC, 0,1 mg / ml), CD45 (FITC, 0,1 mg / ml), CD73 (FITC, 0,1 mg / ml) i HLA-DR (FITC, 0,1 mg / ml) w ciemności przez 30 minut. W przypadku kontroli inkubować 1 x 105 komórek z FITC-IgG (FITC Mouse Anti-Human IgG, 0,1 mg / ml) (patrz tabela materiałów).
  3. Odwirować komórki przy 600 x g przez 4 minuty w temperaturze pokojowej, a następnie wyrzucić supernatant komórek za pomocą pipety Pasteura. Ponownie zawiesić 1 x 105 komórek w 500 μl PBS (1% FBS), wykryć za pomocą cytometrii przepływowej i przeanalizować za pomocą FlowJo2 (patrz Tabela materiałów).

4. Różnicowanie UCA-PSC, UCV-PSC i WJ-MSC na adipocyty

  1. Zaszczepić komórki trzeciej generacji na 24-dołkowych płytkach o gęstości 6 x 104 komórek/cm2 za pomocą 500 μl pożywki komórkowej (LG-DMEM, 10% FBS, 100 IU/ml penicyliny i 100 μg/ml streptomycyny, patrz tabela materiałów) na studzienkę w inkubatorze o stężeniu 5% CO2 w temperaturze 37 °C.
  2. Zmień pożywkę komórkową po 24 godzinach i zmień grupę kontrolną na pożywkę komórkową (LG-DMEM, 10% FBS, 100 IU / ml penicyliny i 100 μg / ml streptomycyny). Eksperymenty należy przeprowadzić po tym, jak komórki zostaną w 80% stopione na płytkach 24-dołkowych.
    UWAGA: Komórki w grupach, które indukowały adipogenezę, zmieniono na pożywkę indukcyjną adipogenną (zestaw do różnicowania adipogennego, patrz tabela materiałów). Pożywka komórek w obu grupach zmieniała się co 3 dni.
  3. Obserwuj kropelki lipidów w komórkach po około 21 dniach od indukcji w grupie indukcji adipogennej, a następnie zakończ indukcję adipogenną.
    UWAGA: Pożywka adipogeniczna została zastąpiona pożywką do hodowli komórkowych, aby zakończyć indukcję adipogenną2,5. Ponadto komórki w grupie kontrolnej nie wykazały istotnych zmian.
  4. Umyj komórki trzykrotnie PBS przez 5 minut, a następnie utrwal 4% paraformaldehydem przez 15 minut w temperaturze pokojowej. Następnie umyj komórki trzykrotnie PBS przez 5 minut każda.
  5. Wyrzuć PBS i susz komórki w temperaturze pokojowej przez około 20 minut. Następnie dodać 500 μl roztworu czerwieni olejowej O (0,5%) (patrz tabela materiałów) do studzienki na 10 minut.
  6. Usuń roztwór czerwieni olejowej O i przemyj komórki PBS trzy razy przez 5 minut każda. Obserwuj komórki pod mikroskopem.

5. Różnicowanie komórek macierzystych w osteoblasty

  1. Umieścić 500 μl 0,1% żelatyny (patrz tabela materiałów) na studzienkę w 24-dołkowych płytkach hodowlanych i wyrzucić po 30 minutach.
  2. Zaszczepić 6 x 104/cm2 komórek trzeciej generacji na 24-dołkowych płytkach hodowlanych i dodać 500 μl pożywki do hodowli komórkowej lub osteogennej pożywki indukcyjnej (zestaw do różnicowania osteogennego, patrz tabela materiałów) do każdej studzienki w inkubatorze o stężeniu 5% CO2 w temperaturze 37 °C. W grupie kontrolnej należy zmieniać pożywkę do hodowli komórkowych co 3 dni, jednocześnie wymieniając pożywkę indukcyjną osteogenną w grupie różnicowania osteogennego co 3 dni.
  3. Po 3-4 tygodniach sprawdź, czy w komórkach nie odkłada się wapń. Umyj studzienkę PBS trzy razy przez 5 minut każdy.
  4. Utrwal komórki w temperaturze pokojowej z 4% paraformaldehydem przez 15 minut i przemyj PBS trzy razy po 5 minut każde. Dodaj roztwór do barwienia czerwienią alizarynową (1%) do studzienki na 20 minut w temperaturze pokojowej, a następnie wyrzuć.
  5. Po wysuszeniu przez 30 minut w temperaturze pokojowej obserwuj komórki pod mikroskopem.

