Artykuł metodologiczny

Pobieranie i decelularyzacja kończyn tylnych szczura przy użyciu bioreaktora opartego na perfuzji ex vivo do unaczynionej allotransplantacji kompozytowej

2.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64069

⸱

9 czerwca 2022

 ,  , 
1Latner Thoracic Research Surgical Laboratories, University Health Network, Toronto General Hospital, 2Institute of Medical Science, Temerty Faculty of Medicine, University of Toronto, 3Institute of Laboratory Medicine and Pathobiology, Temerty Faculty of Medicine, University of Toronto, 4Division of Plastic & Reconstructive Surgery, Department of Surgery, University of Toronto

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy technikę chirurgiczną i proces decelularyzacji kompozytowych kończyn tylnych szczurów. Decelularyzacja odbywa się przy użyciu dodecylosiarczanu sodu o niskim stężeniu przez system perfuzji maszynowej ex vivo.

Streszczenie

Pacjenci z ciężkimi urazami i utratą tkanek wymagają skomplikowanej rekonstrukcji chirurgicznej. Allotransplantacja unaczynionego kompozytu (VCA) to rozwijająca się droga rekonstrukcyjna do przenoszenia wielu tkanek jako podjednostki kompozytowej. Pomimo obiecującego charakteru VCA, długoterminowe wymagania immunosupresyjne są znaczącym ograniczeniem ze względu na zwiększone ryzyko nowotworów złośliwych, toksyczności narządów końcowych i zakażeń oportunistycznych. Inżynieria tkankowa bezkomórkowych rusztowań kompozytowych jest potencjalną alternatywą w zmniejszaniu potrzeby immunosupresji. W tym artykule opisano pobieranie tylnej kończyny szczura i jej późniejszą decelularyzację za pomocą dodecylosiarczanu sodu (SDS). Przedstawiona strategia zaopatrzenia opiera się na tętnicy udowej wspólnej. Skonstruowano system bioreaktora oparty na perfuzji maszynowej, który wykorzystano do decelularyzacji ex vivo kończyny tylnej. Przeprowadzono udaną decellularizację perfuzyjną, w wyniku której kończyna tylna uzyskała biały, półprzezroczysty wygląd. Zaobserwowano nienaruszoną, przepuszczalną sieć naczyniową w całej kończynie tylnej. Analizy histologiczne wykazały usunięcie treści jądrowej i zachowanie architektury tkankowej we wszystkich przedziałach tkankowych.

Wprowadzenie

VCA to nowa opcja dla pacjentów wymagających skomplikowanej rekonstrukcji chirurgicznej. Urazy pourazowe lub resekcje guza powodują utratę objętości tkanki, która może być trudna do zrekonstruowania. VCA oferuje przeszczep wielu tkanek, takich jak skóra, kości, mięśnie, nerwy i naczynia krwionośne, jako przeszczep kompozytowy od dawcy do biorcy1. Pomimo swojego obiecującego charakteru, VCA jest ograniczone ze względu na długoterminowe schematy immunosupresyjne. Stosowanie takich leków przez całe życie powoduje zwiększone ryzyko infekcji oportunistycznych, nowotworów złośliwych i toksyczności dla narządów końcowych1,2,3. Aby pomóc zmniejszyć i/lub wyeliminować potrzebę immunosupresji, rusztowania inżynierii tkankowej wykorzystujące metody decelularyzacji VCA są bardzo obiecujące.

