Przedstawiona tutaj jest opłacalna i przenośna metoda/urządzenie do pomiaru pierwotnej produktywności mat mikrobiologicznych w rzeczywistej temperaturze otoczenia in situ i warunkach świetlnych. Układ eksperymentalny opiera się na powszechnie dostępnych materiałach i może być stosowany w różnych warunkach, oferując jednocześnie zalety modeli laboratoryjnych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Niskokosztowa metoda pomiaru produktywności pierwotnej in situ zbiorowisk peryfitonowych wód lentycznych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pomiar pierwotnej produktywności peryfitonu in situ podczas gradientu sezonu wegetacyjnego może wyjaśnić ilościowy wpływ czynników środowiskowych (głównie stężenie fosforu i natężenie światła) oraz składu gatunkowego na produktywność pierwotną. Produktywność pierwotna zależy głównie od natężenia światła, temperatury, dostępności składników odżywczych i rozmieszczenia form jonowych systemu węglanowego na odpowiednich głębokościach strefy eufotowej. Jest to złożony system, który jest bardzo trudny do zasymulowania w laboratorium. Ta tania, przenośna i łatwa w budowie barka pływająca umożliwia dokładny pomiar pierwotnej produktywności bezpośrednio w rzeczywistych warunkach naturalnych. Metodologia opiera się na pomiarze pierwotnej produktywności w czasie rzeczywistym za pomocą nieinwazyjnych czujników tlenu zintegrowanych w szczelnie zamkniętych szklanych słoikach, umożliwiając monitorowanie strumienia tlenu online i dostarczając nowych informacji na temat aktywności metabolicznej. Szczegółowe sezonowe pomiary in situ produktywności pierwotnej brutto mat mikrobiologicznych (lub innych organizmów bentosowych) mogą poszerzyć obecną wiedzę na temat procesów kontrolujących dynamikę produktywności pierwotnej w wodach lentowych.
Wprowadzenie
Pierwotna produktywność to jedyny wstęp autochtonicznego węgla do systemów wodnych, które tworzą cały system sieć pokarmowa1. W związku z tym dokładne oszacowanie produktywności pierwotnej jest niezbędnym krokiem w kierunku zrozumienia funkcjonowania ekosystemów wodnych. Strefy przybrzeżne to obszary o wysokiej produktywności pierwotnej i różnorodności biologicznej. Zakłada się, że oprócz fitoplanktonu, peryfiton (zwany dalej matami mikrobiologicznymi) i makroglony znacząco przyczyniają się do pierwotnej produktywności w strefach przybrzeżnych2. Ze względu na ich siedzący tryb życia i znaczną niejednorodność przestrzenną, kwantyfikacja produktywności pierwotnej nie jest trywialna.
Pierwotna produktywność zależy głównie od intensywności światła, temperatury, dostępności składników odżywczych i rozmieszczenia form jonowych systemu węglanowego w odpowiednich głębokościach stref eufotycznych3,4. Głębokość ma wyraźny wpływ na rozkład przestrzenny mat mikrobiologicznych. Zbiorowiska mikroorganizmów muszą radzić sobie z niekorzystnymi skutkami wysokiego napromieniowania i wyraźnymi sezonowymi wahaniami temperatury na płytkich głębokościach oraz przy mniejszym natężeniu światła na większych głębokościach. Oprócz gradientu głębokości, dynamiczne interakcje troficzne generują wiele i złożonych wzorców przestrzennych w różnych skalach5. Ten złożony system jest skomplikowany do zasymulowania w laboratorium. Najdokładniejszym sposobem wnioskowania o aktywności metabolicznej poszczególnych producentów pierwotnych ze stref przybrzeżnych jest przeprowadzenie eksperymentów in situ.