6. Różnicowanie komórek macierzystych w neurony

  1. Zaszczepić 6 x 104/cm2 komórek trzeciej generacji na 24-dołkowych płytkach hodowlanych, na których wstępnie umieszczono sterylne szkiełka osłonowe potraktowane L-polilizyną. Umieść arkusze wspinaczkowe komórek (patrz Tabela materiałów) w 24-dołkowych płytkach, aby zróżnicować komórki w neurony. Hoduj komórki na arkuszach wspinaczkowych.
  2. Następnie dodać 500 μl pożywki do hodowli komórkowych do dołka i zastąpić pożywkę do hodowli komórkowych 500 μl neurogennej pożywki indukcyjnej9 (patrz tabela materiałów) po 24 godzinach.
  3. Po indukcji przez 24 godziny dodać 10-7 mol/l ATRA i 10 ng/ml bFGF (patrz tabela materiałów) do roztworu, aby utrzymać indukowane różnicowanie neuronów.
  4. Zakończ indukcję, gdy utworzą się oczywiste synapsy komórkowe. Sprawdź, czy nie ma widocznych synaps komórkowych za pomocą techniki mikroskopowej (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Barwienie immunofluorescencyjne zastosowano do identyfikacji specyficznych dla neuronów markerów enolazy specyficznej dla neuronów (NSE, patrz Tabela materiałów), która jest markerem neurons2.
  5. Wykonaj obrazowanie konfokalne na arkuszach wspinaczkowych komórek.

7. Barwienie immunofluorescencyjne

  1. Po odrzuceniu roztworu do hodowli komórkowej przemyć komórki 500 μl PBS trzy razy przez 5 minut każda.
  2. Następnie dodaj 500 μl 4% paraformaldehydu do studzienki i utrwal komórki w temperaturze pokojowej przez 45 minut.
  3. Umyj komórki PBS trzy razy przez 5 minut każda.
  4. Przepuszczać komórki za pomocą 100 μl 0,5% Triton-X w temperaturze pokojowej przez 5 minut.
  5. Przemyć komórki 500 μl PBS z 1% BSA trzy razy po 5 minut każde.
  6. Inkubować komórki z 500 μl PBS z 3% BSA i 0,1% Triton X-100 na studzienkę w temperaturze 37 °C przez 45 minut, aby zablokować niespecyficzne miejsce wiązania.
  7. Rozcieńczyć pierwszorzędowe przeciwciało przeciwko NSE (1:100, patrz tabela materiałów) PBS (1:100) zawierającym 1% BSA i 0,1% Triton X-100 i inkubować komórki z pierwszorzędowym przeciwciałem przez noc w temperaturze 4 °C.
  8. Po odrzuceniu przeciwciała pierwszorzędowego przemyj komórki 500 μl PBS zawierającego 1% BSA trzy razy przez 5 minut każda.
  9. Rozcieńczyć fluorescencyjne przeciwciało drugorzędowe (kozie przeciwciało anty-mysie IgG H&L, Alexa Fluor 488, patrz Tabela materiałów) PBS (1:200) zawierającym 1% BSA i 0,1% Triton X-100 w stosunku 1:200 i inkubować komórki z przeciwciałem drugorzędowym w temperaturze 37 °C w ciemności przez 60 min.
  10. Przemyj komórki 500 μl PBST (PBS zawierający 0,1% Tween-20) na studzienkę trzy razy w ciemności przez 5 minut każde.
  11. Następnie dodaj 200 μl barwienia DAPI (rozcieńczony PBST, 0,1 μg/ml) do studzienki, aby zabarwić jądro w temperaturze pokojowej bez światła przez 5 minut.
  12. Przemyj komórki 500 μl PBST trzy razy w ciemności przez 5 minut każde.
  13. Dodaj środek gaszący antyfluorescencyjny do szkiełka, a następnie delikatnie przykryj szkiełko nakrywkowe. Dodaj krople lakieru do paznokci wokół szkła nakrywkowego, aby to naprawić.
  14. Obserwuj szkło za pomocą laserowego mikroskopu konfokalnego. Użyj następujących ustawień mikroskopii: kanał zielony z laserem 488 nm i kanał DAPI z 405 nm.