Decelularyzacja tkanek polega na zachowaniu struktury macierzy zewnątrzkomórkowej przy jednoczesnym usunięciu zawartości komórkowej i jądrowej. To bezkomórkowe rusztowanie może być ponownie zapełnione komórkami specyficznymi dla pacjenta4. Dodatkowym wyzwaniem jest jednak zachowanie sieci tkanek kompozytowych ECM. Wynika to z obecności wielu typów tkanek o różnej gęstości tkanki, architekturze i położeniu anatomicznym w rusztowaniu. Obecny protokół oferuje technikę chirurgiczną i metodę decelularyzacji kończyny tylnej szczura. Jest to model potwierdzający słuszność koncepcji zastosowania tej techniki inżynierii tkankowej do tkanek złożonych. Może to również skłonić do podjęcia dalszych wysiłków na rzecz regeneracji tkanek kompozytowych poprzez recelularyzację.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Do wszystkich eksperymentów wykorzystano zwłoki samców szczurów linii Lewis (300-430 g) pozyskane z Toronto General Hospital Research Institute. We wszystkich procedurach chirurgicznych stosowano sterylne instrumenty i materiały w celu zachowania techniki aseptycznej (patrz Tabela materiałów). Wszystkie procedury przeprowadzono zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami (Animal Care Committee) w Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network (Toronto, ON, Kanada). Poddano decelularyzacji łącznie cztery kończyny tylne.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Przygotować 50 mL 5% soli fizjologicznej z heparyną. Z woreczka z 50 mL soli fizjologicznej odessać 2.5 mL roztworu za pomocą strzykawki 5 mL i usunąć. Za pomocą strzykawki 5 mL dodać 2.5 mL heparyny do woreczka z solą fizjologiczną. Odwrócić woreczek, aby wymieszać zawartość.
  2. Umieścić szczura z preparatu anatomicznego w pozycji na plecach na niebieskiej podkładce. Ogolić okrężnie tylną kończynę oraz obszar pachwiny za pomocą golarki elektrycznej i usunąć włosy.
  3. Przenieść szczura na stanowisko chirurgiczne i za pomocą gazy nanieść roztwór do mycia z jodkopowidonem na tylną kończynę oraz obszar pachwiny. Następnie, używając gazy, przemyć miejsce preparacji 70% alkoholem izopropylowym w celu usunięcia roztworu do mycia.
  4. Usunąć niebieską podkładkę z kroku 1.2 i założyć nowe, sterylne rękawiczki.

2. Pozyskiwanie tylnej kończyny szczura

  1. Wykonaj nacięcie skóry za pomocą skalpela nr 10 i uchwytu nr 3 wzdłuż więzadła pachwinowego, przesuwając się w kierunku od bocznego do przyśrodkowego (Rycina 1A). Użyj pęsety Adsona do odciągnięcia otaczającej skóry, aby zapewnić gładkie nacięcie.
  2. Po odsłonięciu tkanki tłuszczowej zastosuj tępą dyssekcję, aby ostrożnie przejść przez tłuszcz. Zlokalizuj naczynia nabrzuszne górne.
  3. Użyj mikronożyc do dyssekcji proksymalnej, aby odsłonić leżący pod nimi nerw udowy, tętnicę oraz żyłę na poziomie więzadła pachwinowego.
  4. Pod mikroskopem sekcyjnym zidentyfikuj naczynia udowe i wykonaj proksymalną dyssekcję tętnicy i żyły za pomocą cienkich pęset, aby uzyskać odpowiednią długość od punktów rozwidlenia sieci tętniczej (Rycina 1B).
  5. Podwiąż osobno tętnicę i żyłę udową, używając szwów 6-0.
  6. Przeprowadź okrężną dyssekcję pozostałej części kończyny tylnej, nie uszkadzając podwiązanych naczyń udowych.
  7. Przetnij kość udową w połowie jej długości za pomocą kleszczy do kości.
  8. Aby w pełni odizolować kończynę tylną, przetnij podwiązane naczynia udowe poniżej więzadeł za pomocą mikronożyc.
  9. Kaniuluj tętnicę udową przy użyciu kaniuli angiologicznej 24 G pod mikroskopem sekcyjnym. Użyj cienkich pęset, aby ostrożnie wprowadzić kaniulę. Przepłucz heparynowaną solą fizjologiczną do momentu zaobserwowania czystego odpływu z żyły udowej.
  10. Zabezpiecz kaniulę, zawiązując jeden szew wokół kaniulowanego naczynia oraz drugi szew dystalnie wokół samej kaniuli. Upewnij się, że kaniula jest umieszczona proksymalnie, aby zapobiec zablokowaniu punktów rozwidlenia.
  11. Zanurz pobrane kończyny tylne w soli fosforowej (PBS) aż do momentu decelularyzacji.

figure-protocol-1
Rycina 1Pozyskiwanie tylnej kończyny szczura. (A) Wyznaczenie linii cięcia skóry na poziomie więzadła pachwinowego od strony bocznej do przyśrodkowej. (B) Widok żyły udowej i tętnicy udowej, które zostały wypreparowane proksymalnie w kierunku więzadła pachwinowego, zaznaczonego linią przerywaną. Skróty: L = boczna; M = przyśrodkowa; FV = żyła udowa; FA = tętnica udowa. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

