Method Article

Mikrotensjometr do mikroskopii konfokalnej Wizualizacja dynamicznych interfejsów

DOI:

10.3791/64110

⸱

September 9th, 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemical Engineering and Materials Science, University of Minnesota, 2Department of Chemical Engineering, Carnegie Mellon University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt opisuje konstrukcję i działanie mikrotensjometru/mikroskopu konfokalnego do wykonywania jednoczesnych pomiarów napięcia międzyfazowego i reologii dylatacyjnej powierzchni przy jednoczesnej wizualizacji morfologii międzyfazowej. Zapewnia to konstruowanie w czasie rzeczywistym relacji struktura-właściwości interfejsów ważnych w technologii i fizjologii.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Adsorpcja cząsteczek powierzchniowo czynnych na granicy faz płyn-płyn jest powszechna w przyrodzie. Scharakteryzowanie tych granic faz wymaga pomiaru szybkości adsorpcji środków powierzchniowo czynnych, oceny równowagowych napięć powierzchniowych w funkcji masowego stężenia środka powierzchniowo czynnego oraz powiązania, jak zmienia się napięcie powierzchniowe ze zmianami w obszarze międzyfazowym po zrównoważeniu. Jednoczesna wizualizacja granicy faz za pomocą obrazowania fluorescencyjnego za pomocą szybkiego mikroskopu konfokalnego pozwala na bezpośrednią ocenę zależności struktura-funkcja. W mikrotensjometrze kapilarnym (CPM) półkulisty pęcherzyk powietrza jest przypinany na końcu kapilary w zbiorniku cieczy o objętości 1 ml. Ciśnienie kapilarne na granicy faz pęcherzyków jest kontrolowane przez komercyjny mikroprzepływowy regulator przepływu, który umożliwia kontrolę ciśnienia w oparciu o model, krzywiznę pęcherzyków lub obszar pęcherzyków w oparciu o równanie Laplace'a. W porównaniu z poprzednimi technikami, takimi jak rynna Langmuir i kropla wisząca, precyzja pomiaru i kontroli oraz czas reakcji są znacznie zwiększone; Zmiany ciśnienia kapilarnego mogą być stosowane i kontrolowane w ciągu milisekund. Dynamiczna reakcja interfejsu bąbelkowego jest wizualizowana przez drugą soczewkę optyczną, gdy bańka rozszerza się i kurczy. Kontur pęcherzyka jest dopasowywany do profilu kołowego w celu określenia promienia krzywizny pęcherzyka, R, a także wszelkich odchyleń od kołowości, które unieważniłyby wyniki. Równanie Laplace'a służy do określania dynamicznego napięcia powierzchniowego interfejsu. Po zrównoważeniu, sterowana komputerowo pompa mikroprzepływowa może narzucać małe oscylacje ciśnienia w celu oscylacji promienia pęcherzyka (częstotliwości 0,001-100 cykli/min) w celu określenia modułu dylatacyjnego Całkowite wymiary systemu są na tyle małe, że mikrotensjometr mieści się pod soczewką szybkiego mikroskopu konfokalnego, co pozwala na ilościowe śledzenie fluorescencyjnie znakowanych związków chemicznych z submikronową rozdzielczością boczną.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Interfejsy powietrze-woda pokryte foliami surfaktantowymi są wszechobecne w codziennym życiu. Iniekcje wody powierzchniowo czynnej są stosowane w celu zwiększenia wydobycia ropy naftowej z wyeksploatowanych pól i są stosowane jako rozwiązania do szczelinowania hydraulicznego gazu łupkowego i ropy naftowej. Pianki gazowo-cieczowe i emulsje ciecz-ciecz są powszechne w wielu procesach przemysłowych i naukowych jako smary i środki czyszczące i są powszechne w żywności. Środki powierzchniowo czynne i białka na granicy faz stabilizują konformacje przeciwciał podczas pakowania, przechowywania i podawania1,2,3,4,5, stabilność filmu łzowego w oku6,7,8, oraz mechanika płuc9,10,11,12,13,14,15.

Badanie środków powierzchniowo czynnych lub środków powierzchniowo czynnych adsorpujących się na granicy faz i ich właściwości ma długą historię z wieloma różnymi technikami eksperymentalnymi16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Najnowszym osiągnięciem jest mikrotensjometr ciśnienia kapilarnego (CPM), który umożliwia badanie właściwości międzyfazowych na bardzo zakrzywionych powierzchniach międzyfazowych, przy znacznie mniejszych skalach długości, przy użyciu znacznie mniejszej ilości materiałów niż inne popularne metody9,23,24,25. Konfokalna mikroskopia fluorescencyjna (CFM) może być używana do badania morfologii lipidów i białek na granicy faz powietrze-woda w CPM22 lub na rynnach Langmuira20,26,27,28,29. W tym przypadku CPM i CFM zostały połączone, aby połączyć zjawiska morfologiczne z dynamicznymi i równowagowymi właściwościami międzyfazowymi w celu opracowania relacji struktura-funkcja dla interfejsów biologicznych i technologicznych.

Istnieje wiele ważnych parametrów w międzyfazowych systemach powierzchniowo czynnych dostępnych dla CPM-CFM. W CPM pęcherzyk powietrza o średnicy 30-200 μm jest przypinany do końcówki szklanej rurki kapilarnej. We wcześniejszych wersjach CPM różnica ciśnień kapilarnych między wnętrzem i zewnętrzem pęcherzyka była kontrolowana za pomocą kolumny wody i oscylacyjnej pompy strzykawkowej9,30 ; Opisana tutaj nowa wersja zastępuje je bardziej precyzyjną, sterowaną komputerowo pompą mikroprzepływową. Napięcie powierzchniowe (γ) określa się za pomocą równania Laplace'a, ΔP = 2γ/R, na podstawie spadku ciśnienia na granicy faz ustawionej przez pompę, ΔP, oraz analizy optycznej promienia krzywizny pęcherzyka, R. Dynamiczne napięcie powierzchniowe granicy faz można określić z rozdzielczością czasową 10 ms po wytworzeniu nowego pęcherzyka w kontakcie z cieczą luzem zawierającą rozpuszczalny środek powierzchniowo czynny. Dynamikę adsorpcji surfaktantu można opisać za pomocą klasycznego równania Warda-Tordaia10,31 w celu określenia podstawowych właściwości środka powierzchniowo czynnego, w tym dyfuzyjności, pokrycia powierzchni oraz relacji między stężeniem nasypowym a równowagowym napięciem powierzchniowym. Po osiągnięciu równowagi napięcia powierzchniowego, obszar międzyfazowy może być oscylowany w celu zmierzenia modułu dylatacyjnego, figure-introduction-1, rejestrując zmiany napięcia powierzchniowego, wywołane niewielkimi zmianami w powierzchni pęcherzyka, A32. W przypadku bardziej złożonych interfejsów, które rozwijają własne struktury wewnętrzne, takie jak splątane polimery lub białka, napięcie powierzchniowe, , jest zastępowane przez bardziej ogólne naprężenie powierzchniowe4,33, figure-introduction-2.