Metodologia przedstawiona w tym artykule opiera się na tradycyjnej metodzie komorowej2,6,7, wraz z transportową i łatwą do zbudowania tanią pływającą barką. Pozwala to na pomiar produktywności pierwotnej na różnych głębokościach w naturalnym spektrum światła, temperaturze i różnym rozkładzie form jonowych systemu węglanowego wraz z głębokością. Metoda opiera się na zasadzie tlenu w butli jasnej i ciemnej, która została po raz pierwszy zastosowana do pomiaru fotosyntezy fitoplanktonu6 i jest nadal powszechnie stosowana6,7. Porównuje tempo zmian tlenu w butelkach trzymanych w świetle (które obejmuje wpływ pierwotnej produktywności i oddychania) z tymi przechowywanymi w ciemności (tylko oddychanie)8. Metoda wykorzystuje wydzielanie tlenu (fotosyntezę) jako wskaźnik zastępczy dla produktywności pierwotnej. Mierzonymi zmiennymi są produktywność netto ekosystemu (NEP, jako zmiana stężeniaO2 w czasie w warunkach świetlnych) oraz oddychanie ekosystemu (RE, jako zmiana stężeniaO2 w czasie w ciemności). Produktywność brutto ekosystemu (GEP) to obliczenie różnicy między tymi dwoma wskaźnikami (tabela 1). Termin "ekosystem" jest tutaj używany do oznaczenia, że peryfiton składa się z organizmów autotroficznych i heterotroficznych. Najbardziej znaczącym ulepszeniem tej tradycyjnej metody komorowej jest zastosowanie nieinwazyjnych czujników optycznych tlenu i optymalizacja tej przede wszystkim planktonowej metody pomiaru peryfitycznej produktywności pierwotnej.
Technika jest opisana w przykładzie pomiaru mat mikrobiologicznych w strefie litoralnej nowo powstałych jezior pogórniczych w Czechach - Milada, Most i Medar. Aktywność metaboliczną mat mikrobiologicznych określa się za pomocą bezpośredniego pomiaru in situ strumieniO2 wykonywanego bezpośrednio na określonych głębokościach, na których badane zbiorowiska występują naturalnie. Aktywność heterotroficzna i fototroficzna mierzona jest w zamkniętych szklanych butelkach wyposażonych w nieinwazyjne optyczne czujniki tlenu. Czujniki te wykrywają ciśnienie parcjalne tlenu za pomocą fluorescencji barwników wrażliwych na światło. Butelki z matami mikrobiologicznymi są zawieszane i inkubowane na urządzeniu pływającym na odpowiednich głębokościach. Stężenie tlenu w butelkach było stale mierzone w ciągu dnia z małej łodzi.
Próbki nienaruszonych mat mikrobiologicznych są zbierane i umieszczane w gazoszczelnych butelkach inkubacyjnych na wyznaczonych głębokościach przez płetwonurków. Każda butelka jest wyposażona w nieinwazyjny optyczny mikroczujnik tlenu, który monitoruje wydajność/zużycieO2 w czasie. Wszystkie pomiary są wykonywane w pięciu powtórzonych parach ciemnych/jasnych na każdej głębokości. Temperatura i intensywność promieniowania fotosyntetycznie aktywnego (PHAR) są mierzone na odpowiednich głębokościach przez cały czas inkubacji. Po 6 godzinach inkubacji in situ (godziny dzienne) maty mikrobiologiczne są zbierane z butelek i suszone. Strumienie O2 są znormalizowane do biomasy mikrobiologicznej. Jako kontrola, strumienie są korygowane pod kątem zmian stężenia O2 w oddzielnych jasnych i ciemnych gazoszczelnych butelkach (ślepe kontrole) zawierających wodę z jeziora bez biomasy maty mikrobiologicznej. Poniżej znajduje się szczegółowa instrukcja budowy pływającej barki i wykonania całego eksperymentu krok po kroku. W pracy przedstawiono również reprezentatywne wyniki pomiarów mat mikrobiologicznych na dwóch głębokościach (1 m i 2 m), z pięcioma powtórzeniami na każdej głębokości. Rzeczywista temperatura i natężenie światła były mierzone podczas całego eksperymentu za pomocą rejestratorów danych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
UWAGA: Przed pobraniem próbek należy określić liczbę powtórzeń w oparciu o ogólne potrzeby projektu, projekt statystyczny lub przewidywaną zmienność próbek. Dla precyzyjnej analizy statystycznej oraz w celu uwzględnienia potencjalnej utraty lub stłuczenia próbek sugeruje się zastosowanie pięciu par powtórzeń butelek do inkubacji w ciemności i w świetle. Opisana pływająca platforma eksperymentalna jest zaprojektowana do przenoszenia pięciu powtórzeń oraz jednej pary kontroli ślepych; rysunek techniczny platformy eksperymentalnej znajduje się na Rysunku 1.