3. Przygotowanie roztworów

  1. W szklanej kolbie o pojemności 6 L przygotować 5 L roztworu detergentu 0,25% dodecylo硫酸 sodu (SDS), rozpuszczając 12,5 g proszku SDS w 5 L ultraczystej wody destylowanej. Przykryć otwór kolby parafilmem w celu uszczelnienia.
  2. W szklanym słoiku o pojemności 1 L oddzielnie przygotować 1 L 0,25% roztworu SDS, rozpuszczając 2,5 g SDS w 1 L ultraczystej wody destylowanej. Dodać mieszadło magnetyczne i mieszać roztwór na mieszalce magnetycznej do całkowitego rozpuszczenia SDS.
  3. Przygotować 1 L roztworu płuczącego 1x PBS z 1% dodatkiem roztworu antybiotyku i domieszki przeciwgrzybiczej (AA). Do kolby o pojemności 1 L wlać 990 mL roztworu 1x PBS oraz 10 mL AA.
  4. Oddzielnie, w szklanym słoiku o pojemności 500 mL, ponownie przygotować roztwór 1x PBS + 1% AA, używając 495 mL roztworu 1x PBS oraz 5 mL AA.
  5. Przygotować 200 mL 1% roztworu kwasu nadoctowego (PAA)/4% etanolu (EtOH). Roztwór ten należy przygotować pod wyciągiem laboratoryjnym.

4. Konstrukcja bioreaktora i obwodu perfuzyjnego

UWAGA: Konfigurację bioreaktora oraz obwodu perfuzyjnego w wymienionych krokach przedstawiono na Rysunku 2.

  1. W komorze o pojemności 500 mL (pojemniku plastikowym) wywierć trzy otwory (1/4 cala) w miejscach oznaczonych na Rysunku 2: Port A to linia wlotowa, Port B to linia uzupełniająca, a Port C to linia wylotowa. Usuń i wyrzuć nadmiar plastiku. Spryskaj i przetrzyj komorę 70% etanolem.
  2. Odetnij trzy silikonowe rurki o długości 5 cm i włóż każdą z nich do połowy w odpowiedni port komory. Na otworze Portu A skierowanym do wnętrza komory zamocuj męski konektor Luer, a na drugim końcu rurki na zewnątrz komory zamocuj żeński konektor Luer.
  3. W Porcie B i Porcie C zamocuj żeńskie konektory Luer na końcach rurek skierowanych na zewnątrz komory.
  4. W szczelnej pokrywie pojemnika plastikowego wywierć jeden otwór na powierzchni pokrywy.
  5. Odetnij silikonową rurkę o długości 3 cm i włóż ją w otwór w pokrywie. Upewnij się, że około 2 cm rurki znajduje się na zewnątrz pokrywy, jak pokazano na Rysunku 2.
  6. Zesterylizuj zarówno komorę, jak i pokrywę wraz z rurkami.
  7. Za pomocą nożyczek odetnij dwie silikonowe rurki o długości 30 cm. Na jednym końcu każdej rurki zamocuj łącznik 1/16 cala do 1/8 cala.
  8. Osobno odetnij za pomocą nożyczek dwie silikonowe rurki o długości 12 cm. Na jednym końcu obu rurek zamocuj łącznik 1/16 cala do 1/8 cala. Na drugim końcu jednej rurki zamocuj męski konektor Luer, a do drugiej rurki żeński konektor Luer.
  9. Zesterylizuj wszystkie materiały rurkowe z kroku 4.7 i 4.8. Do sterylizacji dołącz dwie rurki do pompy 3-stopowej (1,85 mm).
  10. Przygotuj trzy kurki trójdrożne, jeden filtr strzykawkowy, dwie pipety serologiczne 1 mL oraz jedną strzykawkę 10 mL do zestawu do decelularyzacji. Usuń filtr z pipet serologicznych 1 mL.

figure-protocol-2
Rycina 2: Przygotowanie bioreaktora i konstrukcja obwodu perfuzyjnego. Przedstawiona aparatura obwodu perfuzyjnego, obejmująca (A) pompę perystaltyczną oraz (B) odpowiednie kasety dla linii wlotowej i wylotowej. (C, D) Przedstawiono również rurki silikonowe o długości 12 cm i 30 cm wraz z odpowiednimi złączami. (E) Rurka do pompy perystaltycznej (1.85 mm). Komora bioreaktora z oznakowanymi portami dla (F) dopływu, (G) portu uzupełniającego oraz (H) odpływu. (I) Pokrywa bioreaktora z portem wentylacyjnym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