Stabilność płuc podczas oddychania może być bezpośrednio związana z utrzymaniem zarówno niskiego napięcia powierzchniowego, jak i wysokiego modułu dylatacyjnego na granicy faz powietrze-ciecz pęcherzyków płucnych9,10. Wszystkie wewnętrzne powierzchnie płuc są wyłożone ciągłą, grubą na mikrony warstwą płynu wyściełającego nabłonek, aby utrzymać nawodnienie tkanek34. Ten płyn wyściełający nabłonek to przede wszystkim woda, z solami i różnymi innymi białkami, enzymami, cukrami i środkami powierzchniowo czynnymi płuc. Podobnie jak w przypadku każdego zakrzywionego granicy faz ciecz-para, indukowane jest ciśnienie kapilarne z wyższym ciśnieniem po wewnętrznej stronie pęcherzyka płucnego (lub pęcherzyka). Jeśli jednak napięcie powierzchniowe było stałe w całym obrębie płuc, równanie Laplace'a, ΔP = 2γ/R, pokazuje, że mniejsze pęcherzyki płucne miałyby wyższe ciśnienie wewnętrzne w stosunku do większych pęcherzyków płucnych, zmuszając zawartość gazu w mniejszych pęcherzykach płucnych do przepływu do większych, mniej ciśnieniowych pęcherzyków. Jest to znane jako "Niestabilność Laplace'a"9,35. W rezultacie najmniejsze pęcherzyki zapadają się i są wypełnione płynem i stają się trudne do ponownego napompowania, powodując zapadnięcie się części płuc, a inne części nadmiernie się napompują, co jest typowym objawem zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS). Jednak w prawidłowo funkcjonujących płucach napięcie powierzchniowe zmienia się dynamicznie, ponieważ interfejs płynu powietrzno-nabłonkowego w obszarze międzyfazowym zębodołu rozszerza się i kurczy podczas oddychania. Jeśli figure-introduction-3, or figure-introduction-4, ciśnienie Laplace'a maleje wraz ze zmniejszającym się promieniem i wzrasta wraz ze wzrostem promienia, aby wyeliminować niestabilność Laplace'a, stabilizując w ten sposób płuca9. Stąd figure-introduction-5, a to, jak zależy to od częstotliwości, morfologii i składu monowarstwy oraz składu płynu pęcherzykowego, może być kluczowe dla stabilności płuc. CPM-CFM dostarczył również pierwszych demonstracji wpływu krzywizny międzyfazowej na adsorpcję środków powierzchniowo czynnych25, morfologia monowarstwy22 i moduł dylatacyjny9. Mała objętość (~1 ml) zbiornika w CPM pozwala na szybkie wprowadzenie, usunięcie lub wymianę fazy ciekłej i minimalizuje wymaganą ilość drogich białek lub środków powierzchniowo czynnych10.

Kontrast w obrazie CPM-CFM wynika z rozkładu małych frakcji fluorescencyjnie oznaczonych lipidów lub białek na interfejsie16,27. Dwuwymiarowe monowarstwy środków powierzchniowo czynnych często wykazują boczną separację faz w funkcji napięcia powierzchniowego lub ciśnienia powierzchniowego, figure-introduction-6 π to różnica między napięciem powierzchniowym czystego interfejsu ciecz-płyn, γ0, a granicy faz pokrytej środkiem powierzchniowo czynnym, γ. π można myśleć jako "ciśnienie" 2D spowodowane oddziaływaniami cząsteczek środka powierzchniowo czynnego na granicy faz, które działają w celu obniżenia napięcia powierzchniowego czystego płynu. Przy niskich ciśnieniach powierzchniowych monowarstwy lipidowe są w stanie niezorganizowanym podobnym do cieczy; jest to znana jako faza ekspandowana w cieczy (LE). Wraz ze wzrostem ciśnienia powierzchniowego i zmniejszaniem się powierzchni przypadającej na cząsteczkę lipidu, lipidy orientują się ze sobą i mogą przejść przejście fazowe pierwszego rzędu do fazy skondensowanej cieczy (LC) dalekiego zasięgu16,20,27. Fazy LE i LC mogą współistnieć przy różnych ciśnieniach powierzchniowych i mogą być wizualizowane, ponieważ fluorescencyjnie znakowane lipidy są wykluczane z fazy LC i segregują się do fazy LE. Tak więc faza LE jest jasna, a faza LC jest ciemna, gdy jest obrazowana za pomocą CFM16.

Celem tego manuskryptu jest opisanie kroków niezbędnych do zbudowania i obsługi kombinowanego mikroskopu konfokalnego mikrotensjometru. Pozwoli to czytelnikowi na przeprowadzenie badań adsorpcji, pomiar napięcia powierzchniowego, zachowania reologicznego i jednoczesne zbadanie morfologii międzyfazowej na granicy faz powietrze/woda lub olej/woda w skali mikronowej. Obejmuje to omówienie sposobu ciągnięcia, cięcia i hydrofobizacji wymaganych kapilarni, instrukcje dotyczące korzystania z trybów kontroli ciśnienia, krzywizny i powierzchni oraz międzyfazowego transferu nierozpuszczalnego środka powierzchniowo czynnego do zakrzywionego interfejsu mikrotensjometru.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie kapilar