Rysunek 1Rysunki techniczne barki doświadczalnej i pływaka bocznego. (A) Widok z góry: rama barki składa się z czterech odcinków profilu aluminiowego w kształcie litery L (niebieskie), które są połączone czterema płaskownikami aluminiowymi (szare). Pływaki XPS (różowe) są zamocowane do ramy w dwóch punktach, każdy na równoległych elementach aluminiowych. Łańcuchy do butelek inkubacyjnych są przymocowane do ramy po obu stronach za pomocą karabińczyków w nawierconych otworach (czerwone strzałki) z zachowaniem 550 mm odstępu między nimi. Łańcuchy zostały wyposażone w karabińczyki w odległościach 1 m i 2 m w celu przymocowania butelek inkubacyjnych (należy wybrać pozycję karabińczyków zgodnie z głębokością eksperymentalną). Kotwica betonowa jest przymocowana do dziobu barki, gdzie nawis o szerokości 25 mm umożliwia wykorzystanie dwóch nawierconych otworów (żółte groty strzałek) jako punktu mocowania łańcucha kotwicy oraz jednostki badawczej. Rama jest łatwa w montażu i demontażu. poprzez równoległe łączenia między czterema aluminiowymi profilami kątowymi (zielone groty strzałek). (BWidok z boku przedstawia zawieszone łańcuchy z wiszącymi butlami inkubacyjnymi i betonową kotwicą (brązowy kwadrat).C) Boczny pływak XPS: Równoległe profile aluminiowe w kształcie litery L (niebieskie) są połączone pionowymi płaskownikami aluminiowymi (szare). Poniżej sekcji poprzecznej zamontowany jest pływak XPS (różowy) z zaznaczonymi wymaganymi rozmiarami otworów (4 mm). Podwieszone łańcuchy są przymocowane za pomocą karabińczyków w otworach o średnicy 8 mm (czerwona strzałka). Na dziobie barki w wystającym elemencie aluminiowym wywiercono dwa otwory o średnicy 8 mm: jeden do przymocowania kotwicy do barki (żółta strzałka) oraz drugi do cumowania jednostki badawczej do barki (niebieska strzałka). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
1. Budowa barki eksperymentalnej
UWAGA: Pływająca barka składa się z dwóch identycznych sekcji zamontowanych razem, co umożliwia łatwy montaż i demontaż. Wszystkie użyte części można nabyć w dowolnym sklepie modelarskim lub sklepie z materiałami budowlanymi.
- W pierwszej kolejności zmontować ramę barki, łącząc cztery aluminiowe profile kątowe L (40 mm x 40 mm x 3 mm; długość 2,000 mm) za pomocą czterech aluminiowych płaskowników (40 mm x 3 mm x 350 mm), 16 śrub (4 mm x 15 mm z nakrętkami sześciokątnymi) oraz 32 podkładek (4 mm x 10 mm).
UWAGA: Odległość i położenie płaskowników przedstawiono na rysunku technicznym na Rysunku 1A. Szczegółowy sposób mocowania pływaków do bocznych płaskowników przedstawiono na Rysunku 1B. - Aby połączyć dwie równe sekcje ramy, należy użyć czterech śrub 4 mm x 15 mm z nakrętkami motylkowymi i ośmiu podkładek 4 mm x 10 mm, aby skręcić ze sobą aluminiowe profile kątowe L na końcach (Rysunek 1A, zielone strzałki).
- Użyć pięciu kawałków polistyrenu ekstrudowanego (XPS) (500 mm x 200 mm x 150 mm), dziesięciu śrub 10 mm x 170 mm z nakrętkami sześciokątnymi oraz dwudziestu podkładek 10 mm x 50 mm, aby przygotować pięć pływaków z polistyrenu ekstrudowanego (każdy o wymiarach 500 mm x 200 mm x 150 mm). Przymocować pływaki do ramy w pięciu punktach wskazanych na rysunku technicznym (Rysunek 1A).
- Wywiercić otwory w ramie (patrz czerwone strzałki na Rysunku 1A, oznaczające położenie i odległości otworów na łańcuchy). Przymocować 12 m stalowe łańcuchy (średnica drutu 3 mm, wewnętrzne ogniwo 5,5 mm x 26 mm) dla butelek inkubacyjnych do otworów w ramie za pomocą stalowych karabińczyków (50 mm x 5 mm). Wyposażyć każdy łańcuch w pary haczyków sprężynowych (50 mm x 5 mm) do instalacji butelek inkubacyjnych na żądanej głębokości zgodnie z planem eksperymentu. W tym przypadku zostały one umieszczone na głębokościach 1 m i 2 m.
- W celu wykonania kotwicy, wypełnić 15 L wiadro betonem. Wstawić w beton śrubę z uchem i pozostawić do całkowitego wyschnięcia. Przymocować 5 m stalowy łańcuch do haka. Zabezpieczyć kotwicę w nawierconym otworze na dziobie barki (oznaczonym żółtymi strzałkami na Rysunku 1A,B).