5. Decelularyzacja kończyn tylnych szczura

  1. Umieść sterylną komorę i przykręć trzy jednorazowe kurki trójdrożne do linii wlotowej, wylotowej oraz linii uzupełniania. Upewnij się, że kurka portu uzupełniania jest zamknięta w pozostałych dwóch portach, aby zapobiec wyciekom.
  2. Przymocuj rurki przygotowane w kroku 4.8 do kurek na liniach wlotowej i wylotowej.
  3. Podłącz wężyki perystaltyczne do rurek z poprzedniego kroku. Zamocuj kasetę na wężykach perystaltycznych i umieść ją w pompie perystaltycznej. Nie mocuj jeszcze kaset z zamontowanymi wężykami.
  4. Podłącz jedną rurkę z kroku 4.7 do końca wężyka perystaltycznego linii wylotowej z poprzedniego kroku. Na drugim końcu podłącz pipetę serologiczną 1 mL. Zanurz koniec z pipetą serologiczną w kolbie z rezerwuarem na odpady.
  5. Powtórz krok 4.7 dla linii wlotowej. Zanurz koniec rurki z podłączoną pipetą serologiczną w rezerwuarze z detergentem. Natychmiast uszczelnij otwór kolby z rezerwuarem detergentu parafilmem. Przegląd układu decelularyzacyjnego znajduje się na Ryc. 3A,B.
  6. Wlej 0,25% SDS z 1 L szklanego słoika (krok 3.2) do komory bioreaktora do połowy jej wysokości.
  7. Używając pęsety Adsona, pobierz pozyskaną kończynę tylną i ostrożnie umieść ją w komorze bioreaktora.
  8. Używając dwóch pęset Adsona, przeprowadź kaniulowaną część kończyny tylnej do linii wlotowej. Trzymając kaniulę jedną pęsetą, użyj drugiej pęsety, aby skręcić i zabezpieczyć linię wlotową na kaniuli. Upewnij się, że kaniula nie jest naciągnięta ani skręcona, aby zapobiec wypadnięciu kaniuli.
  9. Po zabezpieczeniu dodaj więcej 0,25% SDS z 1 L szklanego słoika, aby całkowicie zanurzyć kończynę, jeśli jest to konieczne. Upewnij się, że port wylotowy jest również zanurzony w rezerwuarze bioreaktora, aby zapewnić utrzymanie stałego odpływu (Ryc. 3C).
  10. Przymocuj jednorazowy filtr strzykawkowy do portu wentylacyjnego w pokrywie komory bioreaktora, zgodnie z krokiem 4.4 i krokiem 4.5.
  11. Zamocuj pokrywę bioreaktora i upewnij się, że komora jest szczelna z każdej strony (Ryc. 3B).
  12. Aby usunąć powietrze z rurek i zaprzesić obwód perfuzyjny, użyj nowej, jednorazowej strzykawki 10 mL, aby pobrać detergent z rezerwuaru detergentu za pomocą kurki trójdrożnej na linii wlotowej.
  13. Po pobraniu płynu wstrzyknij go do kurki trójdrożnej na linii wylotowej. Upewnij się, że detergent znajduje się w całym układzie rurek zarówno w linii wlotowej, jak i wylotowej.
  14. Dociśnij i zamocuj kasety z wężykami w pompie perystaltycznej. Włącz pompę perystaltyczną przyciskiem zasilania.
    1. Na ekranie pompy perystaltycznej przejdź do drugiej karty za pomocą klawisza strzałki, aby ustawić szybkość perfuzji dla pierwszego kanału. Wybierz flow rate jako mode of delivery i ustaw perfusion rate na 1 mL/min. Upewnij się, że kierunek przepływu jest prawidłowy zgodnie z konfiguracją aparatury. Powtórz procedurę dla drugiego kanału.
    2. Skalibruj pompę perystaltyczną, aby upewnić się, że ilość płynu dostarczanego linią wlotową i/lub pobieranego linią wylotową przepływa ze stałą szybkością w obu liniach. Upewnij się, że tubing ID jest ustawione na 1,85 mm.
  15. Rozpocznij decelularyzację poprzez perfuzję maszynową z szybkością 1 mL/min dla obu linii (wlotowej i wylotowej), naciskając przycisk power na klawiaturze. Monitoruj i upewnij się, że przepływ jest stały i ciągły w obu liniach.
  16. Kontynuuj decelularyzację i monitoruj proces codziennie. W razie potrzeby uzupełniaj rezerwuar bioreaktora z 1 L 0,25% SDS (krok 3.2) przez port uzupełniania. Obserwuj, aż tkanka stanie się biała i półprzezroczysta (co powinno nastąpić do 5. dnia), co będzie wskazywać na decelularyzację kończyn tylnych szczura.