  1. Umieść kapilę w ściągaczu kapilar i uruchom żądany program ciągnięcia, aby utworzyć dwie stożkowe kapilary o średnicy zewnętrznej (OD) ~1 μm na końcówce.
    UWAGA: Średnica zewnętrzna kapilary przed pociągnięciem musi być średnicą zewnętrzną określoną tak, aby pasowała do uchwytu kapilarnego w celi mikrotensjometru. Średnica wewnętrzna (ID) kapilary może się różnić, ale będzie miała wpływ na krytyczny promień kapilary po pociągnięciu. Program ciągnący jest wybierany w taki sposób, aby powstały stożek początkowo szybko zmniejszał średnicę zewnętrzną i wewnętrzną kapilary, następnie osiągał promień w pobliżu pożądanej średnicy zewnętrznej i wewnętrznej kapilary, a następnie wolniej zmniejszał średnicę. Stworzy to większą długość kapilary, którą można naciąć, aby uzyskać użyteczną kapilarnę 30-100 μm w ID.
  2. Naciąć końcówkę kapilary w żądanym miejscu, aby uzyskać ID 30-100 μm i odłamać końcówkę. Kapilara będzie teraz miała OD i ID o żądanym promieniu na końcu (Rysunek 1A). Kapilary można przechowywać do kroku 2.
    UWAGA: Krawędź cięcia kapilary musi być czystą szczeliną pod kątem 90°. Każda wada krawędzi cięcia doprowadzi do złego przypięcia pęcherzyka do kapilary i złych pomiarów właściwości powierzchni. Zwężające się końcówki kapilarne są bardzo delikatne. Zostaną one zniszczone, jeśli wejdą w kontakt z czymkolwiek innym niż roztwory (np. ściankami fiolek, dyszą powietrzną).

2. Hydrofobizacja naczyń włosowatych

  1. Zbierz wyciągnięte szklane kapilary, roztwór do czyszczenia kwasem, plastikową pęsetę, wodę dejonizowaną (DI), roztwór hydrofobizacyjny (2% silanu w etanolu), pompę próżniową i roztwór etanolu. Szczegółowe informacje można znaleźć w tabeli materiałów.
    UWAGA: Kwaśny roztwór czyszczący jest bardzo toksyczny, powoduje korozję/podrażnienie skóry i oczu, utlenia się. Roztwór hydrofobizacyjny działa drażniąco na skórę/oczy/drogi oddechowe. Nosić okulary ochronne, fartuchy laboratoryjne i rękawice oraz pracować z roztworami w dygestorium.
  2. Oczyść kapilarnę kwasem
    UWAGA: Czyszczenie kapilary kwasem usuwa wszelkie pozostałości organiczne wewnątrz kapilary i przygotowuje powierzchnię szkła do reakcji silanizacji, która sprawia, że kapilar staje się hydrofobowy.
    1. Chwyć pęsetą mocno kapilarnę w pobliżu jej szerokiego końca.
    2. Zanurz stożkową końcówkę w kwaśnym roztworze czyszczącym, jednocześnie podłączając wąż od pompy próżniowej do szerokiego końca kapilary. Spowoduje to zassanie roztworu do kapilary.
      UWAGA: Końcówka pipety może być przymocowana do końca węża kapilarnego, aby umożliwić lepsze dopasowanie do końca kapilary.
    3. Zatrzymaj się, gdy kwaśny roztwór czyszczący wypełni około połowy kapilary.
      UWAGA: Po wyjęciu końcówki kapilarnej z kwaśnego roztworu czyszczącego, roztwór na zewnętrznej stronie kapilary często tworzy kulkę w pobliżu końcówki kapilary. Delikatnie przyłóż kapilar do szyjki fiolki z roztworem, aby usunąć nadmiar roztworu.
    4. Pozostawić kwaśny roztwór czyszczący w naczyniach włosowatych przez co najmniej 30 minut, upewniając się, że korek cieczy pozostaje na zwężającym się końcu kapilary.
    5. Usuń kwaśny roztwór czyszczący z kapilary, mocno przytrzymując kapilarnę pęsetą i używając węża próżniowego, aby wyciągnąć płyn z dużego końca kapilary.
  3. Przepłucz kapilarnę
    1. Zanurz zwężający się koniec kapilary w wodzie DI, upewniając się, że jest zanurzony wystarczająco głęboko, aby zakryć każdą zewnętrzną stronę, która była zanurzona w kwaśnym roztworze czyszczącym. Gdy końcówka jest zanurzona, użyj węża podciśnieniowego, aby przeciągnąć wodę DI przez kapilarę. Usuń kapilę z wody i usuń pozostałą wodę za pomocą węża próżniowego.
    2. Powtórz powyższy krok co najmniej 4 razy.
  4. Wykonaj krok 2.3 ponownie, zastępując etanol wodą demineralizowaną.
  5. Ssać w sposób ciągły, aż etanol całkowicie odparuje z wnętrza kapilary. Kapilara stanie się mętna i chłodna w dotyku, gdy etanol zacznie parować, ale zniknie po 30 do 45 sekundach.
  6. Pokryj kapilarę roztworem hydrofobizacji
    1. Na krótko zanurz szeroki koniec kapilary w ~2% silanie w roztworze etanolu. Działanie kapilarne spowoduje uniesienie się roztworu powlekającego w kapilarze. Usuń kapilatę z roztworu, gdy korek o wielkości ~1 cm uniesie się w kapilarze.
    2. Ustaw kapilarnę tak, aby zwężająca się końcówka była skierowana w dół, pozwalając roztworowi powłoki opadać grawitacyjnie w kierunku zwężającej się końcówki.
    3. Pozostawić roztwór powlekający w kapilarze przez co najmniej 3 minuty.
      UWAGA: W korku roztworu powlekającego, który styka się z wnętrzem stożkowej końcówki, nie może być pęcherzyków powietrza. Jeśli występuje pęcherzyk powietrza, oznacza to, że wnętrze kapilary prawdopodobnie nie zostało wystarczająco wysuszone w kroku 2.5. Aby temu zaradzić, w razie potrzeby powtórz kroki 2.4-2.6.
  7. Przepłukać naczynia włosowate etanolem 1x w taki sam sposób, jak w kroku 2.3.
  8. Umieść powłokę hydrofobową na kapilarze
    1. Umieścić czyste i suche fiolki scyntylacyjne w piecu próżniowym ustawionym na 120 °C. Umieścić powlekane kapilary w fiolkach (najlepiej jedną kapilarnę na fiolkę) z szerokimi końcami spoczywającymi na podstawie fiolki. Pozostawić kapilary w piecu na co najmniej 6 godzin (najlepiej na noc), aby uzyskać trwałe połączenie hydrofobowej warstwy silanu z naczyniami włosowatymi. Kapilary można przechowywać do kroku 4.