UWAGA: Rysunki techniczne z opisem montażu przedstawiono na Rysunku 1A-C. Rysunek 2 przedstawia zdjęcie zmontowanej barki eksperymentalnej. Rysunek 3 przedstawia sposób mocowania butelek inkubacyjnych do łańcucha.
Rycina 2: Zmontowana barka eksperymentalna. Fotografia zmontowanej barki eksperymentalnej. Czerwone groty strzałek wskazują otwory do mocowania łańcuchów z butelkami inkubacyjnymi. Zielone groty strzałek wskazują miejsce połączenia dwóch połówek pływaka. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rysunek 3: Butle inkubacyjne. Zdjęcie dwóch par ciemnych i jasnych butli inkubacyjnych zawieszonych na głębokości 1 m. Jedna para butli zawiera próbkę nienaruszonych mat mikrobiologicznych wciąż rosnących na kamieniu (czerwona grot strzałki). Druga to butla ślepa z wodą jeziorną z odpowiedniej głębokości. Żółta grot strzałki wskazuje punkt sensora tlenowego przymocowany do wewnętrznej ścianki butli inkubacyjnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
2. Instalacja w terenie
- Do rozmieszczenia platformy oraz prowadzenia eksperymentów sugeruje się użycie kajaka dmuchanego, ponieważ jest on łatwy w transporcie.
- Wybierz miejsce o optymalnej głębokości do zakotwiczenia pływaka. Dobierz głębokość tak, aby dolne butle inkubacyjne znajdowały się co najmniej 2 m nad dnem, aby uniknąć wzburzenia osadów w słupie wody wokół butli inkubacyjnych.
- Przymocuj zmontowaną platformę za rufą łodzi. Ostrożnie opuść kotwicę wzdłuż burty łodzi i ustaw ją tak, aby zwisała tuż pod powierzchnią wody, co umożliwi łatwe holowanie pływaka wraz z kotwicą do miejsca o wymaganej głębokości.
- Odwiąż kotwicę od łodzi, opuść ją na dno i przymocuj platformę do łańcucha kotwicznego.
- Zabezpiecz łańcuchy służące do mocowania butli inkubacyjnych do platformy.
3. Przygotowanie butelki inkubacyjnej
- Należy użyć przezroczystych butelek o szerokim wlewie o pojemności 0.5 L z uszczelkami gazoszczelnymi.
UWAGA: Można dostosować rozmiar butelek, jednak należy pamiętać o zwiększeniu wyporności barki poprzez dodanie większej liczby arkuszy polistyrenu. Opisana tutaj barka może stabilnie pomieścić 24 szklane butelki o pojemności 0.5 L. - Należy przymocować plamki optycznego czujnika tlenu do wewnętrznej ścianki każdej butelki.
- W przypadku butelek przeznaczonych do inkubacji w ciemności należy stworzyć nieprzezroczystą warstwę, owijając je czarną taśmą izolacyjną.
- W miejscu z czujnikiem optycznym należy wyciąć niewielki otwór. Aby zapobiec wnikaniu światła do butelki, otwór powinien być nieco mniejszy niż średnica czujnika.
UWAGA: Zastosowanie dowolnej nieprzezroczystej warstwy zapobiegającej wnikaniu światła do butelki również będzie skuteczne. Zaletą czarnej taśmy izolacyjnej jest jej odporność na ścieranie oraz fakt, że nie odkleja się w wodzie.
4. Pobieranie i obchodzenie się z próbkami
UWAGA: Nurkowie przeprowadzają ręczny pobór próbek w głębszej wodzie. W płytkiej wodzie można to zrobić za pomocą snorkelingu lub przez brodzenie.
- Umieść butelki inkubacyjne w przenośnym pudełku.
- Zanurkuj z pudełkiem na odpowiednią głębokość. Unikaj wzburzania osadów w otaczającej wodzie.
- Ostrożnie napełnij butelki inkubacyjne próbkami. Staraj się jak najmniej zakłócać biomasę próbki, na przykład używając długiej pęsety. Jeśli maty mikrobowe rosną na twardym podłożu, takim jak mały kamień, ostrożnie przenieś cały kamień z nienaruszoną biomasą do butelki.
UWAGA: Podczas pobierania prób mat rosnących na kamieniach unikaj zbierania dużych kamieni – szklane butelki mogą pęknąć podczas dalszych manipulacji. - Napełnij jedną parę butelek jasnych/ciemnych czystą wodą z odpowiednich głębokości, aby służyły jako kontrole ślepe.