8. Test proliferacji

  1. Wysiewaj 2 x 103 komórki na dołek do 96-dołkowych płytek. Dodać 100 μl pożywki do hodowli komórkowych do każdej studzienki.
  2. Dodaj 10 μl zestawu do liczenia komórek-8 (CCK-8, patrz tabela materiałów) do każdej studzienki.
  3. Po 2 dniach inkubacji zmierzyć wartość OD przy 450 nm na czytniku mikropłytek w dniach 1-7.
  4. Przeanalizuj wartości OD różnych typów komórek macierzystych za pomocą oprogramowania statystycznego (patrz tabela materiałów) i przedstaw je jako średnie ± SD. Przeprowadź jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA). Uznajmy, że wartość P < 0,05 jest statystycznie istotna.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Izolacja i hodowla UCA-PSCs, UCV-PSCs oraz WJ-MSCs z pępowiny
Tętnice pępowinowe, żyła pępowinowa i galaretka Whartona zostały oddzielone mechanicznie od pępowiny i pocięte na kawałki o objętości 2-3 cm3. Odległość między blokami tkanek tętnic, żyły lub galaretki Whartona wynosiła około 1 cm, a rozmieszczono je w układzie kwinkunksu (Rysunek 1A-C). Trzy rodzaje komórek macierzystych wyizolowano metodą hodowli przylegającej do ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym badaniu wyizolowano trzy różne rodzaje komórek z tętnic pępowinowych, żyły i galaretki Whartona. Pępowina była odpadem porodowym, a jej użytkowanie było proste, bezpieczne i bez sporów etycznych5. UC-MSC są oryginalne i mają silną zdolność różnicowania1. Wcześniejsze badania wykazały, że ilość UC-MSC wyizolowanych z pępowiny metodą trawienia kolagenazą, trypsyną i hialuronidazą nie była obfita; Komórki macierzyste nie mogą być wielokrotnie pasażowane w około 70% próbe...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować za wsparcie ze strony Podstawowego Projektu Badawczego Biura Nauki i Technologii w Changzhou w ramach grantu numer CJ20200110 (dla YJY), Narodowej Fundacji Nauk o Przyrodzie Chin (82001629, XQS), Młodzieżowego Programu Nauk Przyrodniczych Fundacji Prowincji Jiangsu (BK20200116, XQS) oraz Funduszu Badań Podoktorskich Prowincji Jiangsu (2021K277B, XQS).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zestaw do różnicowania adipogennegoGibcoA1007001Wielokierunkowe różnicowanie
Roztwór do barwienia czerwienią alizarynySigmaA5533Wielokierunkowe różnicowanie
Przeciwciało przeciwko CD13Thermo Fisher ScientificMA1-12034analiza przepływu
Przeciwciało przeciwko CD34BD Biosciences560942analiza przepływu
Przeciwciało przeciwko CD45BD Biosciences561865analiza przepływu
Przeciwciało przeciwko CD73BD Biosciences940294analiza przepływu
Przeciwciało przeciwko analizie przepływu HLA-DRBD Biosciences555560
Środek antyfluorescencyjnyAbcamAB103748Immunofluorescencyjny
anty-mysi IgG H& L (Alexa Fluor 488)abcamab150113Różnicowanie wielokierunkowe
ATRASTEMCELL Technologies302-79-4hodowla komórkowa
bFGFGibco13256029Wielokierunkowe różnicowanie
BSASigmaV900933Inkubator komórek immunofluorescencyjnych
Thermo Fisher ScientificHERAcell 240i
Zestaw do liczenia komórek-8do proliferacji komórekDojindoCK04
Thermo Fisher ScientificSorvall™ Hodowla komórkowa MTX-150
DAPISigma 10236276001Immunofluorescencja
DMSOSigmaD1435hodowla komórkowa
FBSGibco10099141hodowla komórkowa
FITC Mysz Anti-Human IgGBD Biosciences560952analiza przepływu
Cytometr przepływowyThermo Fisher ScientificA24864przepływu
Mikroskop fluorescencyjnyThermo Fisher ScientificAnaliza przepływuIM-5
ŻelatynaSigma48722Wielokierunkowe różnicowanie
Mikroskop LeicaLeicaDM500Wielokierunkowe różnicowanie
LG-DMEM mediumGibco11-885-084Hodowla komórkowa
Czytnik mikropłytekThermo Fisher ScientificProliferacja komórekA51119500C
Indukcja neurogennaGibcoA1647801Różnicowanie wielokierunkowe
Roztwór czerwieni olejowej OSigmaO1516Różnicowanie wielokierunkowe
Indukcja osteogennaCyagenHUXXC-90021Różnicowanie wielokierunkowe
ParaformaldehydSangon Biotech30525-89-4Immunofluorescencyjna
pipeta PasteuraBiosharpBS-XG-03Lhodowla komórkowa
PBS (sól fizjologiczna buforowana fosforanem)HyklonSH30256.LShodowla komórkowa
Penicylina streptomycynaHyklonSV30010hodowli komórkowej
Pierwszorzędowe przeciwciało przeciwko NSESanta Cruz Biotechnologysc-292097Różnicowanie wielokierunkowe
SPSS 22.0IBMSPSS 22.0Analiza statystyczna
Arkusze wspinaczkoweCITOTEST Scientific80346-0910Wielokierunkowe różnicowanie
TritonX-100Sangon Biotech9002-93-1Immunofluorescencyjna
trypsynaGibco25300120hodowli komórkowej
Wirówka analiza