3. Przygotowanie i przechowywanie próbek

  1. Mieszać i przechowywać roztwory środków powierzchniowo czynnych i fluoroforów w czystych, przemytych kwasem fiolkach, aby uniknąć zanieczyszczenia.
    UWAGA: Dostępne w handlu lipidy muszą być najwyższej czystości i przechowywane między użyciem w temperaturze -20 °C. Stare lub zanieczyszczone lipidy często powodują trudności z odtworzeniem wyników.

4. Ustawianie mikrotensjometru

  1. Zmontuj komórkę CPM zgodnie z opisem w Rysunek 2.
    1. Umieść dużą stronę kapilary w górnej części komórki CPM, aż przepchnie się do spodu komórki.
    2. Delikatnie dokręć zatyczkę PEEK, aby zabezpieczyć kapilarę, a następnie przymocuj rurkę z pompy mikroprzepływowej do większej strony kapilary. Uważaj, aby nie dotknąć zwężającej się końcówki kapilarnej.
  2. W razie potrzeby podłącz węże do wymiany zbiornika i/lub kontroli temperatury do odpowiednich wlotów i wylotów w komórce CPM (Rysunek 2); w przeciwnym razie podłącz nieużywane wloty i wyloty.
  3. Przymocuj komórkę CPM do stolika mikroskopu konfokalnego, z grubsza wyrównując ją z obiektywem CFM, kamerą CPM i źródłem światła CPM (Rysunek 3).
  4. Otworzyć przepływ gazu do pompy mikroprzepływowej przy zalecanym ciśnieniu roboczym pompy (150 mbar dla zastosowanej tutaj pompy mikroprzepływowej) i upewnić się, że przepływ do kapilary jest otwarty.
  5. Rozpocznij uruchamianie wirtualnego interfejsu CPM (Supplemental Coding File 1: Microtensiometer Virtual Interface.vi) w trybie kontroli ciśnienia z częstotliwością i amplitudą oscylacji ciśnienia kapilarnego ustawioną na zero (Rysunek 4-7). Rysunek 4 pokazuje zrzut ekranu wirtualnego interfejsu. W przypadku wody DI i promienia kapilary ~35 μm, ciśnienie ~20 mbar zapewnia, że woda nie dostanie się do kapilary.
  6. Napełnij kuwetę CPM wodą za pomocą pipety.
  7. Ustaw ostrość na końcówce kapilarnej za pomocą kamery mikrotensjometru.
  8. Skoncentruj się na końcówce kapilarnej za pomocą CFM. Jeśli występują trudności ze znalezieniem kapilary, użyj kamery CPM, aby znaleźć obiektyw CFM. Pomoże to w przybliżeniu określić odległość między obiektywem CFM a pęcherzykiem, osiągając prawidłową odległość roboczą.
  9. Po wyśrodkowaniu pierścienia (projekcji zielonego sektora) na bąbelku, ręcznie dostosuj ostrość tak, aby krawędź bąbelka była wyraźnie widoczna (Rysunek 4-3).
    UWAGA: Położenie, kąt początkowy i końcowy oraz wewnętrzny i zewnętrzny promień pierścienia można regulować za pomocą menu poniżej view okno.
  10. Kliknij Resetuj bańkę i upewnij się, że uformowała się nowa bańka (będzie można usłyszeć, jak stara bańka pęka, a nową bańkę będzie można obserwować z panelu sterowania; Rysunek 4-3). Jeśli bańka nie pęknie, zwiększ ciśnienie resetowania lub zwiększ czas opóźnienia resetowania na karcie Resetowanie bąbelków poniżej viewokienko. Sprawdź, czy napięcie powierzchniowe wynosi około 73 mN/m (dla soli fizjologicznej lub pęcherzyków wody/powietrza) (Rysunek 4-9).
  11. Wyjmij wodę za pomocą strzykawki bezpośrednio do komórki (Rysunek 3-13), opróżnij ją i ponownie przymocuj. Próbka jest gotowa do załadowania w celu uruchomienia eksperymentu.

5. Badanie adsorpcji

  1. Napełnij kuwetę żądaną próbką za pomocą autoklawowanej pipety, utrzymując oprogramowanie CPM w trybie kontroli ciśnienia. Upewnij się, że początkowe napięcie powierzchniowe wynosi około 73 mN/m, gdy tworzony jest nowy interfejs pęcherzykowy.
  2. Określ promień nowo utworzonego bąbelka i wprowadź tę wartość do kontrolki obszaru linii środkowej (Rysunek 4-7) i zmień typ kontrolki na kontrolę obszaru, klikając kartę Kontrola obszaru (Rysunek 4-8).
    UWAGA: Można również zastosować stałą kontrolę ciśnienia, ale powoduje to, że promień pęcherzyka zmienia się w sposób ciągły wraz ze zmianą napięcia powierzchniowego interfejsu. Ten zmieniający się obszar może skomplikować analizę szybkości adsorpcji środków powierzchniowo czynnych i spowodować pęknięcie pęcherzyka podczas badania.
  3. Rozpocznij nagrywanie wideo konfokalnego.
  4. Kliknij na Reset Bubble (Rysunek 4-5), a następnie natychmiast kliknij na Zbierz dane (Rysunek 4-6). Lampka sygnalizacyjna na przycisku zmieni kolor na zielony.
  5. Dostosuj szybkość zapisu danych zgodnie ze stężeniem próbki, przesuwając pasek pokazany na Rysunek 4-6. W przypadku wolniejszej adsorpcji należy użyć wolniejszej szybkości nagrywania. Można to dostosować w trakcie pracy, jeśli na wczesnym etapie pożądana jest wyższa szybkość nagrywania, ale wolniejsza szybkość jest preferowana w przypadku długich badań w celu zmniejszenia rozmiaru pliku.
  6. Po zakończeniu eksperymentu (gdy osiągnięte zostanie ostateczne plateau napięcia powierzchniowego), zapisz plik, wybierając odpowiednią ścieżkę do pliku (Rysunek 4-1) i klikając przycisk Zapisz (Rysunek 4-2).
  7. Zatrzymaj i zapisz nagranie również w CFM.