UWAGA: Butelki bez próbki peryfitonu służą jako kontrola do oznaczenia produkcji/zużycia tlenu przez organizmy w wodzie otaczającej. Zapewnia to, że obliczona netto lub brutto pierwotna produktywność peryfitonu jest nieobciążona. - Upewnij się, że woda we wszystkich butelkach inkubacyjnych jest czysta i nie zawiera zanieczyszczeń z osadu.
- Zamknij butelki i przemieść je na łódź zakotwiczoną przy pływającej pomostowej platformie.
5. Pomiar produktywności pierwotnej
UWAGA: Osoba siedząca w łodzi odbiera pudełko od nurka i wykonuje następujące kroki.
- Przymocuj pierwsze dwie pary butelek inkubacyjnych do karabińczyków na pierwszym łańcuchu.
- Zmierz początkowe stężenie tlenu w każdej butelce za pomocą światłowodowego miernika tlenu. Podłącz kabel optyczny miernika do czujnika tlenu zamontowanego wewnątrz butelki i bezzwłocznie (w ciągu kilku sekund) odczytaj bezkontaktowo (przez ściankę butelki) stężenie O2. Zapisz zmierzoną wartość.
UWAGA: Czas manipulacji jest krótki; od momentu odebrania butelek od nurków do początkowego ustawienia ich na odpowiedniej głębokości mijają zaledwie kilka minut. - Niezwłocznie po tym ostrożnie opuść łańcuch z przymocowanymi butelkami z powrotem do wody. Upewnij się, że butelki inkubacyjne znajdują się na tej samej głębokości, z której pobrano próbki biomasy umieszczone w ich wnętrzu.
- Po 1 h wykonaj kolejny pomiar z pokładu statku (patrz UWAGA poniżej). Ostrożnie wciągnij każdy łańcuch z butelkami na łódź, odczytaj wartość tlenu po podłączeniu kabla optycznego do czujnika, a następnie ponownie opuść próbki do wody.
UWAGA: Dostosuj czas między poszczególnymi pomiarami podczas inkubacji do intensywności produkcji/zużycia O2 w próbkach, aby uniknąć przesycenia butelek. - Powtórz tę procedurę co najmniej cztery lub pięć razy dla wszystkich par butelek.
UWAGA: Cały układ eksperymentalny w terenie przedstawiono na Ryc. 4.
Rysunek 4: Schemat układu eksperymentalnego w terenie. Ilustracja zakotwiczonej barki eksperymentalnej na powierzchni jeziora. Butle inkubacyjne (0,5 L) z biomasą maty mikrobiologicznej są zawieszone na dwóch różnych głębokościach (1 m i 2 m). Nurkowie pobrali próbki mat mikrobiologicznych bezpośrednio do butli inkubacyjnych na odpowiednich głębokościach. Stężenie tlenu w poszczególnych butlach jest mierzone z pokładu statku. Butle są wyciągane z wody. Wartość stężenia tlenu jest mierzona w ciągu kilku sekund poprzez podłączenie kabla optycznego do czujnika tlenu. Następnie butle są ostrożnie opuszczane z powrotem do wody. Cała procedura pomiaru dwóch par butli inkubacyjnych z dwóch głębokości trwa ~2 min. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
6. Analizy próbek
- Po zakończeniu pomiarów pobierz próbki bezpośrednio z butelek i przenieś biomasę maty mikrobiologicznej do małych plastikowych kolb. Jeśli maty rosną na podłożach stałych (np. kamieniach), zeskrob je za pomocą szczoteczki do zębów lub małego noża.
- W laboratorium przefiltruj każdą powtórzność przez wcześniej zważone filtry z włókna szklanego w celu wyznaczenia suchej masy9.
7. Analiza danych
- W okresie inkubacji zmierz stężenie tlenu w butelkach jasnych i ciemnych i porównaj je ze stężeniem tlenu w kolumnie wody w momencie napełniania butelek.
UWAGA: Zmiana ilości tlenu w butelce jasnej w czasie jest łącznym wynikiem brutto produktywności ekosystemu (GEP) oraz respiracji wszystkich organizmów w butelce (autotrofów i heterotrofów z wody otaczającej oraz społeczności peryfitonu). Spadek ilości tlenu w butelce ciemnej mierzy straty oddechowe zarówno autotrofów, jak i heterotrofów. Zmiana stężenia tlenu w kontroli (tj. w butelkach bez peryfitonu) jest wynikiem aktywności jedynie organizmów heterotroficznych lub autotroficznych w wodzie otaczającej. Produktywność i respirację peryfitonu oszacowano poprzez odjęcie produktywności i respiracji wody otaczającej mierzonej w pustych butelkach inkubacyjnych. - Zapisz stężenie O2 w procentach nasycenia tlenem (tj. skalibruj czujniki tlenu na 0% i 100% nasycenia tlenem). Przed oszacowaniem produktywności pierwotnej przekształć surowe dane (
) na odpowiednią jednostkę.