Bibliografia

  1. Zhang, Y., et al. Comparison of the biological characteristics of umbilical cord mesenchymal stem cells derived from the human heterosexual twins. Differentiation. 114, 1-12 (2020).
  2. Yang, Y., et al. Transplantation of umbilical cord-derived mesenchymal stem cells on a collagen scaffold improves ovarian function in a premature ovarian failure model of mice. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Animal. 55 (4), 302-311 (2019).
  3. Sepulveda, R. V., et al. Canine umbilical cord perivascular tissue: A source of stem cells for therapy and research. Research in Veterinary Science. 129, 193-202 (2020).
  4. Ahmed, T. A., Shousha, W. G., Abdo, S. M., Mohamed, I. K., El-Badri, N. Human adipose-derived pericytes: biological characterization and reprogramming into induced pluripotent stem cells. Cellular Physiology and Biochemistry. 54 (2), 271-286 (2020).
  5. Xu, L., et al. Different angiogenic potentials of mesenchymal stem cells derived from umbilical artery, umbilical vein, and Wharton's jelly. Stem Cells International. 2017, 3175748(2017).
  6. Garikipati, V. N. S., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stem cells from human fetus heart. PLoS ONE. 13 (2), -192244(2018).
  7. Simon, L. V., Hashmi, M. F., Bragg, B. N. APGAR Score. StatPearls. , Treasure Island, FL. (2022).
  8. Adler, E. M., Gough, N. R., Blundon, J. A. Differentiation of PC12 cells. Science's STKE. 2006 (351), (2006).
  9. Liang, X., et al. Bisphenol A and several derivatives exert neural toxicity in human neuron-like cells by decreasing neurite length. Food and Chemical Toxicology. 135, 111015(2020).
  10. Salehinejad, P., et al. Comparison of different methods for the isolation of mesenchymal stem cells from human umbilical cord Wharton's jelly. In Vitro Cellular & Developmental Biology Animal. 48 (2), 75-83 (2012).
  11. Ding, D. C., Chang, Y. H., Shyu, W. C., Lin, S. Z. Human umbilical cord mesenchymal stem cells: a new era for stem cell therapy. Cell Transplant. 24 (3), 339-347 (2015).
  12. Han, Y. F., et al. Optimization of human umbilical cord mesenchymal stem cell isolation and culture methods. Cytotechnology. 65 (5), 819-827 (2013).
  13. Esteves, C. L., et al. Equine mesenchymal stromal cells retain a pericyte-like phenotype. Stem Cells and Development. 26 (13), 964-972 (2017).
  14. Nagamura-Inoue, T., He, H. Umbilical cord-derived mesenchymal stem cells: Their advantages and potential clinical utility. World Journal of Stem Cells. 6 (2), 195-202 (2014).
  15. Mennan, C., et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem cells from different regions of the human umbilical cord. BioMed Research International. 2013, 916136(2013).
  16. Carvalho, M. M., Teixeira, F. G., Reis, R. L., Sousa, N., Salgado, A. J. Mesenchymal stem cells in the umbilical cord: phenotypic characterization, secretome and applications in central nervous system regenerative medicine. Current Stem Cell Research & Therapy. 6 (3), 221-228 (2011).