6. Badanie oscylacji/relaksacji

  1. Napełnij kuwetę próbką za pomocą autoklawowanej pipety, utrzymując oprogramowanie CPM w trybie kontroli ciśnienia. Upewnij się, że napięcie powierzchniowe wynosi około 73 mN/m, gdy tworzony jest nowy interfejs pęcherzykowy.
  2. Poczekaj, aż próbka zostanie w pełni zaadsorbowana przez interfejs. Można to przeprowadzić bezpośrednio po badaniu adsorpcji, zamiast zaczynać od nowa z nowym interfejsem pęcherzykowym.
  3. Zdecyduj, czy oscylacja będzie oscylacją ciśnienia, oscylacją obszarową czy oscylacją krzywizny, wybierając odpowiednią zakładkę (Rysunek 4-8) i wprowadzając żądaną wartość bazową, oscylację% i częstotliwość oscylacji (Rysunek 4-7).
    UWAGA: Oscylacje obszaru fali piłokształtnej, kwadratowej i trójkątnej są również dostępne z menu rozwijanego w zakładce Oscylacje innego obszaru.
  4. Rozpocznij nagrywanie obrazu konfokalnego i kliknij Zbierz dane (Rysunek 4-6) w oprogramowaniu CPM.
  5. Rozpocznij oscylację. Pamiętaj, aby nagrać co najmniej siedem cykli, aby uzyskać najlepsze wyniki. Wybierz szybkość akwizycji danych (Rysunek 4-6), aby uzyskać odpowiednią liczbę punktów danych dla każdego cyklu oscylacji.
  6. Jeśli pożądane są inne amplitudy lub częstotliwości oscylacji, zmień wartości podczas eksperymentu.
  7. Zapisz wyniki tak, jak w krokach 5.6 i 5.7.

7. Badanie wymiany rozpuszczalnika

  1. Napełnij kuwetę próbką za pomocą autoklawowanej pipety, utrzymując oprogramowanie CPM w trybie kontroli ciśnienia. Upewnij się, że napięcie powierzchniowe wynosi około 73 mN/m, gdy tworzony jest nowy interfejs pęcherzykowy.
    UWAGA: Badania adsorpcji i/lub oscylacji można przeprowadzić przed badaniem wymiany rozpuszczalnika.
  2. Podłącz rurkę wlotową z butelką żądanego roztworu do wymiany ( Rysunek 3-11) do pompy perystaltycznej ( Rysunek 3-10).
  3. Rozpocznij nagrywanie wideo w oprogramowaniu konfokalnym i kliknij Zbierz dane (Rysunek 4-6) w oprogramowaniu CPM.
  4. Ustawić prędkość pompy perystaltycznej. Będzie to kontrolować szybkość wymiany płynu i musi być wybrane w oparciu o wymagania eksperymentu, tj. jak szybko należy wymienić rozpuszczalnik.
  5. Jeśli konieczna jest wymiana wielu płynów, zatrzymaj pompę perystaltyczną i podłącz wlot do innego roztworu do wymiany.
  6. Po zakończeniu wymiany (~20 min) zapisz wyniki jak w krokach 5.6 i 5.7.

8. Adsorpcja nierozpuszczalnych środków powierzchniowo czynnych

UWAGA: Jeśli środek powierzchniowo czynny, który ma być zaadsorbowany, nie jest rozpuszczalny w cieczy zbiornika, ta metoda może być użyta do przeniesienia monowarstwy z granicy faz powietrze/woda komórki na powierzchnię pęcherzyków. Wiele dwuwarstwowych lipidów tworzących jest prawie nierozpuszczalnych w roztworze soli i nie wchłania się spontanicznie do pęcherzyka, gdy są zawieszone w roztworze zbiornikowym.

  1. Napełnij kuwetę próbką za pomocą autoklawowanej pipety, utrzymując oprogramowanie CPM w trybie kontroli ciśnienia. Upewnij się, że napięcie powierzchniowe wynosi około 73 mN/m, gdy tworzony jest nowy interfejs pęcherzykowy.
  2. Osadź monowarstwę nierozpuszczalnego środka powierzchniowo czynnego na granicy faz powietrze-woda komórki z roztworu w lotnym roztworze organicznym. Za pomocą strzykawki umieść małe kropelki na granicy faz i pozwól rozpuszczalnikowi odparować, pozostawiając lipid w postaci cienkiego filmu.
    UWAGA: Chloroform jest stosowany jako rozpuszczalnik dla fosfolipidów, takich jak fosfatydylocholiny i kwasy tłuszczowe. Roztwory do rozprowadzania to zwykle 0,01-0,02 mg lipidów na ml rozpuszczalnika. Chloroform jest silnie toksyczny, może powodować podrażnienia skóry i oczu oraz jest rakotwórczy. Nosić odpowiednią ochronę oczu, fartuch laboratoryjny i rękawice i przygotować roztwór w dygestorium.
  3. Zmniejsz powierzchnię za pomocą kontroli ciśnienia w linii środkowej (Rysunek 4-7) pęcherzyka, aż stanie się prawie płaska. Zapobiega to pękaniu pęcherzyków po zaadsorbowaniu środka powierzchniowo czynnego.
  4. Usuń płyn z pojemnika z celi za pomocą strzykawki skierowanej bezpośrednio do komórki, aż granica faz powietrze/woda przesunie się poza końcówkę kapilary. Chociaż można użyć pompy strzykawkowej, ten krok można osiągnąć, ręcznie używając strzykawki.
  5. Zwiększ wysokość cieczy w zbiorniku do początkowego poziomu.
    UWAGA: Po ponownym zanurzeniu końcówki pęcherzyk będzie większy ze względu na środek powierzchniowo czynny, który jest teraz zaadsorbowany na interfejsie. Monowarstwa będzie teraz gotowa do eksperymentów z oscylacją lub wymianą rozpuszczalnika.