UWAGA: W niniejszym badaniu dane przekształcono na mmol O2 na gram materii organicznej (OM) masy peryfitonu w przeliczeniu na suchą masę, zgodnie z metodą Bensona i Krause10.- Oblicz przeliczenie, korzystając z równania (1):
(1)
Gdzie Cp to stężenie O2 w wodzie (mg (O2) L-1) przy pełnym nasyceniu O2, VBottle to objętość butelki w mL, VStones to objętość zajmowana przez kamień w mL, jest to masa peryfitonu w g, a 32 to masa molowa O2. - Oblicz Cp za pomocą równania (2):
(2)
Gdzie Cs to standardowe stężenie O2, P to ciśnienie atmosferyczne na powierzchni jeziora, Pw to ciśnienie parcjalne pary wodnej na powierzchni jeziora, a ω to gęstość wody. - Oblicz Cs, ω, P oraz Pw z wcześniej zdefiniowanych równań empirycznych (3-6), gdy znane są wysokość jeziora (h w km) i temperatura wody na powierzchni jeziora (t w °C):
(3)
(4)
(5)
(6)
UWAGA: Z równań (1-6) wynika, że obliczone stężenie O2 jest najdokładniejsze dla małych głębokości. Wraz ze wzrostem głębokości obliczone stężenie staje się bardziej obciążone pod względem wartości bezwzględnej. Optymalne jest rozwiązanie, w którym znana jest szybkość zmiany stężenia tlenu wraz z głębokością dla każdego jeziora, tak aby w razie potrzeby można było skorygować bezwzględne stężenie O2. Po obliczeniu stężenia O2, jego zmiana w czasie może zostać wykorzystana do obliczenia dwóch różnych strumieni O2 w dwóch różnych warunkach. W warunkach oświetlenia netto produktywność ekosystemu (NEP) jest wprost proporcjonalna do zmiany stężenia O2 w czasie (patrz poniżej). Termin „ekosystem” jest tutaj użyty, aby zaznaczyć, że peryfiton składa się z organizmów autotroficznych i heterotroficznych. W ciemności zmiana stężenia O2 w czasie jest proporcjonalna do sumy strat oddechowych organizmów autotroficznych i heterotroficznych, co definiuje respirację ekosystemu (RE). Różnica między NEP a RE definiuje brutto produktywność ekosystemu (GEP). Jeśli straty oddechowe heterotroficznej części społeczności są pomijalne, GEP staje się równy brutto produktywności ekosystemu.
- Oblicz przeliczenie, korzystając z równania (1):
- Wyznacz szybkość zmiany stężenia O2 w czasie za pomocą regresji wielomianowej trzeciego stopnia, zgodnie z równaniem (7).
(7)
Gdzie A0 to stężenie O2 w czasie zero, a A1-A2 to współczynniki regresji wielomianowej.
UWAGA: Funkcja wielomianowa jest stosowana, ponieważ może służyć jako przybliżenie dowolnego równania różniczkowego. Zatem nie jest konieczne znanie dokładnej zależności funkcjonalnej między stężeniem O2 a czasem. W związku z tym nie ma potrzeby kontrolowania jakichkolwiek założeń związanych z zależnością funkcjonalną (np. liniowością). Z definicji drugi człon regresji wielomianowej, A1, definiuje szybkość zmiany stężenia O2 w czasie zero (tj. szybkość chwilową), która jest niezależna od A0, a tym samym od bezwzględnego stężenia O2 w czasie zero. Z tego powodu na szacowanie strumienia O2 nie wpływa błąd w obliczeniach bezwzględnego stężenia O2 spowodowany zmianą ciśnienia w gradiencie głębokości. A1 ma jednostki O2 (mmol g(OM)-1) na czas (1 h w niniejszym badaniu).- Oblicz A1, osobno dla butelek wystawionych i niewystawionych na działanie światła, zawierających biomasę maty mikrobiologicznej (tj. VStones > 0) oraz dla butelek kontrolnych wystawionych i niewystawionych na działanie światła, zawierających wolną wodę (tj. VStones = 0).