  17. Harichandan, A., Sivasubramaniyan, K., Buhring, H. J. Prospective isolation and characterization of human bone marrow-derived MSCs. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. 129, 1-17 (2013).
  18. Zhang, H., et al. Acceleration of fracture healing by overexpression of basic fibroblast growth factor in the mesenchymal stromal cells. STEM CELLS Translational Medicine. 6 (10), 1880-1893 (2017).
  19. Caplan, A. I. New MSC: MSCs as pericytes are Sentinels and gatekeepers. Journal of Orthopaedic Research. 35 (6), 1151-1159 (2017).
  20. Caplan, A. I. MSCs: the sentinel and safe-guards of injury. Journal of Cellular Physiology. 231 (7), 1413-1416 (2016).
  21. Tigges, U., Komatsu, M., Stallcup, W. B. Adventitial pericyte progenitor/mesenchymal stem cells participate in the restenotic response to arterial injury. Journal of Vascular Research. 50 (2), 134-144 (2013).
  22. Herrmann, M., et al. Pericyte plasticity-comparative investigation of the angiogenic and multilineage potential of pericytes from different human tissues. European Cells and Materials. 31, 236-249 (2016).
  23. Ahmed, T. A., El-Badri, N. Pericytes: The role of multipotent stem cells in vascular maintenance and regenerative medicine. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1079, 69-86 (2018).
  24. Greenberg, J. I., et al. A role for VEGF as a negative regulator of pericyte function and vessel maturation. Nature. 456 (7223), 809-813 (2008).
  25. Lin, S. L., et al. Targeting endothelium-pericyte cross talk by inhibiting VEGF receptor signaling attenuates kidney microvascular rarefaction and fibrosis. American Journal of Pathology. 178 (2), 911-923 (2011).
  26. Failla, C. M., Carbo, M., Morea, V. Positive and negative regulation of angiogenesis by soluble vascular endothelial growth factor receptor-1. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), 1306(2018).
  27. Kim, J. M., et al. Perivascular progenitor cells derived from human embryonic stem cells exhibit functional characteristics of pericytes and improve the retinal vasculature in a rodent model of diabetic retinopathy. STEM CELLS Translational Medicine. 5 (9), 1268-1276 (2016).
  28. Mills, S. J., Cowin, A. J., Kaur, P. Pericytes, mesenchymal stem cells and the wound healing process. Cells. 2 (3), 621-634 (2013).
  29. Dar, A., et al. Multipotent vasculogenic pericytes from human pluripotent stem cells promote recovery of murine ischemic limb. Circulation. 125 (1), 87-99 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Macierzyste komórki pępowinygalaretka Whartonaperyvaskularne komórki macierzysteizolacja komórekhodowla adherentnaseparacja mechanicznacytometria przepływowaróżnicowanie wieloliniowemedycyna regeneracyjna

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.