9. Sprzątanie

  1. Wyłącz CFM.
  2. Przejdź do trybu kontroli ciśnienia.
  3. Usunąć próbkę z kuwety za pomocą pipety. Załaduj ogniwo wodą DI i zwiększ ciśnienie do ~50 mbar, aby pęcherzyki stale wydostawały się z kapilary i czyściły końcówkę kapilary. Powtórz ten proces 2x.
  4. Zamknij zawór bezpieczeństwa i wyłącz CPM, klikając czerwony przycisk w lewym górnym rogu, wyłącz jasno-niebieski panel sterowania ciśnieniem i zamknij źródło ciśnienia.
  5. Usuń komórkę ze stolika mikroskopu konfokalnego. Wypłucz ogniwo etanolem i wodą demineralizowaną. Wyjmij rurkę kapilarną z kuwety CPM.

10. Czyszczenie komórki

  1. Zdemontuj ogniwo. Wyszczotkuj wewnętrzną ścianę szczoteczką do zębów, spłukując pod wodą DI. Zanurz części w etanolu i poddaj go sonikacji przez ~30 min.
  2. Spłucz kilka razy wszystkie części wodą DI. Wysuszyć części, przedmuchując je gazowym azotem lub susząc w piecu próżniowym.

11. Analiza oscylacji

  1. Uruchom kod Dilatational_Rheology_Analysis.m (Supplemental Coding File 2), wybierając żądany plik zapisany z wirtualnego interfejsu CPM. Przykładowe dane znajdują się w plikach uzupełniających.
  2. Wykres ciśnienia w funkcji czasu pojawi się, jak pokazano na rysunku uzupełniającym 1. Kliknij lewym przyciskiem myszy punkt, w którym zaczyna się oscylacja, a następnie ponownie kliknij lewym przyciskiem myszy w miejscu, w którym oscylacja się kończy. Jeśli dane zawierają wiele oscylacji, powtórz ten proces dla wszystkich oscylacji.
    1. Gdy wszystkie punkty początkowe i końcowe zostaną kliknięte lewym przyciskiem myszy, kliknij prawym przyciskiem myszy w dowolnym miejscu. Na przykład, jak pokazano na rysunku uzupełniającym 1, można kliknąć lewym przyciskiem myszy w punktach 1, 2, 3 i 4, a następnie kliknąć prawym przyciskiem myszy.
      UWAGA: Kod obliczy moduł dylatacyjny i kąt fazowy, a wyniki zostaną zapisane w nowym pliku .csv w oryginalnej lokalizacji pliku. Wyniki dla przykładowych danych można zobaczyć w wynikach kodu podanych w uzupełniającym pliku kodowania 2. MATLAB wygeneruje również kilka graficznych reprezentacji danych, jak pokazano na rysunku uzupełniającym 2.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Głównym źródłem błędu pomiaru są kapilary, które mają defekty w procesie cięcia (Rysunek 5A,B) lub procesie powlekania (<strong class="xfig">Rysunek 5D). Oba rodzaje defektów prowadzą do błędów w określaniu kształtu i rozmiaru pęcherzyka przez optyczny system analizy obrazu, co prowadzi do niedokładnych wartości napięcia powierzchniowego. Ważne jest, aby dokładnie zbadać każdą nową kapilarnę po jej wyciągnięciu i pokryciu pod mikroskopem optycznym przed włożeniem kapil...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Połączony CPM/CFM jest potężnym narzędziem do badania dynamiki międzyfazowej, równowagi i morfologii. Ten protokół opisuje kroki niezbędne do uzyskania danych za pomocą CPM/CFM.

Rysunek 2 przedstawia konstrukcję ogniwa ze wskazanymi kanałami dla kapilary, rozpuszczalnika i wymiany ciepła. Wlot do wymiany rozpuszczalnika powinien znajdować się na dole ogniwa, podczas gdy wylot powinien znajdować się na górze, aby ogniwo nie przelało się podczas wymiany. W praktyce ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie obrazy z mikroskopii konfokalnej uzyskano za pomocą pionowego mikroskopu konfokalnego Nikon A1RHD Multiphoton. Dziękujemy za wskazówki i pomoc personelu pomocniczego, zwłaszcza Guillermo Marquesa, z Uniwersyteckiego Centrum Obrazowania na Uniwersytecie Minnesoty. Prace te były wspierane przez NIH Grant HL51177. SI był wspierany przez Ruth L. Kirschstein NRSA Institutional Research Training Grant F32 HL151128.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
1.5 Rurka Tygon ODFischer ScientificRurka
A1RHD Wielofotonowy pionowy mikroskop konfokalnyMikroskop konfokalnyNikon
Kwaśny roztwórKwas siarkowy i Alnochromix rozcieńczone wodą 50% objętościowo, poczekaj, aż będą klarowne przed rozcieńczeniem
AlnochromixAlconox2510Zmieszany z kwasem siarkowym zgodnie z instrukcją dołączoną do opakowania i rozcieńczony w celu uzyskania kwaśnego roztworu czyszczącego
Nóż do szkła ceramicznegoSutter Instruments
ChloroformSigma-Aldrich650471HPLC Plus
CurosurfChiesi  Płuca Surfaktant
Di Water18,5 MΩ - cm
Etanoldowolny200 proof używany do hydrofobizacji, denaturowany używany do czyszczenia
Fiber-Lite Model 190 oświetlacz światłowodowyDolan-Jenner Industries Inc.281900100Źródło światła; inne źródła światła również powinny działać
Flow EZ F69 mbar z modułem LinkFluigentLU-FEZ-0069Pompa mikroprzepływowa
Fluigent SDK VIsPłynny Wymaganydla wirtualnego interfejsu CPM
Uszczelki z fluoroelastomeruWykonane z arkusza Vitonu
Filtr gazuNorgrenF07-100-A3TGUmieszczony między pompą mikroprzepływową a regulatorem ciśnienia
Reduktor gazuNorgren10R0400RObniża ciśnienie z sorce do zakresu pompy, podłączonej do zakresu filtra gazu 2-120 psi
Szklany kapilarzSutter InstrumentsB150-86-10Szkło borokrzemianowe OD 1,5 mm ID 0,86 mm
Szklana prowadnicadowolna75 mm x 25 mm
Szklana strzykawkaHamilton8487825 μ Szklana strzykawka L
Środek hydrofobizującySigma-Aldrich6674201H,1H,2H,2H-Perfluoro-oktylotrietoksysilan 98%, można zastąpić innym hydrofobowym trietoksysilanem
Nierozpuszczalny środek powierzchniowo czynnyAvanti850355C-200mg16:0 DPPC w chloroformie
Oprogramowanie LabVIEWNational Instruments2017
Filtr długoprzepustowyThorLabsFEL0650Filtr długoprzepustowy 650 nm, długość fali musi usuwać wzbudzenie częstotliwości lazer
Lyso-PCAvanti855675P16:0 Lyso PC 1-palmitoilo-2-hydroksy-sn-glicero-3-fosfocholina
Masterflex L/S analogowy system pomp o zmiennej prędkości w/  Głowica pompy Easy-Load IIPompa perystaltycznaMasterflexHV-77916-20
MATLABMathworksR2019
Ściągacz do mikropipet P-1000Sutter InstrumentsŚciągacz kapilarny
Komórka mikrotensjometru i uchwytKomórka obrabiana z PEEK, uchwyt obrabiany z aluminium, patrz rysunek 3 i 4
Obiektyw mikrotensjometruNikonFluor 20x/0.50W DIC M/N2 ∞/0 WD 2.0 mm
NI Vision Development ModuleNational InstrumentsWymagane do wirtualnego interfejsu CPM
Złączki palcowe PEEKIDEXF-120x10-32 Porty stożkowe
Wtyczka PEEKIDEXP-55110-31 Porty stożkowe
końcówki do pipetEppendorf22492225100 μ L - 1000 μ L, Autoklawizowane
kleszcze z tworzywa sztucznegoThermo Scientific6320-0010
Plastikowa strzykawkaFischer Scientific14-955-45910 ml
Części hydrauliczneFischer Scientifici inne części hydrauliczne do łączenia przewodów.
Badania Plus 1-kanałowy 100 μ L– 1000 μ LEppendorf3123000063Micro pipeter
Kwas siarkowydowolnyUżywany do roztworu do czyszczenia kwasem
T Plan SLWD 20x/0.30 OFN25 WD 30 mmNikonMikroskop konfokalny Obiektyw
Texas Red DHPE sól trietyloamoniowaThermo Fischer Scientific1395MPPompa próżniowa fluoroforowa
GastDOA-P704-AA
czyszczący o grubości 1 mm, patrz rysunek 3 Zawory 3-drogowe