UWAGA: Przypisując tym różnym współczynnikom regresji oznaczenia
, 
, 
oraz 
odpowiednio, równanie (8) dla obliczenia produktywności GEP można zapisać jako:
(8.1)
(8.2)
(8.3)
Termin
definiuje netto produktywność ekosystemu (Rycina 5A; tj. netto produktywność tlenową), a termin 
reprezentuje sumę respiracji autotroficznej i heterotroficznej (Rycina 5B; RE, tj. przy założeniu, że obie respiracje są podobne w warunkach ciemności i światła). - Odejmij R od NEP, aby otrzymać GEP (Rycina 5C).
UWAGA: Równanie (8) w sposób niejawny zakłada, że oraz są dodatnie, a i są ujemne. Jeśli jest dodatnie, należy dokładnie sprawdzić surowe dane pod kątem wartości odstających. może być teoretycznie ujemne, ponieważ straty oddechowe spowodowane aktywnością heterotroficzną mogą być wyższe niż aktywność fotosyntetyczna.
- Oblicz A1, osobno dla butelek wystawionych i niewystawionych na działanie światła, zawierających biomasę maty mikrobiologicznej (tj. VStones > 0) oraz dla butelek kontrolnych wystawionych i niewystawionych na działanie światła, zawierających wolną wodę (tj. VStones = 0).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Rycina 5: Produktywność netto i brutto ekosystemu mat mikrobiologicznych w ciągu dnia. (A) Butelka jasna – produktywność netto ekosystemu: dane z przebiegu czasowego netto produktywności tlenowej mat ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Metodologia opisana w niniejszej pracy opiera się na zasadzie techniki tlenu w jasnej i ciemnej butli w połączeniu z nieinwazyjną techniką pomiaru stężeniaO2 za pomocą optycznych czujników tlenu. System ten umożliwia równoległy pomiar różnych ustawień inkubacji, ponieważ światłowód do pomiaruO2 można szybko przenosić z butelki na butelkę. Zbiorowiska bentosowe z różnych głębokości mogą różnić się składem taksonomicznym i produktywnością; Jednoczesny pomiar ich w sposób równoległy może zaoszczędzić c...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy potwierdzają, że nie mają do ujawnienia żadnego konfliktu interesów.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez Czeską Fundację Naukową (GACR 19-05791S), RVO 67985939, oraz przez CAS w ramach programu Strategii AV 21, Ochrona i odbudowa gruntów. Wielkie podziękowania dla Ondřeja Sihelský'ego za wykonanie zdjęć w terenie - bez niego kręcenie filmu byłoby kompletnym piekłem. Realizacja projektu nie byłaby możliwa bez ścisłej współpracy z firmami Palivový Kombinát Ústí s.p. oraz Sokolovská Uhelná, które zapewniły dostęp do badanych miejscowości.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Kątownik aluminiowy L profil 40 x 40 mm x 3 mm, długość 2.000 mm | |||
| Płaskownik aluminiowy 40 x 3 x 350 mm | |||
| Wiadro 15 L z wypełnieniem | |||
| Karabińczyk z blokadą śrubową Taśma elektryczna 50 x 5 mm | |||
| Polistyren ekstrudowany (XPS) materiał 500 x 200 x 150 mm | |||
| Fibox 3 Ścieżka LCD | PreSens Precision Sensing GmbH | samodzielny światłowodowy miernik tlenu Przenośny sygnalizator | |
| akustyczny Hondex PS-7 | Hondex - Honda Elektronika | do pomiaru odległości przez wodę - do pomiaru głębokości dna; https://www.honda-el.net/industry/ps-7e | |
| KORKEN - szklany słoik szczelnie zamykany 0,5 L | Butelki inkubacyjne | IKEA | |
| hak metalowy | |||
| Czujnik tlenu Spot SP-PSt3-NAU-D5 | Nieinwazyjny optyczny czujnik tlenu | PreSens Precision Sensing GmbH | |
| Kajak niemowlęcy SCOUT | GUMOTEX | https://www.gumotexboats.com/en/scout-standard#0000-044667-021-13/11C | |
| Śruba 10 x 170 mm z nakrętkami | |||
| Śruba 4 x 15 mm z sześciokątnym nakrętki | |||
| Śruba 4 x 15 mm z nakrętkami motylkowymi | |||
| Karabińczyki 50 x 5 mm | |||
| Stalowy karabińczyk 50 x 5 mm | |||
| Łańcuch stalowy o średnicy drutu 3 mm, ogniwo wewnętrzne 5,5 x 26 mm | |||
| Łańcuch stalowy, szczoteczka | |||
| pęseta | |||
| Podkładka 10 x 50 mm | |||
| Podkładka 4 x 10 mm | |||
| Podkładka 4 x 10 mm |
Bibliografia
- Blachart, J. L., et al. Potential consequences of climate change for primary production and fish production in large marine ecosystems. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 367 (1605), 2979-2989 (2012).