figure-protocol-3
Rycina 3: Schemat obwodu bioreaktora do perfuzyjnej decelularyzacji kończyny tylnej szczura. (A) Schematyczny rysunek obwodu perfuzyjnego bioreaktora. Niebieskie strzałki wskazują kierunek przepływu detergentu i odpadów. (B) Przegląd obwodu decelularyzacji z bioreaktorem zawierającym kończynę tylną szczura. Zbiornik SDS (kolba po lewej) prowadzi do pompy perystaltycznej i do rurki wlotowej bioreaktora. Odpływ jest połączony ze zbiornikiem na odpady (kolba po prawej) poprzez pompę perystaltyczną. (C) (I) Bioreaktor zawierający kończynę tylną szczura z rurką wlotową podłączoną do kaniulowanej tętnicy udowej. (II) Port uzupełniający znajdujący się w narożniku do perfuzji detergentu. (III) Rurka odpływowa zawieszona w zbiorniku zawiesiny. Skrót: SDS = sodium dodecyl sulfate. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

6. Płukanie i sterylizacja po decelularyzacji

  1. Po potwierdzeniu odkomórkowienia należy zastąpić zbiornik z detergentem zbiornikiem zawierającym 1x PBS + 1% AA. Otwór kolby należy uszczelnić parafilmem. rozpocząć perfuzję 1x PBS + 1% AA z prędkością 1 mL/min i kontynuować przez 2 dni.
  2. Zbiornik 1x PBS + 1% AA należy zastąpić zbiornikiem zawierającym 200 mL 0,1% PAA/4% EtOH i rozpocząć perfuzję z prędkością 1 mL/min przez 2 h.
  3. Odłączyć kończynę tylną od linii doprowadzającej, używając dwóch par sterylnych pęset Adsona – jedną parą pęset należy skręcić linię doprowadzającą, a drugą przytrzymać kaniulę. Należy upewnić się, że kaniula nie jest pociągana, aby zapobiec jej wysunięciu.
  4. Kończynę należy przechowywać w szklanym słoiku o pojemności 500 mL zawierającym 1x PBS + 1% AA w temperaturze 4 °C do czasu dalszego użycia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Protokół pobierania organów pozwolił na skuteczne wyizolowanie i zakanulowanie tętnic udowych wspólnych w celu przeprowadzenia kolejnych etapów perfuzji. Reprezentatywne zdjęcia z preparatyki w Rysunek 1A,B należy wskazać miejsce nacięcia oraz odsłonić naczynia udowe w odległości wystarczającej od punktów rozgałęzień. Rysunek 2 przedstawia aparaturę niezbędną do przygotowania bioreaktora i obwodu perfuzyjnego. Koniec procesu decelularyzacji...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tylne kończyny szczurów są przydatne jako modele eksperymentalne w VCA5. Inżynieria tkankowa rusztowań bezkomórkowych stanowi pierwszy krok w kierunku rozwiązania problemów związanych z długoterminowymi schematami immunosupresji związanymi z VCA. Zastosowanie przeszczepów kompozytowych stanowi dodatkowe wyzwanie ze względu na obecność wielu tkanek, z których każda ma unikalne właściwości funkcjonalne, immunogenne i strukturalne. Niniejszy protokół pokazuje skuteczną metodę uzyskiwania bezkomórkowy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Rysunek 3A został stworzony w BioRender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań USP 50 mlBaxter CorporationJB1308M
1 ml Jednorazowe pipety serologiczneVWR75816-102
Jednorazowe strzykawkiUzyskane z instytucji badawczej
3-kierunkowy kranuzyskany z instytucji badawczej
Jednorazowe strzykawki5ccOtrzymywany z Instytucji Badawczej
70% AlkoholOtrzymywany z Instytucji Badawczej
Acrodisc Filtr strzykawkowy 0,2 i mikro; mVWRCA28143-310
Kleszcze Adson, prostenarzędzia do precyzyjnego nauki11006-12
Cewnik naczyniogiogeniczny 24 G 19 mm (¾ ”) VWR38112
Roztwór antybiotykowo-przeciwgrzybiczy (100x) 100 mlMulticell450-115-EL
Obcinacz do kościFine Science Tools12029-12
Złącza do  rurek 1/16" do 1/8"McMasterCarr5117K52
Żeński adapter Luer na kolczasty (PVDF) - 1/8" IDMcMasterCarr51525K328
Cienkie kleszczeFine Science Tools11254-20
Cienkie kleszcze z mikrostępionymi końcówkamiFine Science Tools11253-20
Heparyna Sodowa do wstrzykiwań 10 000 IU / 10 mlLEO Pharma Inc.006174-09
Męski adapter Luer na kolczasty (PVDF) - 1/8" IDMcMasterCarr51525K322
Uchwyt mikroigłowyWLorenz04-4125
MikronożyczkiWLorenzSP-4506
Kwas nadoctowySigma Aldrich269336-100ML
Pompa perystaltyczna, 3-kanałowaCole ParmerRK-78001-68
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami 1x 500 mlŻubr311-425-CL
Powidonowy roztwórOtrzymywany z rurki pompy instytucji badawczej
, 3-stopniowej, rurki pompy Tygon E-LFLCole ParmerRK-96450-40
, utwardzany platyną silikonCole ParmerRK-96410-16
Ostrze skalpela - #10Fine Science Tools10010-00
Rękojeść do skalpela - #3 Fine Science Tools10003-12
Odczynnik dodecylosiarczanu sodu Stopień: Czystość: >99%, 1 kgSzew chirurgiczny BioshopSDS003.1
#6-0CovidienVS889
o pojemności 10 ml izopropylowy do peelingu chirurgicznego