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Freer, E. M., Yim, K. S., Fuller, G. G., Radke, C. J. Interfacial rheology of globular and flexible proteins at the hexadecane/water interface: Comparison of shear and dilatation deformation. Journal of Physical Chemistry B. 108 (12), 3835-3844 (2004).
  2. Freer, E. M., Yim, K. S., Fuller, G. G., Radke, C. J. Shear and dilatational relaxation mechanisms of globular and flexible proteins at the hexadecane/water interface. Langmuir. 20 (23), 10159-10167 (2004).
  3. Kannan, A., Shieh, I. C., Fuller, G. G. Linking aggregation and interfacial properties in monoclonal antibody-surfactant formulations. Journal of Colloid and Interface Science. 550, 128-138 (2019).
  4. Kannan, A., Shieh, I. C., Leiske, D. L., Fuller, G. G. Monoclonal antibody interfaces: Dilatation mechanics and bubble coalescence. Langmuir. 34 (2), 630-638 (2018).
  5. Li, J. J., et al. Interfacial stress in the development of biologics: Fundamental understanding, current practice, and future perspective. The AAPS Journal. 21 (3), 44(2019).
  6. Bhamla, M. S., Giacomin, C. E., Balemans, C., Fuller, G. G. Influence of interfacial rheology on drainage from curved surfaces. Soft Matter. 10 (36), 6917-6925 (2014).
  7. Fuller, G. G., Vermant, J. Complex fluid-fluid interfaces: Rheology and structure. Annual Review of Chemical and Biomolecular Engineering. 3, 519-543 (2012).
  8. Rosenfeld, L., et al. Structural and rheological properties of meibomian lipid. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (4), 2720-2732 (2013).
  9. Barman, S., Davidson, M. L., Walker, L. M., Anna, S. L., Zasadzinski, J. A. Inflammation product effects on dilatational mechanics can trigger the Laplace instability and acute respiratory distress syndrome. Soft Matter. 16 (29), 6890-6901 (2020).
  10. Barman, S., et al. Recent Advances in Rheology: Theory, Biorheology, Suspension and Interfacial Rheology. Ramachadran, A., et al. , chap. 7 (2022).
  11. Alonso, C., Zasadzinski, J. A. A brief review of the relationship between monolayer viscosity, phase behavior, surface pressure and temperature using a simple monolayer viscometer. The Journal of Physical Chemistry B. 110 (44), 22185-22191 (2006).
  12. Alonso, C., et al. More than a monolayer: Relating lung surfactant structure and mechanics to composition. Biophysical Journal. 87 (6), 4188-4202 (2004).
  13. Alonso, C., Bringezu, F., Brezesinski, G., Waring, A. J., Zasadzinski, J. A. Modifying calf lung surfactant by hexadecanol. Langmuir. 21 (3), 1028-1035 (2005).
  14. Alonso, C., Waring, A. J., Zasadzinski, J. A. Keeping lung surfactant where it belongs: Protein regulation of two-dimensional viscosity. Biophysical Journal. 89 (1), 266-273 (2005).
  15. Zasadzinski, J. A., et al. Inhibition of pulmonary surfactant adsorption by serum and the mechanisms of reversal by hydrophilic polymers: Theory. Biophysical Journal. 89 (3), 1621-1629 (2005).
  16. McConnell, H. M. Structures and transitions in lipid monolayers at the air-water-interface. Annual Reviews of Physical Chemistry. 42, 171-195 (1991).
  17. McConnell, H. M., Moy, V. T. Shapes of finite two-dimensional lipid domains. Journal of Physical Chemistry. 92 (15), 4520-4525 (1988).
  18. Zasadzinski, J. A., Stenger, P., Shieh, I., Dhar, P. Overcoming rapid inactivation of lung surfactant: analogies between competitive adsorption and colloid stability. Biochemica et Biophysica Acta. 1798 (4), 801-828 (2010).
  19. Zasadzinski, J. A., et al. Surfactant Progress. Nag, K. , New York. (2008).
  20. Valtierrez-Gaytan, C., et al. Spontaneous evolution of equilibrium morphology in phospholipid-cholesterol monolayers. Science Advances. 8 (14), (2022).
  21. Williams, I., Zasadzinski, J. A., Squires, T. M. Interfacial rheology and direct imaging reveal domain-templated network formation in phospholipid monolayers penetrated by fibrinogen. Soft Matter. 15 (44), 9076-9084 (2019).
  22. Sachan, A. K., Zasadzinski, J. A. Interfacial curvature effects on the monolayer morphology and dynamics of a clinical lung surfactant. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (2), 134-143 (2018).
  23. Alvarez, N. J., Anna, S. L., Saigal, T., Tilton, R. D., Walker, L. M. Intefacial dynamics and rheology of polymer grafter nanoparticles at air-water and xylene-water interfaces. Langmuir. 28 (21), 8052-8063 (2012).
  24. Alvarez, N. J., Vogus, D. R., Walker, L. M., Anna, S. L. Using bulk convection in a microtensiometer to approach kinetic-limited surfactant dynamics at fluid-fluid interfaces. Journal of Colloid and Interface Science. 372 (1), 183-191 (2012).