- Howarth, R. W., Michaels, A. F. The Measurement of primary production in aquatic ecosystems. Methods in Ecosystem Science. Sala, O. E., Jackson, R. B., Mooney, H. A., Howarth, R. W. , Springer. New York, NY. 72-85 (2000).
- Vadenbecouer, Y. E. G., Peterson, M. J., Vander, Z., Kalff, J. Benthic algal production across lake size gradients: Interactions among morphometry, nutrients, and light. Ecology. 89 (9), 2542-2552 (2008).
- Reimer, A., Landmann, G., Kempe, S. Lake Van, eastern Anatolia, hydrochemistry and history. Aquatic Geochemistry. 15 (1), 195-222 (2009).
- Cantonati, M., Lowe, R. L. Lake benthic algae: toward an understanding of their ecology. Freshwater Sciences. 33 (2), 475-486 (2014).
- Gaarder, T., Gran, H. H. Investigation of the production of plankton in the Oslo Fjord. Rapports et Proces-verbaux des Réunions. Conseil International pour l'Éxploration de la Mer. 42, 1-48 (1927).
- Hall, R. O., Thomas, S., Gaiser, E. E. Measuring Freshwater Primary Productivity and Respiration. Principles and Standards for Measuring Primary Productivity. Fahey, T. J., Knapp, A. K. , Oxford Academic. New York. The Long-Term Ecological Research Network Series (2007).
- Howart, R., Michaels, A. Chapter 6 The Measurement of Primary Production in Aquatic Ecosystems. Springer Science and Business Media LLC. , (2000).
- Kopáček, J., Hejzlar, J. Semi-micro determination of total phosphorus in soils, sediments, and organic materials: a simplified perchloric acid digestion procedure. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (11-12), 1935-1946 (1995).
- Benson, B. B., Krause, D. The concentration and isotopic fractionation of oxygen dissolved in freshwater and seawater in equilibrium with the atmosphere1. Limnology and Oceanography. 29 (3), 620-632 (1984).
- Dodds, W. K., Biggs, B. J., Lowe, R. L. Photosynthesis-irradiance patterns in benthic microalgae: variations as a function of assemblage thickness and community structure. Journal of Phycology. 35 (1), 42-53 (1999).
- Bott, T. L., et al. An evaluation of techniques for measuring periphyton metabolism in chambers. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 54 (3), 715-725 (1997).
- Blankenship, R. E. Structural and functional dynamics of photosynthetic antenna complexes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (45), 13751-13752 (2015).
- Hawes, I., Schwartz, A. -M. Photosynthesis in an extreme shade environment, benthic microbial mats from Lake Hoare, a permanently ice-covered Antarctic lake. Journal of Phycology. 35 (3), 448-459 (1999).
- Aristegui, J., et al. Planktonic primary production and microbial respiration measured by 14C assimilation and dissolved oxygen changes in coastal waters of the Antarctic peninsula during austral summer: Implications for carbon flux studies. Marine Ecology-Progress Series. 132, 191-201 (1996).
- Steemann-Nielsen, C. The use of radioactive carbon (14C) for measuring organic production in the sea. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 18 (2), 117-140 (1952).
- Sanz-Martín, M., et al. Relationship between carbon-and oxygen-based primary productivity in the Arctic Ocean, svalbard archipelago. Frontiers in Marine Science. 6, 468(2019).
- Nielsen, E. S. Measurement of the production of organic matter in the sea by means of carbon-14. Nature. 167 (4252), 684-685 (1951).
- Jönsson, B. A 14C-incubation technique for measuring microphytobenthic primary productivity in intact sediment cores. Limnology and Oceanography. 36 (7), 1485-1492 (1991).
- Bender, M. L., et al. A comparison of four methods for determining planktonic community production. Limnology and Oceanography. 32 (5), 1085-1098 (1987).
- Šimek, K., et al. Spatio-temporal patterns of bacterioplankton productivity and community composition related to phytoplankton composition and protistan bacterivory in a dam reservoir. Aquatic Microbial Ecology. 51 (3), 249-262 (2008).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