Bibliografia

  1. Kueckelhaus, M., et al. Vascularized composite allotransplantation: Current standards and novel approaches to prevent acute rejection and chronic allograft deterioration. Transplant International. 29 (6), 655-662 (2016).
  2. Duisit, J., et al. Bioengineering a human face graft: The matrix of identity. Annals of Surgery. 266 (5), 754-764 (2017).
  3. Zhang, Q., et al. Decellularized skin/adipose tissue flap matrix for engineering vascularized composite soft tissue flaps. Acta Biomaterialia. 35, 166-184 (2016).
  4. Londono, R., Gorantla, V. S., Badylak, S. F. Emerging implications for extracellular matrix-based technologies in vascularized composite allotransplantation. Stem Cells International. 2016 (10), 1-16 (2016).
  5. Fleissig, Y. Y., Beare, J. E., LeBlanc, A. J., Kaufman, C. L. Evolution of the rat hind limb transplant as an experimental model of vascularized composite allotransplantation: Approaches and advantages. SAGE Open Medicine. 8, 205031212096871(2020).
  6. Tao, M., et al. Sterilization and disinfection methods for decellularized matrix materials: Review, consideration and proposal. Bioactive Materials. 6 (9), 2927-2945 (2021).
  7. Chen, Y., Geerts, S., Jaramillo, M., Uygun, B. E. Preparation of decellularized liver scaffolds and recellularized liver grafts. Methods in Molecular Biology. 1577, 255-270 (2018).
  8. Ahmed, S., Chauhan, V. M., Ghaemmaghami, A. M., Aylott, J. W. New generation of bioreactors that advance extracellular matrix modelling and tissue engineering. Biotechnology Letters. 41 (1), 1-25 (2019).
  9. Cohen, S., et al. Generation of vascular chimerism within donor organs. Scientific Reports. 11 (1), 13437(2021).
  10. Lupon, E., et al. Engineering vascularized composite allografts using natural scaffolds: A systematic review. Tissue Engineering Part B: Reviews. , (2021).
  11. Urciuolo, A., et al. Decellularised skeletal muscles allow functional muscle regeneration by promoting host cell migration. Scientific Reports. 8 (1), 8398(2018).
  12. Jank, B. J., et al. Engineered composite tissue as a bioartificial limb graft. Biomaterials. 61, 246-256 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Decelularyzacja ko czyny tylnej szczurabioreaktor perfuzyjnyin ynieria tkanek kompozytowychdodecylosiarczan soduperfuzja maszynowamacierz zewn trzkom rkowakaniulacja t tnicy udowejanaliza histologiczna

Powiązane artykuły