  25. Alvarez, N. J., Walker, L. M., Anna, S. L. Diffusion-limited adsorption to a spherical geometry: The impact of curvature and competitive time scales. Physical Review. E, Statistical, Nonlinear, and Soft Matter Physics. 82, 011604(2010).
  26. Shieh, I., Waring, A. J., Zasadzinski, J. A. Visualizing the analogy between competitive adsorption and colloid stability to restore lung surfactant function. Biophysical Journal. 102 (4), 777-786 (2012).
  27. Shieh, I., Zasadzinski, J. A. Visualizing monolayers with a water-soluble fluorophore to quantify adsorption, desorption and the double-layer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (8), 826-835 (2015).
  28. Lipp, M. M., Lee, K. Y. C., Takamoto, D. Y., Zasadzinski, J. A., Waring, A. J. Coexistence of buckled and flat monolayers. Physical Review Letters. 81, 1650-1653 (1998).
  29. Lipp, M. M., Lee, K. Y. C., Waring, A., Zasadzinski, J. A. Fluorescence, polarized fluorescence, and Brewster angle microscopy of palmitic acid and lung surfactant protein B monolayers. Biophysical Journal. 72 (6), 2783-2804 (1997).
  30. Alvarez, N. J., Walker, L. M., Anna, S. L. A microtensiometer to probe the effect of radius of curvature on surfactant transport to a spherical interface. Langmuir. 26 (16), 13310-13319 (2010).
  31. Ward, A. F. H., Tordai, L. Time dependents of boundary tensions of solutions. 1. The role of diffusion in time-effects. Journal of Chemical Physics. 14, 453-461 (1946).
  32. Lucassen, J., Vanden Tempel, M. Dynamic measurements of dilatational properties of a liquid interface. Chemical Engineering Science. 27 (6), 1283-1291 (1972).
  33. Lin, G. L., et al. Interfacial dilatational deformation accelerates particle formation in monoclonal antibody solutions. Soft Matter. 12 (14), 3293-3302 (2016).
  34. Bastacky, J., et al. Alveolar lining layer is thin and continuous: low temperature scanning electron microscopy of rat lung. Journal of Applied Physiology. 79 (5), 1615-1628 (1995).
  35. Adamson, A. W., Gast, A. P. Physical Chemistry of Surfaces, Sixth ed. , Wiley-Interscience. New York. 784(1997).
  36. del Rio, O. I., Kwok, D. Y., Wu, R., Alvarez, J. M., Neumann, A. W. Contact angle measurements by axisymmetric drop shape analysis and an automated polynomial fit program. Colloids and Surfaces A Physicochemical and Engineering Aspects. 143 (2-3), 197-210 (1998).
  37. Kanthe, A., et al. No ordinary proteins: Adsorption and molecular orientation of monoclonal antibodies. Science Advances. 7 (5), 14(2021).
  38. Manikantan, H., Squires, T. M. Surfactant dynamics: hidden variables controlling fluid flows. Journal of Fluid Mechanics. 892, 115(2020).
  39. Narayan, S., et al. Dilatational rheology of water-in-diesel fuel interfaces: effect of surfactant concentration and bulk-to-interface exchange. Soft Matter. 17 (18), 4751-4765 (2021).
  40. Meng, G. N., Paulose, J., Nelson, D. R., Manoharan, V. N. Elastic instability of a crystal growing on a curved surface. Science. 343 (6171), 634-637 (2014).
  41. Kotula, A. P., Anna, S. L. Insoluble layer deposition and dilatational rheology at a microscale spherical cap interface. Soft Matter. 12 (33), 7038-7055 (2016).
  42. Lipp, M. M., Lee, K. Y. C., Zasadzinski, J. A., Waring, A. J. Phase and morphology changes in lipid monolayers induced by SP-B protein and its amino-terminal peptide. Science. 273 (5279), 1196-1199 (1996).
  43. Pocivavsek, L., et al. Stress and fold localization in thin elastic membranes. Science. 320 (5878), 912-916 (2008).
  44. Pocivavsek, L., et al. Lateral stress relaxation and collapse in lipid monolayers. Soft Matter. 4 (10), 2019-2029 (2008).
  45. Kim, K., Choi, S. Q., Squires, T. M., Zasadzinski, J. A. Cholesterol nanodomains: their effect on monolayer morphology and dynamics. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (33), 3054-3060 (2013).
  46. Kim, K., Choi, S. Q., Zasadzinski, J. A., Squires, T. M. Interfacial microrheology of DPPC monolayers at the air-water interface. Soft Matter. 7 (17), 7782-7789 (2011).
  47. Kim, K., Choi, S. Q., Zasadzinski, J. A., Squires, T. M. Nonlinear chiral rheology of phospholipid monolayers. Soft Matter. 14 (13), 2476-2483 (2018).
  48. Kotula, A. P., Anna, S. L. Regular perturbation analysis of small amplitude oscillatory dilatation of an interface in a capillary pressure tensiometer. Journal of Rheology. 59, 85-117 (2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microtensiometer VisualizationConfocal MicroscopyDynamic InterfacesSurface Tension MeasurementCapillary PressureSurfactant AdsorptionBubble Interface ImagingDilatational ModulusLung SurfactantFluid Fluid Interfaces

Related Articles